Ringraziamo la struttura StemCore della Monash University per la fornitura di linee hESC e la struttura FlowCore della Monash University per i servizi FACS. Questo lavoro è stato supportato da sovvenzioni di ricerca dell'Australian Stem Cell Centre, del New South Wales e del Victorian Government Stem Cell Research Grant Program a ALL. ALL è partner investigatore dell'Australian Research Council (ARC) Special Research Initiative in Stem Cell Science, Stem Cells Australia.

Il seguente protocollo è stato eseguito utilizzando le colture standard hESC-MEL111 fornite dalla struttura StemCore della Monash University (Melbourne). Questa linea cellulare viene regolarmente coltivata su uno strato di fibroblasti embrionali di topo inattivati mitoticamente (MEF) in bFGF integrato hESC/KOSR media7 e viene mantenuta con dissociazione enzimatica (Collagenasi) ogni 5-7 giorni8. Le colture hESC coltivate fino a ~80% di confluenza in flaconi da 75 cm2 (T75) sono utilizzate come popolazioni di input per questo protocollo. Tutte le procedure di manipolazione cellulare descritte di seguito devono essere eseguite in condizioni asettiche in un armadio di biosicurezza di classe II filtrato con HEPA.
Due giorni prima di eseguire un saggio FACS TG30/GCTM-2, preparare le piastre di coltura T75 (descritte nella sezione 1) che devono essere utilizzate per la ricoltura delle cellule recuperate dopo facs (descritte nella sezione 4).
1. Semina di MEF e preparazione di mezzi condizionati con MEF
1.1 GIORNO -2: Placcatura dei MEF in mastri T75
<ol><li>Pipetta 10 ml di gelatina 0,1% con v in ogni pallone T75 e inclinazione per rivestire la superficie uniformemente.</li>
	<li>Incubare per 30 minuti a temperatura ambiente in un armadio per la biosicurezza.</li>
	<li>Aspirare la soluzione di gelatina.</li>
	<li>Aggiungere 20 ml di MEF-medium al pallone e pre-equilibrare a 37 °C/5% CO2 per 30 min in un incubatore di coltura cellulare.</li>
	<li>Mef inattivati mitoticamente su mambi preparati alle seguenti densità. Per 1/3 semi di densità MEF 1,4 x 104 celle/cm2 (T75= 1 x 106 MEF). Per semi MEF a piena densità 5,3 x 104 celle/cm2 (T75 = 4 x 106 MEF).</li>
</ol>Nota: usiamo regolarmente MEF che sono stati inattivati mitoticamente dall'irradiazione γ'irradiazione. Un protocollo per la preparazione γ MEF irradiati a mosca può essere trovato in Michalska12.
<ol start="6"><li>Incubare colture di MEF irradiate a 37 °C/5% CO2 durante la notte. I flaconi 1/3 possono essere incubati per 1-4 giorni senza cambio MEF-medium. Questi contenitori sono utilizzati per la piastratura di celle post-FACS (come nel protocollo 4). I contenitori MEF completi vengono incubati durante la notte per generare CM come di seguito nel passaggio 1.2.</li>
</ol>1.2 GIORNO -1: Preparazione di mezzi condizionati con MEF (CM)
<ol><li>Aspira mef-medium da flaconi full-MEF T75.</li>
	<li>Aggiungere mezzo pre-equilibrato da 25 ml hESC/KOSR integrato con 5 ng/ml di FGF-2 umano per pallone T75. Incubare a 37 °C/5% CO2 per 24 ore.</li>
	<li>Raccogliere il mezzo condizionato da MEF (CM) in un tubo di coltura tissutale sterile, integrare appena CM con FGF-2 umano da 10 ng/ml e filtrare utilizzando un filtro in polieteresolfone da 0,22 μm.</li>
	<li>Per produrre CM aggiuntivo, ripetere i passaggi 1.2.2 e 1.2.3 ogni giorno sulla stessa cultura MEF per una settimana.</li>
</ol>Il giorno dell'esecuzione di un saggio TG30/GCTM-2, sostituire MEF-medium in flaconi MEF T75 da 1/3 con CM e pre-equilibrare per almeno 30 minuti prima di seminare hESC o cellule derivate da hESC recuperate dalla procedura descritta di seguito. Cm viene utilizzato fresco o conservato a 4 °C per un massimo di 2 settimane. CM viene utilizzato in questo protocollo in quanto nelle nostre mani aumenta la vitalità delle cellule post-FACS rispetto ai supporti non condizionati (risultati non mostrati).
2. Esecuzione di un saggio FACS TG30/GCTM-2: dissociazione delle colture di massa hESC in singole cellule
Nota: Prechill 20% FBS/DMEM-F12 medio a 4 °C.
<ol><li>Aspirare il supporto hESC/KOSR da due flaconi T75 con una linea hESC colta.</li>
	<li>Risciacquare le cellule in ogni T75 con 10 ml di DPBS e aspirare a rimuovere.</li>
	<li>Aggiungere 3 ml di soluzione di dissociazione TrypLE Express in ogni pallone T75. Incubare a 37 °C/5% CO2 per 5 min.</li>
	<li>Urtare il lato dei contenitori per ottenere lo slogamento completo delle cellule. Controllare al microscopio. Se le cellule non si dislodare facilmente, incubare per altri 2-3 min a 37 °C/5% CO2.</li>
	<li>Aggiungere 10 ml 20% FBS/DMEM-F12 (mantenuto a 4 °C) a ciascun pallone T75. Utilizzando una pipetta sterile da 10 ml triturare delicatamente le cellule dissociate più volte contro la parete del pallone per ottenere una sospensione prevalentemente a singola cella.</li>
	<li>Posizionare un colino cellulare da 70 μm su un tubo sterile in polipropilene da 50 ml. Utilizzare una pipetta sterile da 10 ml per forzare le sospensioni a cella singola hESC raggruppate dai due contenitori T75 attraverso il colino.</li>
	<li>Scartare il filtro cellulare, sostituire il coperchio del tubo e centrifugare la sospensione hESC raggruppata a 1.000 x g per 2 min.</li>
	<li>Scartare il supernatante e lavare le cellule rimescolando delicatamente il pellet in 10 ml 20% FBS/DMEM-F12 (prechilled a 4 °C).</li>
	<li>Eseguire una seconda centrifugazione a 1.000 x g per 2 min.</li>
	<li>Scartare il supernatante, aggiungere 10 ml 20% FBS/DMEM-F12 (prechilled a 4 °C) e triturare delicatamente alle cellule di sospensione. Mettere il tubo da 50 ml sul ghiaccio. Questo tubo verrà utilizzato per la procedura di immunosottenzione del campione di ordinamento descritta di seguito. </li>
	<li>Prendere 20 μl della sospensione a singola cella hESC (fase 2.10) per il conteggio del numero di cellulare usando un emotocitometro. Dovresti aspettarti una resa di 10-15 milioni di cellule per pallone T75.</li>
</ol>Nota: FBS viene utilizzato in questa parte del protocollo per aumentare la vitalità cellulare dopo facs.
3. Colorazione immunofluorescente degli antigeni di superficie cellulare TG30 e GCTM-2
<ol><li>Aliquota 150 μl (~100.000 cellule) di una sospensione a cella singola hESC (dal passo 2.11) in ciascuno dei sei tubi a microcentrifugo da 1,5 ml. Queste sei aliquote saranno utilizzate per i controlli di colorazione necessari per calibrare il saggio sulla macchina FACS. La restante sospensione cellulare di ~ 9 ml sarà il campione di ordinamento in cui le impostazioni cultura dissociate verranno costate per il rilevamento di TG30 e GCTM-2, secondo le tabelle 1 e 2.</li>
	<li>Eseguire reazioni di legame di anticorpi primari nel 20% FBS/DMEM-F12. I volumi di reazione finali devono essere di ~9 ml per il campione di ordinamento e di 200 μl per i controlli. Includere i controlli dell'isotipo come anticorpi primari. Posizionare i tubi orizzontalmente sul ghiaccio e mescolare delicatamente per 30 minuti su una piattaforma a dondolo.</li>
	<li>Centrifugare le reazioni anticorpali primarie a 1.000 x g per 2 min.</li>
	<li>Scartare il supernatante e lavare le cellule risosospensione del pellet in 20 ml 20% FBS/DMEM-F12 (prechilled a 4 °C) per il campione di ordinamento e 200 μl per i controlli.</li>
	<li>Eseguire un secondo giro a 1.000 x g per 2 min.</li>
	<li>Eseguire reazioni di legame di anticorpi secondari nel 20% FBS/DMEM-F12. I volumi di reazione finale devono essere di 2,5 ml per il campione di ordinamento e di 200 μl per i comandi. Preparare il tubo di reazione PE-anti-mouse CD90.2 in questa fase. Posizionare i tubi orizzontalmente sul ghiaccio e mescolare delicatamente per 30 minuti su una piattaforma a dondolo.</li>
</ol>Nota: Durante questo periodo di incubazione, è conveniente raccogliere CM e preparare 1/3 mif T75 flaconi con CM come nella sezione 1.2.
<ol start="7"><li>Centrifugare reazioni anticorpali secondarie a 1.000 x g per 2 min.</li>
	<li>Scartare il supernatante e lavare le cellule DUE VOLTE risospendendo il pellet in 20 ml 20% FBS/DMEM-F12 (prechilled a 4 °C) per il campione di ordinamento e 200 μl per i controlli.</li>
	<li>Eseguire un giro a 1.000 x g per 2 minuti seguendo ogni lavaggio e posizionare i tubi sul ghiaccio.</li>
	<li>Scartare supernaganti e pellet di cellule resuspende in FBS/DMEM-F12 al 20% integrati con ioduro di propidio (PI) a 0,3 μg/ml. Utilizzare 2-3 ml per il campione di ordinamento e 300 μl per i controlli.</li>
</ol>Nota: NON aggiungere PI al tubo di controllo con celle non macchiate.
<ol start="11"><li>Utilizzare una micropipetta P1000 per forzare ogni singola sospensione cellulare attraverso un filtro a celle a coperchio da 35 μm, accoppiato a provette di fondo rotonde in polistirolo a tubo da 5 ml.</li>
	<li>Centrifuga a 50 g/min per forzare la sospensione residua delle cellule sui coperchi del colino.</li>
	<li>Rimorsi ogni singola sospensione cellulare toccando i lati dei tubi e posizionarsi sul ghiaccio. Le celle sono ora pronte per facs. Si prega di procedere immediatamente.</li>
</ol>4. Coltura post-FACS delle celle di subfrazione TG30/GCTM-2 in flaconi da 75 cm2 (T75)
<ol><li>In precedenza abbiamo segnalato come impostare una macchina FACS per l'immunoprofiling TG30/GCTM-27. La procedura consente il recupero di hESC singoli praticabili, liberi da MEF, e all'interno delle porte di P4 (TG30Neg-GCTM-2Neg),P5 (TG30Low-GCTM-2Low),P6 (TG30Mid-GCTM-2Mid) e P7 (TG30Hi-GCTM-2Hi) - vedi figura 1E. Impostare la macchina FACS per TG30/GCTM-2 FACS come nel report precedente per recuperare le sottofrazioni di celle da utilizzare successivamente.</li>
	<li>Aggiungere 1 ml di CM, preparato come al passaggio 1.2, a ciascuna delle due provette rotonde in polistirolo da 5 ml prima di raccogliere le celle dalla macchina FACS. Mettiti sul ghiaccio.</li>
	<li>Recuperare 400.000 celle ciascuna da sottofrazioni di cellule P4 differenziate (TG30Neg-GCTM-2Neg) e pluripotenti P7 (TG30Hi-GCTM-2Hi)utilizzando TG30/GCTM-2 FACS.</li>
	<li>Centrifugare i tubi di raccolta a 1.000 x g per 5 min.</li>
	<li>Aspirate i supernatanti. Aggiungere 1 ml prequilibrato 37 °C/5% CO2 CM per rimescolare ogni pellet di cella utilizzando un micropipettor P1000. Seminare le cellule per ogni frazione su un masto pre-equilibrato da 1/3 MEF T75 con CM (preparato secondo il passaggio 1.2)</li>
	<li>Coltura a 37 °C/5% CO2 per 24 ore in un incubatore di coltura cellulare.</li>
	<li>Aspirare cm ogni giorno e sostituire con CM appena preparato (come nella fase 1.2) per circa due settimane. Le colture di cellule pluripotenti P7 (TG30Hi-GCTM-2Hi)mostrano colonie simili a staminali umane dopo una settimana e raggiungono ~80% di confluenza a 9-11 giorni. Le colture di cellule P4 (TG30Neg-GCTM-2Neg) crescono principalmente come un prato di cellule simili a fibroblasti che raggiunge la confluenza a 11-13 giorni. In questa fase, se necessario, le colture cellulari P4 e P7 possono essere utilizzate per la ricoltura consecutiva mediata da TG30/GCTM-2 di sottofrazioni P4 o P7 (vedere figure 2 e 3).</li>
</ol>

<ol>
	<li>Pera, M. F., Tam, P. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Extrinsic+regulation+of+pluripotent+stem+cells.">Extrinsic regulation of pluripotent stem cells.</a> Nature. 10 (7299), 713-720 (2010).</li><li>Pistollato, F., Bremer-Hoffmann, S., Healy, L., Young, L., Stacey, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Standardization+of+pluripotent+stem+cell+cultures+for+toxicity+testing.">Standardization of pluripotent stem cell cultures for toxicity testing.</a> Expert Opin. Drug Metab. 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Niente da rivelare.

Nel contesto clinico, i tipi di cellule somatiche differenziate sono il prodotto finale desiderato per i trapianti e le applicazioni terapeutiche, e l'hPSC è una fonte autorinovo e scalabile per generare quelle cellule somatiche o i loro progenitori in laboratorio. La presenza di hESC residui indifferenziati con un potenziale intrinseco per la formazione di teratoma è un rischio per la sicurezza quando si considerano cellule somatiche derivate da hESC per il trapianto in pazienti. Per una revisione di questo e di altri rischi associati alla terapia cellulare si prega di consultare Sharpe et al. 16 Pertanto, per realizzare tali applicazioni, è imperativo che i ricercatori mirino a generare popolazioni cellulari bersaglio che siano anche pluripotenti senza cellule staminali. A tal fine, dimostriamo qui che utilizzando la nostra metodologia FACS TG30/GCTM-2 è possibile monitorare la presenza di cellule pluripotenti (TG30Hi-GCTM-2Hi) in una popolazione cellulare differenziante e ottenere derivati differenziati hESC vitali che possono essere arricchiti e ricolturati dopo facs. Sebbene non sia possibile ottenere campioni pluripotenti al 100% senza cellule staminali con un unico passaggio del nostro protocollo, i derivati hESC arricchiti possono essere ricolturati e dopo aver raggiunto la purezza consecutiva delle cellule somatiche al 100%. La dimostrata vitalità delle cellule somatiche per l'espansione post-FACS consente potenzialmente anche la produzione di un numero adeguato di cellule adatte a potenziali terapie di trapianto.
I risultati incoraggianti di questo studio pilota ci hanno spinto a svolgere un'indagine più completa utilizzando il nostro protocollo TG30/GCTM-2 in uno studio comparativo con diverse linee di cellule staminali pluripotenti indotte dall'uomo (hiPSC)15. In quello studio, abbiamo scoperto che campioni pluripotenti privi di cellule staminali ottenuti utilizzando il nostro protocollo FACS TG30/GCTM-2 non generavano teratomi quando trapiantati in topi immuno-privi. Pertanto, possiamo affermare con sicurezza che con l'uso di questo protocollo in vitro, le colture cellulari di differenziazione in fase iniziale determinate per essere libere da cellule pluripotenti TG30Hi-GCTM-2Hi non sviluppano teratomi in vivo. Ciò supporta fortemente la robustezza del nostro saggio, fornendo un potenziale approccio per eliminare il rischio di formazione di teratoma prima dell'uso di cellule derivate da hPSC in applicazioni cliniche.
Al contrario, mostriamo anche che il saggio FACS TG30/GCTM-2 può essere utilizzato per recuperare una popolazione cellulare pluripotente con un alto livello di espressione di questi due antigeni di superficie (TG30Hi-GCTM-2Hi). Studi precedenti hanno dimostrato che le cellule HI TG30Hi-GCTM-2Hi mostrano la più alta correlazione con l'espressione oct4hi e formano il più alto numero di colonie simili a hESC5,6,13,15. Motiviamo quindi che la rete a pluripotenza viene attivata ai suoi livelli massimi nelle celle di esprimezione TG30Hi-GCTM-2Hi. Riteniamo che l'utilizzo del nostro protocollo FACS TG30/GCTM-2 e il recupero di celle P7 (TG30Hi-GCTM-2Hi)potrebbero consentire la purificazione su larga scala delle colture hESC vive arricchite, come input per i test di differenziazione.
In conclusione, dimostriamo qui la potenzialità dei nostri saggi FACS basati sull'espressione combinata di antigeni di superficie TG30 e GCTM-2 sia per l'eliminazione che per l'arricchimento degli hESC. È probabile che anche gli studi futuri con protocolli per la differenziazione diretta degli hPSC siano informativi riguardo a questa potenzialità. Siamo consapevoli che in alcuni saggi in cui i derivati hESC differenziati esprimono temporaneamente TG30 (CD9) o GCTM-2, questi due anticorpi potrebbero non essere appropriati o sufficienti per eliminare le cellule pluripotenti da una popolazione differenziata in un particolare momento nel saggio6. Pertanto, è continuamente necessario trovare nuovi anticorpi che riconoscano specificamente gli HESC vivi per superare la possibile limitazione della reazione incrociata con alcuni tipi di cellule differenziate.

L'HPSC (hPSC) comprende le cellule staminali embrionali umane (hESC) e le cellule staminali pluripotenti indotte dall'uomo (hIPSC). HPSC può rinnovarsi autonomamente in condizioni cultura appropriate senza perdere la propria capacità nota come "pluripotenza". La pluripotenza è definita come il potenziale per una cellula di differenziarsi in essenzialmente in qualsiasi lignaggio cellulare somatico, comprese le cellule rappresentative di ciascuno dei tre strati embrionali delle cellule germinali. Il notevole potenziale dell'hPSC fornisce un mezzo per una grande varietà di applicazioni a base cellulare, comprese le opzioni terapeutiche. Ad esempio, ci sono disturbi che coinvolgono la morte cellulare e la degenerazione, in cui la normale funzionalità delle cellule nel corpo umano è compromessa, come insufficienza cardiaca, lesioni spinali, diabete, morbo di Parkinson, alcuni tumori e altre patologie cliniche. I pazienti che soffrono di queste condizioni potrebbero potenzialmente essere trattati trapiantando cellule somatiche sane e funzionali che sono state derivate dall'hPSC in laboratorio. Tuttavia, gli attuali protocolli di differenziazione hPSC non sono efficienti al 100% e producono una miscela di tipi di cellule target e off-target differenziati, nonché hPSC residui che non hanno subito differenziazione, continuando invece ad auto-rinnovarsi1-3. La presenza anche di un piccolo numero di hPSC in un campione di cellule somatiche derivate da hPSC destinate al trapianto in pazienti costituisce un grave rischio clinico in quanto queste cellule per loro natura intrinseca per formare tessuti di tutti e tre gli strati germinali embrionali, potrebbero potenzialmente formare in vivo un tipo di tumore noto come teratoma. Pertanto, solo le popolazioni di cellule bersaglio determinate per essere libere da cellule staminali pluripotenti possono essere considerate sicure per il trapianto nei pazienti. Ci sono diversi approcci segnalati per realizzare potenzialmente l'eliminazione degli hPSC residui in seguito alla differenziazione (per la revisione vedi Polanco e Laslett4). Abbiamo precedentemente segnalato l'uso degli anticorpi monoclonali TG30 (CD9) e GCTM-2 accoppiati allo smistamento delle cellule attivate a fluorescenza (FACS) per identificare le cellule staminali pluripotenti e discriminarle dalle cellule sottoposte a una fase precoce di differenziazione nelle colture dellelinee hESC 5-7.
Un vantaggio dell'uso di anticorpi per rilevare gli antigeni superficiali cellulari è che le cellule bersaglio sono solitamente vitali dopo il legame anticorpale e /o l'etichettatura. Pertanto, le cellule bersaglio possono essere raccolte dopo l'etichettatura degli anticorpi e riculturate per l'espansione e ulteriori applicazioni prima del trapianto. Un avvertimento per gli antigeni di superficie cellulare espressi su hPSC è che non sono esclusivi dello stadio pluripotente e sono in molti casi ri-espressi temporaneamente durante lo sviluppo e saranno quindi rilevati in alcuni tipi di cellule differenziate. Pertanto, se l'obiettivo è quello di utilizzare anticorpi per rilevare le cellule pluripotenti umane ed epurarle da un campione di cellule derivate dall'hPSC, gli anticorpi selezionati non dovrebbero reagire anche con antigeni sui tipi di cellule differenziate specifiche destinati al trapianto. Sfortunatamente, ci sono un numero limitato di anticorpi che rilevano marcatori di superficie cellulare su HPSC vivi 4, rendendo limitate le opzioni per la selezione. Inoltre, alcuni studi hanno sottolineato che il rilevamento di un singolo marcatore di superficie cellulare non è sufficiente per eliminare tutti gli hPSC, suggerendo che qualsiasi tentativo di eliminare tutte le sottopopolazioni pluripotenti hPSC dovrebbe basarsi su metodi che utilizzano due o più anticorpi che rilevano epitopi diversi espressi da hPSC 9-10. Come accennato in precedenza, solo le cellule derivate dall'hPSC che potrebbero essere determinate come popolazioni di cellule pluripotenti libere da cellule staminali sono appropriate per il trapianto umano. Il raggiungimento di questo livello di rigore potrebbe non essere raggiunto con un solo passaggio attraverso una tecnologia di smistamento delle cellule mediata da anticorpi. Per ottenere definitivamente campioni pluripotenti senza cellule staminali può essere necessaria la ricoltura della popolazione arricchita di cellule bersaglio differenziate e successivi cicli di smistamento cellulare.
Nel nostro laboratorio, abbiamo ampiamente caratterizzato due anticorpi hES cellula-superficie, TG30 (CD9) e GCTM-2, per il rilevamento di cellule pluripotenti vive. I nostri studi hanno dimostrato che il rilevamento combinato di TG30 e GCTM-2 è fortemente correlato con l'espressione di geni associati alla pluripotenza canonica nelle linee hESC 5-7. L'immunoprofiling FACS TG30/GCTM-2 ha costantemente dimostrato che le colture hESC costituiscono un gradiente continuo quantitativo di espressione TG30/GCTM-2 5-7. Abbiamo arbitrariamente stabilito quattro popolazioni (P) di cellule all'interno di questo gradiente TG30/GCTM-2: P4 (TG30Neg-GCTM-2Neg),P5 (TG30Low-GCTM-2Low),P6 (TG30Mid-GCTM-2Mid) e P7 (TG30Hi-GCTM-2Hi) 5-7. La nostra caratterizzazione di queste popolazioni cellulari P4, P5, P6 e P7 ha dimostrato che le sottofrazioni P6 e P7 esprimono un gran numero di geni associati alla pluripotenza e formano in modo efficiente colonie simili a staminali quando vengono riculturate dopo FACS 2-3. D'altra parte, le cellule P4 (TG30Neg-GCTM-2Neg) esprimono un gran numero di marcatori di differenziazione e costituiscono i tipi di cellule spontaneamente differenziati che tipicamente si verificano nelle colture in espansione delle linee hESC 5-6. Abbiamo deciso di testare le potenzialità del nostro TG30/GCTM-2 FACS per l'eliminazione selettiva degli hPSC residui dopo la differenziazione in fase iniziale, e anche per l'arricchimento delle popolazioni pluripotenti di cellule staminali. Il protocollo descritto di seguito mostra come raccogliere e ricolturare le cellule P4 differenziate (TG30Neg-GCTM-2Neg) dopo FACS per eseguire l'eliminazione del pluripotente P7 (TG30Hi-GCTM-2Hi). Inoltre, spieghiamo anche la raccolta e la ricoltura di cellule pluripotenti P7 (TG30Hi-GCTM-2Hi) perottenere una coltura arricchita di cellule pluripotenti, che potrebbe successivamente essere utilizzata come popolazione di input definita per aumentare potenzialmente l'efficienza e la coerenza dei test di differenziazione.

<table border="1">
	<tbody>
		<tr>
			<td>Short Name</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalog Number</td>
			<td>Long Name </td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMEM/F-12</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>11320082</td>
			<td>Long Name: Dulbecco&#39;s Modified Eagle Medium:Nutrient Mixture F-12</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>KOSR</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>10828028</td>
			<td>Long Name: Knockout Serum Replacement</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GlutaMAX</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>35050061</td>
			<td>Long Name: GlutaMAX supplement</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Nonessential Amino Acids</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>11140050</td>
			<td>Long Name: MEM Nonessential Amino Acids Solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mercaptoethanol</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>21985023</td>
			<td>Long Name: 2-Mercaptoethanol</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DPBS</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>14190250</td>
			<td>Long Name: Dulbecco&#39;s Phosphate-Buffered Saline, no calcium, no magnesium</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TrypLE Express</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>12604039</td>
			<td>Long Name: TrypLE Express (1x), no Phenol Red</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AF-488</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>A21131</td>
			<td>Long Name: Alexa Fluor 488 goat anti-mouse IgG2a</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>AF-647</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>A21238</td>
			<td>Long Name: Alexa Fluor 647 goat anti-mouse IgM</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PE-anti IgG2a</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>P21139</td>
			<td>Long Name: R-Phycoerythrin Goat Anti-Mouse IgG2a (&#947;2a) Conjugate</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMEM</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>11965-092</td>
			<td>Long Name: Dulbecco&#39;s Modified Eagle Medium, high glucose</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pen/Strep</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>15140-122</td>
			<td>Long Name: Penicillin-Streptomycin, Liquid</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Distilled Water</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>15230-089.</td>
			<td>Long Name: Sterile Distilled Water</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PI</td>
			<td>SIGMA</td>
			<td>P4864</td>
			<td>Long Name: Propidium iodide solution</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FBS</td>
			<td>SIGMA</td>
			<td>12203C</td>
			<td>Long Name: Fetal Bovine Serum</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gelatin</td>
			<td>SIGMA</td>
			<td>G-1890</td>
			<td>Long Name: Gelatin from porcine skin</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Human FGF-2</td>
			<td>Millipore</td>
			<td>GF003AF-100UG</td>
			<td>Long Name: Fibroblast Growth Factor basic, human recombinant, animal-free</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Filter 0.22 &#956;m</td>
			<td>Millipore</td>
			<td>SCGPU02RE</td>
			<td>Long Name: Stericup-GP, 0.22 &#956;m, polyethersulfone, 250 ml, radio-sterilized</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>70 &#956;m Cell Strainer</td>
			<td>Becton Dickinson</td>
			<td>352350</td>
			<td>Long Name: Cell strainer with 70 &#956;m Nylon mesh</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>35 &#956;m Lid cell strainer, 5 ml tube</td>
			<td>Becton Dickinson</td>
			<td>352235</td>
			<td>Long Name: 5 ml polystyrene round bottom test tube, with a cell strainer cap (35 &#956;m)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5 ml Polystyrene round bottom test tube</td>
			<td>Becton Dickinson</td>
			<td>352054</td>
			<td>Long Name: 5 ml polystyrene round bottom test tube, sterile</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IgG2a Isotype Control</td>
			<td>Becton Dickinson</td>
			<td>554126</td>
			<td>Long Name: Purified Mouse IgG2a, &#954; Isotype Control</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>IgM Isotype Control</td>
			<td>Becton Dickinson</td>
			<td>553472</td>
			<td>Long Name: Purified Mouse IgM, &#954; Isotype Control</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PE-CD90.2</td>
			<td>Becton Dickinson</td>
			<td>553014</td>
			<td>Long Name: PE Rat Anti-Mouse CD90.2</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>8-peaks calibration</td>
			<td>Becton Dickinson</td>
			<td>559123</td>
			<td>Long Name: Rainbow Calibration Particles (8 peaks)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>50 ml sterile Polypropylene tube</td>
			<td>Greiner Bio-One</td>
			<td>227261</td>
			<td>Long Name: 50 ml Polypropylene tube with conical bottom, Sterile</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>T75 flask</td>
			<td>Greiner Bio-One</td>
			<td>658175</td>
			<td>Long Name: CELLSTAR Filter Cap Cell Culture 75 cm2 Flasks</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TG30</td>
			<td>Merck Millipore</td>
			<td>MAB4427</td>
			<td>Long Name: TG30 Antibody, clone TG30</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GCTM-2</td>
			<td>Merck Millipore</td>
			<td>MAB4346</td>
			<td>Long Name: GCTM-2 is not commercially available but TG343 and equivalent monoclonal antibody is</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Table 4. List of materials and reagent</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>[header]</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FACS machine</td>
			<td>Becton Dickinson</td>
			<td></td>
			<td>FACSVantage SE with FACSDiva option</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Inverted microscope</td>
			<td>Olympus</td>
			<td></td>
			<td>IX71</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Table 5. List of equipment.</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

enrichment and purging of human embryonic stem cells by detection of cell surface antigens using the monoclonal antibodies tg30 and gctm-2

Le cellule staminali embrionali umane (hESC) possono autorinotizzarsi indefinitamente in vitroe con gli spunti appropriati possono essere indotte a differenziarsi in potenzialmente tutte le lignaggi delle cellule somatiche. I derivati hESC differenziati possono potenzialmente essere utilizzati nelle terapie di trapianto per trattare una varietà di malattie degenerative cellulari. Tuttavia, i protocolli di differenziazione hESC di solito producono una miscela di tipi di cellule target e off-target differenziate, nonché cellule residue indifferenziate. Per la traduzione di derivati hESC differenziati dal laboratorio alla clinica, è importante essere in grado di discriminare tra cellule indifferenziate (pluripotenti) e differenziate e generare metodi per separare queste popolazioni. L'applicazione sicura dei tipi di cellule somatiche derivate da hESC può essere eseguita solo con popolazioni pluripotenti senza cellule staminali, poiché gli hESC residui potrebbero indurre tumori noti come teratomi dopo il trapianto. A tal fine, qui descriviamo una metodologia per rilevare gli antigeni di superficie cellulare associati a pluripotenza con gli anticorpi monoclonali TG30 (CD9) e GCTM-2 tramite smistamento delle cellule attivate a fluorescenza (FACS) per l'identificazione di pluripotenti TG30Hi-GCTM-2Hi hESC utilizzando la selezione positiva. Utilizzando la selezione negativa con la nostra metodologia FACS TG30/GCTM-2, siamo stati in grado di rilevare ed eliminare gli hESC indifferenziati nelle popolazioni sottoposte a differenziazione molto precoce (TG30Neg-GCTM-2Neg). In un ulteriore studio, campioni pluripotenti senza cellule staminali di celluleNegTG30 Neg -GCTM-2differenziate selezionate utilizzando il nostro protocollo FACS TG30/GCTM-2 non formavano teratomi una volta trapiantati in topi immunocompro compromessi, supportando la robustezza del nostro protocollo. D'altra parte, la passaging consecutiva mediata da TG30/GCTM-2 FACS di hESC pluripotenti arricchiti TG30Hi-GCTM-2Hi non ha influito sulla loro capacità di autorinotizzo in vitro o sulla loro pluripotenza intrinseca. Pertanto, le caratteristiche della nostra metodologia FACS TG30/GCTM-2 forniscono un saggio sensibile per ottenere popolazioni altamente arricchite di hPSC come input per test di differenziazione e per liberare hESC potenzialmente tumorigenico (o residuo) dalle popolazioni di cellule derivate.

Le derivate hESC che sono pluripotenti senza cellule staminali possono essere ottenute mediante passaging consecutivo di cellule dalla sottofrazione P4 (TG30Neg-GCTM-2Neg).
Rapporti precedenti hanno stabilito che nelle colture standard hESC coesiste una miscela di sottopopolazioni che mostrano un gradiente di espressione di geni associati allapluripotenza 5,6,13. Il rilevamento combinato di antigeni di superficie cellulare come TG30 (CD9) e GCTM-2 consente la discriminazione di un certo numero di sottoinsiemi di cellule nella fase pluripotente e in varie fasi della differenziazione precoce, come indicato dalla loro espressione di marcatori di cellule staminali e fattori di trascrizione specifici di lignaggio5,6,13. In accordo con i rapporti precedenti, siamo stati in grado di discriminare le cellule P4 (TG30Neg-GCTM-2Neg),P5 (TG30Low-GCTM-2Low),P6 (TG30Mid-GCTM-2Mid)e P7 (TG30Hi-GCTM-2Hi) nella linea hESC-MEL1 utilizzata per questo studio (Figura 1). Con questo risultato, abbiamo proceduto alla raccolta di cellule P4 differenziate (TG30Neg-GCTM-2Neg) e cellule pluripotenti P7 (TG30Hi-GCTM-2Hi) perulteriori culture negli studi descritti di seguito.
Abbiamo studiato se utilizzando un approccio di selezione negativa potremmo eliminare gli hESC indifferenziati dalle popolazioni cellulari sottoposte a differenziazione molto precoce (TG30Neg-GCTM-2Neg). Abbiamo utilizzato un numero definito di cellule P4 (TG30Neg-GCTM-2Neg) che sono state coltivate consecutivamente dopo facs (Figura 2A) per circa due settimane e rianalizzate utilizzando TG30/GCTM-2 FACS prima di ripiazzarsi in ogni passaggio. I risultati hanno mostrato che la sottofrazione P4 arricchita per i tipi di celluledifferenziateTG30 Neg -GCTM-2Neg dopo il passaging consecutivo, e una presenza minore di cellule P7 (TG30Hi-GCTM-2Hi)al passaggio iniziale(Figura 2A, Passaggio 1) alla fine sono scomparse dopo un ulteriore passaggio, diventando campioni pluripotenti senza cellule staminali(Figura 2A,Passaggio 3).
L'arricchimento delle cellule hESC pluripotenti può essere ottenuto mediante la raccolta di cellule TG30Hi-GCTM-2Hi.
Sulla base di osservazioni precedenti che utilizzano questo saggio, ci aspetteremmo un arricchimento di hSESR pluripotenti raccogliendo cellule P7 (TG30Hi-GCTM-2Hi) che dovrebbero formare colonie hESC. Pertanto, abbiamo anche studiato la passaging consecutiva mediata da TG30/GCTM-2 FACS di celle pluripotenti P7 (TG30Hi-GCTM-2Hi). In queste colture P7, l'immunoprofiling FACS TG30/GCTM-2 è stato eseguito prima di ripiaggiare le cellule ad ogni passaggio e solo le cellule P7 (TG30Hi-GCTM-2Hi) sono state ricolcolture. In questo modo, abbiamo osservato che la maggior parte delle cellule si trovava nelle sottofrazioni associate alla pluripotenza (P6 e P7), indicando un arricchimento di cellule pluripotenti che mantenevano anche la capacità di differenziare e generare una piccola percentuale di cellule P4 (TG30Neg-GCTM-2Neg)(Figura 3A). Inoltre, le colture di cellule P7 hanno mostrato un gran numero di colonie simili a hESC durante la passaging (Figura 3B), indicando anche il mantenimento dello stato di pluripotenza.
<img alt="Figure 1" fo:content-width="5.5in" src="/files/ftp_upload/50856/50856fig1.jpg"> Figura 1. Strategia di ordinamento rappresentativa per ottenere le sottofrazioni FACS TG30/GCTM-2. (A): Le sospensioni cellulari hES dissociate sono ordinate come singole celle e i potenziali grumi o doppietti vengono gated con la dispersione in avanti per altezza e area (FSC-H e FSC-A). B): I potenziali detriti vengono rimossi con FSC-A e SSC-A e solo le cellule intatte vengono ulteriormente ordinate. C): Le cellule non disponibili sono escluse sulla base della fluorescenza propidio ioduro (PI) (FSC-A e FL3-A). D): Le celle dell'alimentatore MEF sono state gategate dalla selezione negativa basata sull'espressione del mouse CD90.2-PE (FL2-A e SSC-A). E): La frazione hESC isolata, priva di alimentatori MEF, viene infine frazionata in sottopopolazioni P4 (TG30Neg-GCTM-2Neg),P5 (TG30Low-GCTM-2Low),P6 (TG30Mid-GCTM-2Mid)e P7 (TG30Hi-GCTM-2Hi). Il gate negativo (TG30Neg-GCTM-2Neg, chiamato P4) è stato impostato in base all'autofluorescenza di fondo per le cellule non macchiate e anche ai controlli dell'isotipo. (F): Percentuali delle diverse sottopopolazioni gated tipiche di un'analisi citometrica a flusso TG30/GCTM-2. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50856/50856fig1large.jpg" target="_blank"> Clicca qui per visualizzare la figura più grande</a>.
<img alt="Figure 2" fo:content-width="5.75in" src="/files/ftp_upload/50856/50856fig2.jpg"> Figura 2. Colture consecutive rappresentative di cellule P4 spontaneamente differenziate (TG30Neg-GCTM-2Neg)dalla linea hESC-MEL1. (A): Grafici FACS rappresentativi TG30/GCTM-2 che mostrano sottoinsiemi gated di celle (P4, P5, P6 e P7) discriminati dal livello di espressione rilevata dei marcatori di superficie cellulare TG30 e GCTM-2. Una popolazione iniziale di 400.000 derivati hESC che espongono l'immunoprofiling P4 (TG30Neg-GCTM-2Neg)viene raccolta da colture sfuse della linea hESC-MEL1. Queste cellule P4 (TG30Neg-GCTM-2Neg) vengono passaggi consecutivamente dopo facs in condizioni favorevoli al rinnovo hESC nei contenitori T75, fino a raggiungere la confluenza (11-13 giorni). Prima di ogni passaggio, TG30/GCTM-2 FACS viene eseguito per raccogliere e ricolturare solo i tipi di cellule differenziate P4 (TG30Neg-GCTM-2Neg). B): Morfologia tipica del prato delle cellule differenziate P4 (TG30Neg-GCTM-2Neg)dopo 14 giorni. C): Sporadiche colonie simili a hESC viste dopo 14 giorni mescolate con il prato delle cellule P4 (TG30Neg-GCTM-2Neg) solo al passaggio 1, sono molto probabilmente generate contaminando le cellule P7 (TG30Hi-GCTM-2Hi). Barra di scala = 200 μm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50856/50856fig2large.jpg" target="_blank"> Clicca qui per visualizzare la figura più grande</a>.
<img alt="Figure 3" fo:content-width="5.75in" src="/files/ftp_upload/50856/50856fig3.jpg"> Figura 3. Le celle P7 (TG30Hi-GCTM-2Hi) derivate da linee hESC possono essere passaggi consecutivamente dopo facs senza perdere le loro proprietà pluripotenti intrinseche. Immunoprofilazione RAPPRESENTATIVA TG30/GCTM-2 FACS dei diversi passaggi consecutivi, che mostra i sottoinsiemi discriminati di cellule (P4, P5, P6 e P7) in base al livello di espressione di TG30 e GCTM-2. (A): Una popolazione iniziale di 400.000 celle che mostra le caratteristiche P7 (TG30Hi-GCTM-2Hi) viene recuperata dalle colture di massa della linea hESC-MEL1. Le cellule Pluripotenti P7 (TG30Hi-GCTM-2Hi) vengono passaggi consecutivamente dopo facs in condizioni favorevoli al rinnovo hESC nei contenitori T75, fino a raggiungere ~80% di confluenza (9-11 giorni). L'immunoprofiling FACS TG30/GCTM-2 viene eseguito prima di ripiazzarsi le cellule ad ogni passaggio e vengono ricolturate solo le cellule P7 (TG30Hi-GCTM-2Hi). I risultati mostrano che le celle P7 (TG30Hi-GCTM-2Hi) conservano le loro caratteristiche pluripotenti con la successiva passaging, compresa la conservazione dell'espressione (TG30Hi-GCTM-2Hi),la formazione di colonie simili a hESC (mostrate in B) e il mantenimento della capacità di differenziare come si può dedurre dalla ricapitolazione di una piccola frazione di P4 differenziato (TG30Neg-GCTM-2Neg) in ciascuno dei gradienti FACS. Barra di scala = 200 μm. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50856/50856fig3large.jpg" target="_blank"> Clicca qui per visualizzare la figura più grande</a>.
<table border="1"><tbody>
<tr>
<td>Campione (volumi di reazione)</td>
			<td>Anticorpo primario</td>
			<td>Anticorpo secondario</td>
			<td>PE Rat Anti-Mouse CD90.2 b</td>
			<td>Propidio Ioduro c</td>
		</tr>
<tr>
<td>Campione di ordinamento (~9 ml per gli AB primari, 2,5 ml per gli OC secondari)</td>
			<td>(TG30 + GCTM-2) A
</td>
			<td>AF 488 capra anti-topo IgG2a + AF 647 capra anti-topo IgM</td>
			<td>+</td>
			<td>+</td>
		</tr>
<tr>
<td>Control-1: TG30 (200 μl)</td>
			<td>TG30</td>
			<td>AF 488 capra anti-topo IgG2a</td>
			<td>-</td>
			<td>+</td>
		</tr>
<tr>
<td>Control-2: GCTM-2 (200 μl)</td>
			<td>GCTM-2</td>
			<td>AF 647 capra anti-topo IgM</td>
			<td>-</td>
			<td>+</td>
		</tr>
<tr>
<td>Control-3: CD90.2 anti-mouse (200 μl)</td>
			<td>-</td>
			<td>-</td>
			<td>+</td>
			<td>+</td>
		</tr>
<tr>
<td>Control-4: Ficoerytrina (PE) (200 μl)</td>
			<td>Isotipo IgG2a del mouse</td>
			<td>R-fichertrina capra anti-topo IgG2a</td>
			<td>-</td>
			<td>+</td>
		</tr>
<tr>
<td>Control-5: Isotipo di immunoglobulina del topo (200 μl)</td>
			<td>Isotipo IgG2a del mouse + isotipo IgM</td>
			<td>AF 488 capra anti-topo IgG2a + AF 647 capra anti-topo IgM</td>
			<td>-</td>
			<td>+</td>
		</tr>
<tr>
<td>Control-6: Cellule non macchiate (200 μl)</td>
			<td>-</td>
			<td>-</td>
			<td>-</td>
			<td>-</td>
		</tr>
</tbody></table>La tabella 1. Ordinare l'esempio e i controlli per l'ordinamento FACS. A Il campione di ordinamento è immunosostenibile contemporaneamente agli anticorpi TG30 e GCTM-2. b PE-anti-mouse CD90.2 viene utilizzato per riconoscere le celle del mouse e rimuovere i MEF dagli hESC durante FACS14. c Le cellule non disponibili sono escluse mediante ioduro di propidio ad una concentrazione finale di 0,3 μg/ml. Reagente aggiunto (+), non aggiunto (-) al tubo di reazione.
<table border="1"><tbody>
<tr>
<td>anticorpo </td>
			<td>ospite</td>
			<td>Isotype</td>
			<td>Diluizione di lavoro</td>
		</tr>
<tr>
<td>TG30 (1,4 mg/ml)</td>
			<td>topo</td>
			<td>IgG2a</td>
			<td>1:1,000</td>
		</tr>
<tr>
<td>GCTM-2 (supernatante ibridoma)</td>
			<td>topo</td>
			<td>Igm</td>
			<td>1:5 ~ 1:10 a
</td>
		</tr>
<tr>
<td>AF 488 capra anti-topo IgG2a</td>
			<td>capra</td>
			<td>Policlinico</td>
			<td>1:500</td>
		</tr>
<tr>
<td>AF 647 capra anti-topo IgM</td>
			<td>capra</td>
			<td>Policlinico</td>
			<td>1:500</td>
		</tr>
<tr>
<td>R-fichererina (PE) capra anti-topo IgG2a</td>
			<td>capra</td>
			<td>Policlinico</td>
			<td>1:1,000</td>
		</tr>
<tr>
<td>Anti-mouse CD90.2</td>
			<td>ratto</td>
			<td>IgG2b</td>
			<td>1:100</td>
		</tr>
<tr>
<td>IgG2a del mouse purificato, κ Controllo isotipo</td>
			<td>topo</td>
			<td>IgG2a</td>
			<td>1:200</td>
		</tr>
<tr>
<td>IgM del mouse purificato, controllo isotipo κ</td>
			<td>topo</td>
			<td>Igm</td>
			<td>1:200</td>
		</tr>
</tbody></table>La tabella 2. Dettagli e diluizioni degli anticorpi per lo smistamento FACS. a A causa dell'espressione estremamente elevata di GCTM-2 sulla superficie cellulare degli hESC non è possibile raggiungere la saturazione con questo anticorpo. Ogni lotto di supernatante ibridoma GCTM-2 deve essere titolato su un controllo standard o su un lotto precedente per ottenere risultati simili con hESC in scala ed evitare una colorazione troppo.
<table border="1"><tbody>
<tr>
<td>Nome del mezzo</td>
			<td>composizione</td>
		</tr>
<tr>
<td>hESC/KOSR medio</td>
			<td>Dulbecco's Modified Eagle Medium:Nutrient Mixture F-12 (DMEM/F-12) integrato con 20% Knockout Serum Replacement (KOSR), 2 mM GlutaMAX, 1% MEM Aminoacidi Non essenziali, 0,1 mM 2-Mercaptoetanolo, 10 ng/ml fattore di crescita dei fibroblasti umani 2 (FGF-2) e Pen/Strep a 1x.</td>
		</tr>
<tr>
<td>Mef medium</td>
			<td>Mezzo aquila modificato di Dulbecco, glucosio alto (DMEM) integrato con siero bovino fetale al 10% (FBS), 2 mM GlutaMAX e Penna / Strep a 1x.</td>
		</tr>
</tbody></table>La tabella 3. Composizione dei mezzi di coltura.

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Enrichment and Purging of Human Embryonic Stem Cells by Detection of Cell Surface Antigens Using the Monoclonal Antibodies TG30 and GCTM-2

Descriviamo l'uso degli anticorpi monoclonali TG30 (CD9) e GCTM-2 per il rilevamento combinato di antigeni di superficie cellulare tramite smistamento delle cellule attivate a fluorescenza (FACS) per l'identificazione e l'arricchimento di cellule staminali embrionali umane vive (hESC) utilizzando la selezione positiva e anche l'uso della selezione negativa per eliminare gli HESC da una popolazione a cellule miste.

Arricchimento ed eliminazione delle cellule staminali embrionali umane mediante rilevamento di antigeni di superficie cellulare utilizzando gli anticorpi monoclonali TG30 e GCTM-2

Human embryonic stem cells (hESC) can self-renew indefinitely in vitro, and with the appropriate cues can be induced to differentiate into potentially all ...

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Embryonic and Induced Pluripotent Stem Cells

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7.7K Views.  CSIRO. Descriviamo l'uso degli anticorpi monoclonali TG30 (CD9) e GCTM-2 per il rilevamento combinato di antigeni di superficie cellulare tramite smistamento delle cellule attivate a fluorescenza (FACS) per l'identificazione e l'arricchimento di cellule staminali embrionali umane vive (hESC) utilizzando la selezione positiva e anche l'uso della selezione negativa per eliminare gli HESC da una popolazione a cellule miste.

Video: Enrichment and Purging of Human Embryonic Stem Cells by Detection of Cell Surface Antigens Using the Monoclonal Antibodies TG30 and GCTM-2

Propagation of Human Embryonic Stem (ES) Cells

Propagation of Human Embryonic Stem ES Cells

Propagazione di staminali embrionali umane (ES) Cellule

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Derivation of Hematopoietic Stem Cells from Murine Embryonic Stem Cells

A stem cell is defined as a cell with the capacity to both self-renew and generate multiple differentiated progeny.  Embryonic stem cells (ESC) are derived from the blastocyst of the early embryo and are pluripotent in differentiative ability.  Their vast differentiative potential has made them the focus of much research centered on deducing how to coax them to generate clinically useful cell types.  The successful derivation of hematopoietic stem cells (HSC) from mouse ESC has recently been accomplished and can be visualized in this video protocol.  HSC, arguably the most clinically exploited cell population, are used to treat a myriad of hematopoietic malignancies and disorders.  However, many patients that might benefit from HSC therapy lack access to suitable donors.  ESC could provide an alternative source of HSC for these patients.  The following protocol establishes a baseline from which ESC-HSC can be studied and inform efforts to isolate HSC from human ESC.  In this protocol, ESC are differentiated as embryoid bodies (EBs) for 6 days in commercially available serum pre-screened for optimal hematopoietic differentiation.  EBs are then dissociated and infected with retroviral HoxB4.  Infected EB-derived cells are plated on OP9 stroma, a bone marrow stromal cell line derived from the calvaria of  M-CSF-/- mice, and co-cultured in the presence of hematopoiesis promoting cytokines for ten days.  During this co-culture, the infected cells expand greatly, resulting in the generation a heterogeneous pool of 100s of millions of cells.  These cells can then be used to rescue and reconstitute lethally irradiated mice.

This protocol details the derivation of transplantable hematopoietic stem cells from mouse embryonic stem cells (ESC) and their subsequent injection into lethally irradiated recipient mice. Briefly, ESC are differentiated as embryoid bodies, which are then infected with retroviral HoxB4 and co-cultured with OP9 stromal cells and hematopoietic cytokines.

Derivazione di cellule staminali ematopoietiche da cellule staminali embrionali murini

A stem cell is defined as a cell with the capacity to both self-renew and generate multiple differentiated progeny.  Embryonic stem cells (ESC) are ...

Patterning of Embryonic Stem Cells Using the Bio Flip Chip

Cell-cell interactions consisting of diffusible signaling and cell-cell contact (juxtacrine signaling) are important in numerous biological processes such as tumor growth, stem cell differentiation, and stem cell self-renewal. A number of methods currently exist to modulate cell signaling in vitro. One method of modulating the total amount of diffusible signaling is to vary the cell seeding density during culture. Due to the random nature of cell seeding, this results in considerable variation in the actual cell-cell spacing and amount of cell-cell contact, and cannot prescribe the local environment. A more specific approach for modulating cell signaling is to use molecular inhibitors or genetic approaches to knock down specific signaling proteins, but both of these methods are best suited to manipulating small numbers of molecules. Here, we demonstrate a new approach to modulating cell-cell signaling that modulates the local environment of a cluster of cells by placing different numbers of cells at desired locations on a substrate. This method provides a complementary way to control the local diffusible and juxtacrine signaling between cells. Our method makes use of the Bio Flip Chip (BFC), a microfabricated silicone chip containing hundreds-to-thousands of microwells, each sized to hold either a single cell or small numbers of cells. We load the chip with cells simply by pipetting them onto the array of wells and washing unloaded cells off the array. The chip is then flipped onto a substrate, whereby the cells fall out of the wells and onto the substrate, maintaining their patterning. After the cells have attached, the chip can be removed (or left on). This approach to cell patterning is unique in that it: 1) doesn't alter the chemistry of the substrate, thus allowing cells to proliferate and migrate; 2) allows patterning onto any substrate, including tissue-culture polystyrene, glass, matrigel, and even feeder cell layers; and 3) is compatible with traditional microcontact printing, allowing the creation of extracellular matrix islands with cells placed inside those islands. In this video, we demonstrate the patterning of mouse embryonic stem cells onto tissue-culture polystyrene using the BFC.

We demonstrate a simple method for placing cells at desired locations on a substrate. This method patterns cells by flipping a silicone chip containing microwells filled with cells onto the substrate. This method provides a new way to modulate diffusible and juxtacrine signaling between cells.

Patterning di cellule staminali embrionali che utilizzano il chip Bio flip

Cell-cell interactions consisting of diffusible signaling and cell-cell contact (juxtacrine signaling) are important in numerous biological processes such ...

Derivation of Human Embryonic Stem Cells by Immunosurgery

The ability of human embryonic stem cells to self-renew and differentiate into all cell types of 
the body suggests that they hold great promise for both medical applications and as a research 
tool for addressing fundamental questions in development and disease. Here, we provide a 
concise, step-by-step protocol for the derivation of human embryonic stem cells from embryos 
by immunosurgical isolation of the inner cell mass. 


The ability of human embryonic stem cells to self-renew and differentiate into all cell types of 
the body suggests that they hold great promise for both medical applications and as a research 
tool for addressing fundamental questions in development and disease. Here, we provide a 
concise, step-by-step protocol for the derivation of human embryonic stem cells from embryos 
by immunosurgical isolation of the inner cell mass.

Derivazione di cellule staminali embrionali umane da Immunosurgery

The ability of human embryonic stem cells to self-renew and differentiate into all cell types of 
the body suggests that they hold great promise for both ...

Culture and Maintenance of Human Embryonic Stem Cells  

Human embryonic stem (hES) cells must be monitored and cared for in order to maintain healthy, undifferentiated cultures. At minimum, the cultures must be  fed  every day by performing a complete medium change to replenish lost nutrients and to keep the cultures free of unwanted differentiation factors. Although a small amount of differentiation is normal and expected in stem cell cultures, the culture should be routinely cleaned up by manually removing, or "picking" differentiated areas. Identifying and removing excess differentiation from hES cell cultures are essential techniques in the maintenance of a healthy population of cells.

Culture and Maintenance of Human Embryonic Stem Cells

This protocol demonstrates how to maintain healthy, undifferentiated human embryonic stem (ES) cells.

Cultura e manutenzione di cellule staminali embrionali umane

Human embryonic stem (hES) cells must be monitored and cared for in order to maintain healthy, undifferentiated cultures. At minimum, the cultures must be ...

Freezing and Thawing Human Embryonic Stem Cells

Since James Thomson et al developed a technique in 1998 to isolate and grow hES in culture, freezing cells for later use and thawing and expanding cells from a frozen stock have become important procedures performed in routine hES cell culture. Since hES cells are very sensitive to the stresses of freezing and thawing, special care must taken. Here we demonstrate the proper technique for rapidly thawing hES cells from liquid nitrogen stocks, plating them on mouse embryonic feeder cells, and slowly freezing them for long-term storage.

Since James Thomson et al developed a technique in 1998 to isolate and grow hES in culture, freezing cells for later use and thawing and expanding cells from a frozen stock have become important procedures performed in routine hES cell culture. Since hES cells are very sensitive to the stresses of freezing and thawing, special care must taken. Here we demonstrate the proper technique for rapidly thawing hES cells from liquid nitrogen stocks, plating them on mouse embryonic feeder cells, and slowly freezing them for long-term storage.

Congelamento e scongelamento cellule staminali embrionali umane

Since James Thomson et al developed a technique in 1998 to isolate and grow hES in culture, freezing cells for later use and thawing and expanding cells ...

Isolation and Derivation of Mouse Embryonic Germinal Cells

The ability of embryonic germinal cells (EG) to differentiate into primordial germinal cells (PGCs) and later into gametes during early developmental stages is a perfect model to address our hypothesis about cancer and infertility. This protocol shows how to isolate primordial germinal cells from developing gonads in 10.5-11.5 days post coitum (dpc) mouse embryos.  Developing gonadal ridges from mouse embryos (C57BL6J) were dissociated by mechanical disruption with collagenase, then plated in a mouse embryo fibroblast feeder layer (MEF-CF1) that was previously mitotically inactivated with mitomycin C in the presence of knockout media and supplemented with Leukemia Inhibitor Factor (LIF), basic Fibroblast Growth Factor (bFGF), and Stem Cell Factor (SCF).  Using these optimized methods for PCG identification, isolation, and establishment of culture conditions permits long term cultures of EG cells for more than 40 days.  The embryonic germinal cell lines showed embryonic phenotype and expression of common used markers of the pluripotent state.  Isolation and derivation of germinal cells in culture provide a tool to understand their development in vitro and offer the opportunity to monitor cumulative damage at genetic and epigenetic levels after exposure to oxidative stress.

The ability of embryonic germinal cells to differentiate into primordial germinal cells during early development stages is a perfect model to address our hypothesis about cancer and infertility. This protocol shows how to isolate primordial germinal cells from developing gonads in 10.5-11.5 days post coitum mouse embryos.

L&#39;isolamento e la derivazione di cellule embrionali del mouse Germinal

The ability of embryonic germinal cells (EG) to differentiate into primordial germinal cells (PGCs) and later into gametes during early developmental ...

Video Bioinformatics Analysis of Human Embryonic Stem Cell Colony Growth

Because video data are complex and are comprised of many images, mining information from video material is difficult to do without the aid of computer software.  Video bioinformatics is a powerful quantitative approach for extracting spatio-temporal data from video images using computer software to perform dating mining and analysis. In this article, we introduce a video bioinformatics method for quantifying the growth of human embryonic stem cells (hESC) by analyzing time-lapse videos collected in a Nikon BioStation CT incubator equipped with a camera for video imaging. In our experiments, hESC colonies that were attached to Matrigel were filmed for 48 hours in the BioStation CT.  To determine the rate of growth of these colonies, recipes were developed using CL-Quant software which enables users to extract various types of data from video images.  To accurately evaluate colony growth, three recipes were created. The first segmented the image into the colony and background, the second enhanced the image to define colonies throughout the video sequence accurately, and the third measured the number of pixels in the colony over time.  The three recipes were run in sequence on video data collected in a BioStation CT to analyze the rate of growth of individual hESC colonies over 48 hours. To verify the truthfulness of the CL-Quant recipes, the same data were analyzed manually using Adobe Photoshop software. When the data obtained using the CL-Quant recipes and Photoshop were compared, results were virtually identical, indicating the CL-Quant recipes were truthful. The method described here could be applied to any video data to measure growth rates of hESC or other cells that grow in colonies. In addition, other video bioinformatics recipes can be developed in the future for other cell processes such as migration, apoptosis, and cell adhesion.  

Video bioinformatics is the automated processing, analysis, understanding, and data mining of biological spatio-temporal data extracted from microscopic videos. The purpose of this article is to demonstrate a method for measuring human embryonic stem cell colony growth using a video bioinformatics method.

Video Bioinformatica Analisi delle embrionali umane crescita Colony cellule staminali

Because video data are complex and are comprised of many images, mining information from video material is difficult to do without the aid of computer ...

Differentiation of Embryonic Stem Cells into Oligodendrocyte Precursors

Oligodendrocytes are the myelinating cells of the central nervous system. For regenerative cell therapy in demyelinating diseases, there is significant interest in deriving a pure population of lineage-committed oligodendrocyte precursor cells (OPCs) for transplantation. OPCs are characterized by the activity of the transcription factor Olig2 and surface expression of a proteoglycan NG2. Using the GFP-Olig2 (G-Olig2) mouse embryonic stem cell (mESC) reporter line, we optimized conditions for the differentiation of mESCs into GFP+Olig2+NG2+ OPCs. In our protocol, we first describe the generation of embryoid bodies (EBs) from mESCs. Second, we describe treatment of mESC-derived EBs with small molecules: (1) retinoic acid (RA) and (2) a sonic hedgehog (Shh) agonist purmorphamine (Pur) under defined culture conditions to direct EB differentiation into the oligodendroglial lineage. By this approach, OPCs can be obtained with high efficiency (&gt;80%) in a time period of 30 days. Cells derived from mESCs in this protocol are phenotypically similar to OPCs derived from primary tissue culture. The mESC-derived OPCs do not show the spiking property described for a subpopulation of brain OPCs in situ. To study this electrophysiological property, we describe the generation of spiking mESC-derived OPCs by ectopically expressing NaV1.2 subunit. The spiking and nonspiking cells obtained from this protocol will help advance functional studies on the two subpopulations of OPCs.

We describe a small molecule-based protocol for differentiation of mouse embryonic stem cells into oligodendrocyte precursor cells (OPCs). This protocol generates Olig2+NG2+ OPCs with high efficiency by 30 days of differentiation. We also describe a method to generate "spiking" OPCs that can fire action potentials.

Differenziazione delle cellule staminali embrionali in precursori degli oligodendrociti

Oligodendrocytes are the myelinating cells of the central nervous system. For regenerative cell therapy in demyelinating diseases, there is significant ...

Fate Mapping of Human Embryonic Stem Cells by Teratoma Formation

Human embryonic stem cells (hESCs) have an unlimited capacity for self-renewal, and the ability to differentiate into cells derived from all three embryonic germ layers (1). Directed differentiation of hESCs into specific cell types has generated much interest in the field of regenerative medicine (e.g., (2-5)), and methods for determining the in vivo fate of selected or manipulated hESCs are essential to this endeavor. We have adapted a highly efficient teratoma formation assay for this purpose. A small number of specifically selected hESCs is mixed with undifferentiated wild type hESCs and Phaseolus vulgaris lectin to form a cell pellet. This is grafted beneath the kidney capsule in an immunodeficient mouse. As few as 2.5 x 105 hESCs are needed to form a 16 cm3 teratoma within 8-12 weeks. The fate of the originally selected hESCs can then be determined by immunohistochemistry. This method provides a valuable tool for characterizing tissue-specific reagents for cell-based therapy.

Directed differentiation of hESCs into specific cells has generated much interest in regenerative medicine. We provide a concise, step-by-step protocol for determining the in vivo fate of selected hESCs that provides a valuable tool for characterizing tissue-specific reagents for cell-based therapy.