Siamo grati per il sostegno del Research Institute Vassar College Undergraduate Summer (URSI), il salmone Fondo di ricerca Lucy Maynard, premio NASA No. NX09AU90A, National Science Foundation Center for Research Excellence in Scienza e Tecnologia (NSF-CREST) ​​award No. 0630388 e la NSF premio n ° 1058385.

1. C. elegans Preparazione <ol><li> Preparare le piastre di Petri di giovane adulto C. elegans come descritto in precedenti esperimenti che comportano la sospensione di C. elegans in un pieno di liquido cuvetta 11. </li><li> Il giorno della video analisi, raccogliere i giovani vivono nematodi adulti direttamente in una vaschetta riempita con acqua deionizzata, acqua distillata con un plettro di platino, come descritto al punto 2. </li><li> Preparare morti C. elegans all&#39;esposizione cloroformio. Proseguire seguendo la procedura descritta per la raccolta di nematodi vivi di cui al punto 2. </li></ol> 2. Setup ottico per l&#39;analisi video <ol><li> Assemblare setup sperimentale per creare immagini ombra come mostrato in Figura 1. La telecamera può essere collocata in qualsiasi distanza dallo schermo finché è in grado di acquisire una vista frontale dello schermo. Un buon posto è accanto alla cuvetta di fronte allo schermo. <ol><li> Utilizzando almeno due specchiguidare il sintonizzabile uscita laser a elio-neon in un espansore del fascio Galileo modo che il fascio è espanso ad un diametro di 12 mm. </li><li> Posizionare uno o due fori nel percorso ottico in modo che il fascio passa attraverso i forellini senza essere ostacolati. Utilizzare i fori per assicurare l&#39;allineamento viene mantenuto. </li><li> Dirigere il fascio esteso su una cuvetta di quarzo montato che è largo 10 mm, 10 mm di profondità e altezza 4 cm. </li><li> Ingrandire il fascio utilizzando una lente piano-convessa con una lunghezza focale positiva di 75 mm. </li><li> Collocare uno schermo di proiezione circa 120 cm dalla lente. Distanze maggiori di questo produrrà un maggiore ingrandimento dell&#39;immagine ombra. Tuttavia, la qualità dell&#39;immagine diminuisce con una intensità di luce inferiore e una maggiore noticeability di interferenza diffrazione. </li><li> Posizionare una telecamera ad alta velocità, che è capace di almeno 60 fps, proprio accanto alla cuvetta di fronte allo schermo. </li></ol></li><li> Posizionare un microscopio da dissezione vicino al set otticaper rapido trasferimento di nematodi nella cuvetta. </li><li> Fissare temporaneamente un righello trasparente con divisione mm al centro del supporto cuvetta perpendicolare al fascio espanso in modo che i progetti raggio un&#39;immagine ingrandita del righello sullo schermo. Impostare la scala di lunghezza per l&#39;analisi video. <ol><li> Sullo schermo di proiezione, marcare la distanza scala utilizzando un righello trasparente fuori centro dall&#39;immagine proiettata per evitare di interferire con la proiezione. <a href="Video_1_633nm.MOV" target="_blank">Clicca qui per il video.</a> </li><li> Registrare questa immagine e misurare l&#39;ingrandimento. Rimuovere il righello dal setup. Ripetere questa operazione per altre lunghezze d&#39;onda come l&#39;angolo di rifrazione della luce per ogni lunghezza d&#39;onda attraverso la lente può variare a causa di aberrazioni cromatiche. </li></ol></li><li> Rimettere la cuvetta e riempirlo di meno di 1 mm del cerchio con acqua distillata. </li><li> Iniziare la registrazione mentre la luce della stanza è in modo che la distanza scala è incluso nella stessametraggio come l&#39;immagine proiettata. Spegnere la luce. </li><li> Utilizzando un sottile, appiattito scelta filo di platino, spostare la persona giovane adulto C. elegans uno alla volta dalla piastra di agar nella cuvetta toccando il pick alla superficie dell&#39;acqua. Il nematode diventerà visibile nella colonna d&#39;acqua quando entra il fascio a causa di luce diffusa. <a href="Video_2_CB678_633nm.mov" target="_blank">Clicca qui per il video.</a> </li><li> Filmare le immagini proiettate dei vermi che passano attraverso il fascio laser espanso. È importante notare che l&#39;immagine proiettata è invertita ed i vermi sembrerà muoversi in direzione opposta del loro moto attuale. Worms che scendono con la gravità appariranno a muoversi verso l&#39;alto sullo schermo (Figura 2). </li></ol> Dati Preparazione Video 3. <ol><li> Importare il video nel programma di analisi video. </li><li> Impostare la scala utilizzando il fattore di ingrandimento precedentemente determinata. </li><li> Track lo spostamento lineare della testa del nematode ombreggiato con almeno 10 punti di dati per l&#39;intero percorso di presa. </li><li> Trovare la velocità nella direzione verticale prendendo derivato (&quot;Y&quot;, &quot;Time&quot;) e dividere il valore per il fattore di ingrandimento determinata nella fase 2.2. </li></ol> 4. Analisi dei dati <ol><li> Analizzare la discesa lineare di un C. elegans: <ol><li> Verificare che i punti dati sulla posizione verticale rispetto al grafico in tempo formano generalmente una linea retta. Alcune deviazioni possono essere ignorati a causa del movimento della testa del nematode. Se i punti dati formano generalmente una linea retta, continuano al punto 4.1.2, in caso contrario la discesa è lineare e l&#39;analisi deve essere continuato con passo 5.1 in questo protocollo. </li><li> Creare una linea di regressione lineare da una linea retta 12 ai dati dal menu Analysis. La pendenza di questa linea è poi la velocità verticale della C.elegans. La pendenza è il cambiamento di posizione diviso per il cambiamento nel tempo in un determinato intervallo. Determinare la velocità di discesa dei vermi vivi e morti in questo modo (figura 3). </li><li> La media delle velocità di nuoto verticale dal nematodi. Un campione di circa 50 vermi è sufficiente. Confronto velocità di nuotata in vermi vivi con velocità di deriva di vermi morti. </li></ol></li></ol> 5. Analisi non lineare Mozione di C. elegans <ol><li> Dalla sezione 3, selezionare un file video analizzato, che mostra una discesa lineare all&#39;interno della colonna d&#39;acqua (Figura 4). Una discesa non lineare può essere identificato con passo 4.1.1 in questo protocollo. </li><li> Selezionare &#39;Curve Fit&#39; dal menu &#39;analisi&#39; nel software di analisi video. Selezionare un secondo ordine (quadratica) polinomiale. Montare la curva. </li><li> Per una regione di interesse, regolare la calzata sul grafico facendo scorrere le staffe su ciascun lato of la misura sul grafico finché la curva è molto vicino ai punti di dati all&#39;interno della forma e / o ben all&#39;interno delle barre di errore. Il programma di montaggio dà una espressione matematica per la curva attrezzata, che è in posizione verticale rispetto al tempo. Considerare gli errori curva adattata trovati nel programma associato con le proprietà fisiche. Un errore relativo del 15% o inferiore è generalmente accettabile. </li><li> Aggiungere più curva adatta a coprire ulteriori sezioni di dati. Spline 13 le funzioni per una copertura ottimale: accertarsi che la curva si adatta sovrapposizione e cercare di allineare le curve adiacenti in modo che la partita piste nelle regioni di sovrapposizione. </li><li> Avere la velocità per una regione di interesse prendendo la derivata della curva adattata usando l&#39;espressione matematica ottenuto nella fase 5.1.3. Le velocità possono variare nel tempo. Si noti che la derivata è la pendenza di una funzione. Il derivato può essere ottenuta matematicamente o graficamente. In questo caso è pratico usare il dato expr matematicaessione. </li><li> Prendere la derivata seconda delle curve montati avere la accelerazione. L&#39;accelerazione può variare nel tempo. </li><li> Moltiplicare l&#39;accelerazione dalla massa worm per calcolare la spinta che il worm esercita. Una massa ragionevole stimata è di 3 mg assumendo che il worm consiste principalmente di acqua. </li></ol>

<ol>
	<li>Ward, A., Lie, J., Feng, Z., Xu, Z. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Light-sensitive+neurons+and+channels+mediate+phototaxis+in+C.+elegans.">Light-sensitive neurons and channels mediate phototaxis in C. elegans.</a> Nature Neurosci. 11, 916-922 (2008).</li><li>Pierce-Shimomura, J. T., Chen, B. L., Mun, J. J., Ho, R., Sarkis, R., McIntire, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetic+analysis+of+crawling+and+swimming+locomotory+patterns+in+C.+elegans.">Genetic analysis of crawling and swimming locomotory patterns in C. elegans.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. , 105-20987 (2008).</li><li>Vidal-Gadea, A. G., Davis, S., Becker, L., Pierce-Shimomura, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Coordination+of+behavioral+hierarchies+during+environmental+transitions+in+Caenorhabditis+elegans.">Coordination of behavioral hierarchies during environmental transitions in Caenorhabditis elegans.</a> Worm. 1, 5-11 (2012).</li><li>Berri, S., Boyle, J. H., Tassieri, M., Hope, I. A., Cohen, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Forward+locomotion+of+the+nematode+C.+elegans+is+achieved+through+modulation+of+a+single+gait.">Forward locomotion of the nematode C. elegans is achieved through modulation of a single gait.</a> HFSP Journal. 3, 186-193 (2009).</li><li>Keller, H. E., Pawley, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Objective Lenses for Confocal Microscopy. Handbook of Biological Confocal Microscopy. , (2006).</li><li>Conrad, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Depth+of+Field+in+Depth.">Depth of Field in Depth.</a> Large Format Page Retrieved. , (2011).</li><li>Demtr&#246;der, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Laser Spectroscopy Basic Concepts and Instrumentation. , (2003).</li><li>Magnes, J., Raley-Susman, K., Melikechi, N., Sampson, A., Eells, R., Bello, A., Lueckheide, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Analysis+of+Freely+Swimming+C.+elegans+Using+Laser+Diffraction.">Analysis of Freely Swimming C. elegans Using Laser Diffraction.</a> Open J. Biophys. 2 (3), 101-107 (2012).</li><li>Mood, A., Graybill, F., Boes, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Introduction to the Theory of Statistics. , (1974).</li><li>Taylor, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Classical Mechanics. , (2005).</li><li>Magnes, J., Susman, K., Eells, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Quantitative+Locomotion+Study+of+Freely+Swimming+Micro-organisms+Using+Laser+Diffraction.">Quantitative Locomotion Study of Freely Swimming Micro-organisms Using Laser Diffraction.</a> J. Vis. Exp. (68), (2012).</li><li>Bevington, P. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Data Reduction and Error Analysis for the Physical Sciences. , (1969).</li><li>Lyche, T., Schumaker, L. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Local+spline+approximation+methods.">Local spline approximation methods.</a> Journal of Approximation Theory. 15 (4), 294-325 (1975).</li><li>Kim, N., Dempsey, C. M., Kuan, C. -. J., Zoval, J. V., O'Rourke, E., Ruvkun, G., Madou, M. J., Sze, J. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Gravity+Force+Transduced+by+the+MEC-4/MEC-10+DEG/ENaC+Channel+Modulates+DAF-16/FoxO+Activity+in+Caenorhabditis+elegans.">Gravity Force Transduced by the MEC-4/MEC-10 DEG/ENaC Channel Modulates DAF-16/FoxO Activity in Caenorhabditis elegans.</a> Genetics. 177, 835-845 (2007).</li></ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

La tecnica SWSI fornisce un ulteriore modo per capire le capacità locomotorie di organismi microscopici, come i nematodi a vita libera. Con questa tecnica abbiamo distinto tra locomozione attiva (nuoto) e la deriva passive dovute alla circolazione gravità su nematodi morti. Inoltre, quando nematodi privo di nuoto cambiare direzione durante la locomozione in acqua, siamo in grado di misurare le forze di resistenza e le forze angolari, che operano sui nematodi e esercitate dai nematodi. Nematodi incontrano diverse condizioni ambientali nel suolo. Ci sono sacche d&#39;acqua all&#39;interno del suolo, nonché particelle solide e materiali biologici di diverse forme e texture. Inoltre, esistono nematodi in un ambiente gravitazionale che rispondono a 14. Inoltre, nematodi vicino alla superficie del terreno sono esposti a differenti lunghezze d&#39;onda della luce, variazioni di temperatura e umidità, e anche biologicovariabili come batteri, funghi predatori e altri organismi del suolo. Nematodi devono rispondere a tutte queste diverse variabili, il nuoto e strisciando in diversi media, trasformando e modificando le strategie di navigazione. Tutti questi calcoli complessi vengono svolte solo da 302 neuroni, un sottoinsieme dei quali sono coinvolti nella locomozione, e 95 cellule muscolari della parete del corpo. Misure del genere descritto dalla tecnica SWSI forniscono importante comprendere come i nematodi realizzare questa complessità di navigazione. Per la prima parte, abbiamo misurato il tasso complessivo discendente di tipo selvatico C. elegans a 633 nm luce. Utilizzando queste misure, possiamo stimare la forza di resistenza un verme incontri. Per il caso di studio di un nematode accelerazione, le forze coinvolte cambiamento continuo in quanto i cambiamenti di forza di trascinamento con la velocità. Ci sono alcune affermazioni che siamo in grado di fare circa le forze che agiscono sul verme. Come il worm rallenta e cerca di swim verso l&#39;alto la componente verticale della forza di resistenza diminuisce fino a raggiungere zero al punto più basso della traiettoria del nematode. A questo punto, il verme deve avere una forza verso l&#39;alto per swim up. Questo metodo può essere modificata in diversi modi. Tutte le specie microscopiche che naviga in un liquido trasparente si possono seguire con SWSI. Studi possono essere condotti con eventuali lunghezze d&#39;onda che sono accessibili a fotocamere digitali. Le fotocamere digitali in genere raccogliere lunghezze d&#39;onda che vanno dal UV al vicino IR. Inoltre, studi orizzontali possono essere condotte da dirigere il laser verticalmente verso l&#39;alto. La specie possono essere collocati su una superficie orizzontale trasparente, come un vetrino da microscopio. Regolare l&#39;espansore trave o la lente d&#39;ingrandimento dopo l&#39;expander fascio può affinare le immagini sfocate. L&#39;utente deve assicurarsi di fissare tutti i componenti al tavolo per garantire l&#39;allineamento coerente e facile trave. Il metodo è limitato dalla wavelengt laserhs e la risoluzione. In sostanza i vantaggi di questo metodo rispetto microscopi esistenti, che sono la flessibilità in direzioni e lunghezze d&#39;onda, sono anche debolezze poiché la configurazione è semplice. L&#39;ottica sofisticati e macchie di laser limitano la risoluzione. Alcuni di questi inconvenienti può certamente essere migliorato in futuro includendo filtro spaziale e proietta l&#39;immagine direttamente su una telecamera CCD. Le fasi più critiche del protocollo possono essere facilmente apprese come l&#39;esperimento viene eseguita per la prima volta. Posizionamento del nematode nella cuvetta senza creare turbolenze è critica. Inoltre, le vibrazioni possono disturbare la configurazione e modificare il comportamento dei vermi. Assicurarsi di limitare la potenza, che viene utilizzato per ombra dell&#39;immagine. 2 mW per un fascio laser che è di 1 mm di diametro dovrebbe essere il massimo per evitare effetti di riscaldamento. L&#39;installazione dovrebbe essere testato per la dispersione effetti quando si utilizzano liquidi diversi dall&#39;acqua distillata. Attualmente la maggior parte microscopes operano su un piano orizzontale mediante luminosi o di colore bianco filtri, che sono ancora molto ampio nella gamma di lunghezza d&#39;onda. Microscopi che utilizzano veramente singole lunghezze d&#39;onda e hanno flessibilità nello scenario visualizzazione, cioè posizionamento orizzontale, di solito non è un vantaggio o l&#39;altro. Inoltre, questi tipi di microscopi sono solitamente molto costosi e ancora limitata ai piani focali differenza nostro metodo. La nostra impostazione può essere facilmente costruito con un budget estremamente basso. Questo metodo è pronto per essere utilizzato da scuole, aziende ambientali nonché altri soggetti che operano con risorse limitate. In futuro, questo metodo può essere usato in una configurazione molto sofisticato per studiare effetti in tempo reale su locomozione e mechanosensation di specie microscopiche. Questo metodo rende studi singola lunghezza d&#39;onda in una vasta gamma di angoli e profondità di visione facilmente disponibili.

Caenorhabditis elegans è un nematode terreno favorevole a vita libera che è un potente organismo modello per lo studio dei meccanismi di regolazione genica, sviluppo e più recentemente per la comprensione della biologia e del comportamento sensoriale. Pur avendo solo 302 neuroni, C. elegans sono capaci di modelli complessi locomotoria, comportamenti riproduttivi, la navigazione, la chemiotassi e molti altri comportamenti. C. elegans possiedono meccanocettori, chemiorecettori e persino di rilevare le lunghezze d&#39;onda di luce blu (Ward et al., 2008) 1. Mentre si sa molto circa i circuiti neurali della funzione sensomotoria e modelli locomotore generali in C. elegans, meno si sa circa le risposte a molteplici stimoli simultanei o condizioni ambientali più complessi di quanto può essere modellata sotto un microscopio. Alcuni studi hanno rivelato modelli locomotore più complessi che sono 2,3,4 altamente plastica. Il nostro approccio metodologico permetterà studi di nematodes in soluzione in tempo reale in cui possiamo facilmente fornire molteplici condizioni ambientali contemporaneamente. Questa domanda è difficile da affrontare utilizzando tecniche di imaging basata microscopio convenzionali. Abbiamo sviluppato una tecnica di imaging che ci permette di collocare nematodi all&#39;interno di una colonna d&#39;acqua di esaminare comportamenti locomotoria, nonché determinare le capacità di nematodi cambiare locomozione in risposta a differenti condizioni ambientali. Singola lunghezza d&#39;onda Ombra Imaging (SWSI) viene presentato in questo lavoro per la prima volta ad affrontare le carenze di microscopi tradizionali. Microscopi tradizionali sono limitati a osservare specie in un piano focale orizzontale pochi micron di profondità 5,6. Per quanto riguarda gli studi singola lunghezza d&#39;onda, la maggior parte dei microscopi tradizionali usano filtri colorati per filtrare la luce bianca molto ampia, in genere, 50-100 nm. Utilizzando un laser per SWSI restringe la selezione di lunghezza d&#39;onda inferiore a 1 nm mantenendo segnoificant intensità della luce 7. Analogamente, singole lunghezze d&#39;onda sono state utilizzate per misurare frequenze nuoto di C. elegans in tempo reale 8. Per la prima dimostrazione del nostro metodo, abbiamo monitorare la posizione orizzontale, x, e la posizione verticale, y, di una C. banche nuoto elegans in una colonna d&#39;acqua, per una distanza di circa un centimetro. In particolare, ci interessa il movimento verticale da gravità agisce anche in verticale. La pendenza di una misura lineare alla posizione verticale fornisce la velocità verticale, v y, del nematode mentre scende nella colonna d&#39;acqua: <img alt="Formula" fo:content-width="0.5in" src="/files/ftp_upload/51424/51424eq1.jpg" width="50" /> (1) Il quadratico medio dell&#39;errore (RMSE) 9 indica la qualità della forma e indica se la velocità di discesa è generalmente costante. Le velocità verticali sono poi mediati per each specie e vermi morti. L&#39;utilizzo di questi risultati, la resistenza, che l&#39;esperienza worm può essere stimato. Per la seconda dimostrazione del nostro metodo, abbiamo selezionato C. elegans che non scendono a velocità costante a differenza della maggior parte dei vermi osservati. I vermi selezionati sia girato e nuotato verso l&#39;alto o aleggiava per un po &#39;prima di continuare la discesa. Fisicamente, questo caso studio mostra che la spinta di un microrganismo nuoto può essere calcolato. Leggi di Newton dettano che un corpo che cambia indicazioni accelera, il che implica una forza netta, <img alt="Formula 1" fo:content-width="0.3in" src="/files/ftp_upload/51424/51424eq.jpg" width="25" /> , Agisce su quel corpo 10: <img alt="Formula 2" fo:content-width="0.7in" src="/files/ftp_upload/51424/51424eq2.jpg" width="70" /> (2) dove <img alt="p" fo:content-width="0.1in" src="/files/ftp_upload/51424/51424p.jpg" width="10" /> èla quantità di moto e t è il tempo. L&#39;accelerazione del verme è direttamente proporzionale alla forza che agisce sul verme poiché la massa del verme rimane costante. Come risultato, la forza netta verticale è: <img alt="Formula 3" fo:content-width=".8in" src="/files/ftp_upload/51424/51424eq3.jpg" width="70" /> (3) dove m è la massa di un verme e un y rappresenta l&#39;accelerazione verticale. La forza netta nella direzione verticale rappresenta la propulsione verme nella stessa direzione. La spinta totale può essere calcolato dalla componente orizzontale in considerazione.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" style="width:852px;" width="852">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:143px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:375px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Tunable Helium-Neon laser&#160;</td>
			<td>Research Electro-Optics</td>
			<td>30602</td>
			<td>Four wavelengths can be selected between 543 nm and 633 nm.</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">2 Front Surface Aluminum Mirrors</td>
			<td style="width:143px;">Thorlabs</td>
			<td>PF10-03-F01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">High Speed Exilim Camera</td>
			<td style="width:143px;">Casio</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Quartz Cuvette</td>
			<td style="width:143px;">Starna Cells</td>
			<td style="width:119px;">21/G/5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">LoggerPro (Software)</td>
			<td style="width:143px;">Vernier</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>http://www.vernier.com/products/software/lp/</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Mathematica 8</td>
			<td style="width:143px;">Wolfram</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>http://www.wolfram.com/</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">&#160;5x &#8211; 10x variable zoom Galilean beam expander</td>
			<td style="width:143px;">Thorlabs</td>
			<td>BE05-10-A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Plano-convex lens with a positive focal length of 75 mm</td>
			<td style="width:143px;">Thorlabs</td>
			<td style="width:119px;">LA1257</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

single wavelength shadow imaging of caenorhabditis elegans locomotion including force estimates

Questo studio dimostra una tecnica poco costoso e semplice che permette la misura di proprietà fisiche come posizione, velocità, accelerazione e forze coinvolte nel comportamento locomotorio di nematodi sospesi in una colonna di acqua in risposta a singole lunghezze d&#39;onda della luce. Dimostriamo come valutare la locomozione di un organismo microscopico utilizzando Lunghezza d&#39;onda singola ombra Imaging (SWSI) utilizzando due diversi esempi. Il primo esempio è uno studio sistematico e statisticamente valida della discesa media di C. elegans in una colonna d&#39;acqua. Per questo studio, abbiamo utilizzato vivi e morti di tipo selvatico C. elegans. Quando abbiamo confrontato la velocità e la direzione del nematode movimento attivo con la discesa passivo di vermi morti all&#39;interno del campo gravitazionale, questo studio ha mostrato alcuna differenza nella discesa volte. La discesa media è stata di 1,5 mm / sec ± 0.1 mm / sec per entrambi i vermi vivi e morti con 633 nm coerenteluce. Il secondo esempio è un caso di studio di selezione individuale C. elegans cambiare direzione durante la discesa in una colonna d&#39;acqua verticale. Accelerazione e forza vengono analizzati in questo esempio. Questo studio dimostra la portata di altre proprietà fisiche che possono essere valutati utilizzando SWSI durante la valutazione del comportamento utilizzando singole lunghezze d&#39;onda in un ambiente che non è accessibile con microscopi tradizionali. Utilizzando questa analisi abbiamo stimato un individuo nematode è in grado di spingere con una forza superiore a 28 nN. I nostri risultati indicano che i nematodi vivono esercitano 28 nN quando si gira, o muoversi contro il campo gravitazionale. I risultati suggeriscono inoltre che nematodi passivamente discendono in una colonna d&#39;acqua, ma possono resistere attivamente la forza di gravità principalmente dal senso di rotazione.

Discesa costante La prima indagine mostra alcuna differenza distinguibile nei tassi discendenti della C. elegans durante SWSI usando 633 nm. I tassi discendente sono risultati essere costante a 1,5 mm / sec ± 0.1 mm / sec sia per il vivo e il morto C. elegans. Un campione di 50 worm ha generato una variazione ragionevole del 7% sia per vivere e vermi morti. Non c&#39;è accelerazione agendo sulle viti senza fine poiché la velocità di discesa è costante, in modo che la forza di resistenza è uguale alla forza gravitazionale meno la forza di galleggiamento. Ciò implica che la densità del verme è leggermente più grande di quella dell&#39;acqua; tuttavia, per le stime sottostanti è ancora pratico supporre che la densità di un nematode è all&#39;incirca quella dell&#39;acqua. Modifica della Direzione La seconda indagine, un caso di studio, dimostra che i nematodi sono in grado di cambiare direzione e possono nuotare verso l&#39;alto controgravità. Due curve sono stati montati allo spostamento verticale del nematode modo che le seconde derivate di quelle curve potrebbero essere calettato grafico dell&#39;accelerazione in funzione del tempo (Figura 5). &#160; È consigliabile mantenere l&#39;ordine polinomiale più basso possibile, pur mantenendo una buona misura. Un polinomio inferiore indica meno variazione dell&#39;accelerazione nel tempo. I termini polinomiali di ordine superiore saranno trascurabili, e quindi inutile, se l&#39;ordine del polinomio è troppo alta. Questo verme decelera a una velocità costante di 0,110 millimetri / sec 2 ± 0,002 millimetri / sec 2, gira e accelera allo stesso tasso 0,110 millimetri / sec 2 ± 0,002 millimetri / sec 2 fino a poco dopo il punto di svolta. La C. elegans continua a muoversi verso l&#39;alto con un&#39;accelerazione diminuzione di 1,252-,00708 t in mm / sec 2 finché l&#39;accelerazione scende a zero. Tenendo presente Eq. 3, ed una massa verme stimato 3 e #956, g, il worm viene sottoposto ad una forza netta verticale, F Ny, di 0,33 pN fino a poco dopo il punto di svolta. Discesa: Ci sono tre tipi di forze che agiscono sul verme fino a quando il verme raggiunge il punto di svolta: la gravità, trascinare, galleggiabilità e di spinta (Figura 6a). La forza netta è uguale alla somma vettoriale delle tre forze. Qui consideriamo solo i componenti verticali: F Ny = F + F Dy Ty-F g + F B (4) dove F B è la forza di galleggiamento. F g è uguale in grandezza ma opposto in direzione della forza di galleggiamento supponendo che la densità del verme è quello dell&#39;acqua. Eq. 4 può essere scritta nel seguente modo: F Ny = F + F Dy Ty (5) F Ny rimane costante durante la discesa. Ciò implica cheF Dy + F Ty rimane costante fino a quando il nematode raggiunge il punto di svolta. F Dy è più grande nella parte superiore, che è l&#39;inizio del percorso, e si riduce gradualmente fino a zero la velocità è zero al punto svolta mentre F Ty deve aumentare per mantenere costante F Ny. Turnaround: Non c&#39;è forza di trascinamento in senso verticale alla svolta in quanto la velocità verticale pari a zero in quel punto. Le sole forze che agiscono nella direzione verticale sono gravità, - F g, galleggiabilità, F B e il verme spinta verticale, F Ty, come illustrato nella Figura 6b. A questo punto, la spinta della C. elegans possono essere determinate: F Ty = F Ny (6) La spinta in basso della traiettoria è quindi pari a circa 0,33 pN, che è circa 0,001% del peso del verme. Tenendoconto che il peso stimato, F g di C. elegans è 28 nn, Salita: Allo stesso modo, durante la salita, trascinare aumenta ma è puntato verso il basso (Figura 6c): F Ny =-F Dy + F Ty (7) La spinta implementato dal verme deve ora essere ancora più grande e uguale alla somma della forza di resistenza e il peso. Il worm sta rallentando dopo aver iniziato a nuotare in su. Per risalire alla stessa velocità come il verme discese, il verme dovrebbe esercitare una spinta verso l&#39;alto pari ad almeno due volte il suo peso. Librarsi Un esempio di un verme che rallenta la discesa per circa 3 sec è presentato in Figura 7. &#160; Un polinomio di 3 ° grado è una misura ragionevole per il percorso complessivo. Gli errori in accelerazione e velocità di questa misura sono inferiori al 15%. Il verme inizia con un significativo upward di spinta, rallenta e comincia a girare intorno a 68 sec; tuttavia, l&#39;accelerazione diminuisce continuamente verso l&#39;alto (Figura 8) &#160; fino a quando l&#39;accelerazione netta uguale a zero intorno 68,5 sec. Questo conduce infine a una netta accelerazione nella direzione verso il basso seguito da un altro punto della velocità zero (Figura 9) &#160; e il nematode inizia a scendere nuovamente a 69 sec. È interessante notare che l&#39;accelerazione verticale massima osservata in questo caso è di 2,7 mm / sec 2. L&#39;accelerazione nei punti di svolta sono 0,455 millimetri / sec 2 e - 0,455 millimetri / sec, rispettivamente, 2; circa quattro volte più grande che nel caso del nematode che gira e nuota. Uso Eq. 6, si può stimare che la spinta verso l&#39;alto è di circa 1,32 pN al primo punto di svolta. Al secondo punto di svolta, l&#39;accelerazione netto è negativo in modo che la spinta verso l&#39;alto è 1.32 pN. o: keep-together.within-page = &quot;always&quot;&gt; <img alt="Figura 1" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51424/51424fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51424/51424fig1.jpg" /> Figura 1. Impostazione sperimentale. Il laser, il fascio di espansione, l&#39;obiettivo e lo schermo sono essenziali per il setup sperimentale. Gli specchi di sterzo e fori possono essere omessi, ma farà l&#39;allineamento ottico meno stabile. <img alt="Figura 2" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51424/51424fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51424/51424fig2.jpg" /> Figura 2. Lunghezza d&#39;onda singola ombra Image (SWSI). Usando 2 mW di luce laser 543 nm l&#39;ombra di un worm viene proiettata su uno schermo. L&#39;immagine viene invertito in modo che il nematode sembra rientrare verso l&#39;alto. 424/51424fig3highres.jpg &quot;src =&quot; / files/ftp_upload/51424/51424fig3.jpg &quot;/&gt; Figura 3. Discesa verticale di un unico tipo selvatico C. elegans in una colonna d&#39;acqua. Questo nematode è stato pedinato da 633 nm luce coerente. La pendenza della regressione lineare indica una velocità di discesa di 1,09 mm / sec ± 0.01 mm / sec. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51424/51424fig3highres.jpg" target="_blank">Cliccare qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 4" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51424/51424fig4highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51424/51424fig4.jpg" /> Figura 4. Grafico spostamento di un singolo rialzo nuoto di tipo selvatico C. elegans. due attacchi scanalati tracciano il percorso complessivo del nematode. La derivata seconda della forma rivela l&#39;accelerazione. L&#39;accelerazione massima è facilmente desumibile da primo fit: 0,110 millimetri<html> / Sec 2 ± 0,002 millimetri / sec 2. Solo poche barre di errore vengono visualizzati in modo che i punti dati e la vestibilità rimangono visibili. Questo nematode è stato pedinato da 633 nm luce coerente. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51424/51424fig4highres.jpg" target="_blank">Cliccare qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 5" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51424/51424fig5highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51424/51424fig5.jpg" /> Grafico Figura 5 Accelerazione. Di un unico tipo selvatico C. elegans. Questo nematode mantiene una costante accelerazione verso l&#39;alto di 0,110 millimetri / sec 2 ± 0,002 millimetri / sec 2 inducendolo a rallentare e quindi spostare verso l&#39;alto. Poco dopo il punto di svolta l&#39;accelerazione diminuisce costantemente e l&#39;accelerazione netto diminuisce a zero.<html> g &quot;target =&quot; _blank &quot;&gt; Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura. <img alt="Figura 6" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51424/51424fig6highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51424/51424fig6.jpg" /> Diagrammi di Figura 6. Forza per discesa, punto e risalita. Galleggiabilità e la gravità di tornitura sono uguali in modulo e direzione opposta in modo che l&#39;effetto di tali forze si annullano a vicenda. Essi non sono quindi mostrati in questi diagrammi. (A) Il worm sta scendendo con il drag e la spinta verso l&#39;alto. (B) Il worm è al punto più basso della traiettoria senza resistenza. Spinta è rivolta verso l&#39;alto. (C) Il worm è crescente con il drag rivolto verso il basso mentre la spinta è rivolta verso l&#39;alto. &quot;Src =&quot; / files/ftp_upload/51424/51424fig7.jpg &quot;/&gt; Figura 7. Grafico spostamento del singolo nematode bilico. Il worm rallenta e comincia a girare intorno a circa 68 secondi, ma inizia a scendere intorno al 69 sec. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51424/51424fig7highres.jpg" target="_blank">Cliccare qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 8" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51424/51424fig8highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51424/51424fig8.jpg" /> .. Figura 8 grafico accelerazione di un singolo nematode bilico Questo worm inizia con un&#39;accelerazione verso l&#39;alto di 2,7 millimetri / sec 2, riduce a zero e, infine, ha una accelerazione verso il basso di -. 2,6 millimetri / sec 2 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51424/51424fig8highres.jpg" target="_blank">Cliccare qui per vedere un grande vers</a>ione di questa figura. <img alt="Figura 9" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51424/51424fig9highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51424/51424fig9.jpg" /> Figura 9. Grafico della velocità di un singolo nematode bilico. Questo worm si ferma a 68 sec e inizia a dirigersi verso l&#39;alto, rallenta e raggiunge la velocità zero nella direzione verticale a 69 sec seguita da una discesa. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51424/51424fig9highres.jpg" target="_blank">Cliccare qui per visualizzare un grande versione di questa figura.</a> <img alt="Tabella 1" fo:content-width="4in" fo:src="/files/ftp_upload/51424/51424table1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51424/51424table1.jpg" width="400" /> Tabella 1. Velocità media di discesa di N2 C. elegans. vivo 50 e 50 nematodi morti sono tracked durante la loro discesa. La velocità media per le discese è lo stesso per la vita e le vermi morti: 1,5 mm / sec ± 0.1 mm / sec.

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Single Wavelength Shadow Imaging of Caenorhabditis elegans Locomotion Including Force Estimates

La tecnica qui presentata misura il percorso di nuotare liberamente specie microscopiche con esposizione singola lunghezza d&#39;onda. C. elegans sono utilizzati per dimostrare l&#39;imaging ombra come un&#39;alternativa economica ai costosi microscopi. Questa tecnica può essere adattata per ospitare diversi orientamenti, ambienti e specie per misurare direzione, velocità, accelerazione e forze.

Singola lunghezza d&#39;onda Ombra Imaging di<em&gt; Caenorhabditis elegans</em&gt; Stime Locomotion compresa Forza

This study demonstrates an inexpensive and straightforward technique that allows the measurement of physical properties such as position, velocity, ...

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Single Wavelength Shadow Imaging of Caenorhabditis elegans Locomotion Including Force Estimates

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9.0K Views.  Vassar College.  La tecnica qui presentata misura il percorso di nuotare liberamente specie microscopiche con esposizione singola lunghezza d'onda. C. elegans sono utilizzati per dimostrare l'imaging ombra come un'alternativa economica ai costosi microscopi. Questa tecnica può essere adattata per ospitare diversi orientamenti, ambienti e specie per misurare direzione, velocità, accelerazione e forze. 

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Compact Quantum Dots for Single-molecule Imaging

Single-molecule imaging is an important tool for understanding the mechanisms of biomolecular function and for visualizing the spatial and temporal heterogeneity of molecular behaviors that underlie cellular biology 1-4. To image an individual molecule of interest, it is typically conjugated to a fluorescent tag (dye, protein, bead, or quantum dot) and observed with epifluorescence or total internal reflection fluorescence (TIRF) microscopy. While dyes and fluorescent proteins have been the mainstay of fluorescence imaging for decades, their fluorescence is unstable under high photon fluxes necessary to observe individual molecules, yielding only a few seconds of observation before complete loss of signal. Latex beads and dye-labeled beads provide improved signal stability but at the expense of drastically larger hydrodynamic size, which can deleteriously alter the diffusion and behavior of the molecule under study.
Quantum dots (QDs) offer a balance between these two problematic regimes. These nanoparticles are composed of semiconductor materials and can be engineered with a hydrodynamically compact size with exceptional resistance to photodegradation 5. Thus in recent years QDs have been instrumental in enabling long-term observation of complex macromolecular behavior on the single molecule level. However these particles have still been found to exhibit impaired diffusion in crowded molecular environments such as the cellular cytoplasm and the neuronal synaptic cleft, where their sizes are still too large 4,6,7.
Recently we have engineered the cores and surface coatings of QDs for minimized hydrodynamic size, while balancing offsets to colloidal stability, photostability, brightness, and nonspecific binding that have hindered the utility of compact QDs in the past 8,9. The goal of this article is to demonstrate the synthesis, modification, and characterization of these optimized nanocrystals, composed of an alloyed HgxCd1-xSe core coated with an insulating CdyZn1-yS shell, further coated with a multidentate polymer ligand modified with short polyethylene glycol (PEG) chains (Figure 1). Compared with conventional CdSe nanocrystals, HgxCd1-xSe alloys offer greater quantum yields of fluorescence, fluorescence at red and near-infrared wavelengths for enhanced signal-to-noise in cells, and excitation at non-cytotoxic visible wavelengths. Multidentate polymer coatings bind to the nanocrystal surface in a closed and flat conformation to minimize hydrodynamic size, and PEG neutralizes the surface charge to minimize nonspecific binding to cells and biomolecules. The end result is a brightly fluorescent nanocrystal with emission between 550-800 nm and a total hydrodynamic size near 12 nm. This is in the same size range as many soluble globular proteins in cells, and substantially smaller than conventional PEGylated QDs (25-35 nm).

We describe the preparation of colloidal quantum dots with minimized hydrodynamic size for single-molecule fluorescence imaging. Compared to conventional quantum dots, these nanoparticles are similar in size to globular proteins and are optimized for single-molecule brightness, stability against photodegradation, and resistance to nonspecific binding to proteins and cells.

Compact Quantum Dots per singola molecola Imaging

Single-molecule imaging is an important tool for  understanding the mechanisms of biomolecular function and for visualizing the  spatial and temporal ...

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Atomic Force Microscopy of Red-Light Photoreceptors Using PeakForce Quantitative Nanomechanical Property Mapping

Atomic force microscopy (AFM) uses a pyramidal tip attached to a cantilever to probe the force response of a surface. The deflections of the tip can be measured to ~10 pN by a laser and sectored detector, which can be converted to image topography. Amplitude modulation or &#8220;tapping mode&#8221; AFM involves the probe making intermittent contact with the surface while oscillating at its resonant frequency to produce an image. Used in conjunction with a fluid cell, tapping-mode AFM enables the imaging of biological macromolecules such as proteins in physiologically relevant conditions. Tapping-mode AFM requires manual tuning of the probe and frequent adjustments of a multitude of scanning parameters which can be challenging for inexperienced users. To obtain high-quality images, these adjustments are the most time consuming.
PeakForce Quantitative Nanomechanical Property Mapping (PF-QNM) produces an image by measuring a force response curve for every point of contact with the sample. With ScanAsyst software, PF-QNM can be automated. This software adjusts the set-point, drive frequency, scan rate, gains, and other important scanning parameters automatically for a given sample. Not only does this process protect both fragile probes and samples, it significantly reduces the time required to obtain high resolution images. PF-QNM is compatible for AFM imaging in fluid; therefore, it has extensive application for imaging biologically relevant materials.
The method presented in this paper describes the application of PF-QNM to obtain images of a bacterial red-light photoreceptor, RpBphP3 (P3), from photosynthetic R. palustris in its light-adapted state. Using this method, individual protein dimers of P3 and aggregates of dimers have been observed on a mica surface in the presence of an imaging buffer. With appropriate adjustments to surface and/or solution concentration, this method may be generally applied to other biologically relevant macromolecules and soft materials.

A method for investigating the structure of a protein photoreceptor using atomic force microscopy (AFM) is described in this paper. PeakForce Quantitative Nanomechanical Property Mapping (PF-QNM) reveals intact protein dimers on a mica surface.

Microscopia a forza atomica di Red-Light Fotorecettori Uso della mappatura PeakForce Quantitative nanomeccanico Proprietà

Atomic force microscopy (AFM) uses a pyramidal tip attached to a cantilever to probe the force response of a surface. The deflections of the tip can be ...

Preparation and Friction Force Microscopy Measurements of Immiscible, Opposing Polymer Brushes

Solvated polymer brushes are well known to lubricate high-pressure contacts, because they can sustain a positive normal load while maintaining low friction at the interface. Nevertheless, these systems can be sensitive to wear due to interdigitation of the opposing brushes. In a recent publication, we have shown via molecular dynamics simulations and atomic force microscopy experiments, that using an immiscible polymer brush system terminating the substrate and the slider surfaces, respectively, can eliminate such interdigitation. As a consequence, wear in the contacts is reduced. Moreover, the friction force is two orders of magnitude lower compared to traditional miscible polymer brush systems. This newly proposed system therefore holds great potential for application in industry. Here, the methodology to construct an immiscible polymer brush system of two different brushes each solvated by their own preferred solvent is presented. The procedure how to graft poly(N-isopropylacrylamide) (PNIPAM) from a flat surface and poly(methyl methacrylate) (PMMA) from an atomic force microscopy (AFM) colloidal probe is described. PNIPAM is solvated in water and PMMA in acetophenone. Via friction force AFM measurements, it is shown that the friction for this system is indeed reduced by two orders of magnitude compared to the miscible system of PMMA on PMMA solvated in acetophenone.

The methodology to perform friction force microscopy experiments for contacting brushes is presented: Two polymer brushes that are grafted from (a) substrates and (b) colloidal probes are slid to show that, by using two contacting immiscible brush systems, friction in sliding contacts is reduced compared to miscible brush systems.

Preparazione e attrito Forza Microscopia Misure di Immiscibile, Opposing Pennelli Polymer

Solvated polymer brushes are well known to lubricate high-pressure contacts, because they can sustain a positive normal load while maintaining low ...

Investigating Single Molecule Adhesion by Atomic Force Spectroscopy

Atomic force spectroscopy is an ideal tool to study molecules at surfaces and interfaces. An experimental protocol to couple a large variety of single molecules covalently onto an AFM tip is presented. At the same time the AFM tip is passivated to prevent unspecific interactions between the tip and the substrate, which is a prerequisite to study single molecules attached to the AFM tip. Analyses to determine the adhesion force, the adhesion length, and the free energy of these molecules on solid surfaces and bio-interfaces are shortly presented and external references for further reading are provided. Example molecules are the poly(amino acid) polytyrosine, the graft polymer PI-g-PS and the phospholipid POPE (1-palmitoyl-2-oleoyl-sn-glycero-3-phosphoethanolamine). These molecules are desorbed from different surfaces like CH3-SAMs, hydrogen terminated diamond and supported lipid bilayers under various solvent conditions. Finally, the advantages of force spectroscopic single molecule experiments are discussed including means to decide if truly a single molecule has been studied in the experiment.

A protocol to couple a large variety of single molecules covalently onto an AFM tip is presented. Procedures and examples to determine the adhesion force and free energy of these molecules on solid supports and bio-interfaces are provided.

Indagare singola molecola di adesione da Atomic Spectroscopy Forza

Atomic force spectroscopy is an ideal tool to study molecules at surfaces and interfaces. An experimental protocol to couple a large variety of single ...

Measurement of Scattering Nonlinearities from a Single Plasmonic Nanoparticle

Plasmonics, which are based on the collective oscillation of electrons due to light excitation, involve strongly enhanced local electric fields and thus have potential applications in nonlinear optics, which requires extraordinary optical intensity. One of the most studied nonlinearities in plasmonics is nonlinear absorption, including saturation and reverse saturation behaviors. Although scattering and absorption in nanoparticles are closely correlated by the Mie theory, there has been no report of nonlinearities in plasmonic scattering until very recently. 
Last year, not only saturation, but also reverse saturation of scattering in an isolated plasmonic particle was demonstrated for the first time. The results showed that saturable scattering exhibits clear wavelength dependence, which seems to be directly linked to the localized surface plasmon resonance (LSPR). Combined with the intensity-dependent measurements, the results suggest the possibility of a common mechanism underlying the nonlinear behaviors of scattering and absorption. These nonlinearities of scattering from a single gold nanosphere (GNS) are widely applicable, including in super-resolution microscopy and optical switches. 
In this paper, it is described in detail how to measure nonlinearity of scattering in a single GNP and how to employ the super-resolution technique to enhance the optical imaging resolution based on saturable scattering. This discovery features the first super-resolution microscopy based on nonlinear scattering, which is a novel non-bleaching contrast method that can achieve a resolution as low as l/8 and will potentially be useful in biomedicine and material studies.

Saturable and reverse saturable scattering were discovered in isolated plasmonic particles and adopted as a novel non-bleaching contrast method in super-resolution microscopy. Here the experimental procedures of detecting and extracting nonlinear scattering are explained in detail, as well as how to enhance resolution with the aid of saturated excitation microscopy.

Misura di Scattering non linearità da un nanoparticelle plasmoniche singolo

Plasmonics, which are based on the collective oscillation of electrons due to light excitation, involve strongly enhanced local electric fields and thus ...

Use of a Multi-compartment Dynamic Single Enzyme Phantom for Studies of Hyperpolarized Magnetic Resonance Agents

Imaging of hyperpolarized substrates by magnetic resonance shows great clinical promise for assessment of critical biochemical processes in real time. Due to fundamental constraints imposed by the hyperpolarized state, exotic imaging and reconstruction techniques are commonly used. A practical system for characterization of dynamic, multi-spectral imaging methods is critically needed. Such a system must reproducibly recapitulate the relevant chemical dynamics of normal and pathological tissues. The most widely utilized substrate to date is hyperpolarized [1-13C]-pyruvate for assessment of cancer metabolism. We describe an enzyme-based phantom system that mediates the conversion of pyruvate to lactate. The reaction is initiated by injection of the hyperpolarized agent into multiple chambers within the phantom, each of which contains varying concentrations of reagents that control the reaction rate. Multiple compartments are necessary to ensure that imaging sequences faithfully capture the spatial and metabolic heterogeneity of tissue. This system will aid the development and validation of advanced imaging strategies by providing chemical dynamics that are not available from conventional phantoms, as well as control and reproducibility that is not possible in vivo.

A multi-compartment dynamic phantom is used to simulate some biology of interest for metabolic studies using hyperpolarized magnet resonance agents.

L&#39;uso di un multi-comparto dinamico singolo enzima Phantom per gli Studi di hyperpolarized Risonanza Magnetica Agents

Imaging of hyperpolarized substrates by magnetic resonance shows great clinical promise for assessment of critical biochemical processes in real time. Due ...

Sub-nanometer Resolution Imaging with Amplitude-modulation Atomic Force Microscopy in Liquid

Atomic force microscopy (AFM) has become a well-established technique for nanoscale imaging of samples in air and in liquid. Recent studies have shown that when operated in amplitude-modulation (tapping) mode, atomic or molecular-level resolution images can be achieved over a wide range of soft and hard samples in liquid. In these situations, small oscillation amplitudes (SAM-AFM) enhance the resolution by exploiting the solvated liquid at the surface of the sample. Although the technique has been successfully applied across fields as diverse as materials science, biology and biophysics and surface chemistry, obtaining high-resolution images in liquid can still remain challenging for novice users. This is partly due to the large number of variables to control and optimize such as the choice of cantilever, the sample preparation, and the correct manipulation of the imaging parameters. Here, we present a protocol for achieving high-resolution images of hard and soft samples in fluid using SAM-AFM on a commercial instrument. Our goal is to provide a step-by-step practical guide to achieving high-resolution images, including the cleaning and preparation of the apparatus and the sample, the choice of cantilever and optimization of the imaging parameters. For each step, we explain the scientific rationale behind our choices to facilitate the adaptation of the methodology to every user's specific system.

We present a method for achieving sub-nanometer resolution images with amplitude-modulation (tapping mode) atomic force microscopy in liquid. The method is demonstrated on commercial atomic force microscopes. We explain the rationale behind our choices of parameters and suggest strategies for resolution optimization.

Sub-nanometrica Resolution Imaging con modulazione di ampiezza in microscopia a forza atomica in Liquid

Atomic force microscopy (AFM) has become a well-established technique for nanoscale imaging of samples in air and in liquid. Recent studies have shown ...

Measurement of Quantum Interference in a Silicon Ring Resonator Photon Source

Silicon photonic chips have the potential to realize complex integrated quantum information processing circuits, including photon sources, qubit manipulation, and integrated single-photon detectors. Here, we present the key aspects of preparing and testing a silicon photonic quantum chip with an integrated photon source and two-photon interferometer. The most important aspect of an integrated quantum circuit is minimizing loss so that all of the generated photons are detected with the highest possible fidelity. Here, we describe how to perform low-loss edge coupling by using an ultra-high numerical aperture fiber to closely match the mode of the silicon waveguides. By using an optimized fusion splicing recipe, the UHNA fiber is seamlessly interfaced with a standard single-mode fiber. This low-loss coupling allows the measurement of high-fidelity photon production in an integrated silicon ring resonator and the subsequent two-photon interference of the produced photons in a closely integrated Mach-Zehnder interferometer. This paper describes the essential procedures for the preparation and characterization of high-performance and scalable silicon quantum photonic circuits.

Silicon photonic chips have the potential to realize complex integrated quantum systems. Presented here is a method for preparing and testing a silicon photonic chip for quantum measurements.

Misura di interferenza quantistica in una fonte di silicio Anello Resonator Photon

Silicon photonic chips have the potential to realize complex integrated quantum information processing circuits, including photon sources, qubit ...

Fourier-Based Diffraction Analysis of Live Caenorhabditis elegans

This manuscript describes how to classify nematodes using temporal far-field diffraction signatures. A single C. elegans is suspended in a water column inside an optical cuvette. A 632 nm continuous wave HeNe laser is directed through the cuvette using front surface mirrors. A significant distance of at least 20-30 cm traveled after the light passes through the cuvette ensures a useful far-field (Fraunhofer) diffraction pattern. The diffraction pattern changes in real time as the nematode swims within the laser beam. The photodiode is placed off-center in the diffraction pattern. The voltage signal from the photodiode is observed in real time and recorded using a digital oscilloscope. This process is repeated for 139 wild type and 108 &#34;roller&#34; C. elegans. Wild type worms exhibit a rapid oscillation pattern in solution. The &#34;roller&#34; worms have a mutation in a key component of the cuticle that interferes with smooth locomotion. Time intervals that are not free of saturation and inactivity are discarded. It is practical to divide each average by its maximum to compare relative intensities. The signal for each worm is Fourier transformed so that the frequency pattern for each worm emerges. The signal for each type of worm is averaged. The averaged Fourier spectra for the wild type and the &#34;roller&#34; C. elegans are distinctly different and reveal that the dynamic worm shapes of the two different worm strains can be distinguished using Fourier analysis. The Fourier spectra of each worm strain match an approximate model using two different binary worm shapes that correspond to locomotory moments. The envelope of the averaged frequency distribution for actual and modeled worms confirms the model matches the data. This method can serve as a baseline for Fourier analysis for many microscopic species, as every microorganism will have its unique Fourier spectrum.

Fourier-Based Diffraction Analysis of Live Caenorhabditis elegans

This manuscript describes how to distinguish different nematodes using far-field diffraction signatures. We compare the locomotion of 139 wild type and 108 &#34;Roller&#34; C. elegans by averaging frequencies associated with the temporal Fraunhofer diffraction signature at a single location using a continuous wave laser.

Basato su Fourier analisi di diffrazione di Live Caenorhabditis elegans

This manuscript describes how to classify nematodes using temporal far-field diffraction signatures. A single C. elegans is suspended in a water column ...

Force-Clamp Rheometry for Characterizing Protein-based Hydrogels

Here, we describe a force-clamp rheometry method to characterize the biomechanical properties of protein-based hydrogels. This method uses an analog proportional-integral-derivative (PID) system to apply controlled-force protocols on cylindrical protein-based hydrogel samples, which are tethered between a linear voice-coil motor and a force transducer. During operation, the PID system adjusts the extension of the hydrogel sample to follow a predefined force protocol by minimizing the difference between the measured and set-point forces. This unique approach to protein-based hydrogels&#160;enables the tethering of extremely low-volume hydrogel samples (&#60; 5 &#181;L) with different protein concentrations. Under force-ramp protocols, where the applied stress increases and decreases linearly with time, the system enables the study of the elasticity and hysteresis behaviors associated with the (un)folding of proteins and the measurement of standard elastic and viscoelastic parameters. Under constant-force, where the force pulse has a step-like shape, the elastic response, due to the change in force, is decoupled from the viscoelastic response, which comes from protein domain unfolding and refolding. Due to its low-volume sample and versatility in applying various mechanical perturbations, force-clamp rheometry is optimized to investigate the mechanical response of proteins under force using a bulk approach.

A new force-clamp rheometry technique is used to investigate the mechanical properties of low-volume protein-based hydrogel samples tethered between a voice-coil motor and a force sensor. An analog proportional-integral-derivative (PID) system allows for the &#39;clamping&#39; of the force experienced to the desired protocol.

Reometria forza-morsetto per la caratterizzazione di idrogel a base di proteine

Here, we describe a force-clamp rheometry method to characterize the biomechanical properties of protein-based hydrogels. This method uses an analog ...