This work was supported by Interdisciplinary Centre for Clinical Research IZKF Aachen (junior research group to E.A.L.) within the faculty of Medicine at RWTH Aachen University. We are grateful Dr. Rusu and Ashley Christina Vourakis for critical review of the manuscript and Mrs. Roya Soltan for the professional help with immunohistochemistry staining.

NOTA: Gli esperimenti presentati in questo documento vengono eseguiti di conseguenza per il basso tedesco e alle linee guida europee per la cura degli animali. Gli animali vengono allevati nella struttura animali di Institute for Laboratory Animal Science, Universiy ospedale Aachen, in Germania, sotto la supervisione del Prof. Dr. R. Tolba e Dr. A. Teubner (animale assistente sociale). 1. Animal Care <ol><li> Tenere i topi in un reparto di terapia specializzata, assicurando un adeguato accesso al cibo e controllo veterinario specializzato e il trattamento. Se gli animali vengono spostati o acquistati all&#39;esterno, si prega di assicurare una settimana alloggio prima di subire la procedura. </li></ol> 2. intubazione <ol><li> Anestetizzare 8-10 settimane vecchio maschio C57BL / 6 topi wild-type, 25-27 g con iniezione intraperitoneale di 100 mg / kg di ketamina e 10 mg / kg xylazina. Monitorare il livello di anestesia da punta riflessi pizzico. Posizionare vet unguento sugli occhi per prevenire la secchezza durante la procedura. </li><li&gt; gestire la terapia del dolore con buprenophine 0,1 mg / kg di peso corporeo per via sottocutanea prima di iniziare la procedura chirurgica, seguendo le linee guida per la cura degli animali della vostra istituzione. </li><li> Assicurare il mantenimento delle condizioni di sterilità per evitare infezioni durante l&#39;intervento chirurgico, utilizzando materiali e strumenti sterili. </li><li> Posizionare il mouse anestetizzato in posizione supina su un tavolo operatorio riscaldato. Rimuovere i capelli da entrambi zona ventrale del collo e la metà sinistra del torace utilizzando un piccolo rasoio e disinfettare con alcool al 70% prima incisione. <ol><li> Eseguire una piccola incisione mediana di 0.5 cm usando forbici chirurgiche nel centro del collo. Sotto la pelle, passare attraverso i corpi grassi 2 con una pinza sterile curve e visualizzare la trachea sotto stereomicroscopio attraverso la trasparenza del muscolo copertura. </li></ol></li><li> Introdurre oralmente la cannula di intubazione nella trachea sotto vista utilizzando lo stereomicroscopio (Figura 1A). Distinguere la cannula metallica through il tessuto trasparente. E controllare, la posizione e la posizione durante l&#39;operazione in qualsiasi momento (Figura 1B). </li><li> Collegare la cannula al piccolo ventilatore animali e regolare le impostazioni di ventilazione secondo produce linee guida (volume corrente tra i 100-150 ml e una frequenza respiratoria tra 100-150 al minuto). </li></ol> 3. Myocardial Infarction induzione <ol><li> Eseguire una incisione cutanea meno di 0,5 centimetri nel bel mezzo di una linea tra xifoideo e axila sinistra. Utilizzare pinze per separare lo strato muscolare dalle costole sottostanti. </li><li> Eseguire una piccola incisione tra nervature utilizzando una piccola forbice fino alla cavità toracica è aperta 17. Per miocardico cronico, eseguire l&#39;incisione nel 5 ° spazio intercostale (Figura 1C) e / o per il modello di ischemia / riperfusione, nel 4 ° spazio intercostale (Figura 1D): per un numero più facile approccio dal basso TH 2 e la 3 ° </sup&gt; spazio intercostale, rispettivamente). </li><li> Posizionare i divaricatori nell&#39;incisione di aprire cavità toracica e di visualizzare il cuore. </li><li> Rimuovere con attenzione il pericardio per evitare eccessive processi fibrotici. </li><li> Visualizzare coronaria sinistra discendente (LAD) come una luce nave rosso intenso posizionato. Se il LAD non può essere visualizzato, prendere in considerazione alcuni punti di riferimento per aumentare la riproducibilità. <ol><li> Per il modello miocardico cronico, posizionare la legatura a metà del lato ventrale del cuore (tra il padiglione auricolare e apice), avendo come riferimento la vena come mostrato nella Figura 1C. Associare entrambi i rami dell&#39;arteria con 0/7 sutura di seta per ottenere un transmurale anteriore e posteriore del miocardio. Il colore grigio indica la posizione di legatura e può essere ripetuto se necessario (Figura 1C). </li><li> Per ischemia modello / riperfusione, posizionare la legatura sotto il padiglione auricolare, il corpo principale della LAD (Figura 1D). Il ligature si trova su un tubo in silicone per proteggere l&#39;integrità della nave. Il colore grigio indica l&#39;area infartuata e dovrebbe comparire in tutta cuore (Figura 1D). Posizionare suture temporali sulle costole durante il periodo di ischemia e bagnare con un impacco per evitare l&#39;essiccamento del tessuto. Dopo ischemia, rimuovere il tubo di silicone e tagliare la sutura con piccole forbici per visualizzare la riperfusione. </li></ol></li><li> Oltre ai anestetici e analgesici utilizzati all&#39;inizio del procedimento (passi 2.1 e 2.2), utilizzare 0,5% isoflurano durante l&#39;intervento per garantire il corretto comodità dell&#39;animale, o seguire le linee guida per la cura degli animali della vostra istituzione. </li></ol> 4. sutura e ripristino <ol><li> Eliminare l&#39;aria residua dal torace riempiendo con soluzione calda di sale isotonica. </li><li> Chiudere il torace con 3 suture 0/6 (come mostrato nella Figura 2A e 2B). Posizionare suture mediali ad un angolo di 90 °, per assicurare comeealed chiusura delle nervature, come mostrato nella Figura 2 (Figura 2A, B). </li><li> Chiudere lo strato muscolare con 2 punti di sutura (Figura 2C) e la pelle con 3-4 punti di sutura 0/6 (Figura 2D). Eseguire queste suture separatamente per ottenere una finestra adeguata per ulteriori misurazioni ecocardiografica. </li><li> Staccare la cannula di intubazione dal ventilatore e consentire respiro spontaneo. Per l&#39;identificazione, marcando il mouse utilizzando il sistema locale (chiedere al responsabile del benessere degli animali dal vostro istituto). </li><li> Adagiare il mouse sul lato sinistro sotto la lampada rossa fino a quando non si sveglia. Non lasciare un animale incustodito fino a quando non ha ripreso conoscenza sufficiente. Non consentire a un animale che è stato sottoposto a un intervento chirurgico per essere in compagnia di altri animali fino alla completa guarigione. </li><li> Gestire la terapia del dolore con buprenophine 0,1 mg / kg di peso corporeo, per via sottocutanea per i prossimi 3 giorni, seguendo le linee guida per la cura degli animali della vostra istituzione. </li&gt; </ol> 5. Analisi del Myocardial Infarction <ol><li> Monitorare regolarmente la funzione cardiaca mediante ecocardiografia (figura 3A): la frazione di eiezione, frazione di accorciamento, gittata cardiaca e le dimensioni del cuore. </li><li> Anestetizzare gli animali utilizzando iniezione intraperitoneale di 100 mg / kg ketamina e 10 mg / kg xilazina. Verificare il corretto anesthetization prima dell&#39;intervento dalla mancanza di riflessi. </li><li> Aprire la cavità toracica e accise cuore, ponendolo in soluzione sterile PBS lavaggio ampiamente il sangue residuo. </li><li> Se necessario, raccogliere il sangue direttamente dal cuore, evitando la lesione delle regioni infracted, o dopo la rimozione del cuore, dalla cavità toracica. </li><li> Dopo il lavaggio, si ferma il cuore in Diastola in soluzione KCl satura (sterile filtrato 3M KCl in PBS). Per l&#39;analisi istologica riparare il cuore in formalina al 10% e procedere con il punto 5.7. </li><li> Se necessario, misurare la vitalità della vetturacellule DIAC da Evans-Blue / Trifenil cloruro di tetrazolio (TTC) colorazione. Dopo aver ricostruito la legatura nel luogo iniziale, profumato cuore con 200 microlitri 1% Evans Blu Solution utilizzando una cannula aortica e congelare cuore in un sacchetto di plastica a -20 ° C, senza lavaggio. <ol><li> Dopo 2 ore, effettuare 5 scivoli trasversalmente con un bisturi tagliente e incubare per 10-15 min in soluzione TTC a 37 ° C, come descritto da fabbricati. Fissare i vetrini per 10 min in formalina al 10% e metterli tra i preparati microscopici per ulteriori analisi. </li><li> Incorporare il tessuto cardiaco in paraffina, posizionando il cuore sulla punta, effettuare trasversali sezionamento. Eseguire sezione seriale del 5 micron. Raccogliere le prime 20 sezioni e scartare il prossimo 300 micron. Continuare il protocollo sezione finché il livello della valvola mitrale è stato raggiunto (Figura 3A, B). Sezioni seriali, 400 micron a parte lungo tutto cuore sono raccolti e possono essere colorati fo l&#39;analisi qualitativa e quantitativa. </li></ol></li><li> Misurare le dimensioni del miocardio usando di Gomori one-step colorazione 6-8. </li><li> Analizzare l&#39;angiogenesi, il contenuto di collagene o di cellule infiammatorie reclutamento nella sezione seriale utilizzando solito colorazione immunohistological. </li></ol>

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	<li>Liehn, E. A., Postea, O., Curaj, A., Marx, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Repair+after+myocardial+infarction,+between+fantasy+and+reality:+the+role+of+chemokines.">Repair after myocardial infarction, between fantasy and reality: the role of chemokines.</a> J Am Coll Cardiol. 58 (23), 2357-2362 (2011).</li><li>Liehn, E. A., Radu, E., Schuh, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemokine+contribution+in+stem+cell+engraftment+into+the+infarcted+myocardium.">Chemokine contribution in stem cell engraftment into the infarcted myocardium.</a> Curr Stem Cell Res Ther. 8 (4), 278-283 (2013).</li><li>Alexander, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Repetitive+transplantation+of+different+cell+types+sequentially+improves+heart+function+after+infarction.">Repetitive transplantation of different cell types sequentially improves heart function after infarction.</a> J Cell Mol Med. 16 (7), 1640-1647 (2012).</li><li>Liehn, E. 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A., Koenen, R. R., Weber, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anti-inflammatory+therapeutic+approaches+to+reduce+acute+atherosclerotic+complications.">Anti-inflammatory therapeutic approaches to reduce acute atherosclerotic complications.</a> Curr Pharm Biotechnol. 13 (1), 37-45 (2012).</li><li>Liehn, E. A., Zernecke, A., Postea, O., Weber, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemokines:+inflammatory+mediators+of+atherosclerosis.">Chemokines: inflammatory mediators of atherosclerosis.</a> Arch Physiol Biochem. 112 (4-5), 229-238 (2006).</li><li>Kolk, M. V. 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N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cell-based+Therapy+for+Heart+Failure+in+Rat:+Double+Thoracotomy+for+Myocardial+Infarction+and+Epicardial+Implantation+of+Cells+and+Biomatrix.">Cell-based Therapy for Heart Failure in Rat: Double Thoracotomy for Myocardial Infarction and Epicardial Implantation of Cells and Biomatrix.</a> J. Vis. Exp. (91), e51390 (2014).</li><li>Xu, Z., Alloush, J., Beck, E., Weisleder, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Murine+Model+of+Myocardial+Ischemia-reperfusion+Injury+through+Ligation+of+the+Left+Anterior+Descending+Artery.">A Murine Model of Myocardial Ischemia-reperfusion Injury through Ligation of the Left Anterior Descending Artery.</a> J. Vis. Exp. (86), e51329 (2014).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Durante la procedura, ci sono alcuni punti critici da notare: la intubazione, la aprendo la cavità toracica e la legatura LAD. Il primo passo fondamentale è l&#39;intubazione dell&#39;animale prima experiements. Molti gruppi utilizzano un supporto verticale per il fissaggio del mouse e una sorgente di luce per inserire la cannula direttamente nella trachea. Questo metodo ha incertezza riguardo il corretto inserimento della cannula nella trachea ed è la più incline alla rottura dai novizi. Facendo una piccola incisione, la posizione della cannula può essere controllata durante l&#39;intera manovra, riducendo così il tasso di default. Inoltre, la tracheotomia viene superato, diminuendo così le complicazioni e riducendo il tempo di funzionamento. Il successivo passo critico è l&#39;apertura della cavità toracica. La sternotomia mediana rappresenta una manovra ad alto rischio di ritardare il recupero degli animali. L&#39;incisione laterale sinistra implicando il taglio di 2-3 nervature 15 </sup&gt;, porta a recupero carenti e aumento della mortalità. Abbiamo utilizzato nel modello piccolo, incisione discreta tra le costole che offrono un peso minimo. Gli animali recuperano molto rapidamente dopo l&#39;intervento chirurgico e non lo fanno i difetti presenti o guarigione disturbato. Lo spazio intercostale inferiore viene preso come punto di riferimento. Considerando questo, il corretto e differenziato accesso al luogo di legatura per cronica e ischemia / riperfusione modella, non solleva seri problemi. La legatura stesso rappresenta la fase più critica. La coronaria discendente sinistra è difficile da essere visualizzato, e spesso ha bisogno di essere vincolati senza vista. Pertanto, alcuni punti di riferimento anatomici sono segnalati per aiutare il chirurgo di eseguire la legatura corretta. Per il modello di infarto cronica, la legatura è collocato nel centro del lato ventrale del cuore, tra il padiglione auricolare e l&#39;apice, sopra la fine dei principali anterior vena (Figura 2B). L&#39;efficienza può essere Controriempito visualizzando l&#39;aspetto del colore grigio nelle zone colpite. Se l&#39;area infartuata appare anteriore e non include la parete posteriore, un nuovo sutura può essere posizionato alla sinistra del primo suture. La radice principale LAD è sempre visibile sotto il padiglione auricolare 18, e quindi non presenta gravi problemi nel rilevare questa parte. Tuttavia, il padiglione auricolare presenta il maggior rischio di sanguinamento e deve essere maneggiato con cura. La procedura è limitata dalla presenza di attrezzature adeguate. Il ventilatore e il sistema adeguato di anestesia per piccoli animali sono costosi e richiedono collegamenti al sistema gas e ventilazione del locale. Inoltre, una stretta sorveglianza degli animali è necessaria nella prima settimana dopo il procedimento per rilevare la possibile clinica. Per esaminare la funzione cardiaca durante l&#39;esperimento, sono tenuti ad alta risoluzione ultrasuoni, complesso perfusione sistema Langendorf, o piccoli intraventricolare misurazioni catetere, involving alti costi e ulteriori competenze. Considerando l&#39;infarto miocardico, non ci sono metodi alternativi di riprodurre la complessità degli eventi in vitro. A seconda del punto di interesse, ex vivo perfusione del cuore isolato nel sistema Langendorff fornisce informazioni sulla contrattilità, funzione cardiaca e vitalità miocardica in risposta a differenti stimoli o farmaci. Tuttavia, esclude tutte le interferenze dei componenti del sangue e del sistema immunitario, e non è indicato per-lunghi studi di rimodellamento e di guarigione dopo infarto miocardico. Dopo aver eseguito la procedura di infarto del miocardio, tutte le altre analisi funzionale può essere effettuata, come la misurazione della pressione intraventricolare, ultrasuoni (piccoli sistemi a ultrasuoni animale) o cuore isolato Langendorff-perfusione. Inoltre, tutte le analisi biologiche e molecolari può essere effettuata per identificare le cellule, proteine, mRNA, microRNA, genes o altri biomarker, che possono essere utilizzati come bersagli terapeutici per sviluppare nuove strategie di trattamento per infarto del miocardio.

L&#39;infarto miocardico è una delle principali cause di morte nei paesi industrializzati. Nonostante innegabili progressi di approcci diagnostici e terapeutici, le malattie cardiovascolari sono ancora la principale causa di mortalità. Data la speranza di vita migliore e rischi connessi con la vita, un continuo aumento dell&#39;incidenza di malattie cardiovascolari è prevista per il futuro. Pertanto, vi è una forte necessità di stabilire e validare nuovi approcci per il trattamento delle malattie cardiovascolari. Le informazioni di studi sull&#39;uomo soffrono suoi limiti, questi studi sono generalmente sufficienti per spiegare e comprendere i meccanismi a livello molecolare, essendo in grado di fornire soluzioni a questi problemi di salute. Inoltre, la ricerca di base è stato limitato a causa della complessità e difficoltà di riprodurre i meccanismi di malattie cardiovascolari in laboratorio. Pertanto, per aumentare la nostra conoscenza sulla fisiopatologia di cardiomalattie vascolari, è essenziale per convalidare modelli animali 1,2. Tuttavia, per identificare tutte le cascate di eventi molecolari coinvolti nella guarigione dopo infarto miocardico, analisi a differenti tempi è necessaria, causando un gran numero di animali esperimenti. Esperimenti di infarto del miocardio sono spesso eseguiti utilizzando modelli animali. Indurre infarto miocardico nei piccoli animali 3-11 è il modello più adatto ed efficiente impiegato per indagare gli eventi cellulari e molecolari di modelli animali di grandi dimensioni. Inoltre, nessuna altra specie presenta la disponibilità di transgenici o knockout ceppi come mouse a 12. Questi modelli di topo sono molto utili in altre malattie, tra cui patologie cardiovascolari (come l&#39;aterosclerosi, in stent restenosi) 13,14. Inoltre, il periodo di bassa gravidanza e l&#39;elevato numero di progenie qualificano modelli murini come sistema più attraente per lo studio dei meccanismi molecolari di INFA miocardicarction 12. Tuttavia, la dimensione del cuore nei topi aspetta elevata precisione di manipolazione durante microchirurgia. Insegnare tale personale qualificato e specializzato di chirurgia è in termini di tempo e di processo ad alta intensità di lavoro. Pertanto, noi qui presentiamo una procedura di microchirurgia dettagliata, compresi suggerimenti e trucchi per guidare i collaboratori anche con qualifiche medie, come studenti o ai tecnici di eseguire il complesso modello di infarto miocardico nei topi. Inizialmente, l&#39;intubazione viene eseguita mediante una cannula corta senza utilizzare la tracheotomia. L&#39;incisione toracica si trova nella zona intercostali, evitando lesioni di nervature o / e il tessuto circostante. Questo sotto-fase è molto importante per assicurare un veloce recupero e guarigione 15. La legatura è fatta differenziale per i modelli di ischemia cronica e ischemia / riperfusione, per un elevato tasso di sopravvivenza, pur mantenendo una dimensione significativa infarto. La nostra esperienza mostra that con sutura di seta assicura una riproducibilità più elevato rispetto a crio-lesioni 16. In conclusione, il metodo qui descritto è applicabile sia ischemia cronica e modelli di ischemia / riperfusione in piccoli animali. I trucchi e suggerimenti presentati in questo procedimento hanno lo scopo di consentire al personale in possesso della qualifica anche basso o medio da applicare in piccoli modelli animali.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="573">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Name of Reagent/ Equipment</td>
			<td style="width:71px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:167px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Stereomicroscope</td>
			<td style="width:71px;">Olympus</td>
			<td style="width:119px;">SZ/X9</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">Mouse ventilator</td>
			<td style="width:71px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:119px;">730043</td>
			<td style="width:167px;">Model Minient 845</td>
		</tr>
		<tr height="126">
			<td height="126" style="height:126px;width:216px;">Dual Anesthesia System (Tabletop Version)</td>
			<td style="width:71px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;">Selfcontained isofluranebased anesthesia unit for use on lab tables, with a compact 8&#34; x 11&#34; footprint.&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">Intubation cannula</td>
			<td style="width:71px;">Harvard Apparatus</td>
			<td style="width:119px;">732737</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Forceps</td>
			<td style="width:71px;">FST, Germany</td>
			<td style="width:119px;">9119700</td>
			<td style="width:167px;">standard tip curved 0.17 mm x 0.1 mm</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Scissors</td>
			<td style="width:71px;">FST, Germany</td>
			<td style="width:119px;">9146011</td>
			<td style="width:167px;">straight</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Vannas scissor</td>
			<td style="width:71px;">Aesculap, Germany</td>
			<td style="width:119px;">OC 498 R</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Retractors</td>
			<td style="width:71px;">FST, Germany</td>
			<td>1820010</td>
			<td>2.5mm wide</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Retractors</td>
			<td style="width:71px;">FST, Germany</td>
			<td>1820011</td>
			<td>5mm wide</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Wire handles</td>
			<td style="width:71px;">FST, Germany</td>
			<td>1820005</td>
			<td>&#160;10cm</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Wire handles</td>
			<td style="width:71px;">FST, Germany</td>
			<td>1820006</td>
			<td>&#160;14cm</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Ketamine 10%</td>
			<td style="width:71px;">CEVA, Germany</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Xylazine 2%</td>
			<td style="width:71px;">Medistar, Germany</td>
			<td style="width:119px;"></td>
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		</tr>
		<tr height="42">
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		</tr>
		<tr height="21">
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			<td rowspan="3" style="width:71px;">IFK Isofluor, Germany</td>
			<td rowspan="3" style="width:119px;">custommade&#160; product</td>
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		</tr>
		<tr height="42">
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		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:167px;">polytetrafluorethylene catheter</td>
		</tr>
		<tr height="84">
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			<td style="width:71px;">ETHICON</td>
			<td style="width:119px;">8707H</td>
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		</tr>
		<tr height="21">
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			<td style="width:71px;">Seraflex</td>
			<td style="width:119px;">IC 1005171Z</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Ultrasound&#160;</td>
			<td style="width:71px;">Vevo, Canada</td>
			<td style="width:119px;">770 Vevo</td>
			<td style="width:167px;"></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

minimal invasive surgical procedure of inducing myocardial infarction in mice

Infarto del miocardio rimane ancora la principale causa di morte nei paesi occidentali, nonostante i notevoli progressi nel settore dello sviluppo dello stent negli ultimi decenni. Per chiarimento dei meccanismi alla base e lo sviluppo di nuove strategie terapeutiche, la disponibilità di modelli animali validi sono obbligatori. Dal momento che abbiamo bisogno di nuove intuizioni in meccanismi patogenetici delle malattie cardiovascolari sotto le condizioni in vivo per combattere l&#39;infarto del miocardio, la validità del modello animale è un aspetto cruciale. Tuttavia, la protezione degli animali sono molto rilevante in questo contesto. Pertanto, stabiliamo un modello mini-invasiva e semplice di infarto miocardico nei topi, che garantisce una riproducibilità elevata e il tasso di sopravvivenza degli animali. Così, questo modello soddisfa i requisiti del principio 3R (Replacement, miglioramento e riduzione) per gli esperimenti sugli animali e garantire le informazioni scientifiche necessarie per l&#39;ulteriore sviluppo di strategie terapeutiche per cardiovmalattie ascular.

La procedura di infarto miocardico si verifica entro 25-30 minuti e mostra un tasso di mortalità del 10%. Dopo l&#39;intervento chirurgico, i topi recuperare da anestesia entro il prossimo 15 min. Nessun danno fisico è stato osservato al mouse operato. Tuttavia, vi è un elevato rischio di rottura cuore una settimana dopo infarto miocardico post-cronica, se i processi di riparazione sono disturbati durante la fase infiammatoria. Poiché cuore è in grado di modificare significativamente le dimensioni durante il pompaggio, è importante che tutti i cuori ottenuti da arrestare nella stessa posizione, ad esempio in Diastola. Ciò può essere ottenuto mediante perfusione del cuore con soluzione KCl satura. Aumento blocchi concentrazione extracellulare K + pompe ioniche, diminuisce il potenziale di membrana delle cellule cardiache, causando un arresto diastolico dell&#39;attività cardiaca. L&#39;area del miocardio può essere visto in analisi ad ultrasuoni (Figura 3A, pannello inferiore). In confronto amiocardio normale, regioni ischemiche apparire sottile e ipocinetico (figura 3A, pannello superiore). A seconda del modello utilizzato, la dimensione del miocardio sarà diverso. Il modello di infarto cronica induce circolare, infarto transmurale dell&#39;apice (figura 3B), mentre l&#39;ischemia / riperfusione induce un sottile, mezza parete e per tutta cuore (Figura 3C). Ci sono molti metodi per determinare le dimensioni del miocardio. Se l&#39;obiettivo è quello di analizzare l&#39;effetto diretto sulla vitalità cardiaca, un Evans-Blue / TTC colorazione 18 è indicato da eseguire almeno 2 ore dopo la riperfusione, per essere in grado di vedere eventuali cambiamenti nel miocardio. Le sezioni possono essere analizzati immediatamente (figura 3B, pannello centrale) dopo colorazione o possono essere mantenuti fra vetrini in formalina per 2-3 giorni (Figura 3C, pannello centrale). L&#39;area blu rappresenta il miocardio sano, non affetti da ischemia. La zona rossa rappresenta il miocardio vitale all&#39;interno the area ischemica (miocardio rischio), e l&#39;area bianca rappresenta il tessuto morto. Solitamente, la dimensione infarto è espressa come percentuale della zona a rischio. La cicatrice maturo risultante dopo processi di rimodellamento può essere facilmente misurato con immunohistolgy utilizzando uno-fase di colorazione di Gomori. Aree blu-tinto infartuati e rosse macchiate sani ventricolari (Figura 3B e C, i pannelli di destra) sono determinati nella prima sezione di ciascun livello fino alla valvola mitrale. Per evitare la variazione dovuta al legame LAD a diversi livelli, l&#39;infarto da ogni sezione è considerata ed espresso come percentuale del volume totale del ventricolo sinistro. Un volume infarto del 15-20% nel modello infarto cronica e del 10-15% dopo modello ischemia / riperfusione può essere raggiunto. Inoltre, il modello di infarto cronico induce una dilatazione accentuato, non osservate nel modello ischemico / riperfusione (Figura 3B e C righPannello t). Procedure di colorazione convenzionali possono essere utilizzati, come ad esempio: la colorazione CD31 utilizzato per rivelare la angiogenesi (rosso, figura 4A) o liscio colorazione actina del muscolo per determinare miofibroblasti (verde, figura 4B). Doppia colorazione in fluorescenza può essere applicato anche per identificare differenti molecole bersaglio nella zona infarto, poiché l&#39;assenza di cardiomiociti fornisce alcuna auto-immunofluorescenza (Figura 4C). <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/52197/52197fig1.jpg" /> Figura 1: Incisione mediale ed inserimento della cannula del intubazione (A). La visualizzazione stereomicroscopio della cannula metallica attraverso la trasparenza del tessuto (B). Gli anelli tracheali (frecce blu) e la cannula (freccia nera) sono evidenziate. L&#39;incisione intercostali per il mo infarto cronicodel e la legatura di LAD (C). La legatura si trova al centro del cuore (tra il padiglione auricolare e apice, nero pannello inferiore), prendendo come riferimento la fine della vena (schematica in blu, pannello inferiore). Entrambi i rami dell&#39;arteria devono essere vincolati (rosso a pannello inferiore). Il colore grigio indica dell&#39;area infartuata e appare nella mezza parte inferiore del cuore (riquadro in basso a destra). La legatura per il modello di ischemia / riperfusione è fatto sotto il padiglione auricolare, legando il corpo principale della LAD (rosso pannello inferiore) su un tubo di silicone (destra) (D). Il colore grigio indica l&#39;area d&#39;infarto, che è presente su tutto il cuore (pannello in basso a destra). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52197/52197fig1large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/52197/52197fig2.jpg" /> Figura 2: </strong&gt; Le guarnizioni sutura nervature l&#39;incisione toracica se le suture mediali sono posizionati a un angolo di 90 ° in entrambe cronica (A) e ischemia / riperfusione modello (B, pannello di sinistra). immagini in vivo di nervature di sutura (C, pannello di sinistra ), la sutura dei muscoli (C, pannello centrale) e suturare la pelle (C, pannello di destra). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52197/52197fig2large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/52197/52197fig3.jpg" /> Figura 3: immagini ecocardiografiche. Immagini di normale (A, pannello superiore) e aree infartuati (A, pannello inferiore), vengono acquisiti in asse lungo (, pannelli longitudinali sinistra) o in asse corto (trasversale, pannelli di destra) .. miocardio indotta da legatura cronica(B) e da una ischemia hr seguita da riperfusione (C). Evans blu / TTC colorazione permette di identificare perfuso (blu) / zone non perfuso nonché il vitali (rosso) / morti (bianco) miocardio (B, C, pannelli centrali). Di uno stadio di colorazione di Gomori permette l&#39;individuazione delle aree infartuati (blu), e li differenzia dalle normali regioni (rosso) (B, C, pannelli di destra). <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52197/52197fig3large.jpg" target="_blank">Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/52197/52197fig4.jpg" /> Figura 4: differenti colorazioni possono essere eseguite nella zona d&#39;infarto, come descritto al CD31 neo-angiogenesi (A, rosso, frecce semplici), o actina muscolo liscio per miofibroblasti (B, green, frecce semplici), così come doppia colorazione (C, CD31-rosso / actina-verde del muscolo liscio), contrastate con DAPI per nuclei (blu). Miofibroblasti possono essere differenziati facilmente da cellule muscolari lisce da piccoli o grandi arterie, che sono sempre accompagnati da uno strato endoteliale (C, frecce). Doppie frecce puntano il eritrociti autofluorescenza. Scala bar 50 micron.

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Minimal Invasive Surgical Procedure of Inducing Myocardial Infarction in Mice

A highly reproducible model for myocardial infarction in mice with minimal invasive manipulations is described. The model can be easily performed, resulting in a high reproducibility and survival rate. Thus, the described model will reduce the number of required animals as requested by the 3R principle (Replacement, Refinement and Reduction).

Minimal procedura chirurgica invasiva di indurre infarto miocardico nei topi

Myocardial infarction still remains the main cause of death in western countries, despite considerable progress in the stent development area in the last ...

minimal-invasive-surgical-procedure-inducing-myocardial-infarction

Research

JoVE Journal

Medicine

27.1K Views.  RWTH Aachen University, Germany. A highly reproducible model for myocardial infarction in mice with minimal invasive manipulations is described. The model can be easily performed, resulting in a high reproducibility and survival rate. Thus, the described model will reduce the number of required animals as requested by the 3R principle (Replacement, Refinement and Reduction).

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Acute Myocardial Infarction in Rats

With heart failure leading the cause of death in the USA (Hunt), biomedical research is fundamental to advance medical treatments for cardiovascular diseases. Animal models that mimic human cardiac disease, such as myocardial infarction (MI) and ischemia-reperfusion (IR) that induces heart failure as well as pressure-overload (transverse aortic constriction) that induces cardiac hypertrophy and heart failure (Goldman and Tarnavski), are useful models to study cardiovascular disease. In particular, myocardial ischemia (MI) is a leading cause for cardiovascular morbidity and mortality despite controlling certain risk factors such as arteriosclerosis and treatments via surgical intervention (Thygesen). Furthermore, an acute loss of the myocardium following myocardial ischemia (MI) results in increased loading conditions that induces ventricular remodeling of the infarcted border zone and the remote non-infarcted myocardium. Myocyte apoptosis, necrosis and the resultant increased hemodynamic load activate multiple biochemical intracellular signaling that initiates LV dilatation, hypertrophy, ventricular shape distortion, and collagen scar formation. This pathological remodeling and failure to normalize the increased wall stresses results in progressive dilatation, recruitment of the border zone myocardium into the scar, and eventually deterioration in myocardial contractile function (i.e. heart failure). The progression of LV dysfunction and heart failure in rats is similar to that observed in patients who sustain a large myocardial infarction, survive and subsequently develops heart failure (Goldman). The acute myocardial infarction (AMI) model in rats has been used to mimic human cardiovascular disease; specifically used to study cardiac signaling mechanisms associated with heart failure as well as to assess the contribution of therapeutic strategies for the treatment of heart failure. The method described in this report is the rat model of acute myocardial infarction (AMI). This model is also referred to as an acute ischemic cardiomyopathy or ischemia followed by reperfusion (IR); which is induced by an acute 30-minute period of ischemia by ligation of the left anterior descending artery (LAD) followed by reperfusion of the tissue by releasing the LAD ligation (Vasilyev and McConnell). This protocol will focus on assessment of the infarct size and the area-at-risk (AAR) by Evan's blue dye and triphenyl tetrazolium chloride (TTC) following 4-hours of reperfusion; additional comments toward the evaluation of cardiac function and remodeling by modifying the duration of reperfusion, is also presented. Overall, this AMI rat animal model is useful for studying the consequence of a myocardial infarction on cardiac pathophysiological and physiological function.

The rat model of acute myocardial infarction (AMI) is useful to study the consequence of a MI on cardiac pathophysiological and physiological function.

Infarto acuto del miocardio in topi

With heart failure leading the cause of death in the USA (Hunt), biomedical research is fundamental to advance medical treatments for cardiovascular ...

Ricerca

Medicina

Induction of Myocardial Infarction in Adult Zebrafish Using Cryoinjury

The mammalian heart is incapable of significant regeneration following an acute injury such as myocardial infarction1. By contrast, urodele amphibians and teleost fish retain a remarkable capacity for cardiac regeneration with little or no scarring throughout life2,3. It is not known why only some non-mammalian vertebrates can recreate a complete organ from remnant tissues4,5. To understand the molecular and cellular differences between regenerative responses in different species, we need to use similar approaches for inducing acute injuries.
In mammals, the most frequently used model to study cardiac repair has been acute ischemia after a ligation of the coronary artery or tissue destruction after cryoinjury6,7. The cardiac regeneration in newts and zebrafish has been predominantly studied after a partial resection of the ventricular apex2,3. Recently, several groups have established the cryoinjury technique in adult zebrafish8-10. This method has a great potential because it allows a comparative discussion of the results obtained from the mammalian and non-mammalian species.
Here, we present a method to induce a reproducible disc-shaped infarct of the zebrafish ventricle by cryoinjury. This injury model is based on rapid freezing-thawing tissue, which results in massive cell death of about 20% of cardiomyocytes of the ventricular wall. First, a small incision was made through the chest with iridectomy scissors to access the heart. The ventricular wall was directly frozen by applying for 23-25 seconds a stainless steel cryoprobe precooled in liquid nitrogen. To stop the freezing of the heart, fish water at room temperature was dropped on the tip of the cryoprobe. The procedure is well tolerated by animals, with a survival rate of 95%.
To characterize the regenerative process, the hearts were collected and fixed at different days after cryoinjury. Subsequently, the specimen were embedded for cryosectioning. The slides with sections were processed for histological analysis, in situ hybridization and immunofluorescence. This undertaking enhances our understanding of the factors that are required for the regenerative plasticity in the zebrafish, and provide new insights into the machinery of cardiac regeneration. A conceptual and molecular understanding of heart regeneration in zebrafish will impact both developmental biology and regenerative medicine.

Zebrafish represents a valuable model to study the mechanisms of heart regeneration in vertebrates. Here, we present a protocol for induction of a heart infarct in adult zebrafish using cryoinjury. This method results in massive cell death within 20% of the ventricular wall, similar to that observed in mammalian infarcts.

L&#39;induzione di infarto miocardico in Zebrafish adulti usando Cryoinjury

The mammalian heart is incapable of significant regeneration following an acute injury such as myocardial infarction1. By contrast, urodele amphibians and ...

MRI and PET in Mouse Models of Myocardial Infarction

Myocardial infarction is one of the leading causes of death in the Western world. The similarity of the mouse heart to the human heart has made it an ideal model for testing novel therapeutic strategies.
In vivo magnetic resonance imaging (MRI) gives excellent views of the heart noninvasively with clear anatomical detail, which can be used for accurate functional assessment. Contrast agents can provide basic measures of tissue viability but these are nonspecific. Positron emission tomography (PET) is a complementary technique that is highly specific for molecular imaging, but lacks the anatomical detail of MRI. Used together, these techniques offer a sensitive, specific and quantitative tool for the assessment of the heart in disease and recovery following treatment.
In this paper we explain how these methods are carried out in mouse models of acute myocardial infarction. The procedures described here were designed for the assessment of putative protective drug treatments. We used MRI to measure systolic function and infarct size with late gadolinium enhancement, and PET with fluorodeoxyglucose (FDG) to assess metabolic function in the infarcted region. The paper focuses on practical aspects such as slice planning, accurate gating, drug delivery, segmentation of images, and multimodal coregistration. The methods presented here achieve good repeatability and accuracy maintaining a high throughput.

We describe how to perform MRI and PET imaging of the mouse heart. The protocol is tailored to assess treatment efficacy in models of myocardial infarction and heart failure.

Myocardial infarction is one of the leading causes of death in the Western world. The similarity of the mouse heart to the human heart has made it an ...

Myocardial Infarction and Functional Outcome Assessment in Pigs

Introduction of newly discovered cardiovascular therapeutics into first-in-man trials depends on a strictly regulated ethical and legal roadmap. One important prerequisite is a good understanding of all safety and efficacy aspects obtained in a large animal model that validly reflect the human scenario of myocardial infarction (MI). Pigs are widely used in this regard since their cardiac size, hemodynamics, and coronary anatomy are close to that of humans. Here, we present an effective protocol for using the porcine MI model using a closed-chest coronary balloon occlusion of the left anterior descending artery (LAD), followed by reperfusion. This approach is based on 90 min of myocardial ischemia, inducing large left ventricle infarction of the anterior, septal and inferoseptal walls. Furthermore, we present protocols for various measures of outcome that provide a wide range of information on the heart, such as cardiac systolic and diastolic function, hemodynamics, coronary flow velocity, microvascular resistance, and infarct size. This protocol can be easily tailored to meet study specific requirements for the validation of novel cardioregenerative biologics at different stages (i.e. directly after the acute ischemic insult, in the subacute setting or even in the chronic MI once scar formation has been completed). This model therefore provides a useful translational tool to study MI, subsequent adverse remodeling, and the potential of novel cardioregenerative agents.

This protocol describes the porcine myocardial infarction (MI) model using a 90 min closed-chest coronary balloon occlusion of the left anterior descending artery (LAD), followed by reperfusion. Furthermore, the protocol for several outcome parameters, such as cardiac function, hemodynamics, microvascular resistance, and infarct size, are also presented.

Infarto miocardico e funzionale Outcome Assessment in Pigs

Introduction of newly discovered cardiovascular therapeutics into first-in-man trials depends on a strictly regulated ethical and legal roadmap. One ...

Primary Outcome Assessment in a Pig Model of Acute Myocardial Infarction

Mortality after acute myocardial infarction remains substantial and is associated with significant morbidity, like heart failure. Novel therapeutics are therefore required to confine cardiac damage, promote survival and reduce the disease burden of heart failure. Large animal experiments are an essential part in the translational process from experimental to clinical therapies. To optimize clinical translation, robust and representative outcome measures are mandatory. The present manuscript aims to address this need by describing the assessment of three clinically relevant outcome modalities in a pig acute myocardial infarction (AMI) model: infarct size in relation to area at risk (IS/AAR) staining, 3-dimensional transesophageal echocardiography (TEE) and admittance-based pressure-volume (PV) loops. Infarct size is the main determinant driving the transition from AMI to heart failure and can be quantified by IS/AAR staining. Echocardiography is a reliable and robust tool in the assessment of global and regional cardiac function in clinical cardiology. Here, a method for three-dimensional transesophageal echocardiography (3D-TEE) in pigs is provided. Extensive insight into cardiac performance can be obtained by admittance-based pressure-volume (PV) loops, including intrinsic parameters of myocardial function that are pre- and afterload independent. Combined with a clinically feasible experimental study protocol, these outcome measures provide researchers with essential information to determine whether novel therapeutic strategies could yield promising targets for future testing in clinical studies.

Reliable and accurate outcome assessment is the key for translation of preclinical therapies into clinical treatment. The current paper describes how to assess three clinically relevant primary outcome parameters of cardiac performance and damage in a pig acute myocardial infarction model.

La valutazione dell&#39;outcome primario in un modello suino di infarto miocardico acuto

Mortality after acute myocardial infarction remains substantial and is associated with significant morbidity, like heart failure. Novel therapeutics are ...

Myocardial Infarction in Neonatal Mice, A Model of Cardiac Regeneration

Myocardial infarction induced by coronary artery ligation has been used in many animal models as a tool to study the mechanisms of cardiac repair and regeneration, and to define new targets for therapeutics. For decades, models of complete heart regeneration existed in amphibians and fish, but a mammalian counterpart was not available. The recent discovery of a postnatal window during which mice possess regenerative capabilities has led to the establishment of a mammalian model of cardiac regeneration. A surgical model of mammalian cardiac regeneration in the neonatal mouse is presented herein. Briefly, postnatal day 1 (P1) mice are anesthetized by isoflurane and placed on an ice pad to induce hypothermia. After the chest is opened, and the left anterior descending coronary artery (LAD) is visualized, a suture is placed around the LAD to inflict myocardial ischemia in the left ventricle. The surgical procedure takes 10-15 min. Visualizing the coronary artery is crucial for accurate suture placement and reproducibility. Myocardial infarction and cardiac dysfunction are confirmed by triphenyl-tetrazolium chloride (TTC) staining and echocardiography, respectively. Complete regeneration 21 days post myocardial infarction is verified by histology. This protocol can be used to as a tool to elucidate mechanisms of mammalian cardiac regeneration after myocardial infarction.

This protocol describes a highly reproducible model of cardiac regeneration by surgical induction of myocardial infarction in the left ventricle of postnatal day 1 mice. The method involves induction of hypothermic anesthesia and ligation of the left anterior descending coronary artery.

Infarto del miocardio in topi neonati, un modello di rigenerazione cardiaca

Myocardial infarction induced by coronary artery ligation has been used in many animal models as a tool to study the mechanisms of cardiac repair and ...

Real-time Pressure-volume Analysis of Acute Myocardial Infarction in Mice

Acute myocardial infarction can lead to acute heart failure and cardiogenic shock. The evaluation of hemodynamics is critical for the evaluation of any potential therapeutic approach directed against acute left ventricular (LV) dysfunction. Current imaging modalities (e.g., echocardiography and magnetic resonance imaging) have several limitations since data on LV pressure cannot directly be measured. LV catheterization in mice undergoing coronary artery occlusion could serve as a novel method for a real-time evaluation of LV function.
At the beginning of the procedure, mice were anesthetized followed by endotracheal intubation. For LV catheterization, the right carotid artery was exposed via middle-neck incision. The catheter was introduced and placed into the LV cavity. Left thoracotomy was conducted and the left main coronary artery (LCA) was ligated. To induce reperfusion, the suture was released after 45 min. Pressure-volume data was recorded at all times.
Ligation of the LCA caused a decrease in LV systolic function as evidenced by a 30% reduction in stroke volume, LV ejection fraction (EF), and cardiac output. Maximum dP/dt as a parameter for LV contractility was also significantly reduced and diastolic function was severely impaired (minimum dP/dt -40%). Reperfusion over a period of 20 min did not lead to a complete recovery of LV function.
Real-time pressure-volume analysis served as a valid procedure for monitoring cardiac function during acute myocardial infarction in mice. Maintaining stable anesthesia and a standardized surgical approach was crucial to ensure valid results. As the early phase of acute myocardial infarction is critical for morbidity and mortality, the delineated method could be beneficial for preclinical evaluation of new strategies for cardioprotection.

Acute myocardial infarction in mice induces acute but incompletely characterized changes in left ventricular (LV) function. LV catheterization in mice undergoing coronary artery occlusion serves as a novel method for a real-time evaluation of LV function.

Analisi in tempo reale pressione-volume di infarto miocardico acuto nei topi

Acute myocardial infarction can lead to acute heart failure and cardiogenic shock. The evaluation of hemodynamics is critical for the evaluation of any ...

A Cryoinjury Model to Study Myocardial Infarction in the Mouse

The use of animal models is essential for developing new therapeutic strategies for acute coronary syndrome and its complications. In this article, we demonstrate a murine cryoinjury infarct model that generates precise infarct sizes with high reproducibility and replicability. In brief, after intubation and sternotomy of the animal, the heart is lifted from the thorax. The probe of a handheld liquid nitrogen delivery system is applied onto the myocardial wall to induce cryoinjury. Impaired ventricular function and electrical conduction can be monitored with echocardiography or optical mapping. Transmural myocardial remodeling of the infarcted area is characterized by collagen deposition and loss of cardiomyocytes. Compared to other models (e.g., LAD-ligation), this model utilizes a handheld liquid nitrogen delivery system to generate more uniform infarct sizes.

This article demonstrates a model to study cardiac remodeling after myocardial cryoinjury in mice.

Un modello di criolesionismo per studiare l'infarto miocardico nel mouse

The use of animal models is essential for developing new therapeutic strategies for acute coronary syndrome and its complications. In this article, we ...

Semi-Minimal Invasive Method to Induce Myocardial Infarction in Rats and the Assessment of Cardiac Function by an Isolated Working Heart System

Myocardial infarction (MI) remains the main contributor to morbidity and mortality worldwide. Therefore, research on this topic is mandatory. An easily and highly reproducible MI induction procedure is required to obtain further insight and better understanding of the underlying pathological changes. This procedure can also be used to evaluate the effects or potency of new and promising treatments (as drugs or interventions) in acute MI, subsequent remodeling and heart failure (HF). After intubation and pre-operative preparation of the animal, an anesthetic protocol with isoflurane was performed, and the surgical procedure was conducted&#160;quickly. Using a minimally invasive approach, the left anterior descending artery (LAD) was located and occluded by a ligature. The occlusion can be performed acutely for subsequent reperfusion (ischemia/reperfusion injury). Alternatively, the vessel can be ligated permanently to investigate the development of chronic MI, remodeling or HF. Despite common pitfalls, the drop-out rates are minimal. Various treatments such as remote ischemic conditioning can be examined for their cardioprotective potential pre-, peri- and post-operatively. The post-operative recovery was quick as the anesthesia was precisely controlled and the duration of the operation was short. Post-operative analgesia was administered for three days. The minimally invasive procedure reduces the risk of infection and inflammation. Furthermore, it facilitates rapid recovery. The &#8220;working heart&#8221; measurements were performed ex vivo and enabled precise control of preload, afterload and flow. This procedure requires specific equipment and training for adequate performance. This manuscript provides a detailed step-by-step introduction for conducting these measurements.

This article presents an efficient method to perform myocardial ischemia and subsequent chronic reperfusion in rats using a minimally invasive approach. In addition, left ventricular hemodynamic function of rats is assessed by echocardiography and isolated working heart methods.&#160;

Metodo semi-minimo invasivo per indurre l'infarto miocardico nei ratti e la valutazione della funzione cardiaca da parte di un sistema cardiaco funzionante isolato

Myocardial infarction (MI) remains the main contributor to morbidity and mortality worldwide. Therefore, research on this topic is mandatory. An easily ...

A Modified Simple Method for Induction of Myocardial Infarction in Mice

Myocardial infarction (MI) represents one of the leading causes of death. MI models are widely used for investigating the pathomechanisms of post-MI remodeling and evaluation of novel therapeutics. Different methods (e.g., isoproterenol treatment, cryoinjury, coronary artery ligation, etc.) have been used to induce MI. Compared with isoproterenol treatment and cryoinjury, coronary artery ligation may better reflect the ischemic response and chronic remodeling after MI. However, traditional methods for coronary ligation in mice are technically challenging. The current study describes a simple and efficient process for induction of MI in mice with readily available materials. The mouse chest skin was cut open under stable anesthesia. The heart was immediately externalized through the intercostal space after blunt separation of the pectoralis major and pectoralis minor. The left anterior descending branch (LAD) was ligated with a 6-0 suture 3 mm from its origin. Following LAD ligation, staining with 2,3,5-Triphenyltetrazolium chloride (TTC) indicated successful induction of MI and temporal changes of post-MI scar size. Meanwhile, survival analysis results showed overt mortality within 7 days after MI, mainly due to cardiac rupture. Moreover, post-MI echocardiographic assessment demonstrated successful induction of contractile dysfunction and ventricular remodeling. Once mastered, an MI model can be established in mice within 2-3 min with readily available materials.

Under adequate anesthesia, the mouse heart was externalized through the intercostal space, and myocardial infarction was successfully induced by ligating the left anterior descending artery (LAD) using materials readily available in most laboratories.

Un metodo semplice modificato per l'induzione dell'infarto miocardico nei topi

Myocardial infarction (MI) represents one of the leading causes of death. MI models are widely used for investigating the pathomechanisms of post-MI ...