Siamo in debito con Eleut Hernandez per la zootecnia, Gabe Gaidosh per competenza microscopia, e Khue Tran e Zhenyang Zhao per l&#39;editing video. Questo studio è stato finanziato dal National Eye Institute concede R01-EY022129 a JLG e sovvenzioni P30 EY022589 a UCSD e EY014801 a UM; l&#39;American Heart Association, la Fondazione James e Ester Re, il fondo del programma di scambio di studenti di dottorato di Fudan University Graduate School (n ° 2.010.033), e una sovvenzione illimitata di ricerca per prevenire la cecità, Inc.

Tutte le procedure di animali sono stati approvati dalla University of California di San Diego e dell&#39;Università di Miami la cura degli animali istituzionale e comitati uso (IACUC) ed eseguiti in conformità con la dichiarazione ARVO per l&#39;uso di animali in oftalmica e di ricerca visiva. Tutti i reagenti e strumenti utilizzati nelle procedure chirurgiche sono sterili. 1. Anestetizzare e Preparare il ratto di Chirurgia <ol><li> Prima procedura, i ratti vengono anestetizzati con una iniezione intraperitoneale di ketamina (60 mg / kg) e xilazina (8 mg / kg) secondo il peso corporeo. Un&#39;adeguata profondità dell&#39;anestesia deve essere determinata da una risposta negativa a pizzico piedi stimolo. </li><li> Una volta anestetizzato, tirare la lingua in avanti per evitare l&#39;asfissia e applicare lubrificante pomata per entrambi gli occhi per evitare l&#39;essiccazione delle cornee durante l&#39;intervento chirurgico. </li><li> Shave i siti chirurgici con un tagliatore di capelli e pulire la zona tre volte con il 10% soluzione detergente Providone-iodio e il 70% di etanolo. </li><li> Drape tegli animali all&#39;interno di un campo sterile. Guanti sterili e strumenti chirurgici vengono utilizzati durante l&#39;intervento chirurgico la sopravvivenza. Re-sterilizzare le punte di strumenti utilizzando uno sterilizzatore tallone caldo tra gli animali. </li></ol> 2. approccio chirurgico <ol><li> Induzione PION <ol><li> Cateterizzazione vena femorale <ol><li> Preparare e pulire il sito chirurgico. Radere l&#39;interno coscia destra con un tagliatore di capelli e pulire la zona tre volte ciascuno con il 10% soluzione detergente Providone-iodio e il 70% di etanolo. </li><li> Preparate il tubo. Tagliare una lunghezza 40 centimetri di tubo in polietilene (PE 10) sterilizzati in etanolo al 70%. Lavare il tubo con soluzione salina e collegarlo ad una siringa da 1 ml contenente una soluzione pre-misurata del 2% Eritrosina B tintura (1 ml / mg, ottenendo una dose di 20 mg / kg di peso corporeo). Montare la siringa in una pompa per infusione pedale controllato impostato su una portata di 600 ml / min. </li><li> Utilizzando una lama No. 15, una piccola incisione orizzontalela base della coscia destra. Tagliare e diffondere la membrana interna e pulire l&#39;area con tamponi di cotone sterili. </li><li> Separare il muscolo con una pinza fino a quando il ramo della vena femorale è visibile. Una guaina circonda l&#39;arteria, vena e nervo. Pinch e tirare questa guaina verso l&#39;alto con una pinza (pinza sottile punta Dumont), e tagliare una piccola incisione (2-4 mm è di solito adeguata) vicino alla base del cuneo triangolare con le forbici a molla Vännäs. Espandere il taglio, se necessario. </li><li> Separare la vena e arteria con un ottuso micro-chirurgica gancio parallelamente alla direzione della vena. Fare attenzione a non danneggiare i delicati di membrana e vena rami. Poi, sollevare delicatamente la vena e separarlo dal tessuto connettivo sottostante. </li><li> Ottenere una sutura in nylon senza ago e posizionarlo vicino alla vena femorale. Utilizzando il gancio micro-chirurgica, elevare la vena e passare il forcipe fine-tip di sotto della regione distale. Afferrare una estremità della sutura e tirarla sotto ilvena. Legare la vena distale ermeticamente. Passare una seconda sutura in modo simile sotto la vena prossimale e fare un nodo allentato. </li><li> Fare un piccolo taglio nella vena vicino alla legatura distale con le forbici a molla Vännäs. Espandere il foro ove necessario con le pinze fine-tip. Alcuni sangue può fuoriuscire attraverso il taglio. Pulire l&#39;area chirurgica con il freddo, BSS sterile e tamponi di cotone sterili. </li><li> Tenendo la parete venosa sul bordo del taglio, cateterizzarla il vaso con il tubo salina-lavato preparata utilizzando un supporto dell&#39;ago. Stringere il nodo prossimale intorno alla vena e il tubo. Poi, ancorare il tubo legandola alla sutura distale. </li><li> Controllare la qualità della cateterizzazione premendo il pedale per iniettare salina, &lt;1 ml è sufficiente. Assicurarsi che il tubo è libera e non ha perdite. Temporaneamente chiudere l&#39;incisione con punti di sutura per proteggere la cateterizzazione e tessuti. </li></ol></li><li> L&#39;esposizione del nervo ottico <ol><li> Prepare il sito chirurgico pulendo la zona di pre-rasato sopra l&#39;occhio sinistro tre volte ciascuno con il 10% soluzione detergente Providone-iodio e il 70% di etanolo. </li><li> Fare un&#39;incisione lungo la pelle 2-3 mm dietro l&#39;occhio con una lama n ° 15. Pinch e sollevare il tessuto connettivo con una pinza dentata, e fare una piccola incisione con le forbici a molla Vännäs. Questa piccola incisione è generalmente di circa 5 mm di lunghezza, ma può essere più lungo per garantire una maggiore esposizione per un chirurgo in formazione. Continuare a sezionare senza mezzi termini attraverso il tessuto connettivo lungo il bordo superiore dell&#39;osso orbitale, avendo cura di evitare di interrompere i vasi sanguigni. Pulire l&#39;area chirurgica con tamponi di cotone. </li><li> Sezionare verso il basso attraverso la congiuntiva fino al muscolo retto superiore è visibile. Pinch e sezionare attraverso il muscolo; il muscolo verrà liberato dal profondo all&#39;interno dell&#39;orbita. Ora, tessuti circostanti possono essere utilizzati per facilitare la retrazione e l&#39;elevazione dell&#39;occhio per facilità di visualizzazione. </li><li> RiTratto il lembo di pelle e del tessuto connettivo lateralmente e verso il basso, e tenere in posizione con una sutura e emostatico. Questo ruoterà l&#39;occhio in avanti e verso l&#39;esterno al fine di rivelare la guaina contenente grassi che circonda il nervo ottico. </li><li> Inserire con precauzione un paio di pinze taglienti ed espandere parallelamente al nervo ottico per separare il tessuto connettivo circostante la guaina. Non toccare il nervo ottico con i forti punte della pinza. </li><li> Una lunghezza di 5 mm dal nervo ottico e guaina circostante dovrebbe essere visibile. Una rete di microvasi sulla superficie della guaina circonda il nervo ottico. Queste borse saranno durante l&#39;irraggiamento laser. </li></ol></li><li> L&#39;iniezione endovenosa di Eritrosina B e irraggiamento laser <ol><li> Indossare color arancio occhiali di sicurezza in ogni momento durante il funzionamento dell&#39;apparato irraggiamento laser per proteggere se stessi dalla luce laser verde. Accendere il laser, aprire l&#39;otturatore e regolare il picco e powe mediars del laser come necessario. Chiudere l&#39;otturatore. </li><li> Posizionare il ratto nell&#39;apparato irradiazione laser. Per garantire il corretto posizionamento del fascio, un fascio di puntamento debole è prodotto dalla spazialmente filtrando il laser attraverso un foro 100 micron di diametro praticato nella lama otturatore chiuso. Ri-esporre il nervo ottico, con un paio di pinze punta fine, e posizionare il fascio di puntamento sul nervo ottico intraorbitario compreso tra 3 mm e 4 mm dietro la testa del nervo ottico. </li><li> Iniettare la soluzione di 2% Eritrosina B attraverso l&#39;attivazione della pompa di infusione. Si può circolare per alcuni secondi mentre il chirurgo aggiunge una piccola goccia di BSS per inumidire la superficie del nervo ottico. </li><li> Verificare la posizione del fascio di puntamento e quindi fare clic sul pedale per avviare irradiazione. Un filtro di sicurezza di colore arancio, che viene aggiunto nel percorso ottico del microscopio, sarà immediatamente innescato seguita l&#39;apertura dell&#39;otturatore dopo un ritardo 1 sec. </li><li> Irradiare il nervo ottico per 90 sec con una potenza di picco di 135 MW e potenza media di 18mW prodotta da un chopper raggio rotante a 250 Hz con un duty cycle del 15% (questo minimizza gli effetti termici). Fluorescenza gialla, visualizzata come arancione attraverso il filtro di sicurezza, viene emesso dalla superficie superiore del nervo ottico ed è sufficiente a garantire che il raggio irradia il nervo simmetricamente. </li><li> Dopo l&#39;irradiazione, il filtro di sicurezza di colore arancione si aprirà automaticamente. Microhemorrhage può essere osservata in alcuni casi. </li><li> Scaricare la trazione sui muscoli oculari extra e ritorno l&#39;occhio ad una posizione neutra. Chiudere l&#39;incisione con punti staccati. Poi ritirare il catetere e legare la vena femorale strettamente per evitare perdite; chiudere con punti staccati. Applicare pomata antibiotica a entrambe incisioni. Controllare il fondo per verificare l&#39;integrità vascolare della vena retinica centrale e arteria. </li></ol></li></ol></li><li> Etichettatura retrogradadi cellule gangliari della retina (RGCs.) Nota: Al fine di valutare la sopravvivenza RGC, marcatura retrograda con fluorogold (FG) dovrebbe essere completata una settimana prima PION. Il metodo è descritto in dettaglio nel protocollo JOVE 819 13. <ol><li> In breve: anestetizzare l&#39;animale con ketamina (60 mg / kg) e xilazina (8 mg / kg) e radere la testa. </li><li> Chirurgicamente fregare il sito di incisione e fare una incisione mediana attraverso la testa per esporre il cranio. </li><li> Praticare fori bilaterali attraverso il cranio (ø 2x2 mm) 0,5 millimetri da entrambi i punti di sutura sagittale e trasverso. </li><li> Con attenzione aspirare il contenuto cerebrale che si trova sulla superficie dorsale del collicolo superiore (SC) utilizzando una pompa a vuoto. Poi, mettere un piccolo pezzo di Gelfoam imbevuto di 4% FG sulla superficie del SC. </li><li> Chiudere l&#39;incisione con punti di sutura e la cura per l&#39;animale con cura postoperatoria standard. </li></ol></li><li> Cure post-operatorie e l&#39;eutanasia <ol><li> Dopo l&#39;intervento chirurgico, collocare animale in una gabbia pulita separata in cima ad un ricircolo riscaldato pad acqua finché l&#39;animale viene recuperato. </li><li> Analgesici post-chirurgiche (buprenorfina cloridrato, 0,01 mg / kg) deve essere somministrato due volte al giorno per tre giorni consecutivi per ridurre al minimo il disagio. </li><li> Rat deve essere tenuto separato e osservato fino a quando sono in grado di mantenere decubito sternale e riprendere conoscenza sufficiente. </li><li> Segnali di ripresa e di buona salute sono monitorati ogni giorno per almeno 5 giorni dopo l&#39;intervento chirurgico, o fino a quando la rimozione di sutura e la guarigione adeguata del sito chirurgico, a seconda di quale si verifica più recente. </li><li> Eutanasia gli animali di perfusione con il 4% PFA ai scientificamente appropriati punti di tempo dopo l&#39;intervento chirurgico in base agli interessi investigativo. </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Wang, Y., Brown, D. P., Duan, Y., Kong, W., Watson, B. D., Goldberg, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+novel+rodent+model+of+posterior+ischemic+optic+neuropathy..">A novel rodent model of posterior ischemic optic neuropathy..</a> JAMA Ophthalmology. 131, 194-204 (2013).</li><li>Rucker, J. C., Biousse, V., Newman, N. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ischemic+optic+neuropathies.">Ischemic optic neuropathies.</a> Curr Opin Neurol. 17, 27-35 (2004).</li><li>Hayreh, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Posterior+ischaemic+optic+neuropathy:+clinical+features,+pathogenesis,+and+management..">Posterior ischaemic optic neuropathy: clinical features, pathogenesis, and management..</a> Eye (Lond). 18, 1188-1206 (2004).</li><li>Hayreh, S. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Inter-Individual+Variation+in+Blood-Supply+of+the+Optic-Nerve+Head..">Inter-Individual Variation in Blood-Supply of the Optic-Nerve Head..</a> Doc Ophthalmol. 59, 217-246 (1985).</li><li>Jacobson, D. M., Vierkant, R. A., Belongia, E. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nonarteritic+anterior+ischemic+optic+neuropathy+-+A+case-control+study+of+potential+risk+factors..">Nonarteritic anterior ischemic optic neuropathy - A case-control study of potential risk factors..</a> Arch Ophthalmol-Chic. 115, 1403-1407 (1997).</li><li>Kosmorsky, G., Straga, J., Knight, C., Dagirmanjian, A., Davis, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+role+of+transcranial+Doppler+in+nonarteritic+ischemic+optic+neuropathy..">The role of transcranial Doppler in nonarteritic ischemic optic neuropathy..</a> Am J Ophthalmol. 126, 288-290 (1998).</li><li>Hayreh, S. S., Zimmerman, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Non-arteritic+anterior+ischemic+optic+neuropathy:+role+of+systemic+corticosteroid+therapy..">Non-arteritic anterior ischemic optic neuropathy: role of systemic corticosteroid therapy..</a> Graefe's archive for clinical and experimental ophthalmology. 246, 1029-1046 (2008).</li><li>Prado, R., Dietrich, W. D., Watson, B. D., Ginsberg, M. D., Green, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Photochemically+Induced+Graded+Spinal-Cord+Infarction+-+Behavioral,+Electrophysiological,+and+Morphological+Correlates..">Photochemically Induced Graded Spinal-Cord Infarction - Behavioral, Electrophysiological, and Morphological Correlates..</a> J Neurosurg. 67, 745-753 (1987).</li><li>Dietrich, W. D., Busto, R., Watson, B. D., Scheinberg, P., Ginsberg, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Photochemically+induced+cerebral+infarction.+II.+Edema+and+blood-brain+barrier+disruption..">Photochemically induced cerebral infarction. II. Edema and blood-brain barrier disruption..</a> Acta Neuropathologica. 72, 326-334 (1987).</li><li>Watson, B. D., Dietrich, W. D., Busto, R., Wachtel, M. S., Ginsberg, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Induction+of+reproducible+brain+infarction+by+photochemically+initiated+thrombosis..">Induction of reproducible brain infarction by photochemically initiated thrombosis..</a> Annals of Neurology. 17, 497-504 (1985).</li><li>Watson, B. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Animal+models+of+photochemically+induced+brain+ischemia+and+stroke..">Animal models of photochemically induced brain ischemia and stroke..</a> Cerebrovascular Disease - Pathophysiology, Diagnosis and Treatment. , 52-73 (1998).</li><li>Watson, B. D., Prado, R., Dietrich, W. D., Ginsberg, M. D., Green, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Photochemically+induced+spinal+cord+injury+in+the+rat..">Photochemically induced spinal cord injury in the rat..</a> Brain Research. 367, 296-300 (1986).</li><li>Chiu, K., Lau, W. M., Yeung, S. C., Chang, R. C., So, K. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Retrograde+labeling+of+retinal+ganglion+cells+by+application+of+fluoro-gold+on+the+surface+of+superior+colliculus..">Retrograde labeling of retinal ganglion cells by application of fluoro-gold on the surface of superior colliculus..</a> Journal of visualized experiments : JoVE. , (2008).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

Here we describe in detail a method for inducing PION in a rat model. The most critical part of the protocol is the exposure and irradiation of the optic nerve &#8211; to expose the nerve as long as possible while avoiding damage caused by the sharp fine tip forceps or from stretching. In rats, the ophthalmic artery enters the optic nerve &#8804;1 mm from the optic nerve head. Therefore, irradiation of the optic nerve 3-4 mm away from the optic nerve head should only result in ischemia of the capillaries feeding the nerv...

Nei pazienti oltre 50 anni di età, la neuropatia ottica ischemica (ION) è il tipo più diffuso di ottica acuta Neuropatia 2. La condizione può presentarsi come una delle due sottotipi in base alla fonte di approvvigionamento specifico colpita di sangue e la presentazione clinica: anteriore (Aion) o posteriore (PION) 3. Mentre la patogenesi e corso di AION sono stati studiati approfonditamente 4-7, PION è rimasta poco conosciuta a causa della sua bassa prevalenza, presentazione variabili, criteri diagnostici mal definite e la mancanza di un modello animale. Inoltre, nessun trattamento hanno dimostrato di prevenire o invertire la perdita della vista da AION o PION efficace. Pertanto, un modello riproducibile e affidabile di PION animale è di grande valore per studiare il processo di malattia in vivo e sperimentare nuovi regimi terapeutici per la neuroprotezione e la rigenerazione degli assoni. Fotochimica indotto danno ischemico al microcircolo con conseguente vasogENIC edema e trombosi crea effettivamente tessuto regionale ischemia 8-12. Dopo l&#39;iniezione in circolo vascolare, il colorante fotosensibile Eritrosina B produce reattive dell&#39;ossigeno molecolare singoletto in seguito ad attivazione mediante irradiazione laser dei vasi bersaglio. L&#39;ossigeno singoletto peroxidizes direttamente l&#39;endotelio vascolare, stimolando piastrinica aderenza / aggregazione e che porta alla formazione del trombo occlusivo. Danno ischemico è diffuso in aree limitrofe e ulteriormente aggravata dalla compressione microvascolare causa vasogenico. L&#39;obiettivo generale di questo protocollo è di indurre fotochimica ischemia nel nervo ottico retrobulbare per rispecchiare i danni causati da PION. A nostra conoscenza, questo è il primo modello di danno ischemico nel posteriore del nervo ottico 1. Dato che questo modello produce ischemia evitando traumi fisici, i processi fisiologici di neuropatia ottica ischemica posteriore sono migliori imitato e studiato. Inoltre, questo modello offre una nuova piattaforma per lo screening di terapie candidati neuropatie ottiche e altre malattie ischemiche del SNC. Qui, un protocollo dettagliato per cateterizzazione femorale della vena, l&#39;esposizione del nervo ottico, l&#39;iniezione endovenosa di Eritrosina B e radiazione laser in un modello di ratto PION sono descritti.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>532-nm Nd:YAG laser&#160;</td>
			<td>Laser glow</td>
			<td>LRS-532-KM-200-3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Beam chopper</td>
			<td>custom-made</td>
			<td>custom-made</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mechanical shutter and corresponding shutter drive timer</td>
			<td>AAM Vincent Associates</td>
			<td>SD-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>25-cm focal length spherical lens</td>
			<td>CVI/Mellles-Griot</td>
			<td>01 LPX 293</td>
			<td>plano-convexBK7 glass lens with HEBBARTM antireflection coating</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Erythrosin B&#160;</td>
			<td>MP Biomedicals</td>
			<td>190449</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fluorogold</td>
			<td>Fluorochrome,LLC</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gelfoam</td>
			<td>Cardinal Health</td>
			<td>CAH1203421</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polyethylene tubing (PE10)</td>
			<td>BD Intramedic</td>
			<td>427400</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>No. 10 Blade</td>
			<td>Miltex</td>
			<td>4-110</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fine Forceps</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>91150-20</td>
			<td>DUMONT #5 RUSTLESS NON-MAGNETIC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps with Teeth</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>11153-10</td>
			<td>Germany stainless</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Forceps</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>18025-10&#160;</td>
			<td>Germany stainless</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vannas spring scissors</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>2-220&#160;</td>
			<td>JJECK Stainless</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Polyglactin suture</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>J488G</td>
			<td>7-0 suture</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>hemostat</td>
			<td>F.S.T.</td>
			<td>12075-12&#160;</td>
			<td>Germany stainless</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

rat model of photochemically-induced posterior ischemic optic neuropathy

Posteriore neuropatia ottica ischemica (PION) è una vista devastante malattia nella pratica clinica. Tuttavia, la sua patogenesi e la storia naturale sono rimasti poco conosciuti. Recentemente, abbiamo sviluppato un affidabile modello riproducibile di PION animale e testato l&#39;effetto del trattamento di alcuni fattori neurotrofici in questo modello 1. Lo scopo di questo video è quello di dimostrare il nostro modello di fotochimica indotta posteriore neuropatia ottica ischemica, e di valutare i suoi effetti con marcatura retrograda di cellule gangliari della retina. Dopo l&#39;esposizione chirurgica del nervo ottico posteriore, un colorante fotosensibilizzante, Eritrosina B, viene iniettato per via endovenosa e un fascio laser viene focalizzato sulla superficie del nervo ottico. Interazione fotochimico di Eritrosina B e il laser durante danni irradiazione vascolare, spingendo microvascolare occlusione mediata da trombosi delle piastrine e compressione edematosa. La risultante danno ischemico produce una graduale ma pronounccato retina deperimento delle cellule gangliari, a causa di una perdita di ingresso assonale - un telecomando, lesioni indotte e l&#39;esito clinicamente rilevante. Pertanto, questo modello fornisce una nuova piattaforma per studiare il corso fisiopatologico PION, e può essere ulteriormente ottimizzata per testare approcci terapeutici per neuropatie ottiche così come altre malattie ischemiche del SNC.

Il danno ischemico conseguente indotto da questa tecnica produce una morte graduale ma pronunciato di cellule gangliari della retina dopo una lesione ischemica assone. Questo è un risultato clinicamente rilevante simile a quella osservata nella malattia umana. FG marcatura retrograda viene utilizzato per quantificare la sopravvivenza RGC dopo PION. Lo stesso metodo è utilizzato per convalidare un creazione del modello di successo, nonché per valutare gli effetti di differenti regimi terapeutici. La F...

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Rat Model of Photochemically-Induced Posterior Ischemic Optic Neuropathy

L&#39;obiettivo di questo protocollo è di indurre fotochimicamente danno ischemico al nervo ottico posteriore, nel ratto. Questo modello è fondamentale per gli studi di fisiopatologia della posteriore, neuropatia ottica ischemica, e approcci terapeutici per questa e altre neuropatie ottiche, così come di altre malattie ischemiche del sistema nervoso centrale.

Rat Modello di fotochimica-Induced posteriore Neuropatia ottica ischemica

Posterior Ischemic optic neuropathy (PION) is a sight-devastating disease in clinical practice. However, its pathogenesis and natural history ...

rat-model-photochemically-induced-posterior-ischemic-optic

Research

JoVE Journal

Medicine

8.5K Views.  University of Miami Miller School of Medicine.  L'obiettivo di questo protocollo è di indurre fotochimicamente danno ischemico al nervo ottico posteriore, nel ratto. Questo modello è fondamentale per gli studi di fisiopatologia della posteriore, neuropatia ottica ischemica, e approcci terapeutici per questa e altre neuropatie ottiche, così come di altre malattie ischemiche del sistema nervoso centrale. 

Video: Rat Model of Photochemically-Induced Posterior Ischemic Optic Neuropathy

Creation of Reversible Cholestatic Rat Model

Cholestasis is a clinical condition commonly encountered by both surgeons and gastroenterologists. Cholestasis can cause various physiological changes and affect the nutritional status and surgical outcomes. Study of the pathophysiological changes occurring in the liver and other organs is of importance. Various studies have been done in cholestatic rat models.
We used a reversible cholestatic rat model in our recent study looking at the role of methylprednisolone in the ischemia reperfusion injury. Various techniques for creation of a reversible cholestatic model have been described. Creation of a reversible cholestatic rat model can be challenging in view of the smaller size and unique hepatopancreatobiliary anatomy in rats. This video article demonstrates the creation of a reversible cholestatic model.
This model can be used in various studies, such as looking at the changes in nutritional, physiological, pathological, histological and immunological changes in the gastrointestinal tract. This model can also be used to see the effects of cholestasis and various therapeutic interventions on major hepatic surgeries.

Cholestasis is a clinical condition commonly encountered by both surgeons and gastroenterologists. Creation of a reversible cholestatic rat model can be challenging in view of the smaller size and unique hepatopancreatobiliary anatomy in rats. This video article demonstrates the creation of a reversible cholestatic model.

Creazione del Modello reversibile Rat colestatico

Cholestasis is a clinical condition commonly encountered by both surgeons and gastroenterologists. Cholestasis can cause various physiological changes and ...

Ricerca

Medicina

Gene Transfer for Ischemic Heart Failure in a Preclinical Model

Various emerging technologies are being developed for patients with heart failure. Well-established preclinical evaluations are necessary to determine their efficacy and safety.
Gene therapy using viral vectors is one of the most promising approaches for treating cardiac diseases. Viral delivery of various different genes by changing the carrier gene has immeasurable therapeutic potential.
In this video, the full process of an animal model of heart failure creation followed by gene transfer is presented using a swine model. First, myocardial infarction is created by occluding the proximal left anterior descending coronary artery. Heart remodeling results in chronic heart failure. Unique to our model is a fairly large scar which truly reflects patients with severe heart failure who require aggressive therapy for positive outcomes. After myocardial infarct creation and development of scar tissue, an intracoronary injection of virus is demonstrated with simultaneous nitroglycerine infusion. Our injection method provides simple and efficient gene transfer with enhanced gene expression. This combination of a myocardial infarct swine model with intracoronary virus delivery has proven to be a consistent and reproducible methodology, which helps not only to test the effect of individual gene, but also compare the efficacy of many genes as therapeutic candidates.

A method of gene transfer for the treatment of ischemic heart failure is described using a swine model of myocardial infarction. Our simple and reproducible method enables us to readily evaluate the efficacy of various gene transfers with a very simple and reproducible way.

Trasferimento Genico per insufficienza cardiaca ischemica in un modello preclinico

Various emerging technologies are being developed for patients with heart failure. Well-established preclinical evaluations are necessary to determine ...

A Simplified Technique for Producing an Ischemic Wound Model

One major obstacle in current diabetic wound research is a lack of an ischemic wound model that can be safely used in diabetic animals. Drugs that work well in non-ischemic wounds may not work in human diabetic wounds because vasculopathy is one major factor that hinders healing of these wounds. We published an article in 2007 describing a rabbit ear ischemic wound model created by a minimally invasive surgical technique. Since then, we have further simplified the procedure for easier operation. On one ear, three small skin incisions were made on the vascular pedicles, 1-2 cm from the ear base. The central artery was ligated and cut along with the nerve. The whole cranial bundle was cut and ligated, leaving only the caudal branch intact. A circumferential subcutaneous tunnel was made through the incisions, to cut subcutaneous tissues, muscles, nerves, and small vessels. The other ear was used as a non-ischemic control. Four wounds were made on the ventral side of each ear. This technique produces 4 ischemic wounds and 4 non-ischemic wounds in one animal for paired comparisons. After surgery, the ischemic ear was cool and cyanotic, and showed reduced movement and a lack of pulse in the ear artery. Skin temperature of the ischemic ear was 1-10 &deg;C lower than that on the normal ear and this difference was maintained for more than one month. Ear tissue high-energy phosphate contents were lower in the ischemic ear than the control ear. Wound healing times were longer in the ischemic ear than in the non-ischemic ear when the same treatment was used. The technique has now been used on more than 80 rabbits in which 23 were diabetic (diabetes time ranging from 2 weeks to 2 years). No single rabbit has developed any surgical complications such as bleeding, infection, or rupture in the skin incisions. The model has many advantages, such as little skin disruption, longer ischemic time, and higher success rate, when compared to many other models. It can be safely used in animals with reduced resistance, and can also be modified to meet different testing requirements.

We have developed a minimally invasive technique to create a rabbit ischemic ear wound model by dividing the central artery and nerve and the cranial neurovascular bundle. A subcutaneous tunnel then cuts all subcutaneous tissues. This procedure causes minimal skin disruption and can be safely used in diabetic animals.

Una tecnica semplificata per produrre un modello di lesione ischemica

One major obstacle in current diabetic wound research is a lack of an ischemic wound model that can be safely used in diabetic animals. Drugs that work ...

Endothelin-1 Induced Middle Cerebral Artery Occlusion Model for Ischemic Stroke with Laser Doppler Flowmetry Guidance in Rat

Stroke is the number one cause of disability and third leading cause of death in the world, costing an estimated $70 billion in the United States in 20091, 2. Several models of cerebral ischemia have been developed to mimic the human condition of stroke. It has been suggested that up to 80% of all strokes result from ischemic damage in the middle cerebral artery (MCA) area3. In the early 1990s, endothelin-1 (ET-1) 4 was used to induce ischemia by applying it directly adjacent to the surface of the MCA after craniotomy. Later, this model was modified 5 by using a stereotaxic injection of ET-1 adjacent to the MCA to produce focal cerebral ischemia. The main advantages of this model include the ability to perform the procedure quickly, the ability to control artery constriction by altering the dose of ET-1 delivered, no need to manipulate the extracranial vessels supplying blood to the brain as well as gradual reperfusion rates that more closely mimics the reperfusion in humans5-7. On the other hand, the ET-1 model has disadvantages that include the need for a craniotomy, as well as higher variability in stroke volume8. This variability can be reduced with the use of laser Doppler flowmetry (LDF) to verify cerebral ischemia during ET-1 infusion. Factors that affect stroke variability include precision of infusion and the batch of the ET-1 used6. Another important consideration is that although reperfusion is a common occurrence in human stroke, the duration of occlusion for ET-1 induced MCAO may not closely mimic that of human stroke where many patients have partial reperfusion over a period of hours to days following occlusion9, 10. This protocol will describe in detail the ET-1 induced MCAO model for ischemic stroke in rats. It will also draw attention to special considerations and potential drawbacks throughout the procedure.

Several animal models of cerebral ischemia have been developed to simulate the human condition of stroke. This protocol describes the endothelin-1 (ET-1) induced middle cerebral artery occlusion (MCAO) model for ischemic stroke in rats. In addition, important considerations, advantages, and shortcomings of this model are discussed.

L&#39;endotelina-1 indotta cerebrale media occlusione dell&#39;arteria modello per l&#39;ictus ischemico con guida laser flussimetria Doppler in Rat

Stroke is the number one cause of disability and third leading cause of death in the world, costing an estimated $70 billion in the United States in ...

Angiogenesis in the Ischemic Rat Lung

The adult lung is perfused by both the systemic bronchial artery and the entire venous return flowing through the pulmonary arteries. In most lung pathologies, it is the smaller systemic vasculature that responds to a need for enhanced lung perfusion and shows robust neovascularization. Pulmonary vascular ischemia induced by pulmonary artery obstruction has been shown to result in rapid systemic arterial angiogenesis in man as well as in several animal models. Although the histologic assessment of the time course of bronchial artery proliferation in rats was carefully described by Weibel 1, mechanisms responsible for this organized growth of new vessels are not clear. We provide surgical details of inducing left pulmonary artery ischemia in the rat that leads to bronchial neovascularization. Quantification of the extent of angiogenesis presents an additional challenge due to the presence of the two vascular beds within the lung. Methods to determine functional angiogenesis based on labeled microsphere injections are provided.

The lung is perfused by both the systemic bronchial artery and pulmonary arteries. In most lung pathologies, it is the smaller systemic vasculature that shows robust neovascularization. Cessation of pulmonary blood flow promotes brisk bronchial angiogenesis. We provide surgical details of inducing left pulmonary artery ischemia that promotes bronchial neovascularization.

L&#39;angiogenesi nel polmone del ratto ischemica

The  adult lung is perfused by both the systemic bronchial artery and the entire  venous return flowing through the pulmonary arteries. In most lung ...

A Piglet Model of Neonatal Hypoxic-Ischemic Encephalopathy

Birth asphyxia, which causes hypoxic-ischemic encephalopathy (HIE), accounts for 0.66 million deaths worldwide each year, about a quarter of the world&#8217;s 2.9 million neonatal deaths. Animal models of HIE have contributed to the understanding of the pathophysiology in HIE, and have highlighted the dynamic process that occur in brain injury due to perinatal asphyxia. Thus, animal studies have suggested a time-window for post-insult treatment strategies. Hypothermia has been tested as a treatment for HIE in pdiglet models and subsequently proven effective in clinical trials. Variations of the model have been applied in the study of adjunctive neuroprotective methods and piglet studies of xenon and melatonin have led to clinical phase I and II trials1,2. The piglet HIE model is further used for neonatal resuscitation- and hemodynamic studies as well as in investigations of cerebral hypoxia on a cellular level. However, it is a technically challenging model and variations in the protocol may result in either too mild or too severe brain injury. In this article, we demonstrate the technical procedures necessary for establishing a stable piglet model of neonatal HIE. First, the newborn piglet (&#60; 24 hr old, median weight 1500 g) is anesthetized, intubated, and monitored in a setup comparable to that found in a neonatal intensive care unit. Global hypoxia-ischemia is induced by lowering the inspiratory oxygen fraction to achieve global hypoxia, ischemia through hypotension and a flat trace amplitude integrated EEG (aEEG) indicative of cerebral hypoxia. Survival is promoted by adjusting oxygenation according to the aEEG response and blood pressure. Brain injury is quantified by histopathology and magnetic resonance imaging after 72 hr.

Hypoxic-ischemic encephalopathy following perinatal asphyxia can be studied using animal models. We demonstrate the procedures necessary for establishing a piglet model of neonatal hypoxic-ischemic encephalopathy.

Un modello di Piglet neonatale Hypoxic-ischemica Encefalopatia

Birth asphyxia, which causes hypoxic-ischemic encephalopathy (HIE), accounts for 0.66 million deaths worldwide each year, about a quarter of the ...

Demonstration of the Rat Ischemic Skin Wound Model

The propensity for chronic wounds in humans increases with ageing, disease conditions such as diabetes and impaired cardiovascular function, and unrelieved pressure due to immobility. Animal models have been developed that attempt to mimic these conditions for the purpose of furthering our understanding of the complexity of chronic wounds. The model described herein is a rat ischemic skin flap model that permits a prolonged reduction of blood flow resulting in wounds that become ischemic and resemble a chronic wound phenotype (reduced vascularization, increased inflammation and delayed wound closure). It consists of a bipedicled dorsal flap with 2 ischemic wounds placed centrally and 2 non-ischemic wounds lateral to the flap as controls. A novel addition to this ischemic skin flap model is the placement of a silicone sheet beneath the flap that functions as a barrier and a splint to prevent revascularization and reduce contraction as the wounds heal. Despite the debate of using rats for wound healing studies due to their quite distinct anatomic and physiologic differences compared to humans (i.e., the presence of a panniculus carnosus muscle, short life-span, increased number of hair follicles, and their ability to heal infected wounds) the modifications employed in this model make it a valuable alternative to previously developed ischemic skin flap models.

The rat, due to its size, availability, and rather docile behavior, has been utilized as a research model for many years. The goal of this protocol is to utilize the rat as an ischemic skin wound healing model to provide valuable insight into the pathophysiology of chronic wounds.

Dimostrazione del Topo ischemica pelle ferita Modello

The propensity for chronic wounds in humans increases with ageing, disease conditions such as diabetes and impaired cardiovascular function, and ...

The Rodent Model of Nonarteritic Anterior Ischemic Optic Neuropathy (rNAION)

Nonarteritic anterior ischemic optic neuropathy (NAION) is a focal ischemic lesion of the optic nerve that affects 1/700 individuals throughout their lifetime. NAION results in optic nerve edema, selective loss of the retinal ganglion cell neurons (RGCs) and atrophy of the optic nerve. A rodent model of NAION that expresses most NAION features and sequelae has been developed, which is applicable to both rats and mice. This model utilizes a focal laser application of 532 nm wavelength to illuminate a photoactive dye, Rose Bengal (RB), to cause capillary damage and leakage at the targeted anterior optic nerve (the laminar region). After rNAION induction, there is an early optic nerve ischemia, optic nerve edema, and intraneural inflammation, followed by selective RGC and axonal loss. Since the optic nerve is a CNS white matter tract, the rNAION model is applicable to mechanistic studies of selective white matter ischemia, as well as neuroprotective analyses and short and long-term mechanisms of glial and neuronal response to ischemia.

The Rodent Model of Nonarteritic Anterior Ischemic Optic Neuropathy rNAION

The following report describes how to replicate the rodent model of nonarteritic anterior ischemic optic neuropathy (rNAION), using the appropriate dye, contact lens and laser parameters. We also reveal the appropriate steps for evaluating the rNAION lesion in vivo.

Il modello di roditore di nonarteritic Neuropatia ottica ischemica anteriore (rNAION)

Nonarteritic anterior ischemic optic neuropathy (NAION) is a focal ischemic lesion of the optic nerve that affects 1/700 individuals throughout their ...

Isometric Contractility Measurement of the Mouse Mesenteric Artery Using Wire Myography

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and drugs. It is widely used in many studies on the physiological functions of vascular smooth muscle, the pathogenesis of vascular diseases such as hypertension, and the development of smooth muscle relaxant drugs. The mouse is a widely used model animal with a large pool of disease models and genetically modified strains. We introduced this method to measure the isometric contraction of mouse mesenteric artery in detail. A 1.4-mm segment of mouse mesenteric resistance artery was isolated and mounted on a myograph chamber by passing two steel wires through its lumen. After equilibration and normalization steps, the vessel segment was potentiated by a high-K+ solution twice prior to the contraction assay. As an example of the application of this method in drug development, we measured the relaxant effect of a novel natural substance, neoliensinine, isolated from a Chinese herb, embryos of the lotus seed (Nelumbo nucifera Gaertn.) on mouse mesenteric arteries. The vessel segments mounted on the myograph chamber were stimulated with a high-K+ solution. When the force tension reached a stable sustained phase, cumulative doses of neoliensinine were added to the chamber. We found that neoliensinine had a dose-dependent relaxant effect on smooth muscle contraction, thus suggesting that it bears potential activity against hypertension. In addition, as the vessel segment can survive at least 4 hours after mounting and maintain contractility induced by the high-K+ solution for many times, we suggest that the wire myograph system may be used for the time-consuming process of drug screening.

The wire myograph technique is used to investigate vascular smooth muscle functions and screen new drugs. We report a detailed protocol for measuring the isometric contractility of the mouse mesenteric artery and for screening new relaxants of vascular smooth muscle.

Misurazione di contrattilità isometrica dell'arteria mesenterica Mouse con filo Myography

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and ...

Oxygen-Induced Retinopathy Model for Ischemic Retinal Diseases in Rodents

One of the commonly used models for ischemic retinopathies is the oxygen-induced retinopathy (OIR) model. Here we describe detailed protocols for the OIR model induction and its readouts in both mice and rats. Retinal neovascularization is induced in OIR by exposing rodent pups either to hyperoxia (mice) or alternating levels of hyperoxia and hypoxia (rats). The primary readouts of these models are the size of neovascular (NV) and avascular (AVA) areas in the retina. This preclinical in vivo model can be used to evaluate the efficacy of potential anti-angiogenic drugs or to address the role of specific genes in the retinal angiogenesis by using genetically manipulated animals. The model has some strain and vendor specific variation in the OIR induction which should be taken into consideration when designing the experiments.

Oxygen-induced retinopathy (OIR) can be used to model ischemic retinal diseases such as retinopathy of prematurity and proliferative diabetic retinopathy and to serve as a model for proof-of-concept studies in evaluating antiangiogenic drugs for neovascular diseases. OIR induces robust and reproducible neovascularization in the retina that can be quantified.

Modello di retinopatia indotta dall'ossigeno per le malattie retiniche ischemiche nei roditori

One of the commonly used models for ischemic retinopathies is the oxygen-induced retinopathy (OIR) model. Here we describe detailed protocols for the OIR ...