Name: epa method 1615. measurement of enterovirus and norovirus occurrence in water by culture and rt-qpcr. ii. total culturable virus assay
Uploaded: 2016-09-11T13:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 9 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about EPA Method 1615. Measurement of Enterovirus and Norovirus Occurrence in Water by Culture and RT-qPCR. II. Total Culturable Virus Assay at JoVE.com

The authors thank Dr. Mark Borchardt, U.S. Department of Agriculture, Marshfield, WI, for supplying the Sabin poliovirus serotype 3 used in this study; Mary Jean See, Nancy Schable, and Jenifer Jones of Dynamac Corporation for preparation of BGM cultures; Nichole E. Brinkman, Shannon M. Griffin, Brian R. McMinn, Eric R. Rhodes, Eunice A. Varughese, Ann C. Grimm, Sandhya U. Parshionikar, and Larry Wymer for contributions in the overall evaluation of USEPA Method 1615; Gretchen Sullivan for technical assistance; and local private well owners and utilities for allowing us to collect water samples. Although this work was reviewed by USEPA and approved for publication, it may not necessarily reflect official Agency policy. Mention of trade names or commercial products does not constitute endorsement or recommendation for use.

NOTA: Si prega di consultare la sezione materiale supplementare S1 per un elenco di definizioni. Le procedure QA associati metodo USEPA 1615 sono descritti nella sezione materiali supplementari S2. 1. Filtro Procedura eluizione <ol><li> Prima Elution <ol><li> Inserire 500 ml di tampone estratto di carne 1,5%, pH 9,0, riscaldato a temperatura ambiente in un cilindro graduato. Aprire il contenitore della cartuccia del filtro e aggiungere una quantità sufficiente di estratto di carne per coprire completamente il filtro elettropositivo. Sostituire il coperchio del corpo del filtro e versare l&#39;estratto di carne rimanente in un bicchiere sterile. </li><li> Dopo 1 min di tempo di contatto, passare la soluzione di estratto di carne nell&#39;alloggiamento insieme a quello che rimane nel becher sterile lentamente attraverso il filtro utilizzando un recipiente a pressione o pompa peristaltica. Raccogliere l&#39;eluato in un bicchiere di vetro 2 L. </li></ol></li><li> secondo eluizione <ol><li> Ripetere i punti 1.1 utilizzando altri 500 ml di estratto di carne tamponata 1,5%, Ma aumenta il tempo di contatto al passo 1.1.2 per 15 min. </li><li> Aggiungere l&#39;estratto di carne dalla seconda eluizione al 2 L becher contenente che dalla prima eluizione. Aggiungere un ancoretta sterile per il bicchiere. </li></ol></li></ol> 2. Flocculazione Organic Concentrazione Procedura <ol><li> Sterilizzare una combinazione-elettrodo pH con ipoclorito di sodio 0,525% per almeno 5 minuti. Risciacquare l&#39;elettrodo con sterili dH 2 O e poi declorare con 0,05 M tiosolfato di sodio. Calibrare il pH-metro con pH compreso tra 4 e 7 standard. </li><li> Posizionare il bicchiere contenente l&#39;eluato su un piatto mescolare. Accendere la piastra e aumentare la velocità di agitazione fino a formare un vortice. </li><li> Regolare il pH dell&#39;eluato a 3,5 ± 0,1 lentamente goccia a goccia aggiunta di 1,2 M HCl al eluato. Aggiungere il HCl goccia a goccia, perché rapido Inoltre sarà inattivare virus. Durante questo tempo l&#39;eluato diventerà nuvoloso come un precipitato comincia a formarsi. </li><li> Ridurre la SPE miscelazioneed un stir lento e quindi continuare a monitorare e mantenere il pH dell&#39;eluato a 3,5 ± 0,1 a temperatura ambiente per 30 min. </li><li> Versare il precipitato sospeso estratto di carne in una o più bottiglie da centrifuga e centrifugare per 15 min a 2500 xga 4 ° C. Rimuovere le bottiglie dalla centrifuga e sia aspirare o decantare lentamente il supernatante per evitare la perdita del precipitato pellettato. Eliminare il surnatante. NOTA: Non ci può essere una considerevole variazione tra un sacco estratto di carne in quantità e qualità del precipitato. Il precipitato prodotta da alcuni lotti si dissolverà rapidamente mentre quello dalle altre partite si scioglie con difficoltà. </li><li> Aggiungere 30 ml di 0,15 M di fosfato sodico alla bottiglia da centrifuga contenente il precipitato. <ol><li> Utilizzare 0,15 M di fosfato di sodio, pH 9,0 per precipitati dal manzo sacco estratto che si dissolvono entro 5 minuti. Mescolare per 10 minuti dopo il precipitato è completamente sciolto, e poi andare subito al punto 2.7. </li><li> Utilizzare 0,15 M sodio fosfato, pH 7,0-7,5 per tutti gli altri precipitati. Mescolare per 10-15 minuti per la dissoluzione, o precipitati più difficili, li rompere con una spatola sterile, ripetutamente aspira la soluzione su e giù durante la mescolando con una pipetta, agitando il precipitato a 160 rpm su un agitatore orbitale, o da una combinazione di queste procedure. NOTA: Quando si utilizza più di una bottiglia centrifuga, unire i precipitati con meno di 30 ml di fosfato di sodio e quindi utilizzare la parte restante dei 30 ml per sciacquare le bottiglie dopo aver combinato i precipitati in una bottiglia o bicchiere. </li><li> Se il precipitato combinato è in una bottiglia centrifuga fondo piatto, aggiungere una ancoretta alla bottiglia. Passare al punto 2.6.5. </li><li> Se il precipitato combinato è in una bottiglia centrifuga con un fondo conico, trasferisce in un piccolo bicchiere di vetro e aggiungere un ancoretta nel becher. </li><li> Posizionare la bottiglia o bicchiere su un agitatore magnetico, e mescolare fino a quando la precipitate ha sciolto completamente. </li><li> Re-sterilizzare un tipo di combinazione elettrodo di pH con ipoclorito di sodio 0,525% e declorare con tiosolfato di sodio 0,05 M come descritto al punto 2.1. Calibrare il misuratore pH con pH 7 e 10 standard. Lentamente regolare il pH del precipitato completamente disciolto a 9,0 con 1 M NaOH e quindi agitare per 10 min. </li></ol></li><li> Rimuovere la barra di mescolare e centrifugare il precipitato disciolto per 10 minuti a 4.000-10.000 xg e 4 ° C. </li><li> Versare con cautela il surnatante in un bicchiere di vetro senza disturbare il pellet. Aggiungere un ancoretta al bicchiere e scartare il pellet. </li><li> Porre il becher su un agitatore magnetico, e agitare la soluzione. Aggiungere 1,2 M HCl goccia a goccia per regolare il pH a 7,0-7,5. </li><li> Filtro sterilizzare il supernatante mediante passaggio attraverso un filtro sterilizzante contenente un prefiltro che è stata pretrattata con 15 ml di estratto di carne 1,5%, 0,05 M glicina, pH 7,0-7,5. </li><li> Volum campione Assaye (S) calcoli: <ol><li> Usa Equazione 1 per calcolare S per tutti i campioni di prova, tranne il Lab fortificato vuoto e il Laboratorio Bianco reagente, <img alt="Equazione 1" src="/files/ftp_upload/52437/52437eq1.jpg" width="100" /> Equazione 1 dove D (volume di campione originale analizzati) è di 500 L per le acque sotterranee, TSV (volume totale del campione) è il volume di campione campo passata attraverso il filtro a cartuccia electropositive 5 pollici ricevuto dal laboratorio, e FCSV (finale concentrato Volume del campione) è il volume seguente filtrazione nel passo 2.10. Un esempio è mostrato in supplementare materiali sezione S4.1. </li><li> Calcolare S per il laboratorio fortificato Blank (LFB, cioè, un controllo positivo della qualità utilizzando acqua seminato grado reagente) e il Laboratorio bianco reagente (LRB, cioè, un controllo negativo qualità utilizzando acqua distillata) moltiplicando la FCSV dello 0,3. </li></ol></li><li> Dividere il FCSV in three sottocampioni. <ol><li> Preparare sottocampioni 1 e 2 con un volume pari a 1,04 volte il volume del campione Assay. Congelare questi sottocampioni pari o inferiore a -70 ° C, se non possono essere analizzati utilizzando il test totale coltivabili virus (sottocampione 1, punto 4) o trasformati per i saggi molecolari (non mostrate) entro 24 ore; in caso contrario, tenere a 4 ° C. </li><li> Congelare il volume residuo (sottocampione 3) pari o inferiore a -70 ° C. </li></ol></li><li> Calcolare il volume Inoculo dividendo la S per 10. </li></ol> 3. Totale coltivabili Virus Quantal Assay NOTA: Per tutti i passi aggiungono sempre soluzioni con attenzione per evitare di disturbare il monostrato cellulare. <ol><li> Decantare o aspirare i media da recipienti contenenti un monostrato di cellule BGM a 3-6 giorni dopo la scissione e quindi aggiungere un volume di soluzione salina bilanciata pari alla media rimossi. </li><li> Decantare o aspirare la soluzione salina bilanciata dalla TE coltura cellularest vasi utilizzati e quindi inoculare le vasche sperimentali di colture cellulari <ol><li> Seminare 10 recipienti di prova per ogni campione di prova con un volume di sottocampione 1 pari al volume Inoculo insieme con i controlli totali virus coltivabili quantali test (materiali supplementari sezione S2.4). </li><li> Per la LFB e il Laboratorio fortificata matrice del campione (LFSM, cioè, campione matrice acqua testa di serie), preparare 5-, 25- e 125-diluizioni utilizzando sottocampione 3 e 0,15 M sodio fosfato, pH 7,0-7,5 come diluente. Un esempio di una procedura di messa a diluizioni figura supplementare S3 sezione dei materiali. Seminare 10 lavati contenitori di prova di colture cellulari per ogni serie di diluizioni utilizzando un volume dell&#39;inoculo su ciascun recipiente di prova, oltre ai vasi inoculati con sottocampione non diluito 1 al punto 3.2.1. </li><li> Per ogni campione di prova dal punto 3.2.1 (diversi da quelli inoculati nel passaggio 3.2.2) che ha CPE in tutte le 10 replicati dopo 14 giorni di incubazione (vedi punto 3.3), prepare diluizioni 5-, 25- e 125- e 625-fold del sottocampione 3. Inoculare 10 lavato contenitori di prova di colture cellulari per ogni serie di diluizioni utilizzando un volume dell&#39;inoculo su ciascun recipiente di prova con una nuova serie del quantal totale virus coltivabili controlli di analisi (materiali supplementari sezione S2.4). </li><li> Distribuire l&#39;inoculo sulla superficie dei monostrati cellulari inclinando vasi avanti e indietro. Incubare i recipienti di prova a temperatura ambiente per 80-120 min su una piattaforma oscillante meccanico a 1-5 oscillazioni / min o con oscillazione dei vasi ogni 15-20 minuti per consentire a qualsiasi virus presente di aderire a cellule. </li><li> Aggiungere terreno di mantenimento preriscaldata, e poi incubare i contenitori di prova a 36.5 ± 1 ° C. </li></ol></li><li> Cercare la comparsa di CPE in ciascun recipiente di prova utilizzando un microscopio al giorno per i primi 3 D e poi esaminarli ogni 2-3 giorni fino a giorno 14. Trasferimento eventuali recipienti di prova che mostrano ≥75% CPE ad un congelatore o fissato ainferiore a -70 ° C. Congelare tutte le rimanenti le culture e il totale dei virus coltivabili controlli saggio quantali pari o inferiore a -70 ° C dopo aver esaminato i vasi l&#39;ultimo giorno. </li><li> Scongelare tutte le culture e filtrare ≥15% del medium da ogni recipiente di prova CPE-positivo attraverso un filtro sterilizzante 0,2 micron. Se il volume specificato non può essere passato attraverso il filtro per intasamento, centrifugare il mezzo per 10 min a 1,500-18,000 xg e 4 ° C prima della filtrazione. </li><li> Eseguire un secondo passaggio di tutti i 1 st recipienti di prova che utilizzano passaggio lavati contenitori di prova BGM. <ol><li> Inoculare i nuovi vasi prova con un volume inoculazione che rappresenta il 10% del mezzo scongelato da tutti i recipienti negativi e dal mezzo filtrato dai vasi positivi. </li><li> Ripetere i punti 3.2.4-3.4.3, ma congelare qualsiasi recipiente di prova che è risultato negativo al 1 ° passaggio e positivo sul 2 ° come descritto al punto 3.3. Eseguire un passaggio 3 °età come descritto per il passaggio 2 ° utilizzando solo i controlli per analisi negativi e colture cellulari che erano negativi durante il 1 ° passaggio e positivo nel passaggio 2 nd. </li></ol></li><li> Identificare recipienti di prova individuali come virus positivo quando mostrano CPE sia in 1 ° e il 2 ° o passaggi, nel caso in cui CPE non si verifica fino al passaggio 2 °, in entrambi i passaggi 2 ° e 3 °. </li><li> Utilizzare Calcolatrice numero più probabile di EPA con le impostazioni del programma di default impostato come indicato nella Tabella S2 per calcolare i titoli del virus di tutti i campioni di prova. <ol><li> Inserire il numero di virus recipienti di prova replica positivi a partire dal punto 3.6 per ciascun campione nella calcolatrice per determinare il valore / ml MPN (M mL) e la parte superiore (CL UML) e inferiore (CL LML) il 95% dei limiti di confidenza valori / ml . </li><li> Obtain il valore / L MPN (M L) del campione corrispondente utilizzando Equazione 2. <img alt="Equazione 2" src="/files/ftp_upload/52437/52437eq2.jpg" width="100" /> Equazione 2 M ml è il valore / ml MPN al punto 3.7, S è il volume del campione del test, e D è il volume di campione originale analizzati. </li><li> Calcolare il superiore fiducia limite / L sostituendo il valore CL UML per il valore M mL. Calcolare il minore fiducia limite / L sostituendo il valore CL LML per il valore M mL. Un esempio di calcolo è illustrato nella sezione supplementare materiali S4.2. </li><li> I valori Rapporto M mL di 0 come ≤ 1 / D. Ad esempio, ≤ 0,002 MPN / L (≤ 1/500 L) per i campioni di acque sotterranee. </li><li> Calcolare i valori limite di confidenza MPN e il 95% per ogni laboratorio fortificato vuoto e Lab Reagente bianco dapprima moltiplicando i valori / ml ottenuti nella calcolatrice S e dividendo il risultato per 0,3. </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Bradbury, K. R., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Source+and+transport+of+human+enteric+viruses+in+deep+municipal+water+supply+wells.">Source and transport of human enteric viruses in deep municipal water supply wells.</a> Environ. Sci. Technol. 47 (9), 4096-4103 (2013).</li><li>Aslan, A., Xagoraraki, I., Simmons, F. J., Rose, J. B., Dorevitch, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Occurrence+of+adenovirus+and+other+enteric+viruses+in+limited-contact+freshwater+recreational+areas+and+bathing+waters.">Occurrence of adenovirus and other enteric viruses in limited-contact freshwater recreational areas and bathing waters.</a> J. Appl. Microbiol. 111 (5), 1250-1261 (2011).</li><li>Begier, E. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+outbreak+of+concurrent+echovirus+30+and+coxsackievirus+A1+infections+associated+with+sea+swimming+among+a+group+of+travelers+to+Mexico.">An outbreak of concurrent echovirus 30 and coxsackievirus A1 infections associated with sea swimming among a group of travelers to Mexico.</a> Clin. Infect. Dis. 47 (5), 616-623 (2008).</li><li>Anderson, A. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+waterborne+outbreak+of+Norwalk-like+virus+among+snowmobilers-Wyoming,+2001.">A waterborne outbreak of Norwalk-like virus among snowmobilers-Wyoming, 2001.</a> J. Infect. Dis. 187 (2), 303-306 (2003).</li><li>Glass, R. I., Parashar, U. D., Estes, M. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Norovirus+gastroenteritis.">Norovirus gastroenteritis.</a> N.Engl.J. Med. 361 (18), 1776-1785 (2009).</li><li>Khetsuriani, N., Lamonte-Fowlkes, A., Oberst, S., Pallansch, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Enterovirus+surveillance--United+States.">Enterovirus surveillance--United States.</a> MMWR Surveill. Summ. 55 (8), 1-20 (2006).</li><li>Sawyer, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Enterovirus+infections:+diagnosis+and+treatment.">Enterovirus infections: diagnosis and treatment.</a> Semin. Pediatr. Infect. Dis. 13 (1), 40-47 (2002).</li><li>Abzug, M. J., Finn, A., Pollard, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+enteroviruses:+an+emerging+infectious+disease?+The+real,+the+speculative+and+the+really+speculative.">The enteroviruses: an emerging infectious disease? The real, the speculative and the really speculative.</a> Hot Topics in Infection and Immunity in Children. , (2008).</li><li>Harris, J. P., Edmunds, W. J., Pebody, R., Brown, D. W., Lopman, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Deaths+from+norovirus+among+the+elderly,+England+and+Wales.">Deaths from norovirus among the elderly, England and Wales.</a> Emerg. Infect. Dis. 14 (10), 1546-1552 (2008).</li><li>Ho, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+Epidemic+of+Enterovirus+71+Infection+in+Taiwan.">An Epidemic of Enterovirus 71 Infection in Taiwan.</a> New England J. Med. 341 (13), 929-935 (1999).</li><li>Bae, J., Schwab, K. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+murine+norovirus,+feline+calicivirus,+poliovirus,+and+MS2+as+surrogates+for+human+norovirus+in+a+model+of+viral+persistence+in+surface+water+and+groundwater.">Evaluation of murine norovirus, feline calicivirus, poliovirus, and MS2 as surrogates for human norovirus in a model of viral persistence in surface water and groundwater.</a> Appl. Environ. Microbiol. 74 (2), 477-484 (2008).</li><li>Ward, R. L., Knowlton, D. R., Winston, P. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mechanism+of+inactivation+of+enteric+viruses+in+fresh+water.">Mechanism of inactivation of enteric viruses in fresh water.</a> Appl. Environ. Microbiol. 52 (3), 450-459 (1986).</li><li>Kahler, A. M., Cromeans, T. L., Roberts, J. M., Hill, V. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Effects+of+Source+Water+Quality+on+Chlorine+Inactivation+of+Adenovirus,+Coxsackievirus,+Echovirus,+and+Murine+Norovirus.">Effects of Source Water Quality on Chlorine Inactivation of Adenovirus, Coxsackievirus, Echovirus, and Murine Norovirus.</a> Appl. Environ. Microbiol. 76 (15), 5159-5164 (2010).</li><li>Dahling, D. R., Wright, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimization+of+the+BGM+cell+line+culture+and+viral+assay+procedures+for+monitoring+viruses+in+the+environment.">Optimization of the BGM cell line culture and viral assay procedures for monitoring viruses in the environment.</a> Appl. Environ. Microbiol. 51 (4), 790-812 (1986).</li><li>Fout, G. S., Schaefer, F. W., Messer, J. W., Dahling, D. R., Stetler, R. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=EPA/600/R-95/178.">EPA/600/R-95/178.</a> ICR Microbial Laboratory Manual. , (1996).</li><li>Cashdollar, J. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Development+and+Evaluation+of+EPA+Method+1615+for+Detection+of+Enterovirus+and+Norovirus+in+Water.">Development and Evaluation of EPA Method 1615 for Detection of Enterovirus and Norovirus in Water.</a> Appl. Environ. Microbiol. 79 (1), 215-223 (2013).</li><li>USEPA. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=40+CFR+Parts+141+and+142+Revisions+to+the+Unregulated+Contaminant+Monitoring+Regulation+(UCMR3)+for+Public+Water+Systems+Final+Rule.">40 CFR Parts 141 and 142 Revisions to the Unregulated Contaminant Monitoring Regulation (UCMR3) for Public Water Systems Final Rule.</a> Federal Register. 77 (85), 26072-26101 (2012).</li><li>USEPA. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=40+CFR+Part+141+National+Primary+Drinking+Water+Regulations:+Monitoring+Requirements+for+Public+Drinking+Water+Supplies;+Final+Rule.">40 CFR Part 141 National Primary Drinking Water Regulations: Monitoring Requirements for Public Drinking Water Supplies; Final Rule.</a> Federal Register. 61 (94), 24353-24388 (1996).</li><li>Shaw, S., Regli, S., Chen, J., McGuire, M. J., McLain, J. L., Obolensky, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Virus+occurrence+and+health+risks+in+drinking+water+.">Virus occurrence and health risks in drinking water .</a> Information Collection Rule Data Analysis. , 437-462 (2002).</li><li>Lieberman, R. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Microbial monitoring of vulnerable public groundwater supplies. , (2002).</li><li>Lukasik, J., Scott, T. M., Andryshak, D., Farrah, S. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Influence+of+salts+on+virus+adsorption+to+microporous+filters.">Influence of salts on virus adsorption to microporous filters.</a> Appl. Environ. Microbiol. 66 (7), 2914-2920 (2000).</li><li>Sedmak, G., Bina, D., MacDonald, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+an+enterovirus+sewage+surveillance+system+by+comparison+of+clinical+isolates+with+sewage+isolates+from+milwaukee,+wisconsin,+collected+august+1994.">Assessment of an enterovirus sewage surveillance system by comparison of clinical isolates with sewage isolates from milwaukee, wisconsin, collected august 1994.</a> Appl. Environ. Microbiol. 69 (12), 7181-7187 (2003).</li><li>Ikner, L. A., Soto-Beltran, M., Bright, K. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+method+using+a+positively+charged+microporous+filter+and+ultrafiltration+for+concentration+of+viruses+from+tap+water.">New method using a positively charged microporous filter and ultrafiltration for concentration of viruses from tap water.</a> Appl. Environ. Microbiol. 77 (10), 3500-3506 (2011).</li><li>Karim, M. R., Rhodes, E. R., Brinkman, N., Wymer, L., Fout, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+electropositive+filter+for+concentrating+enteroviruses+and+noroviruses+from+large+volumes+of+water.">New electropositive filter for concentrating enteroviruses and noroviruses from large volumes of water.</a> Appl. Environ. Microbiol. 75 (8), 2393-2399 (2009).</li><li>Cashdollar, J. L., Wymer, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Methods+for+primary+concentration+of+viruses+from+water+samples:+a+review+and+meta-analysis+of+recent+studies.">Methods for primary concentration of viruses from water samples: a review and meta-analysis of recent studies.</a> J Appl Microbiol. 115 (1), 1-11 (2013).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

USEPA Metodo 1615 è stato sviluppato per l&#39;utilizzo durante il ciclo di terzo monitoraggio del regolamento di monitoraggio dei contaminanti non regolamentata (UCMR3) 17 e progettato principalmente per misurare la presenza di virus nelle acque sotterranee. Si condivide una serie di misure comuni con il metodo Informazione regola di raccolta (ICR), 15,18 ma ha due piccole differenze. Entrambi usano saggi quantali per misurare virus che producono CPE su monostrati di cellule BGM con quantificazione essendo basato su numero più probabile (MPN) calcoli. Metodo 1615 consente l&#39;uso di un filtro nuovo elettropositivo per concentrare virus da varie matrici acqua e riduce il numero di recipiente di prova coltura cellulare repliche per diluizione da 20 a 10. Entrambi modifiche minori riducono i costi complessivi di metodo. La riduzione del numero di repliche riduce lavoro, ma si traduce in un limite di rilevazione leggermente inferiore. Anche se le acque sotterranee sono tenuti ad avere concentrazioni più basse di virus di acque superficiali, 19,20 °e quantità di campione analizzati è di cinque volte superiore a quello di acque superficiali, compensando in parte le differenze. L&#39;uso di un minor numero di repliche sarà adeguato per la maggior parte delle acque superficiali, ma comunque richiede diluizione del campione. Metodo 1615 ha diversi passaggi critici e limitazioni. estratti da carne variano da lotto a lotto. Ogni lotto deve essere testato per efficacia della eluizione virus e la capacità di concentrazione virus attraverso le fasi di concentrazione secondari come descritto è materiali supplementari sezione S2.3. Il metodo utilizza formule precise per calcolare la quantità di campione per inoculare su colture di cellule BGM e per determinare i titoli del virus. risultati non accurati verranno generati se queste formule non sono rigorosamente seguite. La corretta tecnica asettica deve essere utilizzato per il mantenimento di colture cellulari. Non infetti controlli su colture di cellule BGM che mostrano il disagio durante il periodo di incubazione di 14 giorni probabilmente indicano problemi con la manutenzione coltura cellulare. Grande attenzione deve anche essere taken durante il pipettaggio passaggi coinvolti con l&#39;inoculazione di e medie Oltre a fiasche di coltura cellulare per evitare la contaminazione incrociata. I controlli di qualità descritti nel supplemento di materiali sezione S2 devono essere rigorosamente rispettate. Sezione S2 fornisce anche consigli per la risoluzione dei problemi problemi di qualità. Il meccanismo principale di adsorbimento virus electropositive filtri è un&#39;interazione carica correlata alla forza della carica positiva sul filtro e la forza della carica negativa del virus &#39;connesse al suo punto isoelettrico e il pH dell&#39;acqua in fase di test 21. Eluizione dai filtri è influenzata anche dalla forza di queste interazioni. Perché variano tra i tipi di virus e anche tra i ceppi all&#39;interno dello stesso tipo, eluizione dai filtri non è uniforme. Ciò significa che qualsiasi risultato può sottovalutare il livello effettivo di virus presente nelle acque ambientali. L&#39;uso della singola linea cellulare BGM sottostima anche verificarsi virus. La gammavirus enterici che può produrre CPE in questa linea cellulare in primo luogo è limitata a poliovirus e Enterovirus B sierotipi specie, nonché alcuni reovirus 14,15,22. Altri tipi di virus infettivo non verranno rilevati. Recuperi poliomielite in acque sotterranee e di grado reagente incontrato metodo USEPA 1615 criteri di prestazioni di accettazione sia per la valutazione delle prestazioni (PE, cioè campioni di acqua distillata seminato con titoli sconosciuti a un analista che vengono utilizzati per valutare le prestazioni dell&#39;analista prima dell&#39;inizio di uno studio) e campioni (LFB materiali supplementari Tabella S1). Il recupero 58% dalle acque sotterranee utilizzando la procedura di coltura è simile a quella riportata da altri utilizzando acqua di rubinetto 23,24. Il recupero medio dai campioni LFB di 111% con un coefficiente di variazione (CV) del 100% anche incontrato i criteri di accettazione metodo di prestazione anche se sono superiore a quello osservato per i campioni PE during l&#39;ICR. ICR significa recupero interlaboratorio è stata del 56% con un coefficiente di variazione (CV) del 92%, mentre i recuperi intralaboratorio medi variavano 36-85% (CV 58-131%; dati non pubblicati dal database ICR PE). recuperi più alti sono stati osservati in questo studio per i campioni LFB bassa del seme che per i campioni di sementi superiori (122 contro 42%). Nel momento in cui l&#39;ICR è in fase di progettazione, ci si aspettava che i campioni del PE ricevono bassi valori di semi avrebbero recupero inferiore, che coloro che ricevono elevati semi. Simile a quella osservata qui per i campioni LFB, recupero poliovirus campioni ICR PE erano 71% (CV 100%), 54% (CV 69%) e 44% (CV 71%) per valori seme ≤300 MPN, 300- 1.500 MPN, e&gt; 1500 MPN, rispettivamente. Ci sono molti metodi per la misurazione virus infettivo in campioni di acqua 25. Questo metodo è significativo rispetto ad altri metodi in grado di standardizzazione. La standardizzazione non solo include controlli di qualità e prestazioni,ma utilizza anche i volumi e le formule definite per garantire che tutti i laboratori di analisi di eseguire il metodo identico. Senza la standardizzazione, è difficile confrontare i risultati tra laboratori, e quindi la standardizzazione è fondamentale per lo svolgimento di studi su larga scala in diversi laboratori di analisi. Con la standardizzazione incorporato in questo metodo potrebbe essere ampliata in futuro per includere tipi di virus aggiuntivi e linee cellulari. La ricerca è in corso per fornire i dati per l&#39;inclusione di adenovirus nel metodo.

A correction was made to: <a href="www.jove.com/video/52437">EPA Method 1615. Measurement of Enterovirus and Norovirus Occurrence in Water by Culture and RT-qPCR. II. Total Culturable Virus Assay</a>. The values for Reagent Grade Water shown in Figure 2 were changed from a mean value of 111% with a standard error of 8% to a mean value of 82% with a standard error of 26%.
The penultimate sentence of the last paragraph of the Representative Results section was changed from:
 These controls performed similarly with a mean recovery of 111% and a coefficient of variation of 100% (Figure 2), 
 
 to: 
 
 These controls had a mean recovery of 82% and a coefficient of variation of 110% (Figure 2).
 
The third sentence of the fourth paragraph of the Discussion section was changed from:
 The mean recovery from the LFB samples of 111% with a coefficient of variation (CV) of 100% also met the method performance acceptance criteria even though they are higher than that observed for PE samples during the ICR, 
 
 to: 
 
 The mean recovery from the LFB samples of 82% with a coefficient of variation (CV) of 110% also met the method performance acceptance criteria even though they are higher than that observed for PE samples during the ICR.

A correction was made to: <a href="www.jove.com/video/52437">EPA Method 1615. Measurement of Enterovirus and Norovirus Occurrence in Water by Culture and RT-qPCR. II. Total Culturable Virus Assay</a>. The values for Reagent Grade Water shown in Figure 2 were changed from a mean value of 111% with a standard error of 8% to a mean value of 82% with a standard error of 26%.

Erratum: EPA Method 1615. Measurement of Enterovirus and Norovirus Occurrence in Water by Culture and RT-qPCR. II. Total Culturable Virus Assay

virus enterici sono un gruppo eterogeneo di virus che infettano il sistema intestinale umano e che sono trasmessi per via fecale-orale. Questi virus entrano nelle acque superficiali e sotterranee attraverso impianto di trattamento delle acque reflue e degli effluenti fossa settica, fosse settiche impropriamente progettati o rotti, linee di fogna spezzate, overflow fognari combinati, e altre fonti puntuali e non punto di 1-4. infezioni umane e malattie da virus a base acquosa si verificano attraverso il consumo di acqua contaminata o non adeguatamente disinfettati o attraverso il contatto con l&#39;acqua ricreativo. I sintomi della malattia possono coinvolgere lieve a grave gastroenterite; congiuntivite; febbre; distress respiratorio superiore; mano, l&#39;afta epizootica; miocardite; meningite asettica; encefalite; paralisi; sepsi 5-8, e la morte 9,10. USEPA Metodo 1615 fornisce una procedura per misurare particelle di virus enterici infettive in acque ambientali e bere. Queste acque possono conteneremiscela di virioni infettive e non infettive, ma solo le particelle infettive rappresentano un rischio per la salute potenziale. Particelle virali infettive perdono infettività nel corso del tempo in acque ambientali e bere da perdita di integrità proteine ​​del capside, danni agli acidi nucleici dovute alle radiazioni UV dai raggi solari, e danni a causa di eventuali disinfettanti che possono essere presenti 11-13. La procedura virus coltivabili totale previsto nel metodo si basa sulla produzione di effetto citopatico (CPE) nella linea cellulare di rene di scimmia Buffalo verde (BGM). Questa linea cellulare è stata scelta per la sua diffusione nel campo della virologia ambientale 14,15, anche se la gamma di tipi di virus infettivi rilevati sono limitati principalmente ad alcuni enterovirus 15. Lo scopo di questo lavoro è quello di descrivere le procedure Metodo 1615 di per eluizione di filtri a cartuccia electropositive cinque pollici, la concentrazione secondaria, e la misurazione del totale dei virus coltivabili. Una valutazione dellametodo globale è descritto in Cashdollar et al. 16.

<table><tbody><tr><td>Beef extract, desiccated powder</td><td>BD Bacto</td><td>211520</td><td></td></tr><tr><td>Cryogenic tubes</td><td>Thermo Fisher</td><td>3775/945373</td><td></td></tr><tr><td>Hank&amp;rsquo;s balanced salt solution</td><td>Invitrogen</td><td>14170-112</td><td></td></tr><tr><td>Mechanical rocking platform</td><td>Daigger</td><td>EF4907G</td><td></td></tr><tr><td>Orbital shaker</td><td>Thermo Fisher</td><td>14-285-729</td><td></td></tr><tr><td>Sterilizing filter with prefilter</td><td>VWR</td><td>28143-295</td><td></td></tr><tr><td>Sterilizing syringe filter</td><td>Corning</td><td>431219</td><td></td></tr><tr><td>pH Standards</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>33643, 33646, 33648</td><td></td></tr><tr><td>MEM</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M1018 or M4642</td><td></td></tr><tr><td>Leibovitz L-15</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>L4386</td><td></td></tr><tr><td>Sodium bicarbonate, 7.5%</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>S8761</td><td></td></tr><tr><td>Fetal bovine serum</td><td>Invitrogen</td><td>10082-139</td><td></td></tr><tr><td>Antibiotic-Antimycotic</td><td>Life Technologies</td><td>15240-062</td><td></td></tr><tr><td>Trypsin, EDTA</td><td>Invitrogen</td><td>25200072</td><td></td></tr></tbody></table>

epa method 1615. measurement of enterovirus and norovirus occurrence in water by culture and rt-qpcr. ii. total culturable virus assay

A standardized method is required when national studies on virus occurrence in environmental and drinking waters utilize multiple analytical laboratories. The U.S Environmental Protection Agency&#8217;s (USEPA) Method 1615 was developed with the goal of providing such a standard for measuring Enterovirus and Norovirus in these waters. Virus is concentrated from water using an electropositive filter, eluted from the filter surface with beef extract, and then concentrated further using organic flocculation. Herein we present the protocol from Method 1615 for filter elution, secondary concentration, and measurement of total culturable viruses. A portion of the concentrated eluate from each sample is inoculated onto ten replicate flasks of Buffalo Green Monkey kidney cells. The number of flasks demonstrating cytopathic effects is used to quantify the most probable number (MPN) of infectious units per liter. The method uses a number of quality controls to increase data quality and to reduce interlaboratory and intralaboratory variation. Laboratories must meet defined performance standards. Method 1615 was evaluated by examining virus recovery from reagent-grade and ground waters seeded with Sabin poliovirus type 3. Mean poliovirus recoveries with the total culturable assay were 111% in reagent grade water and 58% in groundwaters.

Virus è stato concentrato dalla falda fonte di tre impianti per il trattamento dell&#39;acqua potabile e un privato ben utilizzando i filtri elettropositivi. Due serie di campioni, costituiti da un campione di campo e controllo LFSM, sono stati raccolti dagli impianti di depurazione in occasioni separate, e un set campione è stato prelevato dal pozzo privato. Il recupero complessivo virus è stato determinato utilizzando campioni LFSM da due delle piante e il pozzo privato (due campioni da una pianta e un campione da un altro sono stati esclusi dal calcolo in quanto il valore MPN delle sementi utilizzate con ogni campione non è stato possibile determinare con precisione a causa ai risultati CPE anomali tra flaconi replicati). Recupero medio poliovirus da campioni di acque sotterranee in media 58% con un coefficiente di variazione del 79% (Figura 2) 16. Nessun virus coltivabili è stata rilevata in nessuno dei duplicati campioni di campo acqua di falda testa di serie. prestazioni Metodo anche stata misurata utilizzando LFB samples modificati utilizzando due diversi livelli di semi. A titolo &quot;basso&quot; di 300 MPN di poliovirus è stato utilizzato per valutare le prestazioni a livelli inferiori rispetto al livello di 500 &quot;standard&quot; MPN LFB utilizzato nel metodo USEPA 1615. Un &quot;alto&quot; titolo di 1.000 MPN di poliovirus è stato utilizzato per testare le prestazioni al il livello del controllo LFSM. Questi controlli effettuati simile con un recupero medio del 111% ed un coefficiente di variazione del 100% (figura 2). Tutti LRB campioni sono risultati negativi e tutti i campioni LFB eseguite all&#39;interno della gamma di accettazione (materiali supplementari Tabella S1). <img alt="Figura 1" src="/files/ftp_upload/52437/52437fig1.jpg" /> È mostrato Figura 1. Filtro di eluizione. Uno schema per l&#39;utilizzo di un contenitore di pressione per filtro a cartuccia eluizione. pressione positiva viene utilizzato per spingere manzo Solubilizzazione nel contenitore pressione attraverso l&#39;aria contenitore della cartucciacontenente il filtro a cartuccia elettropositivo. Una pompa peristaltica può essere sostituito per il contenitore di pressione, con l&#39;ingresso della pompa essendo collocata nel contenitore contenente la soluzione estratto di carne. <img alt="figura 2" src="/files/ftp_upload/52437/52437fig2.jpg" /> Figura 2. Media poliovirus di recupero (%) da Ground e grado reagente acqua. Il recupero medio per cento viene mostrato per poliovirus da terra ( <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/52437/52437fig3.jpg" /> ; n = 4) e il grado del reagente acqua ( <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/52437/52437fig4.jpg" /> ; n = 12) dei campioni. I dodici campioni di acqua distillata inclusi sei seminato con 300 MPN e sei seminato con 1.000 MPN di poliovirus. barre di errore rappresentano errore standard.

Watch this Scientific Journal Video about EPA Method 1615. Measurement of Enterovirus and Norovirus Occurrence in Water by Culture and RT-qPCR. II. Total Culturable Virus Assay at JoVE.com

EPA Method 1615. Measurement of Enterovirus and Norovirus Occurrence in Water by Culture and RT-qPCR. II. Total Culturable Virus Assay

Here we present a procedure to measure total culturable viruses using the Buffalo Green Monkey kidney cell line. The procedure provides a standardized tool for measuring the occurrence of infectious viruses in environmental and drinking waters.

Metodo EPA 1615. Misura di Enterovirus e Norovirus Presenza in Water di cultura e RT-qPCR. II. Totale coltivabili Virus Assay

A standardized method is required when national studies on virus occurrence in environmental and drinking waters utilize multiple analytical laboratories. ...

epa-method-1615-measurement-enterovirus-norovirus-occurrence-water

Research

JoVE Journal

Environment

8.7K Views.  U.S. Environmental Protection Agency. Here we present a procedure to measure total culturable viruses using the Buffalo Green Monkey kidney cell line. The procedure provides a standardized tool for measuring the occurrence of infectious viruses in environmental and drinking waters.

Video: EPA Method 1615. Measurement of Enterovirus and Norovirus Occurrence in Water by Culture and RT-qPCR. II. Total Culturable Virus Assay

A Small Volume Procedure for Viral Concentration from Water

Small-scale concentration of viruses (sample volumes 1-10 L, here simulated with spiked 100 ml water samples) is an efficient, cost-effective way to identify optimal parameters for virus concentration. Viruses can be concentrated from water using filtration (electropositive, electronegative, glass wool or size exclusion), followed by secondary concentration with beef extract to release viruses from filter surfaces, and finally tertiary concentration resulting in a 5-30 ml volume virus concentrate. In order to identify optimal concentration procedures, two different electropositive filters were evaluated (a glass/cellulose filter [1MDS] and a nano-alumina/glass filter [NanoCeram]), as well as different secondary concentration techniques; the celite technique where three different celite particle sizes were evaluated (fine, medium and large) followed by comparing this technique with that of the established organic flocculation method. Various elution additives were also evaluated for their ability to enhance the release of adenovirus (AdV) particles from filter surfaces. Fine particle celite recovered similar levels of AdV40 and 41 to that of the established organic flocculation method when viral spikes were added during secondary concentration. The glass/cellulose filter recovered higher levels of both, AdV40 and 41, compared to that of a nano-alumina/glass fiber filter. Although not statistically significant, the addition of 0.1% sodium polyphosphate amended beef extract eluant recovered 10% more AdV particles compared to unamended beef extract.

An approach was developed for identifying optimal viral concentration conditions for small volume water samples using spikes of human adenovirus. The techniques described here are used to identify concentration parameters for other viral targets, and applied to large-scale viral concentration experimentation.

A Procedura piccolo volume per concentrazione virale da Water

Small-scale concentration of viruses (sample volumes 1-10 L, here simulated with spiked 100 ml water samples) is an efficient, cost-effective way to ...

Ricerca

Ambiente

EPA Method 1615. Measurement of Enterovirus and Norovirus Occurrence in Water by Culture and RT-qPCR. I. Collection of Virus Samples

EPA Method 1615 was developed with a goal of providing a standard method for measuring enteroviruses and noroviruses in environmental and drinking waters. The standardized sampling component of the method concentrates viruses that may be present in water by passage of a minimum specified volume of water through an electropositive cartridge filter. The minimum specified volumes for surface and finished/ground water are 300 L and 1,500 L, respectively. A major method limitation is the tendency for the filters to clog before meeting the sample volume requirement. Studies using two different, but equivalent, cartridge filter options showed that filter clogging was a problem with 10% of the samples with one of the filter types compared to 6% with the other filter type. Clogging tends to increase with turbidity, but cannot be predicted based on turbidity measurements only. From a cost standpoint one of the filter options is preferable over the other, but the water quality and experience with the water system to be sampled should be taken into consideration in making filter selections.

EPA Method 1615 uses an electropositive filter to concentrate enteroviruses and noroviruses in environmental and drinking waters. This manuscript describes the procedure for collecting samples for Method 1615 analyses.

Metodo EPA 1615. Misura di Enterovirus e Norovirus Evento in acqua per la cultura e RT-qPCR. I. Raccolta di campioni di virus

EPA Method 1615 was developed with a goal of providing a standard method for measuring enteroviruses and noroviruses in environmental and drinking waters. ...

EPA Method 1615. Measurement of Enterovirus and Norovirus Occurrence in Water by Culture and RT-qPCR. Part III. Virus Detection by RT-qPCR

EPA Method 1615 measures enteroviruses and noroviruses present in environmental and drinking waters. This method was developed with the goal of having a standardized method for use in multiple analytical laboratories during monitoring period 3 of the Unregulated Contaminant Monitoring Rule. Herein we present the protocol for extraction of viral ribonucleic acid (RNA) from water sample concentrates and for quantitatively measuring enterovirus and norovirus concentrations using reverse transcription-quantitative PCR (RT-qPCR). Virus concentrations for the molecular assay are calculated in terms of genomic copies of viral RNA per liter based upon a standard curve. The method uses a number of quality controls to increase data quality and to reduce interlaboratory and intralaboratory variation. The method has been evaluated by examining virus recovery from ground and reagent grade waters seeded with poliovirus type 3 and murine norovirus as a surrogate for human noroviruses. Mean poliovirus recoveries were 20% in groundwaters and 44% in reagent grade water. Mean murine norovirus recoveries with the RT-qPCR assay were 30% in groundwaters and 4% in reagent grade water.

Here we present a procedure to quantify enterovirus and norovirus in environmental and drinking waters using reverse transcription-quantitative PCR. Mean virus recovery from groundwater with this standardized procedure from EPA Method 1615 was 20% for poliovirus and 30% for murine norovirus.

Metodo EPA 1615. Misura di Enterovirus e Norovirus Presenza in Water di Cultura e RT-qPCR. Parte III. Rilevamento virus mediante RT-qPCR

EPA Method 1615 measures enteroviruses and noroviruses present in environmental and drinking waters. This method was developed with the goal of having a ...

A Duplex Digital PCR Assay for Simultaneous Quantification of the Enterococcus spp. and the Human Fecal-associated HF183 Marker in Waters

This manuscript describes a duplex digital PCR assay (EntHF183 dPCR) for simultaneous quantification of Enterococcus spp. and the human fecal-associated HF183 marker. The EntHF183 duplex dPCR (referred as EntHF183 dPCR hereon) assay uses the same primer and probe sequences as its published individual quantitative PCR (qPCR) counterparts. Likewise, the same water filtration and DNA extraction procedures as performed prior to qPCR are followed prior to running dPCR. However, the duplex dPCR assay has several advantages over the qPCR assays. Most important, the dPCR assay eliminates the need for running a standard curve and hence, the associated bias and variability, by direct quantification of its targets. In addition, while duplexing (i.e. simultaneous quantification) Enterococcus and HF183 in qPCR often leads to severe underestimation of the less abundant target in a sample, dPCR provides consistent quantification of both targets, whether quantified individually or simultaneously in the same reaction. The dPCR assay is also able to tolerate PCR inhibitor concentrations that are one to two orders of magnitude higher than those tolerated by qPCR. These advantages make the EntHF183 dPCR assay particularly attractive because it simultaneously provides accurate and repeatable information on both general and human-associated fecal contamination in environmental waters without the need to run two separate qPCR assays. Despite its advantages over qPCR, the upper quantification limit of the dPCR assay with currently available instrumentation is approximately four orders of magnitude lower than that achievable by qPCR. Consequently, dilution is needed for measurement of high concentrations of target organisms such as those typically observed following sewage spills.

A Duplex Digital PCR Assay for Simultaneous Quantification of the Enterococcus spp. and the Human Fecal-associated HF183 Marker in Waters

This manuscript describes a duplex digital PCR assay that can be used to simultaneously quantify Enterococcus spp. and the HF183 genetic markers as indicators of general and human-associated fecal contamination in recreational waters.

Un Test PCR duplex digitale per simultanea quantificazione del<em&gt; Enterococcus spp.</em&gt; E l&#39;umano fecale associata HF183 Marker in Waters

This manuscript describes a duplex digital PCR assay (EntHF183 dPCR) for simultaneous quantification of Enterococcus spp. and the human fecal-associated ...

VacuSIP, an Improved InEx Method for In Situ Measurement of Particulate and Dissolved Compounds Processed by Active Suspension Feeders

Benthic suspension feeders play essential roles in the functioning of marine ecosystems. By filtering large volumes of water, removing plankton and detritus, and excreting particulate and dissolved compounds, they serve as important agents for benthic-pelagic coupling. Accurately measuring the compounds removed and excreted by suspension feeders (such as sponges, ascidians, polychaetes, bivalves) is crucial for the study of their physiology, metabolism, and feeding ecology, and is fundamental to determine the ecological relevance of the nutrient fluxes mediated by these organisms. However, the assessment of the rate by which suspension feeders process particulate and dissolved compounds in nature is restricted by the limitations of the currently available methodologies. Our goal was to develop a simple, reliable, and non-intrusive method that would allow clean and controlled water sampling from a specific point, such as the excurrent aperture of benthic suspension feeders, in situ. Our method allows simultaneous sampling of inhaled and exhaled water of the studied organism by using minute tubes installed on a custom-built manipulator device and carefully positioned inside the exhalant orifice of the sampled organism. Piercing a septum on the collecting vessel with a syringe needle attached to the distal end of each tube allows the external pressure to slowly force the sampled water into the vessel through the sampling tube. The slow and controlled sampling rate allows integrating the inherent patchiness in the water while ensuring contamination free sampling. We provide recommendations for the most suitable filtering devices, collection vessel, and storing procedures for the analyses of different particulate and dissolved compounds. The VacuSIP system offers a reliable method for the quantification of undisturbed suspension feeder metabolism in natural conditions that is cheap and easy to learn and apply to assess the physiology and functional role of filter feeders in different ecosystems.

VacuSIP, an Improved InEx Method for In Situ Measurement of Particulate and Dissolved Compounds Processed by Active Suspension Feeders

We introduce the VacuSIP, a simple, non-intrusive, and reliable method for clean and accurate point sampling of water. The system was developed and evaluated for the simultaneous collection of the water inhaled and exhaled by benthic suspension feeders in situ, to cleanly measure removal and excretion of particulate and dissolved compounds.

VacuSIP, un metodo migliorato per Inex<em&gt; In Situ</em&gt; Misura di particolato e sciolto composti elaborati da Alimentatori sospensioni attive

Benthic suspension feeders play essential roles in the functioning of marine ecosystems. By filtering large volumes of water, removing plankton and ...

Detection and Genogrouping of Noroviruses from Children's Stools By Taqman One-step RT-PCR

Noroviruses (NoVs) are the leading cause of outbreaks of sporadic acute gastroenteritis worldwide in humans of all ages. They are important cause of hospitalizations in children with a public health impact similar to that of Rotavirus. NoVs are RNA viruses of great genetic diversity and there is a continuous appearance of new strains. Five genogroups are recognized; GI and GII with their many genotypes and subtypes being the most important for human infection. However, the diagnosis of these two genotypes remains problematic, delaying diagnosis and treatment. 1, 2, 3
For RNA extraction from stool specimens the most commonly used method is the QIAmp Viral RNA commercial kit from Qiagen. This method combines the binding properties of a silica gel membrane, buffers that control RNases and provide optimum binding of the RNA to the column together with the speed of microspin. This method is simple, fast and reliable and is carried out in a few steps that are detailed in the description provided by the manufacturer. 
 Norovirus is second only to rotavirus as the most common cause of diarrhea. Norovirus diagnosis should be available in all studies on pathogenesis of diarrhea as well as in outbreaks or individual diarrhea cases. At present however norovirus diagnosis is restricted to only a few centers due to the lack of simple methods of diagnosis. This delays diagnosis and treatment 1, 2, 3. In addition, due to costs and regulated transportation of corrosive buffers within and between countries use of these manufactured kits poses logistical problems. As a result, in this protocol we describe an alternative, economic, in-house method which is based on the original Boom et al. method4 which uses the nucleic acid binding properties of silica particles together with the anti-nuclease properties of guanidinium thiocyanate.
For the detection and genogrouping (GI and GII) of NoVs isolates from stool specimens, several RT-PCR protocols utilizing different targets have been developed. The consensus is that an RT-PCR using TaqMan chemistry would be the best molecular technique for diagnosis, because it combines high sensitivity, specificity and reproducibility with high throughput and ease of use. Here we describe an assay targeting the open reading frame 1 (ORF1)-ORF2 junction region; the most conserved region of the NoV genome and hence most suitable for diagnosis. For further genetic analysis a conventional RT-PCR that targets the highly variable N-terminal-shell from the major protein of the capsid (Region C) using primers originally described by Kojima et al. 5 is detailed. Sequencing of the PCR product from the conventional PCR enables the differentiation of genotypes belonging to the GI and GII genogroups.

A One-Step RT-PCR assay for detection and genogroup identification of Norovirus isolates from children&#x2019;s stools, that utilizes primers and TaqMan probes specific to the open reading frame 1 (ORF1)-ORF2 junction region, the most conserved region of the Norovirus genome is described. A non-commercial, cost-effective RNA extraction method is detailed.

Rilevamento e Genogrouping di Norovirus dalle feci dei bambini By Taqman One-step RT-PCR

Noroviruses (NoVs) are the leading cause of outbreaks of sporadic acute gastroenteritis worldwide in humans of all ages. They are important cause of ...

Medicina

Optimized Procedure for Determining the Adsorption of Phosphonates onto Granular Ferric Hydroxide using a Miniaturized Phosphorus Determination Method

This paper introduces a procedure to investigate the adsorption of phosphonates onto iron-containing filter materials, particularly granular ferric hydroxide (GFH), with little effort and high reliability. The phosphonate, e.g., nitrilotrimethylphosphonic acid (NTMP), is brought into contact with the GFH in a rotator in a solution buffered by an organic acid (e.g., acetic acid) or Good buffer (e.g., 2-(N-morpholino)ethanesulfonic acid) [MES] and N-cyclohexyl-2-hydroxyl-3-aminopropanesulfonic acid [CAPSO]) in a concentration of 10 mM for a specific time in 50 mL centrifuge tubes. Subsequently, after membrane filtration (0.45 &#181;m pore size), the total phosphorus (total P) concentration is measured using a specifically developed determination method (ISOmini). This method is a modification and simplification of the ISO 6878 method: a 4 mL sample is mixed with H2SO4 and K2S2O8 in a screw cap vial, heated to 148-150 &#176;C for 1 h and then mixed with NaOH, ascorbic acid and acidified molybdate with antimony(III) (final volume of 10 mL) to produce a blue complex. The color intensity, which is linearly proportional to the phosphorus concentration, is measured spectrophotometrically (880 nm). It is demonstrated that the buffer concentration used has no significant effect on the adsorption of phosphonate between pH 4 and 12. The buffers, therefore, do not compete with the phosphonate for adsorption sites. Furthermore, the relatively high concentration of the buffer requires a higher dosage concentration of oxidizing agent (K2S2O8) for digestion than that specified in ISO 6878, which, together with the NaOH dosage, is matched to each buffer. Despite the simplification, the ISOmini method does not lose any of its accuracy compared to the standardized method.

This paper introduces a procedure to investigate the adsorption of phosphonates onto iron-containing filter materials, particularly granular ferric hydroxide, with little effort and high reliability. In a buffered solution, the phosphonate is brought into contact with the adsorbent using a rotator and then analyzed via a miniaturized phosphorus determination method.

Procedura ottimizzata per determinare l'adsorbimento di fosfonati su idrossido ferrico granulare utilizzando un metodo di determinazione del fosforo miniaturizzato

This paper introduces a procedure to investigate the adsorption of phosphonates onto iron-containing filter materials, particularly granular ferric ...

Detection of Tilapia Lake Virus Using Conventional RT-PCR and SYBR Green RT-qPCR

The aim of this method is to facilitate the fast, sensitive and specific detection of Tilapia Lake Virus (TiLV) in tilapia tissues. This protocol can be used as part of surveillance programs, biosecurity measures and in TiLV basic research laboratories. The gold standard of virus diagnostics typically involves virus isolation followed by complementary techniques such as reverse-transcription polymerase chain reaction (RT-PCR) for further verification. This can be cumbersome, time-consuming and typically requires tissue samples heavily infected with virus. The use of RT-quantitative (q)PCR in the detection of viruses is advantageous because of its quantitative nature, high sensitivity, specificity, scalability and its rapid time to result. Here, the entire method of PCR based approaches for TiLV detection is described, from tilapia organ sectioning, total ribonucleic acid (RNA) extraction using a guanidium thiocyanate-phenol-chloroform solution, RNA quantification, followed by a two-step PCR protocol entailing, complementary deoxyribonucleic acid (cDNA) synthesis and detection of TiLV by either conventional PCR or quantitative identification via qPCR using SYBR green I dye. Conventional PCR requires post-PCR steps and will simply inform about the presence of the virus. The latter approach will allow for absolute quantification of TiLV down to as little as 2 copies and thus is exceptionally useful for TiLV diagnosis in sub-clinical cases. A detailed description of the two PCR approaches, representative results from two laboratories and a thorough discussion of the critical parameters of both have been included to ensure that researchers and diagnosticians find their most suitable and applicable method of TiLV detection.

This protocol diagnoses Tilapia Lake Virus (TiLV) in tilapia tissues using RT-PCR methodologies. The entire method is described from tissue dissection to total RNA extraction, followed by cDNA synthesis and detection of TiLV by either conventional PCR or quantitative PCR using dsDNA binding a fluorescent binding dye.

Rilevamento di Tilapia Lago Virus mediante RT-PCR convenzionale e SYBR Green RT-qPCR

The aim of this method is to facilitate the fast, sensitive and specific detection of Tilapia Lake Virus (TiLV) in tilapia tissues. This protocol can be ...

Microplot Design and Plant and Soil Sample Preparation for 15Nitrogen Analysis

Many&#160;nitrogen fertilizer studies evaluate the overall effect of a treatment on end-of-season measurements such as grain yield or cumulative N losses. A stable isotope approach is necessary to follow and quantify the fate of fertilizer derived N (FDN) through the soil-crop system. The purpose of this paper is to describe a small-plot research&#160;design utilizing non-confined 15N enriched microplots for multiple soil and plant sampling events over two growing seasons and provide sample collection, handling, and processing protocols for total 15N analysis. The methods were demonstrated using a replicated study from south-central Minnesota planted to corn (Zea mays L.). Each treatment consisted of six corn rows (76 cm row-spacing) 15.2 m long with a microplot (2.4 m by 3.8 m) embedded at one end. Fertilizer-grade urea was applied at 135 kg N&#8729;ha-1 at planting, while the microplot received urea enriched to 5 atom % 15N. Soil and plant samples were taken several times throughout the growing season, taking care to minimize cross-contamination by using separate tools and physically separating unenriched and enriched samples during all procedures. Soil and plant samples were dried, ground to pass through a 2 mm screen, and then ground to a flour-like consistency using a roller jar mill. Tracer studies require additional planning, sample processing time and manual labor, and incur higher costs for 15N enriched materials and sample analysis than traditional N studies. However, using the mass balance approach, tracer studies with multiple in-season sampling events allow the researcher to estimate FDN distribution through the soil-crop system and estimate unaccounted-for FDN from the system.

Microplot Design and Plant and Soil Sample Preparation for 15Nitrogen Analysis

A microplot design for 15N tracer research is described to accommodate multiple in-season plant and soil sampling events. Soil and plant sample collection and processing procedures, including grinding and weighing protocols, for 15N analysis are put forth.

Progettazione di microplot e preparazione di campioni di piante e suolo per 15Analisi dell'azoto

Many&#160;nitrogen fertilizer studies evaluate the overall effect of a treatment on end-of-season measurements such as grain yield or cumulative N losses. ...

Swab Sampling Method for the Detection of Human Norovirus on Surfaces

Human noroviruses are a leading cause of epidemic and sporadic gastroenteritis worldwide. Because most infections are either spread directly via the person-to-person route or indirectly through environmental surfaces or food, contaminated fomites and inanimate surfaces are important vehicles for the spread of the virus during norovirus outbreaks.
We developed and evaluated a protocol using macrofoam swabs for the detection and typing of human noroviruses from hard surfaces. Compared with fiber-tipped swabs or antistatic wipes, macrofoam swabs allow virus recovery (range 1.2-33.6%) from toilet seat surfaces of up to 700 cm2. The protocol includes steps for the extraction of the virus from the swabs and further concentration of the viral RNA using spin columns. In total, 127 (58.5%) of 217 swab samples that had been collected from surfaces in cruise ships and long-term care facilities where norovirus gastroenteritis had been reported tested positive for GII norovirus by RT-qPCR. Of these 29 (22.8%) could be successfully genotyped. In conclusion, detection of norovirus on environmental surfaces using the protocol we developed may assist in determining the level of environmental contamination during outbreaks as well as detection of virus when clinical samples are not available; it may also facilitate monitoring of effectiveness of remediation strategies.

A macrofoam based sampling methodology was developed and evaluated for the detection and quantification of norovirus on environmental hard surfaces.

Tampone Metodo di campionamento per la rilevazione di Norovirus umana sulle superfici

Human noroviruses are a leading cause of epidemic and sporadic gastroenteritis worldwide. Because most infections are either spread directly via the ...

Metodo EPA 1615. Misura di Enterovirus e Norovirus Presenza in Water di cultura e RT-qPCR. II. Totale coltivabili Virus Assay

Riepilogo

Esplora Altri Video

Capitoli in questo video