Questo lavoro è stato finanziato dal Office of Naval Research giovane Programma Investigator Award N000141110914, Office of Naval Research Grant N000141010827, NSF CARRIERA Premio CCF1054898, di direttore NIH Nuova Innovator Award 1DP2OD007292 e un Istituto Wyss per biologicamente Ispirato Facoltà di Ingegneria Fondo di avvio (a PY) e Tsinghua-Pechino Center for Life Sciences Fund avvio (BW).

1. DNA Sequenza di design <ol><li> Utilizzare software UNIQUIMER 27 per progettare una struttura SST-finite specificando il numero di doppie eliche, lunghezze di elica superiore e inferiore per ciascuna doppia elica, e il modello di crossover per creare un 24H × 28T tela. Dopo aver definito questi parametri, l&#39;architettura complessiva (composizione filamento e la disposizione complementarità) è illustrato graficamente nel programma. </li><li> Generare sequenze per i fili della struttura indicata per soddisfare la disposizione complementarità e requisiti aggiuntivi (se presenti). Progettare sequenze di DNA minimizzando la sequenza di simmetria 28 (per la maggior parte delle strutture). <ol><li> Generare nucleotidi (A, C, G e T) in modo casuale uno per uno. </li><li> Partita nucleotidi complementari a quelle generate a seguito della regola base-pairing: dalla A alla T e viceversa; C a G e viceversa. </li><li> Non utilizzare i segmenti che si ripetono al di là di otto o nove nucleotidi. Quando tale repmangiare segmenti emergono durante la progettazione, mutare i nucleotidi più recentemente generati fino a quando l&#39;obbligo di ripetere segmento è soddisfatto. </li><li> Non utilizzare quattro basi consecutive A, C, G e T. </li><li> Utilizzare nucleotidi pre-specificati nei punti di collegamento a singolo filamento (per esempio G T e come il ventunesimo e ventiduesimo nucleotidi, rispettivamente, per la maggior parte dei fili) per evitare basi scivolare attorno ai punti di collegamento (ad esempio, se entrambi ventunesimo e ventiduesimo nucleotidi erano T, è stato possibile per il XXI nucleotide di legarsi al nucleotide che la ventiduesima nucleotide dovrebbe legarsi a). </li></ol></li><li> Modifica sequenze di DNA manualmente per l&#39;etichettatura streptavidina, la trasformazione di rettangoli in tubi, la formazione di diversi rettangoli e tubi diverse scale differenti, e per prevenire l&#39;aggregazione causati da domini esposti su SST. <ol><li> Sostituire i domini esposte sul bordo della tela molecolare con poli-T Tracts. </li><li> Per l&#39;etichettatura streptavidina, progettare i segmenti manico (il segmento in più aggiunto al filone componente che può legarsi ad una controparte complementare, come un filo anti-maniglia), tali da poter ospitare un filo anti-maniglia con 3 &#39;modifica biotina. </li><li> Per la conversione di un rettangolo in un tubo, rimuovere le righe superiore e inferiore del rettangolo e inserire una nuova riga cui SST avere complementarità specifico ai corrispondenti piastrelle sul secondo per riga superiore e il secondo per fila inferiore. </li><li> Per un singolo dominio filamento esposto di forme diverse, sostituirlo con poli-T segmenti di lunghezza 10-11 nucleotidi, o coprire da paraspigoli che sono complementari al dominio esposta e terminano con un 10-11 nucleotidi segmenti lunghi poli-T. </li></ol></li></ol> 2. Preparazione dei Canvas molecolare <ol><li> Ottenere filamenti di DNA dei componenti di sequenze specificate disciolti in acqua priva di RNasi da un oligonucleotide produttore in V fondo piastre da 96 pozzetti con oligonucleotidi sintetizzati in una scala di 10 nmol con desalinizzazione standard. Centrifugare le piastre a 96 pozzetti con i filamenti di DNA di circa 10 s a 600 x g. <ol><li> Pipettare 1 ml di ciascuna delle 362 pozzetti con filamenti di DNA per la 24H × 28T rettangolo (Figura 3A) a 100 mM per filo (specifica costruttore) in una provetta 2 ml. Aggiungere 138 ml di acqua distillata deionizzata H 2 O alla provetta 2 ml di prova per ottenere una soluzione stock di miscela filamento ad una concentrazione di 200 nM per filo. </li></ol></li><li> Aggiungere 50 ml della soluzione di 200 nM magazzino di miscela filamento, 10 ml di ricottura 10X tampone A (Tris 50 mM, pH 7,9, EDTA 10 mM, 250 mM MgCl 2), e 40 ml di acqua distillata deionizzata H 2 O a 0,2 Tubo ml PCR. Questo rende un campione di 100 microlitri della tela molecolare in 1X tampone di ricottura A (5 mM Tris, pH 7,9, 1 mM EDTA, 25 mM MgCl 2). </li><li> Anneal il SAMPLe per 17 ore in un termociclatore raffreddamento da 90 ° C a 25 ° C. Programmare il termociclatore come segue: rampa di discesa da 90 ° C a 61 ° C ad una velocità costante di 5 min per ° C; rampa di decelerazione da 60 ° C a 25 ° C ad una velocità costante di 20 min per ° C; e incubare a 4 ° C fino a che il campione può essere estratto dal termociclatore. </li><li> Preparare un 2% gel nativo. <ol><li> Misurare 2,4 g di agarosio in un becher da 600 ml. Aggiungere 120 ml di tampone TBE 0.5X (44.5 mM Tris-borato, pH 8,3, EDTA 1 mM) e 30 ml di acqua deionizzata distillata nel becher. </li><li> Forno a microonde per 3 minuti (o 40 - 60 sec dopo ebollizione). Ricostituire l&#39;acqua persa durante l&#39;evaporazione mediante aggiunta di 30 ml di acqua, che aiuta a mantenere la concentrazione di agarosio in gel al 2%. </li><li> Agitare il contenuto del bicchiere per 1 min in un bagno di acqua fredda. Aggiungere 1 ml di 1,2 M MgCl 2 (per fare un MgCl 10 mM concentrazione di 2 nel gel) e pre-macchia lo spirito gelh 6 ml di SYBR sicuro tintura (1: 20.000). </li><li> Versare la soluzione di gel in una scatola di gel secco e inserire un 1,5 millimetri di spessore 12 ben elettroforesi su gel pettine. Lasciare solidificare per 15 - 30 min su una piattaforma ancora. </li><li> Versare tampone gel running (44.5 mM Tris-borato, pH 8,3, 1 mM EDTA, 10 mM MgCl e 2) nella scatola gel. Carico 2 - 3 ml di 1 kb DNA ladder in un pozzo del gel di agarosio. Mescolare 4 ml di 6X bromofenolo colorante blu (0,25% blu di bromofenolo, 5 mM Tris, 1 mM EDTA, 10 mM MgCl 2 e 30% glicerolo) con 20 ml di campione della tela molecolare e caricare la soluzione in un altro pozzetto della gel di agarosio. </li></ol></li><li> Eseguire il nativo 2% agarosio per 2 ore a 100 V in un bagno di acqua ghiacciata (bromofenolo blu, in blu, corre più veloce di fili di componenti in modo che possa servire come indicatore che se il tempo di 2 ore di funzionamento è appropriato). </li><li> Immagine il gel utilizzando uno scanner gel con un filtro appropriato per il SYBR macchia di sicurezza (Figura 2B </strong&gt;). </li><li> Su un transilluminatore luce blu, accise la banda dominante mobilità simile alla banda di 1.500 paia di basi del DNA scala 1 kb con una lama di rasoio pulito tagliente. Posizionare il pezzo di gel desiderato (s) in una colonna di spin e poi schiacciare il gel in pezzi sottili con un pestello microtubo. Centrifugare a 438 xg per 3 min a 4 ° C. </li><li> Misurare la concentrazione del DNA utilizzando uno spettrofotometro ultravioletta a 260 nm. <ol><li> Utilizzare 2 ml di acqua distillata ultrapura DNasi / RNase-Free come bianco per calibrare la macchina. </li><li> Utilizzare un volume equivalente di campione prelevato dalla colonna di selezione per ottenere una stima della concentrazione di DNA. Il valore misurato di concentrazione (&quot;a&quot; = ng / ml) conseguito presso un assorbimento UV di 260 nm aiuterà a determinare il fattore di diluizione per AFM e di imaging TEM. </li><li> Convertire la concentrazione misurata da &quot;a&quot; (ng / ml) per &quot;b&quot; (nM) in seguito b = a × 10 6 / (330 &amp;# 215; numero di nucleotidi). NOTA: Il peso molecolare di un nucleotide è 330 g / mol. Il valore della concentrazione molare calcolato determina il fattore di diluizione per AFM e TEM imaging. Come per il caso di un 24H × 28T rettangolo, la misura comune per il campione purificato è intorno 10 - i 60 ng / ml. Poiché il numero di nucleotidi per una tale struttura è 14616 Da, la concentrazione molare è di circa 2 - 12 nM. La concentrazione finale è determinato dal rendimento di raccolta (~ 20 - 50%) da centrifugazione e il volume della banda gel asportato out (maggiore è il volume, più diluire il campione purificato). </li></ol></li></ol> 3. microscopia a forza atomica Imaging <ol><li> Staccare mica collegato a un disco dei campioni di metallo con nastro adesivo per ottenere una superficie piana e inserire il disco di preparato sul palco di imaging. </li><li> Aggiungere 40 ml di 1X tampone di ricottura A seguiti da 5 microlitri (2 - 5 nM) del campione purificato della 24H × 28Trettangolo sulla superficie mica appena spaccati. Lasciare il composto di stabilirsi per circa 2 minuti. </li><li> Installare AFM nitruro di silicio di chip a sbalzo su un supporto a sbalzo. Utilizzare una punta triangolare C (frequenza di risonanza, f 0 = 40-75 kHz; primavera costante, k = 0,24 Nm -1) per l&#39;imaging. </li><li> Immagine un campione nel modo fluido maschiatura. Utilizzare i seguenti parametri di imaging per la scansione: scansione dimensione di 2 micron, 1024 linee per la risoluzione e una velocità di scansione di 0,5 - 1 Hz (Figura 2C). </li><li> Se necessario, aggiungere 10 ml o più di 10 mM soluzione NiCl 2 per aumentare la forza di legame 29 DNA-mica. </li></ol> 4. Preparazione del campione per Streptavidin Etichettatura <ol><li> Progettare manualmente la 24H × 28T rettangolo tale che fili manico in luoghi specifici sono incorporati come complementari alle varie componenti anti-maniglia con modifica biotina, che a loro volta sono in grado di legarsi a streptavidin particolare. <ol><li> Modificare la tela molecolare collegando un &#39;segmento 3 17-nucleotide che consiste in una sequenza di due nucleotidi (TT) come distanziatore e una maniglia 15-nucleotide (GGAAGGGATGGAGGA) per le 14 tessere sulla fila superiore e 14 piastrelle sul fondo fila del rettangolo (Figura 3A) per etichettare confine. Questa sequenza è complementare ad una 3 &#39;biotina modificato strand anti-impugnatura (TCCTCCATCCCTTCC-biotina). </li></ol></li><li> Per l&#39;etichettatura interna, attaccare il segmento 3 &#39;17 nucleotidi a 8 tessere interne e 6 piastrelle di confine del rettangolo (figura 4A). <ol><li> Mescolare le 28 trefoli con manici (etichettatura confine) con il resto dei componenti che costituiscono il 24H × 28T rettangolo (334 fili) per fare una soluzione stock di 200 nM. Mescolare le 14 trefoli con maniglie (etichettatura interna) con il resto dei componenti che costituiscono il 24H × 28T rettangolo (348 filamenti) per ottenere una soluzione madre di 200 nM. </li></ol></li><li> Per boetichettatura undary, aggiungere 50 ml di soluzione madre di 200 nM dei trefoli, 6 ml di 100 mM biotina modificato anti-maniglia trefoli, 10 ml di ricottura 10X tampone A, e 34 ml di acqua distillata deionizzata ad una 0,1-0,2 provetta ml PCR. La concentrazione finale del filo componente è 100 nm e la concentrazione finale del filamento modificato anti-handle biotina è di 6.000 nM. Si noti che 28 molecole anti-gestiscono biotina modificato filo si legano a una 24 ore × 28T rettangolo in modo che il filo anti-gestire biotina modificata è superiore al 100% per rendere il legame favorevole. </li><li> Per l&#39;etichettatura interna, aggiungere 50 ml di soluzione di riserva 200 Nm dei fili, 3 ml di anti-gestire biotina filo modificato interna a 100 micron, 10 ml di 10X buffer di ricottura A, 37 ml di acqua deionizzata distillata a un 0,1 - 0,2 ml provetta PCR. La concentrazione finale del filo componente è 100 nm e la concentrazione finale di anti-handle biotina modifi<html> ed filone è 3.000 nm. Si noti che 14 molecole anti-handle biotina modificato filo legano ad una 24H × 28T rettangolo così anti-gestire biotina filo modificato è superiore al 100% per rendere il legame favorevole. </li><li> Ricottura entrambi i campioni in un termociclatore per 17 ore utilizzando la procedura descritta in 2.3. </li><li> Preparare un 2% gel nativo come descritto nei punti 2.4. </li><li> Purificare entrambi i campioni come descritto ai punti 2.5. </li><li> Misurare le concentrazioni delle strutture di DNA desiderati come descritto ai punti 2.6. </li></ol> 5. microscopia a forza atomica per l&#39;etichettatura Streptavidin <ol><li> Immagine ogni campione con un AFM, come descritto al punto 3 (figure 3B e 4B). </li><li> Dopo il primo turno delle immagini, aggiungere 40 ml di 1X tampone di ricottura A seguita da 1 ml di streptavidina a 10 mg / ml per il campione. Lasciare il composto di stabilirsi per circa 2 minuti prima di re-imaging (Figure 3C e 4C). </li></ol>_title &quot;&gt; 6. La conversione di un rettangolo in un tubo <ol><li> Per progettare un tubo sulla base del rettangolo, mantenere tutti gli SST componenti in posto tranne le file superiore e inferiore. Introdurre una nuova riga cui SST sono progettati concatenando le mezze tegole superiori e inferiori delle rispettive colonne ciclizzare il rettangolo originale in una conformazione tubo (Figura 5A). </li><li> Mescolare la nuova riga di fili (14 fili) con i fili che compongono il 24H × 28T rettangolo escluse le righe superiore e inferiore (336 linee) per ottenere una soluzione stock 200 Nm. </li><li> Seguire la purificazione gel passaggi 2,2-2,7 (Figura 5B). </li></ol> 7. Transmission Electron Microscope Imaging <ol><li> Pesare 0,06 g di formiato di uranile in 3 ml di acqua distillata per preparare una soluzione acquosa di uranile macchia formiato 2%. Filtrare la soluzione acquosa macchia uranile formiato 2% utilizzando un filtro da 0,2 micron attaccato ad una siringa. <ol><li> Aggiungere 5 ml di5 N NaOH al 1 ml di soluzione macchia filtrata. Brevemente agitare la soluzione e centrifugare a 20000 x g. </li></ol></li><li> Glow scaricare le griglie di carbonio rivestite (lato rivestito verso l&#39;alto) con le seguenti impostazioni: 25 mA, 45 s, 0,1 mbar e polarità negativa High Tension. </li><li> Utilizzare pinze a chiusura automatica per afferrare una griglia trattata bagliore scaricatore dal bordo. </li><li> Pipettare 3,5 ml di campione sulla griglia per 4 min. Usare un pezzo di carta da filtro per favorire off campione portando la carta da filtro a contatto con la griglia di lato. </li><li> Aggiungere immediatamente 3,5 ml di soluzione macchia sulla griglia per 1 min. </li><li> Wick via la macchia come in 7.4 e tenere la carta da filtro contro la rete del 1 - 2 min. </li><li> Trasferire la griglia di un titolare TEM campione e immagine utilizzando un JEOL JEM-1400 funzionare a 80 kV con ingrandimento variabile da 10 K a 80 K (Figura 5C). </li></ol> 8. Costruire forme arbitrarie utilizzando la Molecular Canvas <ol><li> Identificare una forma e selezionare i fili che corrispondono alla forma sulla tela molecolare. Per una forma triangolare per esempio, selezionare 206 su 362 capi per la tela molecolare. </li><li> Sostituire il dominio esposta (cioè lungo l&#39;ipotenusa del triangolo) con un segmento di poli-T 10 - 11 nucleotidi (disegno 1 nella Figura 6A), o aggiungere una protezione bordo che è complementare al dominio esposta e terminare con 10 - segmento lungo poly-T 11 nucleotide (disegno 2 nella Figura 6A) per prevenire l&#39;aggregazione. NOTA: Semplicemente ricottura gli SST che corrispondono ai pixel del triangolo (senza utilizzare fili protettore) porterà ad aggregazione e senza formazione di bande distinte prodotto su un gel. Utilizzare il disegno paraspigoli per varie forme in quanto è più efficiente delle risorse; richiede solo quattro set aggiuntivi di filamenti (Figura 6C) rispetto a 14 set aggiuntivi nella progettazione di sostituzione (Figure 6B). </li><li> Creare una libreria filo per la tela molecolare 310-pixel, che comprende il nucleo (la tela 362 SST), Set 1 * (paraspigoli che si legano al dominio 1 di una SST), Set 2 * (paraspigoli che si legano al dominio 2 di una SST), Set 3 * (paraspigoli che si legano al dominio 3 di un SST), e Set 4 * (paraspigoli che si legano al dominio di un 4 SST) per dare un totale di 1.344 paraspigoli. </li><li> Centrifugare le piastre a 96 pozzetti per i diversi set per circa 10 s. Pipettare i fili desiderati dalle piastre in modo da ottenere una soluzione stock di una certa forma. <ol><li> Per la forma di un triangolo con paraspigoli, pipetta 1 ml di 206 fili dal nucleo, 0 della serie 1 *, 0 della serie 2 *, 0 della serie 3 * e 24 fili della serie 4 * in una centrifuga 2 ml tubo. Aggiungere 20 ml di acqua distillata deionizzata al tubo per ottenere una soluzione stock di 400 nM dei filamenti di DNA. </li></ol></li><li> Aggiungere 50 ml di soluzione di 400 NM di stra DNA<html> nds, 10 ml di 10X buffer di ricottura B (50 mM Tris, pH 7.9, EDTA 10 mm, 125 mM MgCl 2) soluzione madre e 40 ul distillata H 2 O deionizzata in una provetta da 0,2 ml PCR. Questo rende un campione di 100 microlitri del triangolo in 1X tampone di ricottura B (5 mM Tris, pH 7,9, 1 mM EDTA, 12,5 mM MgCl 2) con trefoli a una concentrazione di circa 200 nM per filo. </li><li> Anneal il composto in un termociclatore per 17 ore come descritto al punto 2.3. </li><li> Preparare un 2% gel nativo come descritto al punto 2.4. </li><li> Purificare il campione come descritto al punto 2.5. </li><li> Misurare la concentrazione del DNA come descritto al punto 2.6. </li><li> Immagine del campione sotto AFM come descritto al punto 3 (Figura 7C e 7D). </li><li> Scegli e mescolare capi per forme diverse utilizzando la stessa libreria filamento. Ricuocere le diverse soluzioni e combinare campioni purificati di forme diverse per risparmiare tempo durante l&#39;imaging AFM. </li></ol>jove_title &quot;&gt; 9. Optional: Robot di automazione di disegno di figura e miscelazione liquido <ol><li> Utilizzare un programma MATLAB personalizzato per aiutare la progettazione di forme complesse. </li><li> Utilizzare il software per fornire indicazioni, sotto forma di una sequenza di dispensazione di un gestore di robot liquido. Utilizzare il gestore liquido robot di selezionare e miscelare i fili che costituiscono la forma di destinazione. NOTA: la progettazione e la ciocca di miscelazione è stato automatizzato per ridurre l&#39;errore umano e rendere intensa la costruzione meno lavoro. </li></ol> 10. Rettangoli e tubi Across diverse scale <ol><li> Costruire rettangoli di diverse dimensioni (Figura 10) semplicemente modificando il numero di eliche parallele (H) e il numero di spire elicoidali (T). </li><li> Eseguire il punto 3 per un rettangolo dimensione specifica. </li><li> Eseguire il punto 6 per un tubo di dimensione specifica. </li></ol>

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Nature. 461 (7260), 74-77 (2009).</li><li>Han, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DNA+origami+with+complex+curvatures+in+three-dimensional+space.">DNA origami with complex curvatures in three-dimensional space.</a> Science. 332 (6024), 342-346 (2011).</li><li>Liu, W., Zhong, H., Wang, R., Seeman, N. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Crystalline+two-dimensional+DNA+origami+arrays.">Crystalline two-dimensional DNA origami arrays.</a> Angew. Chem. Int. Ed. 50 (1), 264-267 (2011).</li><li>Zhao, Z., Liu, Y., Yan, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organizing+DNA+origami+tiles+into+larger+structures+using+preformed+scaffold+frames.">Organizing DNA origami tiles into larger structures using preformed scaffold frames.</a> Nano Lett. 11 (7), 2997-3002 (2011).</li><li>Woo, S., Rothemund, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Programmable+molecular+recognition+based+on+the+geometry+of+DNA+nanostructures.">Programmable molecular recognition based on the geometry of DNA nanostructures.</a> Nat. Chem. 3 (8), 620-627 (2011).</li><li>Delebecque, C. J., Lindner, A. B., Silver, P. A., Aldaye, F. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organization+of+intracellular+reactions+with+rationally+designed+RNA+assemblies.">Organization of intracellular reactions with rationally designed RNA assemblies.</a> Science. 333 (6041), 470-474 (2011).</li><li>Lin, C., Liu, Y., Rinker, S., Yan, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DNA+tile+based+self-assembly:+building+complex+nanoarchitectures.">DNA tile based self-assembly: building complex nanoarchitectures.</a> ChemPhysChem. 7 (8), 1641-1647 (2006).</li><li>Seeman, N. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nanomaterials+based+on+DNA.">Nanomaterials based on DNA.</a> Annu. Rev. Biochem. 79 (1), 65-87 (2010).</li><li>Voigt, N. V., Nangreave, J., Yan, H., Gothelf, K. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DNA+origami:+a+quantum+leap+for+self-assembly+of+complex+structures.">DNA origami: a quantum leap for self-assembly of complex structures.</a> Chem. Soc. Rev. 40 (12), 5636-5646 (2011).</li><li>Wei, B., Dai, M., Yin, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Complex+Shapes+self-assembled+from+single+stranded+DNA+tiles.">Complex Shapes self-assembled from single stranded DNA tiles.</a> Nature. 485 (7400), 623-626 (2012).</li><li>Wei, B., Wang, Z., Mi, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Uniquimer:+software+of+de+novo+DNA+sequence+generation+for+DNA+self-assembly:+an+introduction+and+the+related+applications+in+DNA+self-assembly.">Uniquimer: software of de novo DNA sequence generation for DNA self-assembly: an introduction and the related applications in DNA self-assembly.</a> J. Comput. Theor. Nanosci. 4 (1), 133-141 (2007).</li><li>Seeman, N. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=De+novo+design+of+sequences+for+nucleic+acid+structural+engineering.">De novo design of sequences for nucleic acid structural engineering.</a> J. Biomol. Struct. Dyn. 8 (3), 573-581 (1990).</li><li>Hansma, H. G., Laney, D. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=DNA+binding+to+mica+correlates+with+cationic+radius:+assay+by+atomic+force+microscopy.">DNA binding to mica correlates with cationic radius: assay by atomic force microscopy.</a> Biophys. J. 70 (4), 1933-1939 (1996).</li><li>Seelig, G., Soloveichik, D., Zhang, D. Y., Winfree, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Enzyme-free+nucleic+acid+logic+circuits.">Enzyme-free nucleic acid logic circuits.</a> Science. 314 (5805), 1585-1588 (2006).</li><li>Yin, P., Choi, H. M. T., Calvert, C. R., Pierce, N. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Programming+biomolecular+self-assembly+pathways.">Programming biomolecular self-assembly pathways.</a> Nature. 451 (7176), 318-322 (2008).</li></ol>

The authors declare competing financial interests.

Nella fase formazione della struttura, è importante mantenere un&#39;adeguata concentrazione di cationi magnesio (ad es., 15 mm) nella miscela filamento di DNA di nanostrutture di DNA di auto-assemblaggio. Analogamente, nella fase di caratterizzazione gel di agarosio / purificazione, è importante mantenere un adeguato concentrazione di cationi di magnesio (ad es., 10 mM) nel gel e il buffer gel running mantenere le nanostrutture di DNA durante l&#39;elettroforesi. Per la 24H × struttura 28T rettango...

Acido nucleico precedente lavoro autoassemblaggio 1-25 ha portato alla costruzione di successo di una varietà di strutture complesse, compreso il DNA 2 - 5,8,10 - 13,17,23 o RNA 7,22 3,4,7 periodica, 22 e algoritmico 5 bidimensionali reticoli, nastri 10,12 e tubi 4,12,13, cristalli 3D 17, poliedri 11 e finite, 2D forme 7,8. Un metodo particolarmente efficace è ponteggi origami di DNA, per cui un singolo filo impalcatura viene piegato da molti corti filamenti ausiliari fiocco per formare una forma complessa 9,14 - 16,18 - 21,25. Recentemente abbiamo segnalato un metodo per costruire nanostrutture discreti con forme 2D prescritte con piastrelle a singolo filamento (SST), e dimostrato strutture con complessità paragonabile a origami di DNA 26. Questo article è un adattamento del nostro lavoro precedente 26 e descrive in dettaglio i protocolli per l&#39;organizzazione di SST indirizzabili individualmente in sofisticate forme 2D finiti con dimensioni prescritte con precisione (larghezze e lunghezze) e morfologie. Uno dei principali vantaggi del metodo SST è la sua modularità. Ogni SST componente di una struttura serve come unità di costruzione modulare nell&#39;assemblaggio, e diversi sottoinsiemi di questi SST produrre forme distinte. Così, abbiamo stabilito una piattaforma generale per costruire nanostrutture con dimensioni e forme prescritte dalla corte, filamenti di DNA sintetico. SST contengono quattro domini, ciascuno lungo 10 o 11 nucleotidi (Figura 1A). Le SST legano in modo tale che le loro eliche parallele creano un reticolo di DNA tenuti insieme da legami incrociati. Ogni crossover è fosfato tra i domini 2 e 3. Il fosfato è allungato artificialmente nei diagrammi per chiarezza visiva. I crossover sono distanziati due spire elicoidali (21 basi) a parte (&lt;strong&gt; Figura 1B). I rettangoli compositi sono indicati con le dimensioni del numero di eliche e spire elicoidali. Ad esempio, un rettangolo che è di sei eliche e otto elicoidale gira lungo viene fatto riferimento come 6H × 8T rettangolo. SST può essere lasciato fuori, ha aggiunto, o comunque riorganizzate per creare strutture di forme arbitrarie e dimensioni (Figura 1C). Per esempio, un disegno rettangolare può essere arrotolato in un tubo con una lunghezza e raggio desiderato (Figura 1D). In alternativa, il SST reticolo rettangolare può essere visto come una tela molecolare costituito da SST pixel, ogni 3 nm da 7 nm. In questo studio, usiamo una tela molecolare di 310 full-length SST interne, 24 SST full-length che costituiscono i confini sinistro e destro, e 28 SST a mezzo busto che costituiscono le delimitazioni superiore e inferiore. La tela ha 24 doppie eliche legate da crossover e ogni elica contiene 28 spire elicoidali (294 basi) ed è quindi indicato comeuna 24H × 28T rettangolare tela. Il 24H × 28T tela ha un peso molecolare simile a quella di una struttura origami di DNA ricavato da un fago M13 ponteggio.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="919">
	<tbody>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:183px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:401px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">DNA Strands&#160;</td>
			<td style="width:183px;">Integrated DNA Technology</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Section 3.1</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">SYBR Safe DNA gel stain</td>
			<td style="width:183px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:119px;">S33102</td>
			<td>Section 3.4.2</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Freeze&#39;N Squeeze DNA Gel Extraction Spin Columns</td>
			<td style="width:183px;">BIO-RAD</td>
			<td style="width:119px;">731-6166</td>
			<td>Section 3.6</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Bruker&#39;s Sharp Nitride Lever Probes</td>
			<td style="width:183px;">Bruker AFM Probes</td>
			<td style="width:119px;">SNL10</td>
			<td>Section 4.3</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Safe Imager 2.0 Blue Light Transilluminator</td>
			<td style="width:183px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:119px;">G6600</td>
			<td>Section 3.6</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Centrifuge 5430R</td>
			<td style="width:183px;">Eppendorf</td>
			<td style="width:119px;">5428 000.414</td>
			<td>Section 3.6</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Transmission Electron Microscope&#160;</td>
			<td style="width:183px;">Jeol</td>
			<td style="width:119px;">Jem 1400</td>
			<td>Section 7.4</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Multimode 8</td>
			<td style="width:183px;">Veeco</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Section 4</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Typhoon FLA 9000 Laser Scanner</td>
			<td style="width:183px;">GE Heathcare Life Sciences</td>
			<td style="width:119px;">28-9558-08</td>
			<td>Section 3.5</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Ultrapure Distilled water</td>
			<td style="width:183px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:119px;">10977-023</td>
			<td>Section 3.7.1</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Mica disk</td>
			<td style="width:183px;">SPI Supplies</td>
			<td style="width:119px;">12001-26-2</td>
			<td>Section 4.1</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Steel mounting disk</td>
			<td style="width:183px;">Ted Pella, Inc.</td>
			<td style="width:119px;">16218</td>
			<td>Section 4.1</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">carbon coated copper grid for TEM</td>
			<td style="width:183px;">Electron Microscopy Sciences</td>
			<td style="width:119px;">FCF400-Cu</td>
			<td>Section 7.2</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">tweezers</td>
			<td style="width:183px;">Dumont</td>
			<td>0203-N5AC-PO</td>
			<td>Section 7.31</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">glow discharge system</td>
			<td style="width:183px;">Quorum Technologies</td>
			<td style="width:119px;">K100X</td>
			<td>Section 7.2</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">DNA Engine Tetrad 2 Peltier Thermal Cycler</td>
			<td style="width:183px;">BIO-RAD</td>
			<td>PTC&#8211;0240G</td>
			<td>Section 3.3</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Owl Easycast B2 Mini Gel Electrophoresis Systems</td>
			<td style="width:183px;">ThermoScientific</td>
			<td>B2</td>
			<td>Section 3.4.3</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Seekam LE Agarose 500G</td>
			<td style="width:183px;">Lonza</td>
			<td style="width:119px;">50004</td>
			<td>Section 3.4.1</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">GeneRuler 1kb Plus DNA Ladder, Ready-To-Use 75-20000bp</td>
			<td style="width:183px;">ThermoScientific</td>
			<td style="width:119px;">SM1333</td>
			<td>Section 3.4.4</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Nanodrop 2000c UV-vis Spectrophotometer</td>
			<td style="width:183px;">ThermoScientific</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Section 3.7</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">0.2 um filter</td>
			<td style="width:183px;">Corning Inc.</td>
			<td style="width:119px;">431219</td>
			<td>Section 7.1.2</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

self-assembly of complex two-dimensional shapes from single-stranded dna tiles

Current methods in DNA nano-architecture have successfully engineered a variety of 2D and 3D structures using principles of self-assembly. In this article, we describe detailed protocols on how to fabricate sophisticated 2D shapes through the self-assembly of uniquely addressable single-stranded DNA tiles which act as molecular pixels on a molecular canvas. Each single-stranded tile (SST) is a 42-nucleotide DNA strand composed of four concatenated modular domains which bind to four neighbors during self-assembly. The molecular canvas is a rectangle structure self-assembled from SSTs. A prescribed complex 2D shape is formed by selecting the constituent molecular pixels (SSTs) from a 310-pixel molecular canvas and then subjecting the corresponding strands to one-pot annealing. Due to the modular nature of the SST approach we demonstrate the scalability, versatility and robustness of this method. Compared with alternative methods, the SST method enables a wider selection of information polymers and sequences through the use of de novo designed and synthesized short DNA strands.

L&#39;auto-assemblaggio di SST (Figura 1) produrrà un 24H × 28T rettangolo, come illustrato in figura 2. Sequenze di DNA per i diversi SST possono essere modificati / ottimizzata per abilitare l&#39;etichettatura streptavidina (Figura 3 e 4), la trasformazione di un rettangolo in un tubo (figura 5), programmabile autoassemblaggio di SST per formare tubi e rettangoli di diverse dimensioni (Figura 10), e la costruzione ...

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Self-assembly of Complex Two-dimensional Shapes from Single-stranded DNA Tiles

DNA tiling is an effective approach to make programmable nanostructures. We describe the protocols to construct complex two-dimensional shapes by the self-assembly of single-stranded DNA tiles.

Auto-assemblaggio di forme complesse bidimensionali da Campagna DNA a singolo filamento

Current methods in DNA nano-architecture have successfully engineered a variety of 2D and 3D structures using principles of self-assembly. In this ...

self-assembly-complex-two-dimensional-shapes-from-single-stranded-dna

Research

JoVE Journal

Chemistry

11.5K Views.  Tsinghua University. DNA tiling is an effective approach to make programmable nanostructures. We describe the protocols to construct complex two-dimensional shapes by the self-assembly of single-stranded DNA tiles.

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Origami Inspired Self-assembly of Patterned and Reconfigurable Particles

There are numerous techniques such as photolithography, electron-beam lithography and soft-lithography that can be used to precisely pattern two dimensional (2D) structures. These technologies are mature, offer high precision and many of them can be implemented in a high-throughput manner. We leverage the advantages of planar lithography and combine them with self-folding methods1-20 wherein physical forces derived from surface tension or residual stress, are used to curve or fold planar structures into three dimensional (3D) structures. In doing so, we make it possible to mass produce precisely patterned static and reconfigurable particles that are challenging to synthesize.
In this paper, we detail visualized experimental protocols to create patterned particles, notably, (a) permanently bonded, hollow, polyhedra that self-assemble and self-seal due to the minimization of surface energy of liquefied hinges21-23 and (b) grippers that self-fold due to residual stress powered hinges24,25. The specific protocol described can be used to create particles with overall sizes ranging from the micrometer to the centimeter length scales. Further, arbitrary patterns can be defined on the surfaces of the particles of importance in colloidal science, electronics, optics and medicine. More generally, the concept of self-assembling mechanically rigid particles with self-sealing hinges is applicable, with some process modifications, to the creation of particles at even smaller, 100 nm length scales22, 26 and with a range of materials including metals21, semiconductors9 and polymers27. With respect to residual stress powered actuation of reconfigurable grasping devices, our specific protocol utilizes chromium hinges of relevance to devices with sizes ranging from 100 &mu;m to 2.5 mm. However, more generally, the concept of such tether-free residual stress powered actuation can be used with alternate high-stress materials such as heteroepitaxially deposited semiconductor films5,7 to possibly create even smaller nanoscale grasping devices.

We describe experimental details of the synthesis of patterned and reconfigurable particles from two dimensional (2D) precursors. This methodology can be used to create particles in a variety of shapes including polyhedra and grasping devices at length scales ranging from the micro to centimeter scale.

Origami Ispirato auto-assemblaggio di particelle Fantasia e riconfigurabile

There are numerous techniques such as photolithography, electron-beam lithography and soft-lithography that can be used to precisely pattern two ...

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Chimica

Formation of Ordered Biomolecular Structures by the Self-assembly of Short Peptides

In nature, complex functional structures are formed by the self-assembly of biomolecules under mild conditions. Understanding the forces that control self-assembly and mimicking this process in vitro will bring about major advances in the areas of materials science and nanotechnology. Among the available biological building blocks, peptides have several advantages as they present substantial diversity, their synthesis in large scale is straightforward, and they can easily be modified with biological and chemical entities1,2. Several classes of designed peptides such as cyclic peptides, amphiphile peptides and peptide-conjugates self-assemble into ordered structures in solution. Homoaromatic dipeptides, are a class of short self-assembled peptides that contain all the molecular information needed to form ordered structures such as nanotubes, spheres and fibrils3-8. A large variety of these peptides is commercially available.
This paper presents a procedure that leads to the formation of ordered structures by the self-assembly of homoaromatic peptides. The protocol requires only commercial reagents and basic laboratory equipment. In addition, the paper describes some of the methods available for the characterization of peptide-based assemblies. These methods include electron and atomic force microscopy and Fourier-Transform Infrared Spectroscopy (FT-IR). Moreover, the manuscript demonstrates the blending of peptides (coassembly) and the formation of a &#34;beads on a string&#34;-like structure by this process.9 The protocols presented here can be adapted to other classes of peptides or biological building blocks and can potentially lead to the discovery of new peptide-based structures and to better control of their assembly.

This paper describes the formation of highly ordered peptide-based structures by the spontaneous process of self-assembly. The method utilizes commercially available peptides and common lab equipment. This technique can be applied to a large variety of peptides and may lead to the discovery of new peptide-based assemblies.

Formazione di strutture biomolecolari ordinate dalla Self-assemblaggio di piccoli peptidi

In nature, complex functional structures are formed by the self-assembly of biomolecules under mild conditions. Understanding the forces that control ...

Folding and Characterization of a Bio-responsive Robot from DNA Origami

The DNA nanorobot is a hollow hexagonal nanometric device, designed to open in response to specific stimuli and present cargo sequestered inside. Both stimuli and cargo can be tailored according to specific needs. Here we describe the DNA nanorobot fabrication protocol, with the use of the DNA origami technique. The procedure initiates by mixing short single-strand DNA staples into a stock mixture which is then added to a long, circular, single-strand DNA scaffold in presence of a folding buffer. A standard thermo cycler is programmed to gradually lower the mixing reaction temperature to facilitate the staples-to-scaffold annealing, which is the guiding force behind the folding of the nanorobot. Once the 60 hr folding reaction is complete, excess staples are discarded using a centrifugal filter, followed by visualization via agarose-gel electrophoresis (AGE). Finally, successful fabrication of the nanorobot is verified by transmission electron microscopy (TEM), with the use of uranyl-formate as negative stain.

DNA origami is a powerful method for fabricating precise nanoscale objects by programming the self-assembly of DNA molecules. Here we describe a protocol for the folding of a bio-responsive robot from DNA origami, its purification and negative staining for transmission electron microscopic imaging (TEM).

Pieghevole e caratterizzazione di un robot bio-reattiva da origami di DNA

The DNA nanorobot is a hollow hexagonal nanometric device, designed to open in response to specific stimuli and present cargo sequestered inside. Both ...

Synthesis of a Water-soluble Metal&#8211;Organic Complex Array

We demonstrate a method for the synthesis of a water-soluble multimetallic peptidic array containing a predetermined sequence of metal centers such as Ru(II), Pt(II), and Rh(III). The compound, named as a water-soluble metal-organic complex array (WSMOCA), is obtained through 1) the conventional solution-chemistry-based preparation of the corresponding metal complex monomers having a 9-fluorenylmethyloxycarbonyl (Fmoc)-protected amino acid moiety and 2) their sequential coupling together with other water-soluble organic building units on the surface-functionalized polymeric resin by following the procedures originally developed for the solid-phase synthesis of polypeptides, with proper modifications. Traces of reactions determined by mass spectrometric analysis at the representative coupling steps in stage 2 confirm the selective construction of a predetermined sequence of metal centers along with the peptide backbone. The WSMOCA cleaved from the resin at the end of stage 2 has a certain level of solubility in aqueous media dependent on the pH value and/or salt content, which is useful for the purification of the compound.

Synthesis of a Water-soluble Metal&amp;#8211;Organic Complex Array

A potential general method for the synthesis of water-soluble multimetallic peptidic arrays containing a predetermined sequence of metal centers is presented.

Sintesi di una serie complessa Metal-Organic solubile in acqua

We demonstrate a method for the synthesis of a water-soluble multimetallic peptidic array containing a predetermined sequence of metal centers such as ...

Grafting Multiwalled Carbon Nanotubes with Polystyrene to Enable Self-Assembly and Anisotropic Patchiness

We demonstrate a straightforward protocol to graft pristine multiwalled carbon nanotubes (MWCNTs) with polystyrene (PS) chains at the sidewalls through a free-radical polymerization strategy to enable the modulation of the nanotube surface properties and produce supramolecular self-assembly of the nanostructures. First, a selective hydroxylation of the pristine nanotubes through a biphasic catalytically mediated oxidation reaction creates superficially distributed reactive sites at the sidewalls. The latter reactive sites are subsequently modified with methacrylic moieties using a silylated methacrylic precursor to create polymerizable sites. Those polymerizable groups can address further polymerization of styrene to produce a hybrid nanomaterial containing PS chains grafted to the nanotube sidewalls. The polymer-graft content, amount of silylated methacrylic moieties introduced and hydroxylation modification of the nanotubes are identified and quantified by Thermogravimetric Analysis (TGA). The presence of reactive functional groups hydroxyl and silylated methacrylate are confirmed by Fourier Transform Infrared Spectroscopy (FT-IR). Polystyrene-grafted carbon nanotube solutions in tetrahydrofuran (THF) provide wall-to-wall collinearly self-assembled nanotubes when cast samples are analyzed by transmission electron microscopy (TEM). Those self-assemblies are not obtained when suitable blanks are similarly cast from analogous solutions containing non-grafted counterparts. Therefore, this method enables the modification of the nanotube anisotropic patchiness at the sidewalls which results into spontaneous auto-organization at the nanoscale.

A procedure for the synthesis of polystyrene-grafted multiwalled carbon nanotubes using successive chemical modification steps to selectively introduce the polymer chains to the sidewalls and their self-assembly via anisotropic patchiness is presented.

L'innesto Multiwalled Carbon Nanotubes con polistirolo per abilitare l'auto-assemblaggio e discromie anisotropo

We demonstrate a straightforward protocol to graft pristine multiwalled carbon nanotubes (MWCNTs) with polystyrene (PS) chains at the sidewalls through a ...

Liquid-cell Transmission Electron Microscopy for Tracking Self-assembly of Nanoparticles

Drying a nanoparticle dispersion is a versatile way to create self-assembled structures of nanoparticles, but the mechanism of this process is not fully understood. We have traced the trajectories of individual nanoparticles using liquid-cell transmission electron microscopy (TEM) to investigate the mechanism of the assembly process. Herein, we present the protocols used for liquid-cell TEM studies of the self-assembly mechanism. First, we introduce the detailed synthetic protocols used to produce uniformly sized platinum and lead selenide nanoparticles. Next, we present the microfabrication processes used to produce liquid cells with silicon nitride or silicon windows and then describe the loading and imaging procedures of the liquid-cell TEM technique. Several notes are included to provide helpful tips for the entire process, including how to manage the fragile cell windows. The individual motions of nanoparticles tracked by liquid-cell TEM revealed that changes in the solvent boundaries caused by evaporation affected the self-assembly process of nanoparticles. The solvent boundaries drove nanoparticles to primarily form amorphous aggregates, followed by flattening of the aggregates to produce a 2-dimensional (2D) self-assembled structure. These behaviors are also observed for different nanoparticle types and different liquid-cell compositions.

Here we introduce experimental protocols for the real-time observation of a self-assembly process using liquid-cell transmission electron microscopy.

Microscopia elettronica in trasmissione di liquidi-cellula per l'inseguimento auto-assemblaggio delle nanoparticelle

Drying a nanoparticle dispersion is a versatile way to create self-assembled structures of nanoparticles, but the mechanism of this process is not fully ...

Fabrication of Spherical and Worm-shaped Micellar Nanocrystals by Combining Electrospray, Self-assembly, and Solvent-based Structure Control

Micellar nanocrystals (micelles with encapsulated nanocrystals) have become an emerging major class of nanobiomaterials. We describe a method of fabricating micellar nanocrystals based on combining top-down electrospray, bottom-up self-assembly, and solvent-based structure control. This method involves first using electrospray to generate uniform ultrafine liquid droplets, each of which functions as a micro-reactor in which self-assembly reaction occurs forming micellar nanocrystals, with the structures (micelle shape and nanocrystal encapsulation) controlled by the organic solvent used. This method is largely continuous and produces high quality micellar nanocrystal products with an inexpensive structure control approach. By using a water-miscible organic solvent tetrahydrofuran (THF), worm-shaped micellar nanocrystals can be produced due to solvent-induced/facilitated micelle fusion. Compared with the common spherical micellar nanocrystals, worm-shaped micellar nanocrystals can offer minimized non-specific cellular uptake, thus enhancing biological targeting. By co-encapsulating multiple nanocrystals into each micelle, multifunctional or synergistic effects can be achieved. Current limitations of this fabrication method, which will be part of the future work, primarily include imperfect encapsulation in the micellar nanocrystal product and the incompletely continuous nature of the process.

The present work describes a method to fabricate micellar nanocrystals, an emerging major class of nanobiomaterials. This method combines top-down electrospray, bottom-up self-assembly, and solvent-based structure control. The fabrication method is largely continuous, can produce high quality products, and possesses an inexpensive means of structure control.

Fabbricazione di nanocristalli micellare sferica e a forma di verme combinando Electrospray, auto-assemblaggio e controllo di struttura a base di solvente

Micellar nanocrystals (micelles with encapsulated nanocrystals) have become an emerging major class of nanobiomaterials. We describe a method of ...

Negative Additive Manufacturing of Complex Shaped Boron Carbides

Boron carbide (B4C) is one of the hardest materials in existence. However, this attractive property also limits its machineability into complex shapes for high wear, high hardness, and lightweight material applications such as armors. To overcome this challenge, negative additive manufacturing (AM) is employed to produce complex geometries of boron carbides at various length scales. Negative AM first involves gelcasting a suspension into a 3D-printed plastic mold. The mold is then dissolved away, leaving behind a green body as a negative copy. Resorcinol-formaldehyde (RF) is used as a novel gelling agent because unlike traditional hydrogels, there is little to no shrinkage, which allows for extremely complex molds to be used. Furthermore, this gelling agent can be pyrolyzed to leave behind ~50 wt% carbon, which is a highly effective sintering aid for B4C. Due to this highly homogenous distribution of in situ carbon within the B4C matrix, less than 2% porosity can be achieved after sintering. This protocol highlights in detail the methodology for creating near fully dense boron carbide parts with highly complex geometries.

A method called negative additive manufacturing is used to produce near fully dense complex shaped boron carbide parts of various length scales. This technique is possible via the formulation of a novel suspension involving resorcinol-formaldehyde as a unique gelling agent that leaves behind a homogenous carbon sintering aid after pyrolysis.

Produzione additiva negativa del complesso a forma di carburi di boro

Boron carbide (B4C) is one of the hardest materials in existence. However, this attractive property also limits its machineability into complex shapes for ...

Exfoliation and Analysis of Large-area, Air-Sensitive Two-Dimensional Materials

We describe methods for producing and analyzing large, thin flakes of air-sensitive two-dimensional materials. Thin flakes of layered or van der Waals crystals are produced using mechanical exfoliation, in which layers are peeled off a bulk crystal using adhesive tape. This method produces high-quality flakes, but they are often small and can be hard to find, particularly for materials with relatively high cleavage energies such as black phosphorus. By heating the substrate and the tape, two-dimensional material adhesion to the substrate is promoted, and the flake yield can be increased by up to a factor of ten. After exfoliation, it is necessary to image or otherwise analyze these flakes but some two-dimensional materials are sensitive to oxygen or water and will degrade when exposed air. We have designed and tested a hermetic transfer cell to temporarily maintain the inert environment of a glovebox so that air-sensitive flakes can be imaged and analyzed with minimal degradation. The compact design of the transfer cell is such that optical analysis of sensitive materials can be performed outside of a glovebox without specialized equipment or modifications to existing equipment.

A method for exfoliating large thin flakes of air sensitive two-dimensional materials and safely transporting them for analysis outside of a glovebox is presented.

Esfoliazione e analisi di grande-area, materiali bidimensionale aria-sensibile

We describe methods for producing and analyzing large, thin flakes of air-sensitive two-dimensional materials. Thin flakes of layered or van der Waals ...

Stable DNA Motifs, 1D and 2D Nanostructures Constructed from Small Circular DNA Molecules

This article presents a detailed protocol for synthesis of small circular DNA molecules, annealing of circular DNA motifs, and construction of 1D and 2D DNA nanostructures. Over decades, the rapid development of DNA nanotechnology is attributed to the use of linear DNAs as the source materials. For example, the DAO (double crossover, antiparallel, odd half-turns) tile is well-known as a building block for construction of 2D DNA lattices; the core structure of DAO is made from two linear single-stranded (ss) oligonucleotides, like two ropes making a right hand granny&#160;knot. Herein, a new type of DNA tiles called cDAO (coupled DAO) are built using a small circular ss-DNA of c64nt or c84nt (circular 64 or 84 nucleotides) as the scaffold strand and several linear ss-DNAs as the staple strands. Perfect 1D and 2D nanostructures are assembled from cDAO tiles: infinite nanowires, nanospirals, nanotubes, nanoribbons; and finite nano-rectangles. Detailed protocols are described: 1) preparation by T4 ligase and purification by denaturing PAGE (polyacrylamide gel electrophoresis) of small circular oligonucleotides, 2) annealing of stable circular tiles, followed by native PAGE analysis, 3) assembling of infinite 1D nanowires, nanorings, nanospirals, infinite 2D lattices of nanotubes and nanoribbons, and finite 2D nano-rectangles, followed by AFM (Atomic Force Microscopy) imaging. The method is simple, robust, and affordable for most labs.

This article presents a detailed protocol for T4 ligation and denaturing PAGE purification of small circular DNA molecules, annealing and native PAGE analysis of circular tiles, assembling and AFM imaging of 1D and 2D DNA nanostructures, as well as agarose gel electrophoresis and centrifugation purification of finite DNA nanostructures.

Motivi di DNA stabile, 1D e 2D nanostrutture costruito da molecole di DNA circolare piccola

This article presents a detailed protocol for synthesis of small circular DNA molecules, annealing of circular DNA motifs, and construction of 1D and 2D ...