Questa ricerca è stata sostenuta da una sovvenzione NIH: R21AG042066. Vorremmo ringraziare Philip Schulz per il suo contributo nella creazione di video cattura dello schermo.

1. Phage Produzione <ol><li> Eseguire tutti i processi produttivi fago e biopanning in un armadio biosicurezza. Produrre fagi particelle delle diverse librerie (librerie Tomlinson I e J e fogli di biblioteca 21) per il processo biopanning utilizzando le istruzioni del produttore (http://www.lifesciences.sourcebioscience.com/media/143421/tomlinsonij.pdf). NOTA BENE: Usiamo più librerie nel nostro processo di panning per aumentare la diversità degli anticorpi disponibili. </li><li> Brevemente, batteri cultura scorte dei tre librerie in 200 ml di 2xYT contenente 1% di glucosio e 100 ug / ml di ampicillina su agitatore a 37 ° C fino OD 600 è 0,4. </li><li> Aggiungere 8 x 10 11 di KM13 helper phage a 200 ml di librerie Tomlinson I e J e 8 x 10 11 di VCSM13 helper phage a 200 ml della biblioteca fogli. Incubare i campioni biblioteca con fago helper per 30 minuti a 37 ° C senza agitazione. </li><li> Centrifuga laculture a 3.000 xg per 10 min e risospendere il pellet cellulare in 200 ml di 2xYT con 0,1% di glucosio, 100 ug / ml di ampicillina e 50 ug / ml di kanamicina. </li><li> Incubare le culture O / N a 30 ° C con agitazione e poi girare per 30 minuti a 3.300 xg il giorno seguente. </li><li> Aggiungere 50 ml di polietilene glicole (PEG) 8000 in 2,5 M NaCl ai 200 ml di surnatante da ciascuna delle librerie e incubare in ghiaccio per 1 ora. Dopo precipitazione PEG, girare le soluzioni ancora per 30 min a 3300 x g. </li><li> Aggiungere 1-2 ml di tampone fosfato salino (PBS) al pellet (a seconda delle dimensioni del pellet) e trasferimento in provette da microcentrifuga. </li><li> Incubare particelle fagiche in ghiaccio per 1 ora a 37 ° C con miscelazione occasionali prima centrifugazione per 10 min a 11.600 x g. Raccogliere il surnatante e conservare a -80 ° C. </li><li> Prima di congelamento, il trasferimento di un piccolo volume di particelle fagiche dalle tre librerie a un&#39;altra provetta e titolare ciascun bibliotecautilizzando singolarmente cellule TG1 per determinare la concentrazione. Segue una descrizione del processo titolo per una libreria. <ol><li> Crescere cellule TG1 a OD 600 di 0,4. Aggiungere 990 ml di PBS a 6 tubi microcentrifuga. </li><li> Per il primo tubo di aggiungere 10 ml di particelle fagiche. Dopo la miscelazione, togliere 10 ml di tubo uno e aggiungere al tubo 2. Ripetere questa operazione per i restanti 4 tubi. </li><li> Aggiungere 200 microlitri di cellule TG1 a 6 provette e aggiungere 10 ml di ciascuna delle sei diluizioni fagiche a questi tubi. Lasciare le particelle dei fagi di infettare per 30 minuti senza agitazione a 37 ° C. </li><li> Piatto 100 ml di cellule unto Luria-Bertani agar piastre con 100 mg / ml di ampicillina (LBA). Incubare O / N a 37 ° C e quindi determinare la pfu / ml utilizzando il numero di colonie visibili. </li></ol></li></ol> 2. Negativo Process biopanning NOTA: Evitare troppi disgelo congelamento dei fagi durante tutto il processo biopanning. Ideally, è meglio effettuare il maggior numero di passaggi panning negativi come possibile in un giorno. Dopo il completamento dei cicli di panning negativa o positiva contro l&#39;obiettivo è importante per risparmiare del fago in caso di contaminazione in ogni fase. <ol><li> 12 Rounds di Panning negativo contro albumina sierica bovina (BSA) <ol><li> Aggiungere 4 ml di 1 mg / ml soluzione BSA in PBS a 12 immunotubes e incubare O / N a 4 ° C. </li><li> Combinare 1 x 10 12 particelle fagiche da ciascuno dei tre librerie (annullare una piccola quantità di questa miscela fago per futura verifica del processo di panning negativo). </li><li> Eliminare la soluzione BSA dal primo tubo e lavare il tubo 2-3 volte con PBS per rimuovere non legato BSA. </li><li> Aggiungere le librerie fagiche combinate a questo primo tubo, incubare per 30 minuti a RT sul rotatore e raccogliere i fagi legati. </li><li> Ripetere passo 2.1.3 con il secondo immunotube e aggiungere il fago raccolti dal punto 2.1.4 a questo immunotube. Ripetere il punto 2.1.4. </li><li> Ripetere 2.1.3-2.1.4 con i restanti 10 tubi di soluzione BSA e il fago non legato raccolto dopo ogni incubazione. </li><li> Per verificare la rimozione di tutti i leganti BSA fagi usare AFM. Aggiungere 10 ml di fago dal punto 2.1.2 e 10 ml di fago rimanente dopo passo 2.1.7 separatamente a 10 mg / ml di BSA legati a mica spaccati. Una breve versione del processo AFM è delineato nel paragrafo 8. </li><li> È importante salvare una piccola quantità di fago dopo aver terminato i numerosi cicli di panning negativa contro ogni bersaglio per verificare il successo del processo di panning. </li></ol></li><li> 10 Viaggi di Panning Negative contro varie forme di alfa-sinucleina NOTA: In questo progetto, vogliamo rimuovere fago che potrebbero legare altre forme aggregate di proteine ​​come alfa-sinucleina (monomero, dimero, trimero, ecc) e quindi dovremo eliminare qualsiasi di questi fagi (l&#39;obiettivo è quello di eliminare il molti fagi cross-reattivi possibile). Lasciare purificato alfa-sinucleina per aggregare per almeno 7 giorni in modo che entrambe le forme monomeriche e oligomeriche sono presenti per panning negativo. <ol><li> Preparare 4 immunotubes con 500 mg / ml di aggregati di alfa-sinucleina in PBS e 4 immunotubes con 100 ug / ml di aggregati alfa-sinucleina e incubare O / N a 4 ° C. </li><li> Eliminare la soluzione di uno dei tubi con 500 mg / ml di aggregati alfa-sinucleina, lavare con PBS e aggiungere la libreria fagica raccolti dopo i 12 giri di negativo panning con BSA. </li><li> Incubare la provetta per 30 minuti a RT sul rotatore e raccogliere i fagi legati. </li><li> Ripetere i punti 2.2.3 e 2.2.4 per i restanti tubi con 500 mg / ml di aggregati alfa-sinucleina e poi i tubi con 100 ug / ml di aggregati alfa-sinucleina utilizzando il fago non legato raccolto dopo ogni passo 2.2.4. </li><li> Ripetere il passaggio 2.1.8 utilizzando il fago dopo la prima di panning negativa contro 500 mg / ml di alfa aggregato-synuclein e il fago dopo l&#39;ottava prova del panning negativa contro 100 mg / ml di alfa-sinucleina. </li><li> Per eliminare tutti i leganti negative contro l&#39;alfa-sinucleina preparare due immunotubes extra con 500 mg / ml di aggregati alfa-sinucleina e ripetere i passaggi 2.2.2-2.2.4. </li></ol></li><li> 10 Viaggi di Panning Negative contro Healthy Human Brain Tissue Omogenato <ol><li> Aggiungere 1x tampone STEN (Tris 50 mM (pH 7,6), NaCl 150 mM, EDTA 2 mM, 0,2% NP-40, 0,2% BSA, 20 mM PMSF e proteasi cocktail inibitore) di tessuto cerebrale umano 28. Omogeneizzare a 24.000 rpm per 1 min, centrifugare i campioni a 3.000 giri e raccogliere il surnatante. </li><li> Preparare 2 immunotubes con 2 ml di 50 mg / ml di tessuto cerebrale umano in PBS e 8 immunotubes con 10 ug / ml di tessuto cerebrale umano e incubare O / N a 4 ° C. </li><li> Ripetere i passaggi 2.2.3-2.2.5 prima con le provette contenenti 50 mg / ml di tessuto cerebrale umano e poi con quelli contenenti 10 mg / ml di b umanatessuti di pioggia con il fago non legato raccolti dopo il panning negativa contro l&#39;alfa-sinucleina. </li><li> Ripetere il passaggio 2.1.8 utilizzando il fago dopo la prima di panning negativa contro 50 mg / ml di tessuto cerebrale umano e il fago dopo il decimo turno di panning negativa contro tessuto cerebrale umano. </li></ol></li><li> 8 Viaggi di Panning Negative contro Healthy immunoprecipitati TDP-43 <ol><li> Immunoprecipitare sano TDP-43 proteine ​​dal tessuto cerebrale umano sano utilizzando il protocollo descritto nella sezione 9. A causa della minore quantità di proteine ​​immunoprecipitate, effettuare questi giri di panning negativo utilizzando mica. </li><li> Cleave otto superfici di mica. </li><li> Per il primo mica aggiungere ~ 100 microlitri di 5 ug / ml di proteine ​​immunoprecipitate e incubare per 5-10 minuti a temperatura ambiente. </li><li> Lavare la mica 5 volte con il 0,1% di PBS con Tween 20 (PBST). </li><li> Aggiungi ~ 100 ml di fago dopo il pan negativo contro il tessuto cerebrale sano e incubare per 5-10 minuti aRT. </li><li> A metà di incubazione passo 2.4.5, eseguire il punto 2.4.3 utilizzando il secondo mica. </li><li> Raccogliere il fago dal punto 2.4.5 e lavare la mica 5 volte con 0,1% PBST. </li><li> Lavare mica dal punto 2.4.6 e aggiungere il fago da 2.4.7. </li><li> Ripetere i punti 2.4.4 a 2.4.9 fino a quando il fago viene stroncato negativamente contro ogni otto mica con la proteina immunoprecipitato. Ripetere il passaggio 2.1.7 utilizzando il fago dopo la prima e otto round di panning negativo. </li></ol></li><li> 2 Colpi di Panning negativa contro FTD immunoprecipitati TDP-43 <ol><li> Immunoprecipitare TDP-43 proteina dal cervello di individui con FTD. </li><li> Cleave 2 superfici di mica. </li><li> Aggiungere 50 ml di 10 mg / ml di FTD TDP-43 ad uno mica. Incubare per 5 minuti a temperatura ambiente. </li><li> Lavare la mica 5 volte con 0,1% PBST. </li><li> Aggiungere 50 ml del fago raccolti dopo panning negativo contro sana TDP-43. Incubare per 5 min. </li><li> Raccogliere i fagi non associate. </li><li> Repeats passaggi 2.5.3 a 2.5.6 con la seconda mica e il fago non legato raccolti in 2.5.6. </li></ol></li></ol> 3. Positive Panoramica contro immunoprecipitati TDP-43 da individui con SLA <ol><li> Immunoprecipitare TDP-43 proteina dal cervello di individui con SLA. Cleave 3 superfici di mica. Aggiungere 50 ml di 10 mg / ml di SLA TDP-43 ad uno mica. Incubare per 5 minuti a temperatura ambiente. Lavare la mica 5 volte con 0,1% PBST. </li><li> Aggiungere 50 ml del fago raccolti dopo panning negativo contro sana TDP-43 alla mica. Incubare per 5 min. </li><li> Raccogliere i fagi non associate. Raccogliere anche i fagi legati con tre metodi di eluizione. E &#39;importante mantenere tutti i fagi raccolti in questi passaggi panning separati. <ol><li> Innanzitutto, aggiungere 50 ml di tripsina (1 mg / ml in PBS) per ciascun mica e incubare per non più di 10 min. Raccogliere la soluzione e salvare. Successivamente, aggiungere 50 ml di trietilammina mM 100 (TEA) a ciascun mica e incubare per non più di 10 min. Collect la soluzione, aggiungere uguale volume di 1 M Tris-HCl a pH 7.4 e risparmiare. </li><li> Terzo, aggiungere 50 ml di TG1 a OD 600 di 0,4 direttamente alla mica e incubare per 30 min a 37 ° C. Aggiungere anche i fagi raccolti dai due metodi di eluizione in 3.3.1 a 100 ml di TG1 a OD 600 di 0,4 e incubare per 30 min a 37 ° C. </li></ol></li><li> Ripetere i passaggi 3.1 con un secondo mica. </li><li> Prendete il fago non legato raccolti in 3.3.2. utilizzando il primo mica con ALS TDP-43 e aggiungerlo al secondo mica con ALS TDP-43. Incubare per 5 min. </li><li> Ripetere tutti i passi in 3.3 per questi seconda serie di mica. </li><li> Unire le cellule TG1 infettate con i fagi eluiti con tripsina dai due ALS TDP-43 mica e piastra su piastre LBA. Ripetere la stessa procedura per il TEA e TG1 eluito fagi da due ALS TDP-43 mica per un totale di tre piastre. NOTA: A causa del coinvolgimento di TDP-43 sia in SLA e FTD, alcuni dei cloni isolati indue turni di panning positivo contro la SLA TDP-43 possono essere specifiche per questo obiettivo, ma alcuni possono anche legarsi FTD. Per isolare meglio ALS cloni specifici, prendere il fago non legato raccolte dopo 2 giri di panning negativo contro FTD TDP-43 (poiché questi due cicli di panning negativo avrebbero dovuto essere rimosso in qualsiasi destinazione che è reattivo a FTD TDP-43) e utilizzare queste fagi in un ulteriore ciclo di panning positiva contro la ALS TDP-43 antigene mica (preparare l&#39;ALS TDP-43 mica come descritto sopra in 3.3 e 3.4). </li><li> Ripetere tutti i passi in 3.3 con questo terzo mica ALS e piastra le cellule infette TG1 su tre piatti LBA O / N a 37 ° C. Il giorno successivo contare il numero di colonie sui 6 piatti LBA con i potenziali cloni SLA. Ci dovrebbe essere un minor numero di colonie sulle tre piastre LBA con i potenziali cloni ALS dopo il terzo turno di panning positivo rispetto ai tre piastre LBA dopo i due turni di panning positivo. </li></ol> 4. coltura e Phage prodottoion di potenziali cloni positivi contro la SLA specifica TDP-43 <ol><li> Grow ogni colonia dalle 6 piastre in piastre da 96 pozzetti contenenti 100 ml di 2xYT con 1% di glucosio e 100 ug / ml di ampicillina su agitatore a 37 ° CO / N. </li><li> Il trasferimento successivo giorno 10 ml dai pozzetti contenenti i cloni delle 3 piastre LBA dopo il terzo turno di panning positivo con l&#39;ALS TDP-43 proteine ​​per microprovette contenenti 1 ml di 2xYT con 1% di glucosio e 100 ug / ml di ampicillina . </li><li> Aggiungere glicerolo a tutte le colture nelle piastre a 96 pozzetti ad una concentrazione finale del 15% e congelare le piastre a -80 ° C. Lasciare le 1 ml culture a crescere per 2-3 ore agitazione a 37 ° C. </li><li> Aggiungere 10 9 di KM13 helper fago e consentire il fago helper di infettare per 1 ora a 37 ° C con agitazione. Centrifugare le cellule per 10 min a 3000 xg, scartare il surnatante e aggiungere 1 ml di 2xYT con 0,1% di glucosio, 100 ug / ml di ampicillina e 50 ug / ml di Kanamycin. </li><li> Coltivare le cellule O / N a 30 ° C con agitazione. Centrifugare le provette a 3.300 xg per 30 minuti, trasferire il surnatante in nuovi tubi microcentrifuga e aggiungere 250 microlitri PEG / NaCl ad ogni provetta. </li><li> Incubare le provette in ghiaccio per 1 ora. Centrifugare le provette di nuovo a 3.300 xg per 30 minuti, scartare il surnatante e aggiungere 100 ml di soluzione salina in ogni provetta. </li><li> Incubare le provette in ghiaccio per 1 ora. Gira le provette per 10 minuti a 11.600 xg e trasferire il surnatante in nuovi tubi. Conservare i fagi a -80 ° C. </li></ol> 5. Sequenziamento dei potenziali ALS Clones <ol><li> Ripetere il passaggio 4.2 e permette di culture a crescere O / N a 37 ° C con agitazione. Il giorno successivo effettuare preparazioni plasmide DNA dei cloni secondo le istruzioni del produttore. Sequenza dei cloni utilizzando l&#39;apposito avanti e indietro primer. </li></ol> 6. Screening potenziali cloni positivi contro la SLA specifica TDP-43 Uso indiretto ELISA <ol><li> Aggiungere 100 ml di 2,5 mg / ml di SLA, FTD e tessuto sano del cervello umano per i pozzetti di una piastra ELISA alto vincolante per ciascun potenziale clone SLA. Incubare le piastre a 37 ° C per 1 ora con lenta agitazione. </li><li> Lavare le piastre 3 volte con 0,1% PBST. Aggiungere 200 ml di 2% latte in polvere in PBS per pozzetto ed incubare le piastre a 37 ° C per 1 ora con lenta agitazione. </li><li> Ripetere la fase di lavaggio e poi aggiungere 100 ml di ogni fago diluito almeno 1/100 in PBS ai pozzetti. Dopo l&#39;incubazione e lavare passi, aggiungere 100 ml di 1 / 1.000 anti-M13 HRP in ogni pozzetto. Lavare le piastre e visualizzare utilizzando il kit di supporto chemiluminescenza femto ELISA. </li></ol> 7. scFv Produzione e screening utilizzando indiretta ELISA <ol><li> Crescere HB 2151 cellule per OD 600 di 0,4. Aggiungere 5 ml di diverse fagi a 20 ml di cellule HB 2151. Lasciare i fagi 30 min a infettare a 37 ° C senza agitazione. Dividere piastre LBA nelle reti in modoche circa 20 cloni possono essere placcati su ciascuno. </li><li> Aggiungere 5-10 ml di ogni fago infetta i batteri alla piastra e incubare O / N a 37 ° C. Il giorno successivo aggiungi singole colonie a 1 ml di 2xYT con 0,1% di glucosio e 100 ug / ml di ampicillina e agitare a 37 ° C per 3-4 h fino OD 600 è 0,6. </li><li> Aggiungere 1 ml di 1 M isopropylthiogalactoside (IPTG) a ciascuna provetta e incubare O / N a 30 ° C con agitazione. Spin le provette a 11.600 xg per 10 min e il supernatante raccolto per il test ELISA. </li><li> Per il test ELISA seguire le stesse procedure di cui al punto 6, tranne che invece di fago in 6.5 aggiungere il scFv diluito e per 6,6 aggiungere 100 ml di 1 / 1.000 9E10 HRP. </li></ol> 8. AFM Process <ol><li> Aggiungere 10-20 ml di antigene bersaglio di mica spaccati e incubare per 5-10 min. Lavare la mica 5 volte con acqua. Aggiungere 10-20 ml di fagi al mica e incubare per 5-10 min. </li><li> Lavare la mica 5 volte wi nuovoth acqua e lasciare la mica asciugare all&#39;aria. Visualizza fago legame con AFM 1. Eseguire il processo di imaging AFM con AFM modalità toccando con un controller Nanoscope IIIa in aria a RT 29. Le sonde AFM silicio hanno una frequenza di risonanza di 300 kHz e una costante elastica di 40 N / m. Utilizzare una velocità di scansione di 3,05 Hz e una risoluzione di scansione di 512 campioni / linea. </li><li> Elaborare le immagini di appiattimento base dello sfondo per garantire che tutte le dimensioni delle particelle sono comparabili all&#39;interno di ogni immagine. Larghezza Phage (non lunghezza) può variare in base all&#39;immagine dovuto altre dimensioni delle particelle e l&#39;area di scansione, ma non potrà mai compromettere la precisione o meno fago lega all&#39;antigene. </li><li> Se durante la verifica AFM per ogni set di fagi panning negativi sono visibili sulla mica, effettuare giri aggiunta fino a quando non fagi vengono rilevati prima di procedere alla prossima serie di panning negativo. </li></ol> 9. Immunoprecipitazione di Target Antigen <ol><li> Per isolate l&#39;antigene bersaglio (TDP-43), aggiungere 250 mg di tessuto cerebrale omogeneizzare (dalla corteccia motoria), 100 ml di 1/100 diluizione della anti-TDP 43 policlonale anticorpi e 1x STEN buffer per 700 microlitri volume totale di un Eppendorf tubo 28. </li><li> Incubare O / N a 4 ° C su un rotatore. Wash A / G agarosio con 1x STEN buffer di 2-3 volte e aggiungere 25 ml di miscela di tessuto. Incubare a 4 ° C per 1,5 h su un rotatore e centrifugare a 2.000-4.000 rpm per 1 min. </li><li> Rimuovere il surnatante e lavare il pellet una volta con 1x tampone STEN e 5 volte con PBS. Aggiungere 40-60 ml di tampone 1x STEN al pellet e far bollire per 5 min. Dopo i campioni sono fresche, centrifugare e raccogliere il surnatante. Utilizzare SDS-PAGE e Western blotting per verificare il successo del processo di immunoprecipitazione 30. </li></ol> 10. Dot Blot Analysis <ol><li> Tagliare la carta di nitrocellulosa in piccoli rettangoli per ogni clone che saranno testati. Dot 2 ml di SLA, FTD e campioni di tessuto cerebrale umano sano unto la carta di nitrocellulosa e lasciare asciugare completamente. </li><li> Aggiungere 1-2 ml di 5% di latte in polvere in PBS e lasciate agitare per 1 ora a temperatura ambiente. Aggiungere 1 ml di 1/100 di diluizione di ogni fago e lasciate scuotere O / N a 4 ° C. Lavare la membrana 3 volte per 10 minuti ciascuno con 0,5% PBST. </li><li> Aggiungere 1 ml di 1 / 1.000 diluizione anti-M13 HRP e lasciarlo agitare per 1 ora a temperatura ambiente. Ripetere la procedura di lavaggio e visualizzata usando la soluzione chemiluminescenza occidentale. </li></ol>

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Ecotoxicology and Environmental Safety. 81, 84-90 (2012).</li><li>Liu, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Selection+and+characterization+of+single-chain+recombinant+antibodies+against+spring+viraemia+of+carp+virus+from+mouse+phage+display+library.">Selection and characterization of single-chain recombinant antibodies against spring viraemia of carp virus from mouse phage display library.</a> Journal of Virological Methods. 194, 178-184 (2013).</li><li>Cukkemane, N., Bikker, F. J., Nazmi, K., Brand, H. S., Veerman, E. C. 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The authors have nothing to disclose.

Protein variants have been shown to be involved in the progression of many neurodegenerative diseases such as Alzheimer&#8217;s, Parkinson&#8217;s, ALS and FTD1,2,3,4,5,6,7,8,9,10,11. Isolation of antibodies that can selectively recognize these different protein variant targets can be effective reagents to study, diagnose and potentially treat such ailments. To generate such variant specific antibodies we have developed a novel biopanning process that utilizes atomic force microscopy to monitor the progress ...

La presenza di varianti proteiche è stato implicato come fattore nella progressione di molte malattie, tra cui le malattie neurodegenerative come l&#39;Alzheimer, il Parkinson, SLA e demenza frontotemporale (FTD) 1,2,3,4,5,6,7,8,9 , 10,11. Forme oligomerici di proteine ​​beta-amiloide e alfa-sinucleina si pensa siano le specie tossiche responsabili della malattia di Alzheimer e di Parkinson, rispettivamente, 2,3,4,5. Aggregati del TAR DNA-binding protein 43 (TDP-43) sono stati legati alla SLA e FTD 12,13,14. Reagenti Quindi come gli anticorpi che possono selettivamente colpiscono le diverse varianti proteiche possono essere potenti strumenti per servire come marcatori diagnostici e potenziali terapie. In questo studio, ci siamo concentrati sullo sviluppo di reagenti che si legano selettivamente varianti del TDP-43 proteina implicata nella SLA, tuttavia la tecnica descritta in questo documento dovrebbe essere applicabile all&#39;isolamento di reagenti contro una vasta gamma di protVarianti ein. Aggregazione citoplasmatica di TDP-43 è stato identificato come una caratteristica patologica nella SLA 15,16,17,18,19. Tipicamente TDP-43 si trova nel nucleo di tutte le cellule di un individuo normale, anche se tende a spostarsi tra citosol e nel nucleo 15,17. Forme Tuttavia, in ALS aggregati di TDP-43 vengono rilevati nel citoplasma di selezionare neuroni e glia con basse concentrazioni riscontrate nel nucleo suggerire il movimento di TDP-43 dal nucleo al citoplasma durante la progressione della malattia 16,20. Mentre aggregazione di TDP-43 si trova nella maggior parte dei casi di SLA, che non tiene conto di tutti i casi dal 1% -2% del totale casi di SLA (o 15% -20% dei casi di SLA familiare) sono collegate a mutazioni nel superossido dismutasi 1 (SOD1) gene 15,17. A causa del ruolo importante di TDP-43 nella maggior parte dei casi di SLA, qui ci concentriamo sullo sviluppo di anticorpi reattivi based che può selettivamente legarsi al TDP di 43 varianti che sonopresente in tessuto cerebrale SLA umano utilizzando le nostre tecniche biopanning basato romanzo AFM. Inizialmente abbiamo bisogno di un vasto repertorio di domini di legame anticorpo. Abbiamo unito tre singola catena di frammenti di anticorpi dominio variabile phage display diverso librerie (scFvs), (Tomlinson I e J e biblioteche Sheets 21). Il processo di panning è diviso in fasi panning negativi e positivi. Fagi dalle librerie vengono prima sottoposti al processo di panning negativo durante il quale fagi reattivo sono esclusi antigeni multipli fuori bersaglio. Dopo il completamento di ogni turno di panning negativo contro l&#39;antigene di fuori bersaglio, il processo è monitorato da immagini AFM per assicurare che tutte vincolanti gli antigeni fuori bersaglio fago sono stati rimossi. Solo dopo aver verificato da AFM immagini che tutti i fagi reattivi vengono rimossi dobbiamo procedere al prossimo obiettivo. Per isolare i reagenti contro TDP-43 varianti implicati nella SLA abbiamo utilizzato i seguenti antigeni panning negativi:<html> 1) BSA per rimuovere fago che legano debolmente o non specificamente alle proteine; 2) aggregati di alfa-sinucleina per rimuovere fago che si legano a elementi strutturali generici di proteine ​​aggregate; 3) omogenati di tessuto cerebrale umano per rimuovere fago che legarsi agli proteine ​​o altri componenti presenti nei campioni post-mortem del tessuto cerebrale umano sano; 4) immunoprecipitato TDP-43 dal cervello umano sano di rimuovere fago che si legano a tutti TDP-43 forme associate con il cervello umano sano; e 5) immunoprecipitata TDP-43 isolato da FTD omogenati di cervello per rimuovere fago che legano TDP 43-varianti associate con i non-ALS patologia. Dopo la rimozione di tutto fago reattiva a tutti gli antigeni bersaglio off, si è quindi proceduto alla fase panning positiva durante la quale i frammenti di anticorpi che legano l&#39;antigene di interesse sono isolati, in questo caso TDP-43 immunoprecipitato da tessuto cerebrale umano ALS. Questi anticorpi isolati possono essere reattivi a forme aggregate o modificate di TDP-43. &quot;&gt; Convenzionale fago biopanning concentra principalmente sulla fase panning positiva 22,23. Solitamente il bersaglio di interesse è immobilizzato, la libreria fagica aggiunto e fagi legati eluito. I fagi sono poi amplificati e aggiunto al bersaglio di nuovo. Questo processo di amplificazione e l&#39;incubazione di solito è ripetuta più volte per aumentare la percentuale di fago legame positivo. Mentre variazioni di questo processo sono stati ampiamente utilizzati per isolare anticorpi reattivi contro un&#39;ampia gamma di antigeni bersaglio, generalmente richiede grandi quantità di antigene purificato bersaglio 24,25,26, 27, mentre il nostro processo richiede in tracce l&#39;antigene bersaglio. Il protocollo qui descritto può essere usato per isolare reagenti antigeni bersaglio selettivamente bind che sono presenti a concentrazioni molto basse, senza la necessità di purificazione e il panning possono essere eseguite direttamente contro antigene presente in campioni di tessuto complesse. L&#39;uso di protocolli di panning negativi esaustivi, verificatada AFM assicura che i cloni isolati contro l&#39;antigene positivo dovrebbe legare selettivamente l&#39;obiettivo anche quando non purificato o arricchito. Kasturirangan e colleghi (2003) hanno effettuato un simile processo biopanning negativo e positivo di isolare anticorpi reattivi di oligomeri di beta-amiloide con concentrazione nanogrammo dell&#39;obiettivo 5. Qui abbiamo espandere su questo processo per consentire la generazione di reagenti che legano selettivamente proteina specifica malattia varianti direttamente da campioni di tessuto umano. In studi futuri intendiamo approfondire non solo il valore diagnostico dei reagenti isolato qui, ma anche valutare la loro rilevanza terapeutica per il trattamento della SLA. Nel complesso, la nostra nuova tecnologia AFM biopanning base dovrebbe essere applicabile all&#39;isolamento di qualsiasi malattia-specifica variante di proteine ​​in qualsiasi materiale biologico senza la necessità di purificazione delle proteine ​​o modifica, anche quando il bersaglio antigene concentrations sono estremamente basse.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="940">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:323px;">Name of Reagent/ Equipment</td>
			<td style="width:287px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:212px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="22">
			<td height="22" style="height:22px;width:323px;">Tomlinson I and J Libraries</td>
			<td style="width:287px;">MRC (Cambridge, England)</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:323px;">Sheets Library</td>
			<td style="width:287px;">MRC (Cambridge, England)</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:323px;">2xYT</td>
			<td style="width:287px;">BD Sciences</td>
			<td style="width:119px;">244020</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:323px;">Glucose</td>
			<td style="width:287px;">Amresco</td>
			<td style="width:119px;">0188-2.5KG</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:323px;">Ampicillin</td>
			<td style="width:287px;">Amresco</td>
			<td style="width:119px;">0339-25G</td>
			<td>Irritant</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:323px;">KM13 Helper Phage</td>
			<td style="width:287px;">MRC (Cambridge, England)</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:323px;">Kanamycin</td>
			<td style="width:287px;">OmniPur</td>
			<td style="width:119px;">5880</td>
			<td>Irritant</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:323px;">Polyethylene Glycol 8000</td>
			<td style="width:287px;">OmniPur</td>
			<td style="width:119px;">6510</td>
			<td>Irritant</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:323px;">Sodium Chloride</td>
			<td style="width:287px;">Macron</td>
			<td style="width:119px;">7647-14-5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:323px;">Sodium Phosphate Dibasic</td>
			<td style="width:287px;">Amresco</td>
			<td style="width:119px;">0404-1KG</td>
			<td>Irritant</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:323px;">Potassium Chloride</td>
			<td style="width:287px;">EMD</td>
			<td style="width:119px;">PX1405-1</td>
			<td>Irritant</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:323px;">Potassium Phosphate Monobasic</td>
			<td style="width:287px;">Amresco</td>
			<td style="width:119px;">0781-500G</td>
			<td>Irritant</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:323px;">TG1 Cells</td>
			<td style="width:287px;">MRC (Cambridge, England)</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Luria-Bertani Agar</td>
			<td style="width:287px;">EMD</td>
			<td style="width:119px;">1.10283.0500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:323px;">Bovine Serum Albumin</td>
			<td style="width:287px;">Amresco</td>
			<td style="width:119px;">0332-100G</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:323px;">STEN buffer</td>
			<td style="width:287px;">Crystalgen Inc.</td>
			<td style="width:119px;">33429775</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:323px;">Immunotubes</td>
			<td style="width:287px;">Thermo Scientific</td>
			<td style="width:119px;">470319</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:323px;">Mica</td>
			<td style="width:287px;">Spruce Pine Mica</td>
			<td style="width:119px;">24365</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:323px;">Tween 20</td>
			<td style="width:287px;">EMD</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:323px;">Trypsin</td>
			<td style="width:287px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">T-0303</td>
			<td>Irritant</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Triethylamine</td>
			<td style="width:287px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">T-0886</td>
			<td>Flammable</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:323px;">Glycerol</td>
			<td style="width:287px;">Amresco</td>
			<td style="width:119px;">0854-1L</td>
			<td>Irritant</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:323px;">DNA Plasmid Prep Kit</td>
			<td style="width:287px;">qiagen</td>
			<td style="width:119px;">27106</td>
			<td>Irritant</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:323px;">Non-Fat Milk Powder</td>
			<td style="width:287px;">Carnation</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:323px;">96-Well High Binding ELISA Plate</td>
			<td style="width:287px;">Costar</td>
			<td style="width:119px;">3590</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:323px;">Anti-M13 HRP</td>
			<td style="width:287px;">GE Healthcare Life Sciences</td>
			<td style="width:119px;">27-9421-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="23">
			<td height="23" style="height:23px;width:323px;">ELISA Femto Chemiluminescence Substrate Kit</td>
			<td style="width:287px;">Thermo Scientific</td>
			<td style="width:119px;">37074</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:323px;">Anti-TDP 43 Polyclonal Antibody</td>
			<td style="width:287px;">ProteinTech</td>
			<td style="width:119px;">10782-2-AP</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:323px;">A/G Agarose Beads</td>
			<td style="width:287px;">Santa Cruz Biotechnology</td>
			<td style="width:119px;">sc-2003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:323px;">HB 2151 Cells</td>
			<td style="width:287px;">MRC (Cambridge, England)</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Isopropylthiogalactoside</td>
			<td style="width:287px;">Teknova</td>
			<td style="width:119px;">13325</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:323px;">9e10 HRP</td>
			<td style="width:287px;">Santa Cruz Biotechnology</td>
			<td style="width:119px;">sc-40</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:323px;">Nitrocellulose Membrane</td>
			<td style="width:287px;">Biorad</td>
			<td style="width:119px;">162-0115</td>
			<td>Flammable</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:323px;">Centrifuge</td>
			<td style="width:287px;">Thermo Scientific</td>
			<td style="width:119px;">Sorvall RC 6+</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Nanoscope IIIa Atomic Force Microscope</td>
			<td style="width:287px;">Veeco</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">AFM Probes</td>
			<td style="width:287px;">VistaProbes</td>
			<td style="width:119px;">T300R-10</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

novel atomic force microscopy based biopanning for isolation of morphology specific reagents against tdp-43 variants in amyotrophic lateral sclerosis

Perché varianti proteiche svolgono un ruolo critico in molte malattie, tra cui TDP-43 in Sclerosi Laterale Amiotrofica (SLA), l&#39;alfa-sinucleina in di malattia e beta-amiloide e tau nella malattia di Alzheimer, è di fondamentale importanza per lo sviluppo morfologia reagenti specifici che possono selettivamente indirizzare Parkinson questi proteina specifica malattia varianti per studiare il ruolo di queste varianti in patologia della malattia e per le potenziali applicazioni diagnostiche e terapeutiche. Abbiamo sviluppato la microscopia a forza atomica (AFM) tecniche biopanning basate nuove che permettono l&#39;isolamento di reagenti che riconoscono selettivamente varianti proteiche malattie specifiche. Ci sono due fasi chiave coinvolti nel processo, le fasi panning negativi e positivi. Durante la fase di panning negativo, fagi che sono reattivi agli antigeni fuori bersaglio vengono eliminate attraverso vari cicli di panning sottrattiva utilizzando una serie di accuratamente selezionati antigeni fuori bersaglio. Una caratteristica fondamentale in senso negativofase panning sta utilizzando l&#39;imaging AFM per monitorare il processo e verificare che tutte le particelle dei fagi indesiderate vengono rimossi. Per la fase di panning positiva, l&#39;antigene bersaglio di interesse è fissato su una superficie di mica e fagi legati sono eluiti e proiettati per identificare fagi che si legano selettivamente l&#39;antigene bersaglio. La variante proteina bersaglio non deve essere purificato fornire sono stati utilizzati gli appropriati controlli negativi panning. Anche bersaglio varianti proteiche che sono presenti solo a concentrazioni molto basse di materiale biologico complesso possono essere utilizzati nella fase di panning positivo. Attraverso l&#39;applicazione di questa tecnologia, abbiamo acquisito anticorpi varianti proteiche di TDP-43 che si trovano selettivamente nel tessuto cerebrale ALS umano. Ci aspettiamo che questo protocollo dovrebbe essere applicabile ai reagenti generazione che si legano selettivamente varianti proteiche presenti in una vasta gamma di diversi processi biologici e malattie.

Nella figura 1, lo schema illustrato il processo di panning negativo con cui abbiamo rimosso fago vincolante antigeni fuori bersaglio della nostra biblioteca con immunotubes. Inizialmente abbiamo iniziato con BSA in quanto si tratta di un agente bloccante comune e qualsiasi fago che reagiscono in maniera non specifica con questo obiettivo sarebbe problematico in saggi immunologici futuri. Quindi, abbiamo rimosso leganti a aggregata alfasinucleina per eliminare fago che sono reattivi con strutture generi...

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Novel Atomic Force Microscopy Based Biopanning for Isolation of Morphology Specific Reagents against TDP-43 Variants in Amyotrophic Lateral Sclerosis

Using atomic force microscopy in combination with biopanning technology we created a negative and positive biopanning system to acquire antibodies against disease-specific protein variants present in any biological material, even at low concentrations. We were successful in obtaining antibodies to TDP-43 protein variants involved in Amyotrophic Lateral Sclerosis.

Novel microscopia a forza atomica Based biopanning per isolamento di Morfologia reagenti specifici contro TDP-43 varianti di Sclerosi Laterale Amiotrofica

Because protein variants play critical roles in many diseases including TDP-43 in Amyotrophic Lateral Sclerosis (ALS), alpha-synuclein in ...

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Research

JoVE Journal

Bioengineering

8.7K Views.  Arizona State University. Using atomic force microscopy in combination with biopanning technology we created a negative and positive biopanning system to acquire antibodies against disease-specific protein variants present in any biological material, even at low concentrations. We were successful in obtaining antibodies to TDP-43 protein variants involved in Amyotrophic Lateral Sclerosis.

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Bacterial Immobilization for Imaging by Atomic Force Microscopy

AFM is a high-resolution (nm scale) imaging tool that mechanically probes a surface. It has the ability to image cells and biomolecules, in a liquid environment, without the need to chemically treat the sample. In order to accomplish this goal, the sample must sufficiently adhere to the mounting surface to prevent removal by forces exerted by the scanning AFM cantilever tip. In many instances, successful imaging depends on immobilization of the sample to the mounting surface. Optimally, immobilization should be minimally invasive to the sample such that metabolic processes and functional attributes are not compromised. By coating freshly cleaved mica surfaces with porcine (pig) gelatin, negatively charged bacteria can be immobilized on the surface and imaged in liquid by AFM. Immobilization of bacterial cells on gelatin-coated mica is most likely due to electrostatic interaction between the negatively charged bacteria and the positively charged gelatin. Several factors can interfere with bacterial immobilization, including chemical constituents of the liquid in which the bacteria are suspended, the incubation time of the bacteria on the gelatin coated mica, surface characteristics of the bacterial strain and the medium in which the bacteria are imaged. Overall, the use of gelatin-coated mica is found to be generally applicable for imaging microbial cells.

Live Gram-negative and Gram-positive bacteria can be immobilized on gelatin-coated mica and imaged in liquid using Atomic Force Microscopy (AFM).

Immobilizzazione batterica per Imaging di microscopia a forza atomica

AFM is a high-resolution (nm scale) imaging tool that mechanically probes a surface.  It has the ability to image cells and biomolecules, in a liquid ...

Ricerca

Bioingegneria

Visualization of Recombinant DNA and Protein Complexes Using Atomic Force Microscopy

Atomic force microscopy (AFM) allows for the visualizing of individual proteins, DNA molecules, protein-protein complexes, and DNA-protein complexes. On the end of the microscope's cantilever is a nano-scale probe, which traverses image areas ranging from nanometers to micrometers, measuring the elevation of macromolecules resting on the substrate surface at any given point. Electrostatic forces cause proteins, lipids, and nucleic acids to loosely attach to the substrate in random orientations and permit imaging. The generated data resemble a topographical map, where the macromolecules resolve as three-dimensional particles of discrete sizes (Figure 1) 1,2. Tapping mode AFM involves the repeated oscillation of the cantilever, which permits imaging of relatively soft biomaterials such as DNA and proteins. One of the notable benefits of AFM over other nanoscale microscopy techniques is its relative adaptability to visualize individual proteins and macromolecular complexes in aqueous buffers, including near-physiologic buffered conditions, in real-time, and without staining or coating the sample to be imaged. 
The method presented here describes the imaging of DNA and an immunoadsorbed transcription factor (i.e. the glucocorticoid receptor, GR) in buffered solution (Figure 2). Immunoadsorbed proteins and protein complexes can be separated from the immunoadsorbing antibody-bead pellet by competition with the antibody epitope and then imaged (Figure 2A). This allows for biochemical manipulation of the biomolecules of interest prior to imaging. Once purified, DNA and proteins can be mixed and the resultant interacting complex can be imaged as well. Binding of DNA to mica requires a divalent cation 3,such as Ni2+ or Mg2+, which can be added to sample buffers yet maintain protein activity. Using a similar approach, AFM has been utilized to visualize individual enzymes, including RNA polymerase 4 and a repair enzyme 5, bound to individual DNA strands. These experiments provide significant insight into the protein-protein and DNA-protein biophysical interactions taking place at the molecular level. Imaging individual macromolecular particles with AFM can be useful for determining particle homogeneity and for identifying the physical arrangement of constituent components of the imaged particles. While the present method was developed for visualization of GR-chaperone protein complexes 1,2 and DNA strands to which the GR can bind, it can be applied broadly to imaging DNA and protein samples from a variety of sources.

A tapping mode atomic force microscope (AFM) method for the visualization of plasmid DNA, cytoplasmic proteins, and DNA-protein complexes is described. The method includes alternate approaches for preparing samples for AFM imaging following biochemical manipulation. DNA containing specific protein interacting regions are observed in near-physiologic buffer conditions.

Visualizzazione del DNA ricombinante e Complessi proteina usando la microscopia a forza atomica

Atomic force microscopy (AFM) allows for the visualizing of individual proteins, DNA molecules, protein-protein complexes, and DNA-protein complexes. On ...

Quantifying the Mechanical Properties of the Endothelial Glycocalyx with Atomic Force Microscopy

Our understanding of the interaction of leukocytes and the vessel wall during leukocyte capture is limited by an incomplete understanding of the mechanical properties of the endothelial surface layer. It is known that adhesion molecules on leukocytes are distributed non-uniformly relative to surface topography 3, that topography limits adhesive bond formation with other surfaces 9, and that physiological contact forces (&asymp; 5.0 &minus; 10.0 pN per microvillus) can compress the microvilli to as little as a third of their resting length, increasing the accessibility of molecules to the opposing surface 3, 7. We consider the endothelium as a two-layered structure, the relatively rigid cell body, plus the glycocalyx, a soft protective sugar coating on the luminal surface 6. It has been shown that the glycocalyx can act as a barrier to reduce adhesion of leukocytes to the endothelial surface 4. In this report we begin to address the deformability of endothelial surfaces to understand how the endothelial mechanical stiffness might affect bond formation. Endothelial cells grown in static culture do not express a robust glycocalyx, but cells grown under physiological flow conditions begin to approximate the glycocalyx observed in vivo 2. The modulus of the endothelial cell body has been measured using atomic force microscopy (AFM) to be approximately 5 to 20 kPa 5. The thickness and structure of the glycocalyx have been studied using electron microscopy 8, and the modulus of the glycocalyx has been approximated using indirect methods, but to our knowledge, there have been no published reports of a direct measurement of the glycocalyx modulus in living cells. In this study, we present indentation experiments made with a novel AFM probe on cells that have been cultured in conditions to maximize their glycocalyx expression to make direct measurements of the modulus and thickness of the endothelial glycocalyx.

The mechanical characteristics of endothelial glycocalyx were measured by indentation using micron sized spheres on AFM cantilevers. Endothelial cells were cultured in a custom chamber under physiological flow conditions to induce glycocalyx expression. Data were analyzed using a thin film model to determine the glycocalyx thickness and modulus.

Quantificare le proprietà meccaniche del glicocalice endoteliale con microscopia a forza atomica

Our  understanding of the interaction of leukocytes and the vessel wall during  leukocyte capture is limited by an incomplete understanding of the ...

Measuring the Mechanical Properties of Living Cells Using Atomic Force Microscopy

Mechanical properties of cells and extracellular matrix (ECM) play important roles in many biological processes including stem cell differentiation, tumor formation, and wound healing. Changes in stiffness of cells and ECM are often signs of changes in cell physiology or diseases in tissues. Hence, cell stiffness is an index to evaluate the status of cell cultures. Among the multitude of methods applied to measure the stiffness of cells and tissues, micro-indentation using an Atomic Force Microscope (AFM) provides a way to reliably measure the stiffness of living cells. This method has been widely applied to characterize the micro-scale stiffness for a variety of materials ranging from metal surfaces to soft biological tissues and cells. The basic principle of this method is to indent a cell with an AFM tip of selected geometry and measure the applied force from the bending of the AFM cantilever. Fitting the force-indentation curve to the Hertz model for the corresponding tip geometry can give quantitative measurements of material stiffness. This paper demonstrates the procedure to characterize the stiffness of living cells using AFM. Key steps including the process of AFM calibration, force-curve acquisition, and data analysis using a MATLAB routine are demonstrated. Limitations of this method are also discussed.

This paper demonstrates a protocol to characterize the mechanical properties of living cells by means of microindentation using an Atomic Force Microscope (AFM).

Misurare le proprietà meccaniche del Living cellule utilizzando microscopia a forza atomica

Mechanical  properties of cells and extracellular matrix (ECM) play important roles in many  biological processes including stem cell differentiation, ...

A Novel Method for Localizing Reporter Fluorescent Beads Near the Cell Culture Surface for Traction Force Microscopy

PA gels have long been used as a platform to study cell traction forces due to ease of fabrication and the ability to tune their elastic properties. When the substrate is coated with an extracellular matrix protein, cells adhere to the gel and apply forces, causing the gel to deform. The deformation depends on the cell traction and the elastic properties of the gel. If the deformation field of the surface is known, surface traction can be calculated using elasticity theory. Gel deformation is commonly measured by embedding fluorescent marker beads uniformly into the gel. The probes displace as the gel deforms. The probes near the surface of the gel are tracked. The displacements reported by these probes are considered as surface displacements. Their depths from the surface are ignored. This assumption introduces error in traction force evaluations. For precise measurement of cell forces, it is critical for the location of the beads to be known. We have developed a technique that utilizes simple chemistry to confine fluorescent marker beads, 0.1 and 1 &#181;m in diameter, in PA gels, within 1.6 &#956;m of the surface. We coat a coverslip with poly-D-lysine (PDL) and fluorescent beads. PA gel solution is then sandwiched between the coverslip and an adherent surface. The fluorescent beads transfer to the gel solution during curing. After polymerization, the PA gel contains fluorescent beads on a plane close to the gel surface.

Traditional techniques for fabricating polyacrylamide (PA) gels containing fluorescent probes involve sandwiching a gel between an adherent surface and a glass slide. Here, we show that coating this slide with poly-D-lysine (PDL) and fluorescent probes localizes the probes to within 1.6 &#181;m from the gel surface.

Un nuovo metodo per la localizzazione Reporter perline fluorescenti vicino alla superficie coltura cellulare per la trazione microscopia a forza

PA gels have long been used as a platform to study cell traction forces due to ease of fabrication and the ability to tune their elastic properties. When ...

Atomic Force Microscopy Imaging and Force Spectroscopy of Supported Lipid Bilayers

Atomic force microscopy (AFM) is a versatile, high-resolution imaging technique that allows visualization of biological membranes. It has sufficient magnification to examine membrane substructures and even individual molecules. AFM can act as a force probe to measure interactions and mechanical properties of membranes. Supported lipid bilayers are conventionally used as membrane models in AFM studies. In this protocol, we demonstrate how to prepare supported bilayers and characterize their structure and mechanical properties using AFM. These include bilayer thickness and breakthrough force. 
The information provided by AFM imaging and force spectroscopy help define mechanical and chemical properties of membranes. These properties play an important role in cellular processes such as maintaining cell hemostasis from environmental stress, bringing membrane proteins together, and stabilizing protein complexes.

We describe a protocol for preparation of supported lipid bilayers and its characterization using atomic force microscopy and force spectroscopy.

Atomic Force Microscopy Imaging e Spettroscopia Forza supportati doppi strati lipidici

Atomic force microscopy (AFM) is a versatile, high-resolution imaging technique that allows visualization of biological membranes. It has sufficient ...

In Situ Microscopy for Real-time Determination of Single-cell Morphology in Bioprocesses

In situ monitoring in microbial bioprocesses is mostly restricted to chemical and physical properties of the medium (e.g.,pH value and the dissolved oxygen concentration). Nevertheless, the morphology of cells can be a suitable indicator for optimal conditions, since it changes with dependence on the growth state, product accumulation and cell stress. Furthermore, the single-cell size distribution provides not only information about the cultivation conditions, but also about the population heterogeneity. To gain such information, a photo-optical in situ microscopy device1 was developed to enable the monitoring of the single-cell size distribution directly in the cell suspension in bioreactors. An automated image analysis is coupled to the microscopy based on a neural network model, which is trained with user-annotated images. Several parameters, which are gained from the captures of the microscope, are correlated to process relevant features of the cells, like their metabolic activity. Until now, the presented in situ microscopy probe series was applied to measure the pellet size in filamentous fungi suspensions. It was used to distinguish the single-cell size in microalgae cultivation and relate it to lipid accumulation. The shape of cellular particles was related to budding in yeast cultures. The microscopy analysis can be generally split into three steps: (i) image acquisition, (ii) particle identification, and (iii) data analysis, respectively. All steps have to be adapted to the organism, and therefore specific annotated information is required in order to achieve reliable results. The ability to monitor changes in cell morphology directly in line or on line (in a by-pass) enables real-time values for monitoring and control, in process development as well as in production scale. If the off line data correlates with the real-time data, the current tedious off line measurements with unknown influences on the cell size become needless.

In Situ Microscopy for Real-time Determination of Single-cell Morphology in Bioprocesses

A photo-optical in situ microscopy device was developed to monitor the size of single cells directly in the cell suspension. The real-time measurement is conducted by coupling the photo-optical sterilizable probe to an automated image analysis. Morphological changes appear with dependence on the growth state and cultivation conditions.

In Situ Microscopia per la determinazione in tempo reale della morfologia a singola cellula nei bioprocessi

In situ monitoring in microbial bioprocesses is mostly restricted to chemical and physical properties of the medium (e.g.,pH value and the dissolved ...

Application of Atomic Force Microscopy to Detect Early Osteoarthritis

Biomechanical properties of cells and tissues not only regulate their shape and function but are also crucial for maintaining their vitality. Changes in elasticity can propagate or trigger the onset of major diseases like cancer or osteoarthritis (OA). Atomic force microscopy (AFM) has emerged as a strong tool to qualitatively and quantitatively characterize the biomechanical properties of specific biological target structures on a microscopic scale, measuring forces in a range from as small as the piconewton to the micronewton. Biomechanical properties are of special importance in musculoskeletal tissues, which are subjected to high levels of strain. OA as a degenerative disease of the cartilage results in the disruption of the pericellular matrix (PCM) and the spatial rearrangement of the chondrocytes embedded in their extracellular matrix (ECM). Disruption in PCM and ECM has been associated with changes in the biomechanical properties of cartilage. In the present study we used AFM to quantify these changes in relation to the specific spatial pattern changes of the chondrocytes. With each pattern change, significant changes in elasticity were observed for both the PCM and ECM. Measuring the local elasticity thus allows for drawing direct conclusions about the degree of local tissue degeneration in OA.

We present a method to investigate early osteoarthritic changes at the cellular level in articular cartilage by using atomic force microscopy (AFM).

Applicazione della microscopia a forza atomica per rilevare l'osteoartrite precoce

Biomechanical properties of cells and tissues not only regulate their shape and function but are also crucial for maintaining their vitality. Changes in ...

Automation of Bio-Atomic Force Microscope Measurements on Hundreds of C. albicans Cells

The method presented in this paper aims to automate Bio-AFM experiments and the recording of force curves. Using this method, it is possible to record forces curves on 1000 cells in 4 hours automatically. To maintain a 4 hour analysis time, the number of force curves per cell is reduced to 9 or 16. The method combines a Jython based program and a strategy for assembling cells on defined patterns. The program, implemented on a commercial Bio-AFM, can center the tip on the first cell of the array and then move, automatically, from cell to cell while recording force curves on each cell. Using this methodology, it is possible to access the biophysical parameters of the cells such as their rigidity, their adhesive properties, etc. With the automation and the large number of cells analyzed, one can access the behavior of the cell population. This is a breakthrough in the Bio-AFM field where data have, so far, been recorded on only a few tens of cells.

Automation of Bio-Atomic Force Microscope Measurements on Hundreds of C. albicans Cells

This protocol aims to automate AFM measurements on hundreds of microbial cells. First, microbes are immobilized into PDMS stamp microstructures and then force spectroscopy measurements are performed automatically on hundreds of immobilized cells.

Automazione delle misurazioni del microscopio a forza bio-atomica su centinaia di cellule C. albicans

The method presented in this paper aims to automate Bio-AFM experiments and the recording of force curves. Using this method, it is possible to record ...

Near Simultaneous Laser Scanning Confocal and Atomic Force Microscopy (Conpokal) on Live Cells

Techniques available for micro- and nano-scale mechanical characterization have exploded in the last few decades. From further development of the scanning and transmission electron microscope, to the invention of atomic force microscopy, and advances in fluorescent imaging, there have been substantial gains in technologies that enable the study of small materials. Conpokal is a portmanteau that combines confocal microscopy with atomic force microscopy (AFM), where a probe &#8220;pokes&#8221; the surface. Although each technique is extremely effective for the qualitative and/or quantitative image collection on their own, Conpokal provides the capability to test with blended fluorescence imaging and mechanical characterization. Designed for near simultaneous confocal imaging and atomic force probing, Conpokal facilitates experimentation on live microbiological samples. The added insight from paired instrumentation provides co-localization of measured mechanical properties (e.g., elastic modulus, adhesion, surface roughness) by AFM with subcellular components or activity observable through confocal microscopy. This work provides a step by step protocol for the operation of laser scanning confocal and atomic force microscopy, simultaneously, to achieve same cell, same region, confocal imaging, and mechanical characterization.

Near Simultaneous Laser Scanning Confocal and Atomic Force Microscopy Conpokal on Live Cells

Presented here is the protocol of the Conpokal technique, which combines confocal and atomic force microscopy into a single instrument platform. Conpokal provides same cell, same region, near simultaneous confocal imaging and mechanical characterization of live biological samples.

Microscopia confocale e a forza atomica (Conpokal) quasi simultanea su cellule vive

Techniques available for micro- and nano-scale mechanical characterization have exploded in the last few decades. From further development of the scanning ...