The authors acknowledge continued funding the Natural Sciences and Engineering Council of Canada (NSERC) to MBS.

1. Preparare piatti d&#39;uva e bottiglie della tenuta per la raccolta delle larve <ol><li> Per rendere le bottiglie in possesso, tagliare i fori in un lato del 6 oz bottiglie cultura fly, grande abbastanza da contenere una spina fiala di volo per l&#39;alimentazione dell&#39;aria (Fig. 1D). </li><li> Per rendere piastre uva, preparare 250 ml di mezzo di succo d&#39;uva (1,8% agar, 45% succo d&#39;uva, acido acetico 2,5%, 2,5% etanolo) facendo bollire l&#39;agar, succo d&#39;uva e la maggior parte dell&#39;acqua, raffreddare a 70 ° C ( mescolare durante il raffreddamento), quindi aggiungere acido acetico ed etanolo e portare a volume con acqua. </li><li> Utilizzare una siringa (senza ago) per riempire 35 x 10 mm Petri coperchi piatto fino alla superficie del terreno succo d&#39;uva effettua una cupola sopra il labbro del coperchio (Fig. 1A). </li><li> piastre uva Conservare in un contenitore ermetico e umido a 4 ° C fino al momento dell&#39;uso (fino a un massimo di 2 settimane). </li></ol> 2. Preparazione di piatti alimentari <ol><li> Preparare standard di ricetta cibo mosca. Nota: per test effetti di qualità alimentare che allevano sul percorso di lunghezza abbiamo usato il cibo povero di nutrienti fly: 10% di saccarosio, 1,3% agar, 0,8% tartrato di sodio e di potassio, 0,1% fosfato monopotassico, cloruro di sodio allo 0,05%, 0,05% di cloruro di calcio, 0,05% di cloruro di magnesio, 0,05% di solfato ferrico, 5% lievito e acido propionico 0,5% in acqua; ed alta cibo mosca nutrient: 1,5% di saccarosio, 1,4% agar, 3% di glucosio, 1,5% di farina di mais, 1% germe di grano, 1% di farina di soia, 3% di melassa, 3,5% lievito, acido propionico 0,5%, 0,2% Tegosept e 1 % di etanolo in acqua. Per entrambi gli alimenti autoclave la soluzione e raffreddare a 50 ° C prima di aggiungere l&#39;acido propionico, Tegosept ed etanolo. </li><li> Versare 40 ml di cibo volare in 100 x 15mm piastre di Petri. </li><li> piatti di cibo Conservare in un contenitore ermetico e umido a 4 ° C fino al momento dell&#39;uso (fino a un massimo di 2 settimane). </li></ol> 3. Preparare piastre di prova <ol><li> Preparare 58 x 25 cm, spessore di 6 mm lastre in plexiglas nero con 10, 1 mm pozzi circolari profondi, 10 cm di diametro e disposti in 2 x 5 design (Fig. 1C) per testare larve. Nota: Fino a 30 larve possono essere testati in un momento, se 3 o più delle piastre di cui sopra in plexiglas sono disponibili. In alternativa, le larve possono essere testati in piastre di Petri, 10 cm di diametro. Questa opzione è molto più laboriosa e consente il decremento delle larve da testare. </li><li> Ottenere un nero di 39 x 8 cm, 6 millimetri di spessore plexiglas spreader per la diffusione della pasta di lievito sulle piastre di prova in plexiglas. </li><li> Preparare 100 x 15 mm coperchi Petri dish per la registrazione del percorso lunghezze larvali separando coperchi di fondo in anticipo. </li></ol> 4. Configurare Popolazioni genitori <ol><li> Mantenere condizioni di allevamento costante durante l&#39;intero test (ad esempio, 25 ° C, 60% di umidità e una leggera 12:12: ciclo scuro sul cibo fly standard). </li><li> Sollevare la popolazione dei genitori nella stesse condizioni di allevamento. </li><li> Raccogliere 100 - 150 femmine e 50 - 75 maschi e li invecchiare per 5 ± 1 giorni per la fecondità ottimale. </li><li> consentire females e maschi si accoppiano durante la notte in una bottiglia cultura mosca 6 oz con il cibo volare standard. </li><li> Trasferimento vola in una bottiglia tenuta e sicuro un piatto d&#39;uva (una piccola quantità di pasta di lievito fresco sul piatto d&#39;uva promuoverà la deposizione delle uova; Fig. 1B) sopra le righe con nastro adesivo (Fig. 1E). </li><li> Lascia bottiglie in piedi a testa in giù (Fig. 1F), con la piastra di uva in basso per permettere agli adulti di deporre le uova sulla piastra di uva. </li><li> Scartare il primo piatto di uva dopo 24 ore e inserire una nuova piastra di uva in bottiglia azienda. Questa sarà la piastra di uva da cui larve sono raccolti il ​​giorno successivo. Nota: le piastre d&#39;uva dovranno essere sgombra da larve di 22 ore dopo essere stato impostato, impostare le piastre in modo che possano essere cancellati all&#39;inizio del giorno successivo (es., Istituito piatto alle ore 12 e chiaro alle ore 10 del giorno successivo). Si consiglia di scartare il primo piatto di uva per evitare le uova che le donne potrebbero essere stati ritenuta e that potrebbe essere avanzata in fase di sviluppo. </li></ol> 5. Raccogliere L1 (primo stadio) larve da piastre d&#39;uva <ol><li> Rimuovere le piastre di uva da bottiglie di 22 ore dopo che sono stati istituiti e posto in un 60 x 15 mm piastra di Petri. </li><li> Mettere una nuova piastra di uva con pasta di lievito fresco sulla bottiglia tenuta. </li><li> Cancella e scartare tutte le larve dalla piastra di uva senza semi utilizzando una sonda dissezione. </li><li> Incubare cancellato piastre d&#39;uva per 4 ore in condizioni standard. </li><li> Dopo 4 ore, prendere 100 L1 larve per ceppo dalle piastre d&#39;uva e mettere su piatti di cibo. <ol><li> Posizionare le larve sul cibo delicatamente (senza perforare il cibo e seppellendo le larve) ed evitare affollamento distribuendo le larve attraverso la piastra alimentare. </li></ol></li><li> Incubare le piastre di cibo fino a quando gli animali di prova sono circa 10 ore prima dell&#39;inizio del vagabondaggio. Nota: A 25 ° C, 10 ore prima di passeggiare in genere corrisponde a 72-96 ore dopo la schiusa. il exact tempo di incubazione deve essere determinato prima di iniziare l&#39;esperimento raccogliendo un insieme iniziale di larve per ogni ceppo e registrare il numero di ore fino all&#39;inizio di vagare (vagando larve si sposterà all&#39;esterno del cibo sui lati e coperchio del cibo piatti). Nota: Se necessario, gli stessi genitori possono essere utilizzati per raccogliere larve per 3 - 4 giorni di test ripetendo i punti 4.7 a 5.5. Modificare l&#39;ordine in cui vengono impostati i ceppi e testati attraverso giorni per evitare un effetto di ordine di prova sul percorso di lunghezza. Prova lo stesso ceppo &quot;controllo&quot; / ceppi ogni giornata di test per controllare per effetti da giorni. </li><li> Se molti ceppi sono testati, sfalsare le impostare e raccolta volte delle larve per consentire la verifica di ciascun ceppo al punto momento opportuno seguito. </li></ol> 6. larvale Test percorso di lunghezza <ol><li> Sciogliere secco attivo lievito di birra in acqua a un rapporto 1: 2 (peso a volume). La pasta di lievito finito deve essere più sottile pancake pastella, in modo che quando si solleva un cucchiaio di pasta, gocciola e lascia dietro nastri sulla superficie della pasta che si sciolgono rapidamente via. Nota: La consistenza della pasta di lievito è importante e dovrebbe essere costante durante l&#39;esperimento. L&#39;esatta del lievito: rapporto acqua potrebbe dover essere regolata a seconda della marca e il lotto di lievito. </li><li> Delicatamente raccogliere larve del primo ceppo da testare dalla piastra cibo con un pennello. </li><li> Raccogliere le larve in una capsula di Petri e lavare delicatamente con acqua per rimuovere tutti gli alimenti. <ol><li> lavare rapidamente le larve con 1 - 2 ml di acqua e tamponare delicatamente larve secco con un laboratorio di pulire per evitare di trasferire l&#39;acqua quando si posiziona le larve sulla piastra di prova. Per evitare lo stress, mantenere le larve umido ma non immerso in acqua. </li></ol></li><li> Disporre tre lati piastre di prova a fianco e impostare un timer 5 minuti per ogni piastra di prova. </li><li> Applicare pasta di lievito all&#39;inizio delle piastre di prova e con il divaricatore, sviluppa un sottile layer di pasta di lievito su ogni piastra di prova in modo che tutti i pozzetti presentano uno strato uniforme di lievito. </li><li> Posizionare delicatamente una larva nel centro di ogni pozzetto, a partire il timer 5 min dopo aver posizionato il primo larve su ciascun piatto. Nota: Tre piastre possono essere effettuate in un tempo, ottenendo un campione di giorno 30 / ceppo / test, fino ad un totale di 500 larve. </li><li> Collocare un piatto Petri coperchio sulla parte superiore di ciascun pozzetto. </li><li> Quando il timer si esaurisce, senza rimuovere le larve dalla piastra, iniziare a tracciare il percorso lunghezze lasciati nel lievito utilizzando un pennarello indelebile. Trace percorso lunghezze nello stesso ordine come larve sono stati posti sulle piastre di prova. <ol><li> Eseguire tracciando alla stessa velocità come larve sono stati posizionati sulle piastre. Per coerenza nell&#39;analisi dei dati in seguito, utilizzare lo stesso indicatore per tutti i percorso lunghezze. Si raccomanda pennarello indelebile. </li></ol></li><li> Ripetere i passaggi da 6.2 a 6.8.1 per ogni ceppo da testare. Raccogliere ogni ceppo dal cibo immediatamente prima del test per evitare gli effetti della fame, il path-length. </li></ol> 7. Gli alimenti privazione <ol><li> Se larve sono di essere alimentare privato prima del test, raccogliere le larve come descritto nei punti da 6.2 a 6.3, ma la quantità di tempo desiderato cibo privazione in precedenza (ad es., Se le larve sono da alimentare privato per 4 ore, raccogliere le larve 4 ore prima tempo di test). </li><li> Dividere larve lavato in due gruppi e posizionare il cibo priva gruppo in un 60 x 15 mm piastra Petri con 5 ml 1% agar e il gruppo di controllo in una capsula di Petri con 5 ml di cibo standard. </li><li> Collocare un peso sopra del coperchio invertita delle piastre di Petri (altrimenti larve sono in grado di eseguire la scansione quando cerca di cibo). </li><li> Incubare per il periodo di privazione alimentare stabilita in precedenza e procedere con i test come descritto nei passaggi da 6.2 a 6.9. </li><li> Se molti ceppi sono da testare, sfalsare la privazione alimentare gli orari di inizio per consentire il test di ciascun ceppo al punto di tempo appropriato. </li></ol> Analisi 8. Dati Nota: Questa sezione descrive un metodo per l&#39;analisi dei dati utilizzando ImageJ 7 o 8 Fiji per l&#39;elaborazione del percorso lunghezze, anche se altri software può essere utilizzato. <ol><li> Utilizzare un tavolo luminoso per trasferire tutti i path-lunghezze tracciate dai coperchi capsula di Petri di carta bianca (coperchi possono essere lavati con etanolo e riutilizzati per ulteriori registrazioni percorso di lunghezza). </li><li> Tracciare una linea di riferimento diritto 50 mm su uno dei fogli di carta. </li><li> Eseguire la scansione delle path-lunghezze a una risoluzione di 300 dpi e salvare come file immagine bitmap o TIFF. </li><li> Aprire il file di immagine, selezionare la scheda &quot;Processo&quot;&gt; &quot;binario&quot;&gt; &quot;Make binario&quot;. Poi sotto la scheda &quot;Processo&quot;, selezionare &quot;binario&quot;&gt; &quot;skeletonize&quot;. Ciò produce una linea di larghezza di un pixel, indipendentemente dallo spessore della traccia. </li><li> Assicurarsi che ogni percorso di lunghezza appare come una linea singola continua senza crossover. </li><li> Separare eventuali intersezioni utilizzando il &quot;Li drittostrumento ne &quot;e colorare la linea bianca (la continuità del percorso possono essere controllati con il&quot; (rintracciamento strumento bacchetta &quot;), l&#39;intero percorso deve essere evidenziata in giallo (Fig. 2). </li><li> Selezionare i &quot;Analyse&quot; scheda&gt; Imposta misure e selezionare e &quot;etichetta Display&quot; &quot;perimetrale&quot;. </li><li> Selezionare la scheda &quot;Analyse&quot;&gt; &quot;Imposta scala&quot; e selezionare &quot;Rimuovi scala&quot;. </li><li> Sull&#39;immagine, selezionare la linea di riferimento, selezionare la scheda &quot;Analyse&quot;&gt; &quot;particelle Analyse&quot; e selezionare &quot;Mostra: Contorni&quot;, &quot;Risultati&quot; e &quot;indice chiaro i risultati&quot;. Nota: L&#39;uscita mostrerà il numero di pixel corrispondente alla linea in scala 50 mm. </li><li> Selezionare &quot;Analyse&quot; scheda&gt; &quot;Imposta scala&quot; e inserire il numero di pixel in &quot;Distanza in pixel&quot; e la distanza corrispondente (50 mm) in &quot;distanza nota&quot;. </li><li> Infine, selezionare tutti i disegni percorso di lunghezza di un genotipo di unatempo ta, selezionare la scheda &quot;Analyse&quot;&gt; &quot;particelle Analyse&quot; e selezionare &quot;Mostra: contorni&quot;, &quot;Risultati&quot; e &quot;indice chiaro i risultati&quot;. <ol><li> Rimuovere eventuali etichette scritte o segni estranei evidenti (che saranno riconosciuti come percorso-lunghezze) all&#39;interno dell&#39;area selezionata selezionando l&#39;area e lo riempie bianco. </li></ol></li><li> Ispezionare visivamente il file di output &quot;Profili&quot; per garantire i perimetri sono stati correttamente accertate. L&#39;output mostrerà un percorso di lunghezza in mm per ciascun disegno percorso di lunghezza nella selezione. Questo può essere facilmente esportato in un foglio di calcolo e analizzati con qualsiasi software statistico. </li></ol>

<ol><li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Behavioral+Genetics+of+the+Fly+%28Drosophila+melanogaster%29%22">Behavioral Genetics of the Fly (Drosophila melanogaster)</a>. Dubnau, J. , Cambridge University Press. New York. 173(2014).</li>
<li>Sokolowski, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Foraging+strategies+of+Drosophila+melanogaster%3A+a+chromosomal+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Behav+Genet%22%5BJournal%5D)">Foraging strategies of Drosophila melanogaster: a chromosomal analysis.</a> Behav Genet. 10, 291-302 (1980).</li>
<li>de Belle, J. S., Hilliker, A. J., Sokolowski, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+localization+of+foraging+%28for%29%3A+A+major+gene+for+larval+behavior+in+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Genetics%22%5BJournal%5D)">Genetic localization of foraging (for): A major gene for larval behavior in Drosophila melanogaster.</a> Genetics. 123, 157-164 (1989).</li>
<li>Osborne, K. A., Robichon, A., Burgess, E., Butland, S., Shaw, R. A., Coulthard, A., Pereira, H. S., Greenspan, R. J., Sokolowski, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Natural+behavior+polymorphism+due+to+a+cGMP-dependent+protein+kinase+of+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Natural behavior polymorphism due to a cGMP-dependent protein kinase of Drosophila.</a> Science. 277, 834-836 (1997).</li>
<li>Kalderon, D., Rubin, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((cGMP-dependent+protein+kinase+genes+in+Drosophila%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biol+Chem%22%5BJournal%5D)">cGMP-dependent protein kinase genes in Drosophila.</a> J Biol Chem. 264 (18), 10739-10748 (1989).</li>
<li>Reaume, C. J., Sokolowski, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((cGMP-dependent+protein+kinase+as+a+modifier+of+behavior%5BTitle%5D)+AND+%22Handb+Exp+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">cGMP-dependent protein kinase as a modifier of behavior.</a> Handb Exp Pharmacol. 191, 423-443 (2009).</li>
<li>Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NIH+Image+to+ImageJ%3A+25+years+of+image+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Methods%22%5BJournal%5D)">NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis.</a> Nat Methods. 9, 671-675 (2012).</li>
<li>Schindelin, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fiji%3A+an+open-source+platform+for+biological-image+analysis%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Methods%22%5BJournal%5D)">Fiji: an open-source platform for biological-image analysis.</a> Nat Methods. 9 (7), 676-682 (2012).</li>
<li>Pereira, H. S., MacDonald, D. E., Hilliker, A. J., Sokolowski, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chaser+%28Csr%29%2C+a+new+gene+affecting+larval+foraging+behavior+in+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Genetics%22%5BJournal%5D)">Chaser (Csr), a new gene affecting larval foraging behavior in Drosophila melanogaster.</a> Genetics. 140, 263-270 (1995).</li>
<li>Shaver, S. A., Riedl, C. A. L., Parkes, T. L., Sokolowski, M. B., Hilliker, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Isolation+of+larval+behavioral+mutants+in+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22J+Neurogenet%22%5BJournal%5D)">Isolation of larval behavioral mutants in Drosophila melanogaster.</a> J Neurogenet. 14, 193-205 (2000).</li>
<li>Graf, S. A., Sokolowski, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+rover%2Fsitter+Drosophila+foraging+polymorphism+as+a+function+of+larval+development%2C+food+patch+quality+and+starvation%5BTitle%5D)+AND+%22J+Insect+Behav%22%5BJournal%5D)">The rover/sitter Drosophila foraging polymorphism as a function of larval development, food patch quality and starvation.</a> J Insect Behav. 2, 301-313 (1989).</li>
<li>Gonzalez-Candelas, F., Mensua, J. L., Moya, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Larval+competition+in+Drosophila+melanogaster%3A+effects+on+development+time%5BTitle%5D)+AND+%22Genetics%22%5BJournal%5D)">Larval competition in Drosophila melanogaster: effects on development time.</a> Genetics. 82, 33-44 (1990).</li>
<li>Durisko, Z., Kemp, R., Mubasher, R., Dukas, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamics+of+social+behavior+in+fruit+fly+larvae%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Dynamics of social behavior in fruit fly larvae.</a> PLoS One. 9 (4), e95495(2014).</li>
<li>Sawin, E. P., Harris, L. R., Campos, A. R., Sokolowski, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sensorimotor+transformation+from+light+reception+to+phototactic+behavior+in+Drosophila+larvae+%28Diptera%3A+Drosophilidae%29%5BTitle%5D)+AND+%22J+Insect+Behav%22%5BJournal%5D)">Sensorimotor transformation from light reception to phototactic behavior in Drosophila larvae (Diptera: Drosophilidae).</a> J Insect Behav. 7, 553-567 (1994).</li>
<li>de Belle, J. S., Sokolowski, M. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heredity+of+rover%2Fsitter%3A+alternative+foraging+strategies+of+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Heredity%22%5BJournal%5D)">Heredity of rover/sitter: alternative foraging strategies of Drosophila melanogaster.</a> Heredity. 59, 73-83 (1987).</li>
<li>de Belle, J. S., Sokolowski, M. B., Hilliker, A. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetic+analysis+of+the+foraging+microregion+of+Drosophila+melanogaster%5BTitle%5D)+AND+%22Genome%22%5BJournal%5D)">Genetic analysis of the foraging microregion of Drosophila melanogaster.</a> Genome. 36, 94-101 (1993).</li>
<li>Sokolowski, M. B., Pereira, H. S., Hughes, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evolution+of+foraging+behavior+in+Drosophila+by+density+dependent+selection%5BTitle%5D)+AND+%22PNAS%22%5BJournal%5D)">Evolution of foraging behavior in Drosophila by density dependent selection.</a> PNAS. 94, 7373-7377 (1997).</li>
</ol>

The authors have nothing to disclose.

Il saggio percorso di lunghezza qui delineato offre una misura robusto e semplice del comportamento di foraggiamento delle larve di Drosophila. Il protocollo segue la metodologia generale descritta in Sokolowski 2, ma dal momento che è stato migliorato per quanto riguarda l&#39;efficienza e controlli sperimentali. Per quanto a nostra conoscenza questo metodo è l&#39;unico metodo disponibile per la misurazione larvale percorso di lunghezza. La versione originale del protocollo 2, 3, 15, 16</sup...

Dalla scoperta del gene bianco in laboratorio di Thomas Hunt Morgan nel 1910, la mosca della frutta, Drosophila melanogaster (D. melanogaster), è stato utilizzato come modello per lo studio delle basi molecolari e fisiologiche di vari processi biologici. La popolarità di D. melanogaster deriva in gran parte dalla notevole quantità e la varietà di strumenti genetici. ridotte dimensioni di Drosophila, relativa facilità di movimentazione e di breve tempo la generazione lo rendono un modello ideale per gli studi di genetica. Altrettanto importante è la capacità di Drosophila dimostrare molti dei fenotipi espresse da organismi più complessi inclusi i mammiferi. Questo include fenotipi complessi come comportamento che stanno alla interfaccia tra l&#39;organismo e il suo ambiente. Come tale, studi comportamentali sulla mosca della frutta hanno contribuito in modo sostanziale alla nostra comprensione di come i geni e l&#39;ambiente mediare comportamento1. Uno dei primi studi di D. comportamento larvale melanogaster ha indagato le differenze individuali nelle strategie di foraggiamento larvali misurando le lunghezze di percorso-di larve 2, mentre l&#39;alimentazione. Path-lunghezza è stata definita come la distanza totale percorsa da una singola larva su lieviti, entro un periodo di cinque minuti. Entrambi i ceppi di laboratorio e mosche da una popolazione naturale a Toronto variavano nei loro comportamenti di foraggiamento e c&#39;era una componente genetica delle differenze individuali nel percorso di lunghezza. Due morph di foraggiamento larvali sono stati descritti dalle distribuzioni quantitative percorso di lunghezza e sono stati chiamati rover e sitter. Rovers esibiscono path-lunghezze superiori durante l&#39;attraversamento di una zona più ampia, mentre su un substrato alimentare di sitter. Usando questo test percorso di lunghezza, de Belle et al. 3 mappato il foraggiamento gene (per) alla base di queste differenze individuali di comportamento in una posizione discreta su chromosome- 2 (24A3-24C5). Il D. melanogaster per il gene è stato poi clonato 4 e ha rivelato di essere un dipendente proteina chinasi cGMP 5, un modulatore della fisiologia e del comportamento in Drosophila e altri organismi 6. Qui descriviamo l&#39;attuale protocollo per il saggio larvale percorso di lunghezza originariamente sviluppato in Sokolowski 2. Anche se alcuni aspetti del test sono cambiati nel corso degli anni, il concetto alla base della progettazione non ha. Forniamo anche i dati per illustrare le potenzialità del test per valutare i contributi genetici e ambientali alle differenze individuali nel comportamento di foraggiamento delle larve di Drosophila. Il saggio percorso di lunghezza larvale è semplice, efficiente e robusta. Una sola persona può testare fino a 500 larve con facilità in quattro ore ei risultati possono essere ottenuti con un elevato grado di riproducibilità. Originariamente sviluppato per localizzare per, esso può essere utilizzato in schermi genetici, mappatura quantitativa locus tratto, e in studidel gene-by-ambiente (GXE) interazioni. Inoltre, la sua semplicità e la riproducibilità ne fanno una grande risorsa per l&#39;insegnamento universitario.

<table><tbody><tr><td>6 oz&amp;nbsp;fly culture bottles&amp;nbsp;</td><td>Fisher Scientific&amp;nbsp;</td><td>AS355&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Fly vial plugs</td><td>Droso-Plugs</td><td>59-201</td><td></td></tr><tr><td>35 x 10 mm Petri dishes&amp;nbsp;</td><td>Falcon</td><td>351008</td><td></td></tr><tr><td>100 x 15 mm Petri dishes&amp;nbsp;</td><td>Fisher</td><td>875712</td><td></td></tr><tr><td>60 x 15 mm Petri dishes</td><td>VWR</td><td>25384-168&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Dissecting probes</td><td>Almedic</td><td>2325-58-5300&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Yeast</td><td>Lab Scientific</td><td>FLY-8040-20F</td><td></td></tr></tbody></table>

foraging path-length protocol for drosophila melanogaster larvae

La Drosophila melanogaster larvale percorso di lunghezza fenotipo è una misura stabilita utilizzato per studiare i contributi genetici e ambientali a variazione comportamentale. Il saggio percorso di lunghezza larvale è stato sviluppato per misurare le differenze individuali nel comportamento di foraggiamento che sono stati successivamente legato al gene foraggiamento. Larvale percorso di lunghezza è una caratteristica facilmente segnato che facilita la raccolta di campioni di grandi dimensioni, a costi minimi, per gli schermi genetici. Qui forniamo una descrizione dettagliata del protocollo corrente per il saggio percorso di lunghezza larvale la prima volta da Sokolowski. Dettagli Il protocollo come gestire in modo riproducibile animali da laboratorio, eseguire il test comportamentale e analizzare i dati. Un esempio di come il saggio può essere utilizzato per misurare la plasticità comportamentale in risposta a cambiamenti ambientali, manipolando alimentando ambiente prima di eseguire il test, è prevista anche. Infine, il disegno di prova adeguato, così come i fattori ambientali che possono modificarelarvale percorso di lunghezza come la qualità dei prodotti alimentari, età evolutiva e gli effetti di giorno sono discussi.

<html> Differenze nella path-lunghezza del rover e sitter per i ceppi e l&#39;effetto della privazione di cibo sul percorso di lunghezza sono illustrati in Fig. . 3 I dati raccolti nel corso di tre giorni consecutivi di test hanno mostrato un significativo effetto ceppo (F (1.421) = 351,89, p &lt;2,20 x 10 -16; Fig. 3A), con rover viaggiare più lontano di sitter. Oltre all&#39;effetto ceppo, c&#39;era anche...

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Foraging Path-length Protocol for Drosophila melanogaster Larvae

Foraggiamento protocollo percorso di lunghezza per<em&gt; Drosophila melanogaster</em&gt; Le larve

We provide a detailed protocol for a Drosophila melanogaster foraging path-length assay. We discuss the preparation and handling of test animals, how to perform the assay and analyze the data.

The Drosophila melanogaster larval path-length phenotype is an established measure used to study the genetic and environmental contributions to behavioral ...

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9.3K Views.  University of Toronto. We provide a detailed protocol for a Drosophila melanogaster foraging path-length assay. We discuss the preparation and handling of test animals, how to perform the assay and analyze the data.

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Olfactory responses in Drosophila larvae have been traditionally studied in Petri dishes comprising a single peripheral odor source. In this behavioral paradigm, the experimenter usually assumes that the rapid diffusion of odorant molecules from the source leads to the creation of a stable gradient in the dish. To establish a quantitative correlation between sensory inputs and behavioral responses, it is necessary to achieve a more thorough characterization of the odorant stimulus conditions. In this video article, we describe a new method allowing the construction of odorant gradients with stable and controllable geometries. We briefly illustrate how these gradients can be used to screen for olfactory defects (full and partial anosmia) and to study more subtle features of chemotaxis behavior.

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Appetitive Associative Olfactory Learning in Drosophila Larvae

In the following we describe the methodological details of appetitive associative olfactory learning in Drosophila larvae. The setup, in combination with genetic interference, provides a handle to analyze the neuronal and molecular fundamentals of specifically associative learning in a simple larval brain.
Organisms can use past experience to adjust present behavior. Such acquisition of behavioral potential can be defined as learning, and the physical bases of these potentials as memory traces1-4. Neuroscientists try to understand how these processes are organized in terms of molecular and neuronal changes in the brain by using a variety of methods in model organisms ranging from insects to vertebrates5,6. For such endeavors it is helpful to use model systems that are simple and experimentally accessible. The Drosophila larva has turned out to satisfy these demands based on the availability of robust behavioral assays, the existence of a variety of transgenic techniques and the elementary organization of the nervous system comprising only about 10,000 neurons (albeit with some concessions: cognitive limitations, few behavioral options, and richness of experience questionable)7-10.
Drosophila larvae can form associations between odors and appetitive gustatory reinforcement like sugar11-14. In a standard assay, established in the lab of B. Gerber, animals receive a two-odor reciprocal training: A first group of larvae is exposed to an odor A together with a gustatory reinforcer (sugar reward) and is subsequently exposed to an odor B without reinforcement 9. Meanwhile a second group of larvae receives reciprocal training while experiencing odor A without reinforcement and subsequently being exposed to odor B with reinforcement (sugar reward). In the following both groups are tested for their preference between the two odors. Relatively higher preferences for the rewarded odor reflect associative learning - presented as a performance index (PI). The conclusion regarding the associative nature of the performance index is compelling, because apart from the contingency between odors and tastants, other parameters, such as odor and reward exposure, passage of time and handling do not differ between the two groups9.

Appetitive Associative Olfactory Learning in Drosophila Larvae

Drosophila larvae are able to associate odor stimuli with gustatory reward. Here we describe a simple behavioral paradigm that allows the analysis of appetitive associative olfactory learning.

Appetitivo apprendimento associativo olfattiva in<em&gt; Drosophila</em&gt; Le larve

In the following we describe the methodological  details of appetitive associative olfactory learning in Drosophila larvae. The setup, in combination with ...

Neuroscienze

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster. In a light-tight box illuminated by red light that is invisible to fruit flies, a camera linked to custom data acquisition software monitors the position of six flies simultaneously. Each fly is confined to walk in individual arenas containing a food odor at the center. The testing arenas rest on a porous floor that functions to prevent odor accumulation. Latency to locate the odor source, a metric that reflects olfactory sensitivity under different physiological states, is determined by software analysis. Here, we discuss the critical mechanics of running this behavioral paradigm and cover specific issues regarding fly loading, odor contamination, assay temperature, data quality, and statistical analysis.

A Single-fly Assay for Foraging Behavior in Drosophila

In this video article, we describe an automated assay to measure the effect of hunger or satiety on olfactory dependent food search behavior in the adult fruit fly Drosophila melanogaster.

A Single-fly saggio per comportamento alimentare in<em&gt; Drosophila</em

For many animals, hunger promotes changes in the olfactory system in a manner that facilitates the search for appropriate food sources. In this video ...

Functional Analysis of the Larval Feeding Circuit in Drosophila

The serotonergic feeding circuit in Drosophila melanogaster larvae can be used to investigate neuronal substrates of critical importance during the development of the circuit. Using the functional output of the circuit, feeding, changes in the neuronal architecture of the stomatogastric system can be visualized. Feeding behavior can be recorded by observing the rate of retraction of the mouth hooks, which receive innervation from the brain. Locomotor behavior is used as a physiological control for feeding, since larvae use their mouth hooks to traverse across an agar substrate. Changes in feeding behavior can be correlated with the axonal architecture of the neurites innervating the gut. Using immunohistochemistry it is possible to visualize and quantitate these changes. Improper handling of the larvae during behavior paradigms can alter data as they are very sensitive to manipulations. Proper imaging of the neurite architecture innervating the gut is critical for precise quantitation of number and size of varicosities as well as the extent of branch nodes. Analysis of most circuits allow only for visualization of neurite architecture or behavioral effects; however, this model allows one to correlate the functional output of the circuit with the impairments in neuronal architecture.

Functional Analysis of the Larval Feeding Circuit in Drosophila

The feeding circuit in Drosophila melanogaster larvae serves a simple yet powerful model that allows changes in feeding rate to be correlated with alterations in the stomatogastric neural circuitry. This circuit is composed of central serotonergic neurons that send projections to the mouth hooks as well as the foregut.

Analisi funzionale del circuito di alimentazione larvale in Drosophila</i

The serotonergic  feeding circuit in Drosophila  melanogaster larvae can be used to investigate neuronal substrates of  critical importance during the ...

An Affordable and Efficient "Homemade" Platform for Drosophila Behavioral Studies, and an Accompanying Protocol for Larval Mitochondrial Respirometry

The usefulness of Drosophila as a model organism for the study of human diseases, behaviors and basic biology is unquestionable. Although practical, Drosophila research lacks popularity in developing countries, possibly due to the misinformed idea that establishing a lab and performing relevant experiments with such tiny insects is difficult and requires expensive, specialized apparatuses. Here, we describe how to build an affordable flylab to quantitatively analyze a myriad of behavioral parameters in D. melanogaster, by 3D-printing many of the necessary pieces of equipment. We provide protocols to build in-house vial racks, courtship arenas, apparatuses for locomotor assays, etc., to be used for general fly maintenance and to perform behavioral experiments using adult flies and larvae. We also provide protocols on how to use more sophisticated systems, such as a high resolution oxygraph, to measure mitochondrial oxygen consumption in larval samples, and show its association with behavioral changes in the larvae upon the xenotopic expression of the mitochondrial alternative oxidase (AOX). AOX increases larval activity and mitochondrial leak respiration, and accelerates development at low temperatures, which is consistent with a thermogenic role for the enzyme. We hope these protocols will inspire researchers, especially from developing countries, to use Drosophila to easily combine behavior and mitochondrial metabolism data, which may lead to information on genes and/or environmental conditions that may also regulate human physiology and disease states.

<meta charset="utf8"></head><body>Una piattaforma "fatta in casa" economica ed efficiente per gli studi comportamentali sulla Drosophila e un protocollo di accompagnamento per la spiriometria mitoc

We provide protocols for anyone with a "maker culture" mind to start building a flylab for quantitative analysis of a myriad of behavioral parameters in Drosophila melanogaster, by 3D-printing many of the necessary pieces of equipment. We also describe a high resolution respirometry protocol using larvae to combine behavioral and mitochondrial metabolism data.

Una piattaforma "fatta in casa" economica ed efficiente per gli studi comportamentali sulla Drosophila e un protocollo di accompagnamento per la spiriometria mitocondriale larvale

The usefulness of Drosophila as a model organism for the study of human diseases, behaviors and basic biology is unquestionable. Although practical, ...

Comportamento

Using Linear Agarose Channels to Study Drosophila Larval Crawling Behavior

Drosophila larval crawling is emerging as a powerful model to study neural control of sensorimotor behavior. However, larval crawling behavior on flat open surfaces is complex,&#160;including: pausing, turning, and meandering. This complexity in the repertoire of movement hinders detailed analysis of the events occurring during a single crawl stride cycle. To overcome this obstacle, linear agarose channels were made that constrain larval behavior to straight, sustained, rhythmic crawling. In principle, because agarose channels and the Drosophila larval body are both optically clear, the movement of larval structures labeled by genetically-encoded fluorescent probes can be monitored in intact, freely-moving larvae. In the past, larvae were placed in linear channels and crawling at the level of whole organism, segment, and muscle were analyzed1. In the future, larvae crawling in channels can be used for calcium imaging to monitor neuronal activity. Moreover, these methods can be used with larvae of any genotype and with any researcher-designed channel. Thus the protocol presented below is widely applicable for studies using the Drosophila larva as a model to understand motor control.

Using Linear Agarose Channels to Study Drosophila Larval Crawling Behavior

The Drosophila larva is a powerful model system to study neural control of behavior. This publication describes the use of linear agarose channels to elicit sustained bouts of linear crawling and methods to quantify the dynamics of larval structures during repetitive crawling behavior.

Utilizzando canali lineari Agarose per studiare<em&gt; Drosophila</em&gt; Comportamento larvale Crawling

Drosophila larval crawling is emerging as a powerful model to study neural control of sensorimotor behavior. However, larval crawling behavior on flat ...

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

The ability of insects to navigate toward odor sources is based on the activities of their first-order olfactory receptor neurons (ORNs). While a considerable amount of information has been generated regarding ORN responses to odorants, the role of specific ORNs in driving behavioral responses remains poorly understood. Complications in behavior analyses arise due to different volatilities of odorants that activate individual ORNs, multiple ORNs activated by single odorants, and the difficulty in replicating naturally observed temporal variations in olfactory stimuli using conventional odor-delivery methods in the laboratory. Here, we describe a protocol that analyzes Drosophila larval behavior in response to simultaneous optogenetic stimulation of its ORNs. The optogenetic technology used here allows for specificity of ORN activation and precise control of temporal patterns of ORN activation. Corresponding larval movement is tracked, digitally recorded, and analyzed using custom written software. By replacing odor stimuli with light stimuli, this method allows for a more precise control of individual ORN activation in order to study its impact on larval behavior. Our method could be further extended to study the impact of second-order projection neurons (PNs) as well as local neurons (LNs) on larval behavior. This method will thus enable a comprehensive dissection of olfactory circuit function and complement studies on how olfactory neuron activities translate in to behavior responses.

Tracking Drosophila Larval Behavior in Response to Optogenetic Stimulation of Olfactory Neurons

This protocol analyzes navigational behavior of Drosophila larva in response to simultaneous optogenetic stimulation of its olfactory neurons. Light of 630 nm wavelength is used to activate individual olfactory neurons expressing a red-shifted channel rhodopsin. Larval movement is simultaneously tracked, digitally recorded, and analyzed using custom-written software.

Il comportamento larvale della drosofila in risposta alla stimolazione optogenetica dei neuroni olfattivi di rilevamento

The ability of insects to navigate toward odor sources is based on the activities of their first-order olfactory receptor neurons (ORNs). While a ...

Light Spot-Based Assay for Analysis of Drosophila Larval Phototaxis

The larvae of Drosophila melanogaster show obvious light-avoiding behavior during the foraging stage. Drosophila larval phototaxis can be used as a model to study animal avoidance behavior. This protocol introduces a light-spot assay to investigate larval phototactic behavior. The experimental set-up includes two main parts: a visual stimulation system that generates the light spot, and an infrared light-based imaging system that records the process of larval light avoidance. This assay allows tracking of the behavior of larva before entering, during encountering, and after leaving the light spot. Details of larval movement including deceleration, pause, head casting, and turning can be captured and analyzed using this method.

Light Spot-Based Assay for Analysis of Drosophila Larval Phototaxis

This protocol introduces a light-spot assay to investigate Drosophila larval phototactic behavior. In this assay, a light spot is generated as light stimulation, and the process of larval light avoidance is recorded by an infrared light-based imaging system.

Analisi basata su macchie di luce per l'analisi di Drosophila Larval Phototaxis

The larvae of Drosophila melanogaster show obvious light-avoiding behavior during the foraging stage. Drosophila larval phototaxis can be used as a model ...

Lifespan Protocol for Drosophila melanogaster: Generating Survival Curves to Identify Differences in Fly Longevity

Source: Bovier, T. F., et al. <a href="https://www.jove.com/video/59535/" target="_blank">Methods to Test Endocrine Disruption in Drosophila melanogaster</a>. J. Vis. Exp. (2019).
Scientists use the Drosophila lifespan protocol to measure how different experimental conditions affect flies&#39; longevity and generate survival curves in the process to quantify the experimental outcomes. The sample protocol features the assay being applied to study the effects on longevity from exposure to varying concentrations of endocrine disruptor chemicals, or EDCs, such as 17-&#945;-ethinylestradiol (EE2).

Protocollo sulla durata della vita per Drosophila melanogaster: generazione di curve di sopravvivenza per identificare le differenze nella longevità della mosca

Source: Bovier, T. F., et al. Methods to Test Endocrine Disruption in Drosophila melanogaster. J. Vis. Exp. (2019).
Scientists use the Drosophila lifespan ...

Foraggiamento protocollo percorso di lunghezza per

Riepilogo

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Utilizzando canali lineari Agarose per studiare

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Analisi basata su macchie di luce per l'analisi di Drosophila Larval Phototaxis

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