We thank the Western University of Health Sciences for the Intramural Grant.

Il protocollo descritto di seguito viene eseguito sotto la guida e l&#39;approvazione del Comitato di cura e l&#39;uso di animali di Western University. Tutti gli esperimenti sono eseguiti in conformità con tutte le linee guida, dei regolamenti e agenzie di regolamentazione. Cultura 1. cellulare <ol><li> Preparazione del terreno completo <ol><li> Utilizzando una cappa di sicurezza biologica Classe II, preparare terreno completo aggiungendo asetticamente siero fetale bovino (FBS) e la penicillina streptomicina (P / S) ad una bottiglia da 500 ml di terreno RPMI. Mescolare delicatamente agitando. La concentrazione finale di ogni supplemento è del 10% FBS e 1% P / S (v / v). Ad esempio, integrare 500 ml di media con 56 ml di FBS e 6 ml P / S. </li><li> Posizionare terreno completo in un bagno d&#39;acqua a 37 ° C. </li></ol></li><li> Scongelamento e cellule di moltiplicazione <ol><li> Recupera le cellule PANC-1 GFP da azoto liquido. Scongelare il flacone delicatamente l&#39;agitazione in un bagno d&#39;acqua a 37 ° C. Nota:Scongelamento dovrebbe essere rapida (circa 2 - 3 min). </li><li> Label T-75 palloni da utilizzare con (a) nome di cella-line, la data (b) il numero di passaggio, (c), e le iniziali (d), del ricercatore. </li><li> Pulire la fiala con il 70% di etanolo e il trasferimento fiala di un armadio biosicurezza. </li><li> Per propagare le cellule, aggiungere 9,0 ml di mezzo completo in un tubo da 15 ml. Usando una pipetta 1,0 ml, trasferire accuratamente la sospensione cellulare e sospenderlo in 9 ml di mezzo completo. </li><li> Centrifugare a 125 xg per 8 minuti a temperatura ambiente. Trasferire la fiala conica di un armadio biosicurezza e aspirare il surnatante senza disturbare il pellet. </li><li> Sospendere il pellet in 10 ml di mezzo fresco completa pipettando delicatamente la sospensione su e giù. </li><li> Contare le cellule con un emocitometro e piastra in T-75 flaconi ad una densità di 2,1 x 10 6 cellule / fiasco. Inserire pallone in un incubatore a 37 ° C e 5% CO 2. </li><li> Monitorare le cellule giornaliera a occhio e al microscopio. Se l&#39;influenzaid è necessario il rinnovo, in modo asettico aspirare il mezzo di crescita completo dal pallone e scartare. Aggiungere uguale volume di mezzo fresco completa. </li></ol></li><li> propagazione Cells <ol><li> Asetticamente rimuovere media dal pallone. Aggiungere 5 ml di tampone fosfato salina Dulbecco (DPBS) per lavare le cellule e scartare. </li><li> Staccare le cellule dal pallone con l&#39;aggiunta di 3 ml di 0,25% tripsina. Incubare pallone contenente tripsina a 37 ° C e 5% CO 2 per 5 a 10 min. </li><li> Osservare le cellule al microscopio (ingrandimento 10x) e assicurarsi che sono rotondi e sloggiato. </li><li> Neutralizzare tripsina aggiungendo un volume uguale di mezzo completo e rompere i grumi delicatamente pipettando su e giù. </li><li> Contare le cellule utilizzando un emocitometro e trasferire il volume di sospensione cellulare opportuno nuovi palloni alla densità cellulare di cui al 1.2.7; aggiungere abbastanza mezzi freschi in modo che il volume finale è di 10 ml per pallone. </li></ol></li><li> Suspens cellulariione Preparazione per l&#39;iniezione Nota: Dal momento che la matrice di membrana basale, ad alta concentrazione, solidifica a temperatura ambiente, conservare i materiali sul ghiaccio. Mettere tutti puntali sterili e fiale nel congelatore durante la notte, e tenere in ghiaccio mentre si lavora sulla sospensione. <ol><li> Tenere una bottiglia di RPMI mezzi senza additivi su ghiaccio. Scongelare la matrice di membrana basale, ad alta concentrazione, seguendo le istruzioni del produttore. Preferibilmente, aliquota in fiale piccole per evitare più cicli di gelo-disgelo 10. </li><li> supporti Aspirare da tutti i palloni, e risciacquare con 5 ml di DPBS. Ripetere tutti i passaggi nella sezione precedente, fino al punto 1.3.4. </li><li> Trasferire contenuto in una provetta conica da 15 ml e centrifugare a 125 xg per 8 minuti a temperatura ambiente. Trasferimento fiala conica all&#39;armadietto biosicurezza e risospendere pellet con 10 ml di DPBS. </li><li> pipettare delicatamente la sospensione su e giù per rompere il pellet. Contare le cellule utilizzando un emocitometro. </li><li> ancora Centrifugare come indicato in sTep 1.4.3. Aspirare il surnatante e in funzione del numero di cellule, aggiungere diluente appropriato produrre 3 x 10 6 cellule in un volume di 50 microlitri. Il diluente sarà una miscela di siero media liberi e alta concentrazione membrana matrice interrato in 1: (v / v) rapporto 1. </li><li> Agitare la sospensione delicatamente e tenere in ghiaccio in ogni momento. La sospensione è ora pronto per l&#39;iniezione. </li></ol></li><li> impianto chirurgico Nota: Assicurarsi che tutti i materiali e gli strumenti chirurgici sono sterili. Pratica tecniche asettiche in ogni momento. <ol><li> Posizionare una piastra elettrica sul tavolo e coprire con un telo sterile. Impostare la macchina per anestesia e garantire tutte le forniture sono a portata di mano. </li><li> Posizionare muso dell&#39;animale nella maschera anestesia e impostare l&#39;anestesia a 1 L / min di ossigeno e 2,5% isoflurano. </li><li> Pulire delicatamente il fianco dell&#39;animale con iodio, e risciacquare con il 70% di etanolo. Ripetete tre volte. </li><li> confermare laanimale è completamente anestetizzato pizzicando la zampa posteriore. L&#39;animale è completamente anestetizzato e pronta per la chirurgia se non si osserva alcuna risposta. Tuttavia, se l&#39;animale indietreggia, assicurarsi che ci sia sufficiente l&#39;anestesia vaporizzatore e permettere all&#39;animale più tempo per andare completamente sotto anestesia. </li><li> Caricare circa 200 ml di sospensione cellulare in una siringa 1,0 ml TB con un ago da 18 G (precedentemente raffreddato). Sostituire l&#39;ago con un ago G 27 e tornare al ghiaccio fino al momento dell&#39;uso. </li><li> Individuare l&#39;area generale della milza (quadrante superiore sinistro dell&#39;addome) e l&#39;utilizzo di pinze pizzicare la pelle sulla parte superiore di quella regione. Utilizzando le forbici chirurgiche fare un&#39;incisione di circa 1,0 centimetri per creare una tasca. Analogamente, pizzicare la muscolatura liscia sulla parte superiore della milza e tagliare per accedere alla cavità peritoneale. </li><li> afferrare delicatamente l&#39;estremità caudale della milza e tirarlo fuori dal corpo. Il pancreas verrà allegato alla milza. Stendere il pancreas con una st bagnatoerile Q-tip e individuare la coda del pancreas. </li><li> Fornire l&#39;iniezione di 50 ml nella coda del pancreas, lasciare l&#39;ago dentro per 10 secondi e ruotare lentamente l&#39;ago del pancreas. Un impianto di successo sarà simile a una bolla superficiale, senza perdite. </li><li> Ritorno il pancreas e la milza alla cavità peritoneale. In primo luogo racchiudere il muscolo e quindi racchiudere la pelle separatamente. Utilizzare una sutura 6-0 o fiocco per chiudere l&#39;incisione. Per evitare il dolore negli animali, amministrare ketoprofene per via sottocutanea (SC) (5 mg / kg) oltre 24 ore. In alternativa, amministrare buprenorfina sc (0,05 - 0,1 mg / kg) ogni 12 ore in un periodo di 36 ore. </li><li> Recuperare l&#39;animale dall&#39;anestesia e restituirlo alla sua gabbia. monitorare anche per il dolore. Gli animali devono essere dotati di sollievo dal dolore al momento della (o anche prima - preventiva) un intervento chirurgico. sollievo dal dolore supplementare deve essere fornita agli animali che soffrono di dolore in base alla IACCUC-protocollo o come prescritto dal altendente veterinario o designato. </li></ol></li><li> Imaging in vivo Nota: la cattura immagine è stata effettuata utilizzando un sistema di imaging commerciale dotato di una camera oscura ei filtri adeguati per l&#39;imaging GFP. acquisizione delle immagini è stato realizzato con una telecamera CCD e un sistema ottico composto da lenti intercambiabili di eccitazione / emissione (eccitazione: 455-495 nm di emissione: 513-557 nm). immagini in campo chiaro sono stati catturati senza un filtro 1 x 1 binning per ogni punto di tempo. Eccitazione di GFP utilizzata una sorgente di luce multispettrale allo xeno. Gli animali sono stati mantenuti in anestesia durante il processo di imaging collegando la macchina anestesia per un collettore anestesia gas integrato nella camera oscura del sistema di imaging. <ol><li> Anestetizzare l&#39;animale come indicato nel 1.5.2. Una maschera anestesia è all&#39;interno della camera oscura del sistema di imaging commerciale al fine di mantenere l&#39;animale in anestesia durante l&#39;imagingProcesso. </li><li> Impostare i corretti filtri eccitazione e di emissione. </li><li> Iniziare ottenendo un&#39;immagine iniziale utilizzando solo la luce bianca. Mantenere la stessa posizione dell&#39;animale per tutta la sessione di imaging e passare ai filtri GFP prendere una seconda immagine. </li><li> Per ottenere i migliori risultati si sovrappongono due immagini. Analizzare l&#39;immagine per l&#39;area fluorescenti e intensità. </li></ol></li></ol>

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	<li>Smyth, E., Cunningham, D., Kasper, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Harrison's Principles of Internal Medicine. , (2015).</li><li>Mahipal, A., Frakes, J., Hoffe, S., Kim, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Management+of+borderline+resectable+pancreatic+cancer.">Management of borderline resectable pancreatic cancer.</a> World J Gastrointest Oncol. 7, 241-249 (2015).</li><li>De La Cruz, M. S., Young, A. P., Ruffin, M. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Diagnosis+and+management+of+pancreatic+cancer.">Diagnosis and management of pancreatic cancer.</a> Am Fam Physician. 89, 626-632 (2014).</li><li>Frese, K. K., Tuveson, D. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Maximizing+mouse+cancer+models.">Maximizing mouse cancer models.</a> Nat Rev Cancer. 7, 645-658 (2007).</li><li>Hoffman, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Patient-derived+orthotopic+xenografts:+better+mimic+of+metastasis+than+subcutaneous+xenografts.">Patient-derived orthotopic xenografts: better mimic of metastasis than subcutaneous xenografts.</a> Nat Rev Cancer. 15, 451-452 (2015).</li><li>Hoffman, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+multiple+uses+of+fluorescent+proteins+to+visualize+cancer+in+vivo.">The multiple uses of fluorescent proteins to visualize cancer in vivo.</a> Nat Rev Cancer. 5, 796-806 (2005).</li><li>Jiang, Y. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Establishment+of+an+orthotopic+pancreatic+cancer+mouse+model:+cells+suspended+and+injected+in+Matrigel.">Establishment of an orthotopic pancreatic cancer mouse model: cells suspended and injected in Matrigel.</a> World J Gastroenterol. 20, 9476-9485 (2014).</li><li>Arranz, A., Ripoll, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Advances+in+optical+imaging+for+pharmacological+studies.">Advances in optical imaging for pharmacological studies.</a> Front Pharmacol. 6, 189 (2015).</li><li>Metildi, C. A., Kaushal, S., Hoffman, R. M., Bouvet, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=In+vivo+serial+selection+of+human+pancreatic+cancer+cells+in+orthotopic+mouse+models+produces+high+metastatic+variants+irrespective+of+Kras+status.">In vivo serial selection of human pancreatic cancer cells in orthotopic mouse models produces high metastatic variants irrespective of Kras status.</a> J Surg Res. 184, 290-298 (2013).</li><li>Kim, M. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Generation+of+orthotopic+and+heterotopic+human+pancreatic+cancer+xenografts+in+immunodeficient+mice.">Generation of orthotopic and heterotopic human pancreatic cancer xenografts in immunodeficient mice.</a> Nat Protoc. 4, 1670-1680 (2009).</li><li>Katz, M. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Survival+efficacy+of+adjuvant+cytosine-analogue+CS-682+in+a+fluorescent+orthotopic+model+of+human+pancreatic+cancer.">Survival efficacy of adjuvant cytosine-analogue CS-682 in a fluorescent orthotopic model of human pancreatic cancer.</a> Cancer Res. 64, 1828-1833 (2004).</li><li>Bouvet, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Real-time+optical+imaging+of+primary+tumor+growth+and+multiple+metastatic+events+in+a+pancreatic+cancer+orthotopic+model.">Real-time optical imaging of primary tumor growth and multiple metastatic events in a pancreatic cancer orthotopic model.</a> Cancer Res. 62, 1534-1540 (2002).</li></ol>

Gli autori non hanno nulla da rivelare.

Descriviamo un modello murino ortotopico di cancro pancreatico che esprime GFP, consentendo così il monitoraggio non invasivo della crescita tumorale mediante intero corpo imaging fluorescente vivo (Figura 1). Questa tecnica permette di monitorare lo sviluppo del tumore in tempo reale (figura 3); può essere uno strumento importante per i ricercatori di studiare l&#39;efficacia terapeutica dei nuovi farmaci contro il cancro al pancreas. Un altro aspetto importante di ...

Il tumore al pancreas viene diagnosticato con maggior frequenza rispetto ad altri tipi di cancro ed è la 4 ° causa principale di decessi correlati al cancro negli Stati Uniti. Dal momento della diagnosi, oltre il 90% dei pazienti muoiono entro cinque anni 1,2. Attualmente, la rimozione del tumore chirurgica è l&#39;unica cura per il cancro al pancreas, ma meno del 20% dei pazienti hanno diritto a sottoporsi ad intervento chirurgico soprattutto perché al momento della diagnosi della malattia è in fase avanzata e ha metastatizzato 3,4. La mancanza di sintomi specifici rende cancro al pancreas una malattia silenziosa; alcuni dei sintomi includono dolore addominale, mal di schiena, perdita di appetito, ittero e nausea; che può essere facilmente interpretato come malattie digestive comuni 4. Per questo motivo, è importante sviluppare nuovi strumenti farmacologici per aiutare nella diagnosi e nel trattamento del cancro pancreatico. L&#39;uso di modelli animali ci permette di capire la biologia del Pancrécancro e ATIC fornisce una panoramica di applicare questa conoscenza per gli esseri umani. Xenotrapianto modelli ortotopici del cancro del pancreas sono realistici, perché i tumori crescono nell&#39;organo di origine 5. A differenza dei modelli eterotopici, in cui le linee di cellule o frammenti di tumore vengono impiantati per via sottocutanea, la modellazione ortotopico permette per la ricreazione del microambiente tumorale e imita l&#39;interazione delle cellule tumorali con l&#39;ambiente circostante 6. Il modello di xenotrapianto descritto qui deriva tumori dal pancreas linea di cellule umane di cancro PANC-1 GFP, che è geneticamente per esprimere la proteina fluorescente verde (GFP). Rilevamento GFP permette di imaging e monitoraggio della crescita tumorale e metastasi 7 non invasivo. Lo sviluppo del tumore avviene rapidamente, spontaneamente, e assomiglia molto a quello dei tumori primari di umani malati di cancro del pancreas 8. modelli ortotopico fornire una previsione più accurata della efficacia del farmaco in risposta ad agenti terapeutici, mentreimitando il microambiente tumorale. Come accennato in precedenza, questo modello animale permette la rilevazione fluorescente della crescita tumorale e metastasi in tempo reale. rilevazione fluorescente consente una formazione immagine più diretta / dal vivo rispetto a luminescenza. Con la fluorescenza della luce emessa è il risultato di una eccitazione da un&#39;altra luce di una lunghezza d&#39;onda; mentre in luminescenza, la luce emessa è il risultato di una reazione chimica e non può avere forti emissioni 9. Inoltre, tutto il corpo imaging in vivo fluorescente non è dannoso per l&#39;animale e permette ai ricercatori di monitorare la crescita del tumore nel tempo in risposta a trattamenti terapeutici.

<table><tbody><tr><td>RPMI media 1640</td><td>Caisson Labs</td><td>RPL03-500ML</td><td></td></tr><tr><td>Fetal Bovine Serum&amp;nbsp;</td><td>Gibco</td><td>10437-077</td><td></td></tr><tr><td>Penicillin Streptomycin&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td>Thermo Ficher Sci</td><td>15140-122</td><td></td></tr><tr><td>Matrigel HC basement membrane, high concentration</td><td>Corning</td><td>354248</td><td></td></tr><tr><td>SutureVet PGA 6-0 PGA</td><td>Henry Schein</td><td>39010</td><td></td></tr><tr><td>Alcare or Foamed Antiseptic Handrub</td><td>Steris</td><td>639680</td><td></td></tr><tr><td>DPBS (Dubelcco&#039;s Phosphate-Buffered saline)&amp;nbsp;</td><td>Thermo Ficher Sci</td><td>21300025</td><td></td></tr><tr><td>TB Syringe 27 G 1/2</td><td>Becton Dickinson</td><td>305620</td><td></td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Blutler Schein</td><td>50562</td><td></td></tr><tr><td>Ketoprofen</td><td>Fort Dodge Animal Health</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Surgical Scissors, 5.5&quot; straight mayo&amp;nbsp;</td><td>Henry Schein</td><td>22-1600</td><td></td></tr><tr><td>PANC-1 GFP cell line&amp;nbsp;</td><td>Anticancer, Inc</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Small Animal Imaging System: iBox Scientia</td><td>UVP, LLC. Upland, CA.</td><td></td><td>Small Animal Imaging System to observe the fluorescent tumor in live animals</td></tr></tbody></table>

fluorescent orthotopic mouse model of pancreatic cancer

Il tumore al pancreas rimane uno dei tumori per i quali la sopravvivenza non è migliorata notevolmente negli ultimi decenni. Solo il 7% dei pazienti diagnosticati sopravviverà più di cinque anni. Al fine di comprendere e imitare il microambiente dei tumori pancreatici, abbiamo utilizzato un modello murino ortotopico di cancro al pancreas che permette l&#39;imaging non invasivo di progressione del tumore in tempo reale. Le cellule tumorali pancreatiche che esprimono la proteina fluorescente verde (PANC-1 GFP) sono state sospese in matrice di membrana basale, ad alta concentrazione, (ad esempio, Matrigel HC) con mezzi privi di siero e poi iniettate nella coda del pancreas attraverso laparotomia. La sospensione cellulare nella matrice alta concentrazione membrana basale diventa una sostanza gelatinosa, una volta raggiunta la temperatura ambiente; Pertanto, si gelifica quando entra in contatto con il pancreas, creando un&#39;occlusione sito di iniezione e da evitare fuoriuscite cellule. la crescita del tumore e metastasi ad altri organi sono monitorati in tempo realeanimali utilizzando la fluorescenza. È fondamentale utilizzare i filtri appropriati per l&#39;eccitazione e l&#39;emissione di GFP. La procedura per l&#39;impianto ortotopico sono descritti in questo articolo per cui i ricercatori possono facilmente replicare la procedura in topi nudi. Le fasi principali di questo protocollo sono preparazione della sospensione cellulare, impianto chirurgico, e tutto il corpo fluorescente imaging in vivo. Questo modello ortotopico è stato progettato per valutare l&#39;efficacia di nuove terapie per i tumori primari e metastatici.

Il metodo descrive un impianto ortotopico chirurgica delle cellule tumorali pancreatiche umane fluorescenti, concentrandosi sulla preparazione della sospensione cellulare iniettabile, anestesia adeguata per roditori, la consegna di sospensione cellulare tramite laparotomia, e l&#39;uso di fluorescenza in vivo piccola dell&#39;imaging animali. Il rilevamento di un segnale verde di fluorescenza (segnale GFP) tra due e tre settimane dopo l&#39;impianto, fornisce ai ricercatori un s...

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Fluorescent Orthotopic Mouse Model of Pancreatic Cancer

Fluorescente ortotopico modello murino di cancro al pancreas

A procedure to implant green fluorescent protein-expressing pancreatic cancer cells (PANC-1 GFP) orthotopically into the pancreas of Balb-c Ola Hsd-Fox1nu mice to assess tumor progression and metastasis is presented here.

Pancreatic cancer remains one of the cancers for which survival has not improved substantially in the last few decades. Only 7% of diagnosed patients will ...

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Research

JoVE Journal

Cancer Research

16.6K Views.  Western University of Health Sciences. A procedure to implant green fluorescent protein-expressing pancreatic cancer cells (PANC-1 GFP) orthotopically into the pancreas of Balb-c Ola Hsd-Fox1nu mice to assess tumor progression and metastasis is presented here. 

Video: Fluorescent Orthotopic Mouse Model of Pancreatic Cancer

Studying Triple Negative Breast Cancer Using Orthotopic Breast Cancer Model

Triple-negative breast cancer (TNBC) is an aggressive breast cancer subtype with limited therapeutic options. When compared to patients with less aggressive breast tumors, the 5-year survival rate of TNBC patients is 77% due to their characteristic drug-resistant phenotype and metastatic burden. Toward this end, murine models have been established aimed at identifying novel therapeutic strategies limiting TNBC tumor growth and metastatic spread. This work describes a practical guide for the TNBC orthotopic model where MDA-MB-231 breast cancer cells suspended in a basement membrane matrix are implanted in the fourth mammary fat pad, which closely mimics the cancer cell behavior in humans. Measurement of tumors by caliper, lung metastasis assessment via in vivo and ex vivo imaging, and molecular detection are discussed. This model provides an excellent platform to study therapeutic efficacy and is especially suitable for the study of the interaction between the primary tumor and distal metastatic sites.

This work presets an advanced protocol to accurately assess tumor loading by detection of green fluorescent protein and bioluminescence signals as well as the integration of quantitative molecular detection technique.

Studiare il cancro al seno triplo negativo utilizzando il modello di cancro al seno ortotopico

Triple-negative breast cancer (TNBC) is an aggressive breast cancer subtype with limited therapeutic options. When compared to patients with less ...

Ricerca

Ricerca sul cancro

Ultrasound-Guided Orthotopic Implantation of Murine Pancreatic Ductal Adenocarcinoma

The recent success of immune checkpoint blockade in melanoma and lung adenocarcinoma has galvanized the field of immuno-oncology as well as revealed the limitations of current treatments, as the majority of patients do not respond to immunotherapy. Development of accurate preclinical models to quickly identify novel and effective therapeutic combinations are critical to address this unmet clinical need. Pancreatic ductal adenocarcinoma (PDA) is a canonical example of an immune checkpoint blockade resistant tumor with only 2% of patients responding to immunotherapy. The genetically engineered KrasG12D+/-;Trp53R172H+/-;Pdx-1 Cre (KPC) mouse model of PDA recapitulates human disease and is a valuable tool for assessing therapies for immunotherapy resistant in the preclinical setting, but time to tumor onset is highly variable. Surgical orthotopic tumor implantation models of PDA maintain the immunobiological hallmarks of the KPC tissue-specific tumor microenvironment (TME) but require a time-intensive procedure and introduce aberrant inflammation. Here, we use an ultrasound-guided orthotopic tumor implantation model (UG-OTIM) to non-invasively inject KPC-derived PDA cell lines directly into the mouse pancreas. UG-OTIM tumors grow in the endogenous tissue site, faithfully recapitulate histological features of the PDA TME, and reach enrollment-sized tumors for preclinical studies by four weeks after injection with minimal seeding on the peritoneal wall. The UG-OTIM system described here is a rapid and reproducible tumor model that may allow for high throughput analysis of novel therapeutic combinations in the murine PDA TME.

We describe a protocol for the ultrasound guided implantation of murine-derived pancreatic ductal adenocarcinoma cell lines directly into the native tumor site. This approach resulted in pancreatic tumors detectable by ultrasound scanning within 2-4 weeks of injection, and significantly reduced the proportion tumor cell seeding on the peritoneal wall as compared to surgical orthotopic implantation.

Impianto ortotopico a ultrasuoni dell'adenocarcinoma dugalese Murine

The recent success of immune checkpoint blockade in melanoma and lung adenocarcinoma has galvanized the field of immuno-oncology as well as revealed the ...

An Orthotopic Resectional Mouse Model of Pancreatic Cancer

There is a lack of satisfactory animal models to study adjuvant and/or neoadjuvant therapy in patients being considered for surgery of pancreatic cancer (PC). To address this deficiency, we describe a mouse model involving orthotopic implantation of PC followed by distal pancreatectomy and splenectomy. The model has been demonstrated to be safe and suitably flexible for the study of various therapeutic approaches in adjuvant and neo adjuvant settings.
In this model, a pancreatic tumor is first generated by implanting a mixture of human pancreatic cancer cells (luciferase-tagged AsPC-1) and human cancer associated pancreatic stellate cells into the distal pancreas of Balb/c athymic nude mice. After three weeks, the cancer is resected by re-laparotomy, distal pancreatectomy and splenectomy. In this model, bioluminescence imaging can be used to follow the progress of cancer development and effects of resection/treatments. Following resection, adjuvant therapy can be given. Alternatively, neoadjuvant treatment can be given prior to resection.
Representative data from 45 mice are presented. All mice underwent successful distal pancreatectomy/splenectomy with no issues of hemostasis. A macroscopic proximal pancreatic margin greater than 5 mm was achieved in 43 (96%) mice. The technical success rate of pancreatic resection was 100%, with 0% early mortality and morbidity. None of the animals died during the week after resection.
In summary, we describe a robust and reproducible technique for a surgical resection model of pancreatic cancer in mice which mimics the clinical scenario. The model may be useful for the testing of both adjuvant and neoadjuvant treatments.

In the clinical context, patients with localized pancreatic cancer will undergo pancreatectomy followed by adjuvant treatment. This protocol reported here aims to establish a safe and effective method of modelling this clinical scenario in nude mice, through orthotopic implantation of pancreatic cancer followed by distal pancreatectomy and splenectomy.

Un modello ortotopico di topo resezionale del cancro al pancreas

There is a lack of satisfactory animal models to study adjuvant and/or neoadjuvant therapy in patients being considered for surgery of pancreatic cancer ...

Bioluminescent Orthotopic Model of Pancreatic Cancer Progression

Pancreatic cancer has an extremely poor five-year survival rate of 4-6%. New therapeutic options are critically needed and depend on improved understanding of pancreatic cancer biology. To better understand the interaction of cancer cells with the pancreatic microenvironment, we demonstrate an orthotopic model of pancreatic cancer that permits non-invasive monitoring of cancer progression. Luciferase-tagged pancreatic cancer cells are resuspended in Matrigel and delivered into the pancreatic tail during laparotomy. Matrigel solidifies at body temperature to prevent leakage of cancer cells during injection. Primary tumor growth and metastasis to distant organs are monitored following injection of the luciferase substrate luciferin, using in vivo imaging of bioluminescence emission from the cancer cells. In vivo imaging also may be used to track primary tumor recurrence after resection. This orthotopic model is suited to both syngeneic and xenograft models and may be used in pre-clinical trials to investigate the impact of novel anti-cancer therapeutics on the growth of the primary pancreatic tumor and metastasis.

Improved understanding of pancreatic cancer biology is critically needed to enable the development of better therapeutic options to treat pancreatic cancer. To address this need, we demonstrate an orthotopic model of pancreatic cancer that permits non-invasive monitoring of cancer progression using in vivo bioluminescence imaging.

Bioluminescente modello ortotopico di cancro al pancreas Progressione

Pancreatic cancer has an extremely poor five-year survival rate of 4-6%.  New therapeutic options are critically needed and depend on improved ...

Medicina

Syngeneic Mouse Orthotopic Allografts to Model Pancreatic Cancer

Pancreatic ductal adenocarcinoma (PDAC) is a very complex disease characterized by a heterogeneous tumor microenvironment made up of a diverse stroma, immune cells, vessels, nerves, and extracellular matrix components. Over the years, different mouse models of PDAC have been developed to address the challenges posed by its progression, metastatic potential, and phenotypic heterogeneity. Immunocompetent mouse orthotopic allografts of PDAC have shown good promise owing to their fast and reproducible tumor progression in comparison to genetically engineered mouse models. Moreover, combined with their ability to mimic the biological features observed in autochthonous PDAC, cell line-based orthotopic allograft mouse models enable large-scale in vivo experiments. Thus, these models are widely used in preclinical studies for rapid genotype-phenotype and drug-response analyses. The aim of this protocol is to provide a reproducible and robust approach to successfully inject primary mouse PDAC cell cultures into the pancreas of syngeneic recipient mice. In addition to the technical details, important information is given that must be considered before performing these experiments.

Syngeneic mouse orthotopic allografts of pancreatic ductal adenocarcinoma (PDAC) recapitulate the biology, phenotypes, and therapeutic responses of disease subtypes. Owing to their fast, reproducible tumor progression, they are widely used in preclinical studies. Here, we show common practices to generate these models, injecting syngeneic murine PDAC cultures into the pancreas.

Allotrapianti ortotopici singeneici di topo per modello di cancro del pancreas

Pancreatic ductal adenocarcinoma (PDAC) is a very complex disease characterized by a heterogeneous tumor microenvironment made up of a diverse stroma, ...

Dynamic Contrast Enhanced Magnetic Resonance Imaging of an Orthotopic Pancreatic Cancer Mouse Model

Dynamic contrast enhanced magnetic resonance imaging (DCE-MRI) has been limitedly used for orthotopic pancreatic tumor xenografts due to severe respiratory motion artifact in the abdominal area. Orthotopic tumor models offer advantages over subcutaneous ones, because those can reflect the primary tumor microenvironment affecting blood supply, neovascularization, and tumor cell invasion. We have recently established a protocol of DCE-MRI of orthotopic pancreatic tumor xenografts in mouse models by securing tumors with an orthogonally bent plastic board to prevent motion transfer from the chest region during imaging. The pressure by this board was localized on the abdominal area, and has not resulted in respiratory difficulty of the animals. This article demonstrates the detailed procedure of orthotopic pancreatic tumor modeling using small animals and DCE-MRI of the tumor xenografts. Quantification method of pharmacokinetic parameters in DCE-MRI is also introduced. The procedure described in this article will assist investigators to apply DCE-MRI for orthotopic gastrointestinal cancer mouse models.

The goal of this protocol is to apply dynamic contrast enhanced magnetic resonance imaging (DCE-MRI) for orthotopic pancreatic tumor xenografts in mice. DCE-MRI is a non-invasive method to analyze microvasculature in a target tissue, and useful to assess vascular response in a tumor following a novel therapy.

Contrasto dinamico migliorato risonanza magnetica di un modello ortotopico cancro del pancreas mouse

Dynamic contrast enhanced magnetic resonance imaging (DCE-MRI) has been limitedly used for orthotopic pancreatic tumor xenografts due to severe ...

<meta charset="utf8"></head><body>Terapia adottiva con linfociti infiltranti il tumore in modelli di cancro al pancreas

Flow Cytometry-Based Isolation and Therapeutic Evaluation of Tumor-Infiltrating Lymphocytes in a Mouse Model of Pancreatic Cancer

Pancreatic cancer is an aggressive malignancy with a dismal prognosis and limited therapeutic options. Adoptive cell therapy, which involves isolating and activating a patient&#39;s own immune cells, such as tumor-infiltrating lymphocytes (TILs), before re-infusing them, represents a promising experimental approach. However, techniques for adoptive cell transfer in preclinical pancreatic cancer models are not well established. Here, we describe a detailed protocol for adoptive cell therapy using TILs from a syngeneic pancreatic cancer mouse model. The procedure involves implanting live or irradiated mouse pancreatic cancer cells in fluorescence-labeled reporter mice to initiate immune cell influx, then isolating lymphocytes from primary tumors via flow cytometry sorting and/or activating and expanding tumor-reactive T cells ex vivo, and adoptively transferring these activated T cells intraperitoneally into tumor-bearing mice, followed by interleukin-2 administration.&#160;Bioluminescent tumor imaging allows for longitudinal monitoring of orthotopic tumor growth and response to therapy, especially evaluating the tumor-specific cytotoxic effects. This approach recapitulates the logistics involved in developing adoptive cell transfer therapies for pancreatic cancer patients. The results demonstrate enhanced antitumor efficacy of adoptively transferred tumor-reactive T cells compared to irrelevant lymphocyte controls. This versatile methodology enables the in vivo study of adoptive immunotherapy in pancreatic cancer as well as the optimization of cell processing parameters and combination treatment regimens.

<meta charset="utf8"></head><body>Isolamento basato sulla citometria a flusso e valutazione terapeutica dei linfociti infiltranti il tumore in un modello murino di carcinoma pancreatico

We describe a method to utilize tumor-infiltrating lymphocytes (TILs) from mice through flow cytometry for adoptive cell transfer. This protocol aims to verify the specific cytotoxicity of TILs against tumors in a syngeneic pancreatic cancer mouse model, providing insights into the development of adoptive cell therapies for pancreatic cancer.

Isolamento basato sulla citometria a flusso e valutazione terapeutica dei linfociti infiltranti il tumore in un modello murino di carcinoma pancreatico

Pancreatic cancer is an aggressive malignancy with a dismal prognosis and limited therapeutic options. Adoptive cell therapy, which involves isolating and ...

Stabilized Longitudinal In Vivo Cellular-Level Visualization of the Pancreas in a Murine Model with a Pancreatic Intravital Imaging Window

Direct in vivo cellular-resolution imaging of the pancreas in a live small animal model has been technically challenging. A recent intravital imaging study, with an abdominal imaging window, enabled visualization of the cellular dynamics in abdominal organs in vivo. However, due to the soft sheet-like architecture of the mouse pancreas that can be easily influenced by physiologic movement (e.g., peristalsis and respiration), it was difficult to perform stabilized longitudinal in vivo imaging over several weeks at the cellular level to identify, track, and quantify islets or cancer cells in the mouse pancreas. Herein, we describe a method for implanting a novel supporting base, an integrated pancreatic intravital imaging window, that can spatially separate the pancreas from the bowel for longitudinal time-lapse intravital imaging of the pancreas microstructure. Longitudinal in vivo imaging with the imaging window enables stable visualization, allowing for the tracking of islets over a period of 3 weeks and high-resolution three-dimensional imaging of the microstructure, as evidenced here in an orthotopic pancreatic cancer model. With our method, further intravital imaging studies can elucidate the pathophysiology of various diseases involving the pancreas at the cellular level.

Stabilized Longitudinal In Vivo Cellular-Level Visualization of the Pancreas in a Murine Model with a Pancreatic Intravital Imaging Window

In vivo high-resolution imaging of the pancreas was facilitated with the pancreatic intravital imaging window.

Visualizzazione longitudinale stabilizzata a livello cellulare in vivo del pancreas in un modello murino con una finestra di imaging intravitale pancreatico

Direct in vivo cellular-resolution imaging of the pancreas in a live small animal model has been technically challenging. A recent intravital imaging ...

Fluorescente ortotopico modello murino di cancro al pancreas

Riepilogo

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Isolamento basato sulla citometria a flusso e valutazione terapeutica dei linfociti infiltranti il tumore in un modello murino di carcinoma pancreatico

Isolamento basato sulla citometria a flusso e valutazione terapeutica dei linfociti infiltranti il tumore in un modello murino di carcinoma pancreatico

Isolamento basato sulla citometria a flusso e valutazione terapeutica dei linfociti infiltranti il tumore in un modello murino di carcinoma pancreatico

Visualizzazione longitudinale stabilizzata a livello cellulare in vivo del pancreas in un modello murino con una finestra di imaging intravitale pancreatico