Name: dry powder and nebulized aerosol inhalation of pharmaceuticals delivered to mice using a nose-only exposure system
Uploaded: 2017-04-06T12:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 28 s
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Noi riconosciamo: Dr. Thomas Budiman al TSE Systems GmbH per la sua tecnica di personalizzazione competenze e attrezzature. John Fry (Battelle Inc.) e il Dr. Rudy Jaeger (CH Technologies Inc.) per i loro utili discussioni. Tian Wu, Sam Mboggo, April Miller, e Sean Davis (Amgen) per un aiuto con gli esperimenti.

I topi utilizzati in questi studi sono stati curati in conformità con la Guida per la cura e l&#39;uso di animali da laboratorio, ottava edizione 24. I topi sono stati gruppo ospitato presso un&#39;associazione per la valutazione e l&#39;accreditamento del Laboratorio di Animal Care (AAALAC) impianto internazionale accreditato in sterili abitazioni microisolator ventilato sulla biancheria da letto di pannocchia di mais. Quando si misura broncocostrizione, i topi sono stati anestetizzati con 100 mg / kg ip pentobarbital e profondità dell&#39;anestesia stato monitorato dalla mancanza di punta pinch riflesso e mantenuto da ip anestesia come necessario. Alla fine degli esperimenti, i topi sono stati sottoposti ad eutanasia da dislocazione cervicale dopo overdose di barbiturici. Verifica dell&#39;eutanasia è stata confermata dalla mancanza di respirazione. Non sono interventi chirurgici di sopravvivenza sono state eseguite su topi. Tutti i protocolli di ricerca sono stati approvati dal Comitato di cura e l&#39;uso di animali Istituzionale (IACUC). 1. Selezione Formulazione e dispositivo per la generazione di Pharaerosol maceutiche NOTA: Formulazione e selezione del dispositivo dipendono dalle proprietà fisico-chimiche del farmaco soggetto da aereosol, quindi protocolli generali sono presentati qui sotto e si rinvia alle recensioni di Zeng 25 e 26 O&#39;Riordan. <ol><li> Aerosol polvere secca <ol><li> Micronizzazione farmaco polveri secche in un mulino a sfere, mulino a getto o un dispositivo simile 27 ed assicurare la distribuzione granulometrica micronizzato (PSD) contiene particelle di respirabili (0,5-5 um massa diametro aerodinamico mediano, MMAD) granulometria. Miscelare composti di prova potenti che devono essere diluite con lattosio micronizzato. NOTA: Se non c&#39;è abbastanza polvere micronizzata per determinare il PSD con un impattatore a cascata, il PSD di un piccolo (sub-milligrammo) campione della polvere micronizzata può essere misurata mediante diffusione della luce per confermare contiene piccole particelle / respirabili. </li><li> Generare l&#39;aerosol secco in polvere utilizzando un feed polvere polvere secca generatore di aerosol Wright. Imballare il farmaco micronizzato / lattosio in polvere nel serbatoio cilindrico utilizzando una pressa idraulica manuale a circa 1000 libbre per pollice quadrato (psi) per produrre torte compattati di polvere utilizzata come input dal Wright alimentazione polvere generatore di aerosol 17. </li><li> Avvitare il serbatoio cilindrico sulla alimentazione polvere Wright avanzare il serbatoio fino a quando il coltello rasatore è in contatto con la torta farmaco. </li><li> Collegare l&#39;uscita del mangime polvere Wright per un ciclone e l&#39;ingresso ad una sorgente di aria compressa impostato portata d&#39;aria 15 L / min (pressione massima 90 psi). </li><li> Impostare il controllo avanzamento a 0,7 giri al minuto (rpm) e attivare il generatore di aerosol alimentazione Wright polvere. NOTA: 0,7 rpm corrisponde ad una torta avanzamento articolo di prova di 1 g / h quando si utilizza il piccolo Wright polvere serbatoio di alimentazione cilindrico. Il feed Wright polvere raschia un sottile strato di po compattatowder fuori l&#39;articolo torta prova ruotando il serbatoio. Aria trasporta la polvere del mangime polvere Wright, attraverso un ugello sonico per de-agglomerazione, e in un ciclone per rimuovere le particelle non respirabili e agglomerati. </li><li> Collegare l&#39;uscita del ciclone a aerosol plenum centrale dell&#39;unità di inalazione (figura 1). NOTA: I composti possono essere compressa dal 300 a 1500 psi nel serbatoio del mangime polvere Wright. L&#39;oggetto è quello di comprimere sufficiente le particelle in modo che saranno trattenute nel serbatoio quando invertita, ma non tanto che il mangime polvere Wright non può raschiare uno strato sottile per re-aerosolizzazione. Va ricordato che il misuratore sulla pressa idraulica manuale legge in libbre e lo stantuffo sul piccolo serbatoio di alimentazione polvere ha una superficie di circa 0,25 pollici quadrati. Pertanto, 250 libbre di forza di compressione sul 0,25 pollice quadrato è equivalente a 1000 psi. </li></ol></li><li> Aerosol liquidi nebulizzati <ol><li> Sciogliere il farmaco in 100 ml di acqua o soluzione salina fisiologica. </li><li> Caricare una siringa da 100 ml con la soluzione medicinale e posizionare la siringa nella pompa a siringa con una portata fissato a 1 mL / min. </li><li> Collegare la pompa siringa al nebulizzatore getto e spurgare l&#39;aria dalla linea di alimentazione che conduce al nebulizzatore. </li><li> Collegare la sorgente di aria pressurizzata al nebulizzatore jet e impostare il contatore dell&#39;aria a 10 L / min. </li><li> Inserire il nebulizzatore jet nel pre-separatore. Il pre-separatore collega il nebulizzatore a aerosol plenum centrale dell&#39;unità di inalazione (figura 1). NOTA: Molti composti di droga hanno limitato la solubilità in acqua e sono meglio formulati sotto forma di aerosol a polvere secca. Se una sospensione stabile può essere fatto da micronizzato composto (MMAD &lt;5 uM), esso può essere utilizzato con il nebulizzatore a getto. L&#39;attenzione dovrebbe essere utilizzato come sospensione possono ostruire il nebulizzatore. concentrazioni mangimi nebulizzatore da 1 mg / mL per potenti composti (come il broncodilatatoreipratropio) a 40 mg / sono stati utilizzati sospensioni ml (per composti meno potenti come salbutamolo solfato). La velocità di alimentazione pompa a siringa è impostato a 1 mL / min per una ragione pratica; per consentire il periodo di equilibrio concentrazione di aerosol e l&#39;esposizione di 45 min a lungo da completare, senza la necessità di ricaricare la siringa. </li></ol></li></ol> 2. dell&#39;esperimento esposizione Aerosol <ol><li> Misurare la concentrazione di farmaco (raccogliendo aerosol su un filtro assoluto) e distribuzione granulometrica (raccogliendo aerosol utilizzando un dispositivo di simulazione cascata) dell&#39;aerosol che entra nell&#39;unità inalazione dopo pre-separatore / ciclone. Utilizzare questi parametri insieme con ventilazione dell&#39;animale minuto, il peso corporeo, e il tempo di esposizione per stimare la dose di farmaco depositate nei polmoni. <ol><li> Pesare il filtro assoluto e registrare il peso del filtro. Posizionare il filtro nel portafiltro e montare il portafiltro. Collegare l&#39;ingresso del porta filtro assolutoad una porta di campionamento aerosol plenum centrale e l&#39;uscita ad una sorgente di vuoto impostato per campionare l&#39;aerosol ad una portata di 1 l / min per tutta la durata dell&#39;esperimento. NOTA: La massa di farmaco sul filtro dopo il campionamento per 45 minuti può essere nel range sub-microgrammi e / o essere mescolato con lattosio, sale NaCl, o altro veicolo. Una microbilancia che legge a 0,1 microgrammi è necessario. Per ottenere un peso esatto di farmaco depositate sul filtro, il filtro deve essere equilibrato e pesato in un ambiente ad umidità controllata. Il peso di farmaco sui filtri può essere utilizzato solo in calcolo della dose se non c&#39;è nessun veicolo nella formulazione o il veicolo è acqua. Quando c&#39;è un veicolo nella formulazione diversi dall&#39;acqua, il peso della sostanza sul filtro fornisce soltanto un punto di partenza stimato per ulteriori analisi di contenuti farmaco mediante cromatografia liquida ad alta prestazione (HPLC). </li><li> Pesare e registrare il peso dei filtri stadio impattore 7 cascata e uno &quot;bocchettone&quot; finale; filtro. Collocare un filtro su ciascuno dei sette stadi del dispositivo di simulazione a cascata e montare la cascata di simulazione Mercer 28. Collegare l&#39;ingresso del dispositivo di simulazione a cascata ad una porta di campionamento plenum aerosol centrale e l&#39;uscita ad una sorgente di vuoto impostato per campionare l&#39;aerosol a portata di simulazione cascata è calibrato a (solitamente 0,5 o 1 L / min) per la durata del sperimentare. </li><li> Monitorare il contenuto di aerosol dell&#39;unità di inalazione di aerosol con il monitor in tempo reale (vedi Tabella dei materiali e reagenti) per confermare i generatori aerosol sono funzionali e producendo un aerosol stabile per tutto l&#39;esperimento. Collegare l&#39;ingresso del monitor aerosol tempo reale ad una porta di campionamento aerosol plenum centrale e l&#39;uscita ad una sorgente di vuoto impostato per campionare l&#39;aerosol ad una portata di 1 l / min per tutta la durata dell&#39;esperimento. NOTA: Il segnale del tempo monitor reale aerosol è riportata in g / L, ma è calibrato per la polvere stradale e deve essere ricalibratoper ogni singolo aerosol farmaco per ottenere valori di concentrazione di aerosol corretti. Calibrazione non è necessaria per utilizzare il monitor per confermare la presenza o l&#39;assenza e la stabilità temporale di concentrazione di aerosol. </li><li> Impostare i parametri di controllo di processo (flusso d&#39;aria, vuoto, pressione, aerosol potenza del generatore) ai valori richiesti che dipende dal numero di animali da collegare all&#39;unità inalazione. I generatori unità inalazione e aerosol sono continuamente controllati / monitorati da un sistema di controllo / acquisizione dati computerizzato (DACO) fornito dal produttore (vedere Tabella dei materiali e reagenti). Portata d&#39;aria all&#39;interno dell&#39;unità di inalazione deve essere minimamente di circa 2 volte il tasso totale di ventilazione minuto di tutti gli animali presenti nell&#39;unità di inalazione al fine di evitare un accumulo di CO 2. </li></ol></li><li> Topi carico in limitazione dei movimenti naso sola prima dell&#39;esposizione all&#39;aerosol nell&#39;unità inalazione naso sola. Anche caricare ritenuta animali di controllo dello stress inper la limitazione dei movimenti di respirare aria ambiente. NOTA: Un esperimento di dose / risposta si compone di più gruppi di topi esposti all&#39;aerosol per diverse quantità di tempo. Il tempo di esposizione è usato per controllare la dose ogni gruppo riceve durante un esperimento di dose / risposta. <ol><li> Angle il contenimento tubo verso il soffitto durante il caricamento degli animali, in quanto tendono a correre verso l&#39;alto cercando di scappare. Indicando i tubi verso il basso durante il caricamento incoraggerà voltarsi e fuggire dal retro del tubo. Garantire il naso del mouse viene orientato nella estremità appuntita del tubo e fissare lo stantuffo posizione variabile nel lato posteriore del dispositivo di immobilizzazione. NOTA: Lo stantuffo è modellato per consentire la coda del topo di sporgere dal supporto, che permette il mouse per regolare la sua temperatura corporea mentre nel dispositivo di immobilizzazione. </li><li> Regolare lo stantuffo per permettere ai topi di ruotare, ma non ruotare testa alla coda; garantire l&#39;aerosol viene inalato. </li><li> Monitorare continuamente latopi mentre nei tubi di ritenuta. Dopo aver posizionato il pistone, piccoli topi (&lt;20 grammi) spesso tentano di girare testa alla coda nei tubi e adottano una U posizioni dove hanno problemi di respirazione. Questo comportamento di sterzata è più diffusa nei primi 5 minuti di contenzione, dopo che i topi raramente tentano di girare la testa alla coda. </li></ol></li></ol> 3. Aerosol consegna <ol><li> Inserire tappi per collegare gli attacchi di mandata dell&#39;unità inalazione e attivare il generatore di aerosol, controllore di flusso di aria compressa, e la pompa per vuoto unità inalazione all&#39;interno del software di controllo di processo. </li><li> Una volta che le letture dal monitor aerosol tempo reale dimostrano la concentrazione di aerosol deve venire all&#39;equilibrio (~ 30 min, figura 2), iniziare a rimuovere i tappi e inserendo i tubi naso sola immobilizzazione contenenti topi nell&#39;unità inalazione. Ripetere l&#39;operazione fino a quando tutti i mouse per essere esposti al farmaco sono collegati all&#39;unità inalazione. NOTA: Inl&#39;esperimento esempio, il flusso d&#39;aria totale fornito all&#39;unità inalazione attraverso il generatore di aerosol e diluizione dell&#39;aria è regolata per fornire una portata / min 0,5 L per ciascuna delle porte di esposizione animali in uso. Ad esempio, un / min flusso d&#39;aria totale L 15 è sufficiente a fornire ciascuno dei 30 porti nell&#39;unità inalazione. Questo è molto più flusso d&#39;aria di quanto richiesto dalla ventilazione minuto dei topi, ma un flusso d&#39;aria più grande è necessario fornire la (caduta di pressione attraverso il generatore di aerosol) per produrre energia (atomizzare / de-agglomerato) dell&#39;aerosol. </li><li> Una volta che tutti gli animali sono caricati nell&#39;unità esposizione, accendere le pompe per vuoto campionamento che sono collegati al filtro e impattore a cascata assoluto utilizzando il software di controllo di processo. </li><li> Quando tutte le esposizioni sono completati, spegnere il generatore di aerosol e rimuovere topi rimanenti dall&#39;unità inalazione. NOTA: Gli animali saranno trattati in un cappuccio stazione di modifica o da personale che indossa una maschera facciale. Dopo la conclusione della consegna di aerosol, i topi sono rdell&#39;uso e rimossi dai tubi e le provette vengono sterilizzate dopo ogni uso. </li></ol> 4. Calcolo del depositato Dose <ol><li> Per calcolare la dose depositata 29 in mg / kg (Equazione 1) moltiplicare la concentrazione del farmaco nel aerosol (mg / L) ventilazione x minuti (L / min) x durata dell&#39;esposizione (min) x frazione inalabile x frazione deposizione polmonare e dividere per il peso corporeo (kg). </li><li> Calcolare la concentrazione di aerosol (ug / L) dividendo la massa di farmaco sul filtro assoluto (ug) per la portata d&#39;aria attraverso il filtro (L / min) moltiplicato per il tempo di campionamento (min). Stimare ventilazione minuto del topo da un&#39;equazione allometrica base al peso corporeo 30. La frazione inalabile è 1 come l&#39;aerosol è stata passata attraverso un pre-separatore per rimuovere particelle non respirabili, e la frazione deposizione polmonare è determinato dal MMAD aerosol farmaco (figura 3) usandocurve di taratura sperimentali aerosol monodisperse (Figura 4) 31. </li></ol><img alt="Equazione" src="/files/ftp_upload/55454/55454eq1.jpg" />

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Un sistema di inalazione naso sola e il suo funzionamento per fornire aerosol farmaceutici ai polmoni di roditori è stata descritta. All&#39;immobilizzazione degli animali nei supporti naso sola è un metodo comunemente utilizzato per esporre gli animali a materiale disperso nell&#39;aria. Un esperimento è stato condotto dimostrando l&#39;anticolinergico broncodilatatore ipratropio bromuro 34 può potentemente invertire metacolina broncocostrizione indotta quando somministrato per inalazione naso solo a topi con un ED50 di 0,1 ug / kg dose depositata. Un aumento di oltre 10 volte nella dose efficace di ipratropio era necessario per broncodilatazione dopo la consegna intratracheale (ED 50 intratracheale = 1,3 ug / kg, dati non mostrati) consegna. Ciò è dovuto al modello deposizione non omogenea del farmaco nei polmoni prodotti dalla somministrazione intratracheale 3, 5, 10. 10 volte e maggiore dose efficacedifferenziali tra le tecniche di dosaggio per via inalatoria e intratracheali di altri farmaci sono stati osservati in precedenza da altri 4. Il pattern di deposizione non omogenea del farmaco nei polmoni prodotti dalla somministrazione intratracheale rallenta anche l&#39;assorbimento del farmaco da parte del polmone 35, diminuendo la velocità alla quale il farmaco entra nella circolazione sistemica e diminuendo le probabilità di vedere gli effetti collaterali sistemici. Pertanto, per ottimizzare la sicurezza / efficacia (indice terapeutico) 36 di farmaci inalatori nuovi, naso sola consegna inalatoria deve essere utilizzato. deposizione intratracheale darà una stima imprecisa della TI generando erroneamente alte dosi efficaci nelle dosi basse polmone e nella circolazione sistemica. Man mano che vengono sviluppati nuovi farmaci erogati per via inalatoria, è indispensabile per tradurre in modo appropriato la dose efficace farmaco da studi di efficacia preclinici di prevedere un efdose umana ficacious per le sperimentazioni cliniche. La morte infame Tusko elefante 37 è comunemente citato nella letteratura ricordano per effettuare il ridimensionamento allometrica per prevedere dosi interspecie droga e che dosi interspecie farmaco non deve essere linearmente estrapolato sulla base di un semplice confronto di masse corporee. E &#39;comune l&#39;uso di un approccio allometrica con un esponente b allometrica di 0,67 per predire dosi dei farmaci umani da efficacia preclinica studia 38. Utilizzando il mouse inalato ED 90 di 0,9 mg / kg per ipratropio, un esponente allometrica di 0,67, una massa corporea topo di 0,03 kg ed una massa corpo umano di 60 kg; un ED umano stimato 90 di 0,07 mg / kg ((0,9 * (0,03 / 60 ) (1-0.67) = 0,07) può essere calcolato come la dose depositata umano predetto dai nostri dati del mouse. Questo valore predetto è paragonabile alla umano reale efficace dose depositata di 0,26 mg / kg, che può essere calcolato dal consegnato farese di 40 ug 39 divisa per la massa del corpo umano di 60 kg moltiplicata per una frazione umano orale deposizione polmonare inalazione 16 di 0,4 ((40/60) * 0,4 = 0,26). Una stima della dose inalata depositato umana efficace aiuta anche a pianificare le dosi consegnate utilizzati negli studi di tossicologia per inalazione necessari per la sperimentazione clinica 40. Le attrezzature specializzate e grandi quantità di composto di prova (quantità dell&#39;ordine del grammo) necessario per il naso sola somministrazione di farmaci per via inalatoria possono essere significative limitazioni nello sviluppo della tecnica di inalazione naso-soltanto. Una corsa di calibrazione senza animali presenti è necessario se è necessaria una dose specifica per una (di solito tossicologia e non un &#39;efficacia della dose / risposta) di studio, e questa corsa di taratura richiederà più di droga ad essere disponibili. Questa corsa di taratura è necessaria perché le proprietà fisico-chimiche di ciascun farmaco / formulazione può variare abbastanza per influenzare notevolmente la dose depositatadi farmaco nei polmoni. Ottimizzazione dei flussi d&#39;aria e dei mangimi farmaco al generatore di aerosol durante la corsa di taratura è necessario per ottenere una dimensione di particelle aerosol e concentrazione per il dosaggio specifico richiesto. Mentre le quantità d&#39;aria e dei mangimi farmaco generatore di aerosol proposte ai metodi sono un punto di partenza ragionevole, esiste la possibilità che una formulazione di medicamento specifico sarà generato un non-respirabile (granulometria&gt; 5 mm) aerosol. Nella fase preclinica, c&#39;è spesso non è sufficiente farmaco disponibile per fare una corsa di calibrazione ed è impossibile sapere a priori quale dosi (se presenti) sono sempre nei polmoni. Inoltre, l&#39;elettricità statica viene prodotto durante il processo di generazione di aerosol e può influenzare il tempo necessario per la concentrazione di aerosol ad equilibrarsi. E &#39;importante nella messa a terra l&#39;attrezzatura per ridurre al minimo la carica statica. Un&#39;altra opzione per ridurre al minimo l&#39;elettricità statica è quello di aggiungere umidità dell&#39;aria fornita all&#39;unità inalazione, per aumentare la conduttività edissipare le cariche elettrostatiche sulle particelle 25. Umidificare l&#39;aria fornita al generatore di aerosol non è necessaria per il comfort degli animali durante brevi (&lt;1 h) sessioni di dosaggio, ma dovrebbe essere presa in considerazione se si utilizzano tempi di dosaggio più. I farmaci possono essere consegnati ai polmoni di animali per inalazione naso solo passiva o metodi di gestione intratracheali diretti che ignorano la deposizione del rinofaringe. Naso-soltanto la consegna inalazione è comunemente utilizzato nel campo della tossicologia per inalazione 41, ma viene utilizzato con parsimonia nelle prime fasi del processo di scoperta di nuovi farmaci. Un gruppo di ricerca multidisciplinare è necessario per lo svolgimento di studi di inalazione naso-solo per la: necessità di grandi quantità di droga, conoscenze specialistiche necessarie per formulare, generare e caratterizzare gli aerosol; utilizzare attrezzature complesse, e misurare l&#39;efficacia dei farmaci in modelli animali di malattie respiratorie. Le tecniche di consegna qui descritti sono utilizzati per sviluppare Small molecola farmaci per via inalatoria, ma in futuro può essere applicata per sviluppare farmaci biologici per via inalatoria 42, 43. Speriamo che le procedure e suggerimenti documentate in questo manoscritto faciliterà scoperta di nuovi farmaci e tossicologia ricercatori pre-clinici per acquisire le competenze necessarie per fornire farmaci ai roditori per inalazione di aerosol.

Ci sono molti vantaggi per la somministrazione per via inalatoria di farmaci per il trattamento di malattie respiratorie. la consegna per via inalatoria si applica l&#39;agente terapeutico direttamente al sito d&#39;azione, i polmoni. Un&#39;alta concentrazione locale del farmaco nei polmoni offre un vantaggio significativo che riduce al minimo la dose e l&#39;esposizione sistemica, e massimizza l&#39;efficacia. Questo è un vantaggio importante che può aumentare notevolmente l&#39;indice terapeutico (TI, rapporto della dose di farmaco che provoca un effetto collaterale sulla dose di farmaco che fornisce efficacia) di un farmaco. Inalatori β 2 agonisti adrenergici, corticosteroidi e farmaci anti-colinergici sono dimostrati efficaci nel migliorare la funzione polmonare nei pazienti con asma e BPCO, riducendo al minimo gli effetti collaterali sistemici (tachicardia, immunosoppressione, e costipazione) osservato quando questi farmaci vengono assunti oralmente. Nuove classi di farmaci (ad esempio, gli inibitori PDE4 1 e gli inibitori della BTK 2) hanno di recentedimostrata efficace nel migliorare la funzione polmonare nei modelli animali di malattia pre-clinici ma, simile a beta2 agonisti, corticosteroidi e farmaci anti-colinergici, soffrono di effetti collaterali sistemici che possono essere minimizzate mediante consegna inalata. A causa del costo aggiunto di sviluppo di farmaci per via orale inalatori vs, una formulazione inalata deve essere considerato solo per indicazioni respiratorie successo dopo somministrazione orale / sistemica rivela la dose massima effetti collaterali sistemici per meccanismi. Preclinicamente, composti per via inalatoria sono ottimizzati per aumentare la TI, che richiede nelle misure di efficacia vivo ed effetti collaterali. Inizialmente queste misurazioni possono essere effettuate in saggi separati, di solito una misura d&#39;attualità consegnato efficacia e una misura degli effetti collaterali a livello sistemico consegnato, ma da confrontare veramente composti, di efficacia e gli effetti collaterali devono essere misurati negli stessi animali dopo la somministrazione per via inalatoria. Ciò richiede studi di dose / risposta che achieve abbastanza composto somministrato ai polmoni per indurre un effetto collaterale misurabile. L&#39;unico modo per distribuire uniformemente attualmente grandi dosi di farmaco nei polmoni di più piccoli animali contemporaneamente è naso sola inalazione 3, 4, 5. I punti di forza e di debolezza delle diverse tecniche di esposizione per inalazione sono stati recentemente rivisti 6, 7, 8. attrezzature specializzate e una grande quantità di composto di prova (quantità dell&#39;ordine del grammo) sono richiesti per il naso sola somministrazione di farmaci per via inalatoria, ma la prova-of-concept studi possono essere possibile con altri mezzi. Quando la quantità di farmaco è limitata (quantità mg), metodi di somministrazione diretta sono un&#39;opzione ma tutti soffrono di deposizione non omogenea, con più di farmaco concentrata lungo le vie aeree centrali e meno rappresentato nel parenchima / alveolareregioni 3, 4, 5. La dose efficace erogata dal instillazione diretta è sempre più alta e non può mai essere direttamente confrontata con le dosi per via inalatoria 4. Metodi instillazione diretta comprensiva intranasale 9, intratracheale liquido 10, 11 e spruzzo instillazione 12, o polvere secca insufflazione 13, 14 può essere utilizzato come strumento di screening per determinare l&#39;intervallo di dose approssimativa per studi di inalazione naso sola successive, o per determinare la classifica di efficacia / tossicità per una serie di farmaci strutturalmente simili 15. A causa del modello centrale deposizione delle vie aeree, metodi di somministrazione diretta può essere più utile per determinare gli effetti dei composti che agiscono sulle vie respiratorie centrali (broncodilatatori o inibitori mastociti) che in polmone periferico (antinfiammatori). A differenza di esseri umani, che può inalare una notevole dose di aerosol concentrato da un inalatore in un singolo respiro, la generazione continua di una respirabile (0,5-5 um massa diametro aerodinamico mediano, MMAD) aerosol, per un massimo di un&#39;ora, si richiede il deposito una dose di farmaco efficace nei polmoni di un roditore che respira spontaneamente in un sistema di inalazione naso solo il 16. Aerosol (getto nebulizzatore o mangimi polvere Wright 17) che possono produrre continuamente la dimensione delle particelle di aerosol richieste e concentrazione per studi di inalazione naso sola non sono molto efficaci nel generare aerosol (respirabili) di alta qualità. Gli avanzamenti farmaco a questi aerosol per potente (IC 50 pM nM in saggi funzionali a base cellulare) composti sono comunemente nell&#39;intervallo / min 1 a 10 mg e generalmente meno dell&#39;1% di tale aerosol farmaco rende la zona di respirazione degli animali(Figura 1). Molte delle particelle generate sono troppo grandi (&gt; 5 micron) per entrare nei polmoni e vengono rimossi da un classificatore aerosol (un pre-separatore a ciclone o con un punto di taglio 5 um) per evitare una grande dose di farmaco nel naso. Aggiungendo alla inefficienza dei sistemi di inalazione naso sola è la piccola gamma granulometria (da 0,5 a 5 um MMAD) per particelle respirabili. Molte delle particelle di aerosol inferiore a 0,5 um sono espirata (come il fumo di sigaretta) e non si deposita nei polmoni 18. Inoltre, molte delle particelle di aerosol &quot;più grandi&quot; (~ 5 micron) Deposito nel naso sono assorbiti o trasportato da clearance mucociliare verso la parte posteriore della gola dove vengono inghiottiti nello stomaco 19. Quando si utilizza inalazione naso sola, la dose depositata nel naso è sempre maggiore della dose depositata nei polmoni e la dose nasale può contribuire ad un&#39;esposizione sistemica e gli effetti collaterali 20. Intrinsecamente, dru inalatog dosi sono piccole (nell&#39;intervallo microgrammi) minimizzare qualsiasi sistemico potenziale effetto collaterale di farmaco assorbita dal nasale, polmonare o tessuti gastrointestinali. Anche quando la dimensione delle particelle dell&#39;aerosol fornita agli animali è nell&#39;intervallo respirabile, in media solo il 4% delle particelle di aerosol che rendono la zona di respirazione del deposito animali nei polmoni. Più efficienti aerosol sono disponibili, ma il nebulizzatore jet e mangimi polvere Wright sono incomparabili per la loro capacità di produrre aerosol continue da diverse formulazioni in polvere liquide e secche, rispettivamente. Aerosol respirabile dal pre-separatore passa nell&#39;unità inalazione esposizione naso sola 21 che si basa su un flusso passato la progettazione naso 22. L&#39;unità inalazione ha 3 livelli (solo due livelli sono mostrati nella Figura 1) e ciascun livello contiene 10 porte di esposizione per animali e campionamento aerosol. Le porte sono situate perifericamente attorno al central plenum aerosol. topi coscienti sono collocati in supporti di vetro ritegno (6 pollici di lunghezza per diametro 1,2 pollici) e respirare il contenuto aerosol dell&#39;unità inalazione. I topi non sono acclimatati ai dispositivi di ritenuta 23. Precedente esperienza ha dimostrato che i topi tollerano moderazione tubo di meno di una durata un&#39;ora in modo simile, con o senza adattamento 2. L&#39;unità di inalazione è progettato per fornire aerosol droga direttamente ai polmoni degli animali evitando l&#39;esposizione agli operatori. La potenza / tossicità di questi farmaci è di solito i controlli di sicurezza di ingegneria sconosciuti e molteplici sono utilizzati per evitare l&#39;esposizione agli operatori. Gli operatori devono sempre indossare dispositivi di protezione individuale (guanti, camici da laboratorio, respiratori e occhiali protettivi). Il plenum esterna dell&#39;unità inalazione è sotto pressione negativa in ogni momento durante il funzionamento, permettendo la rimozione sicura di singoli o gruppi di animali senzut lo spegnimento del generatore di aerosol. L&#39;unità inalazione è anche contenuta in un contenitore secondario mantenuto ad una pressione negativa da una luce di scarico nel soffitto per impedire qualsiasi fuoriuscita di aerosol nella camera in caso di malfunzionamento. Tutta l&#39;aria effluente dal sistema di inalazione viene filtrato da un filtro HEPA prima del rilascio nell&#39;ambiente. Il sistema di esposizione naso-only utilizzato in questo manoscritto è stato acquistato da un singolo fornitore (vedi tabella supplementare dei Materiali).

<table><tbody><tr><td>Nose-only exposure inhalation unit</td><td>TSE systems</td><td>700100-KNES-040-ss</td><td>Custom configurations available</td></tr><tr><td>DACO data acquisition system</td><td>TSE systems</td><td>700400-PRO-C-D/1</td><td></td></tr><tr><td>MC One Jet Mill</td><td>Jetpharma</td><td>DEC MicroJet 10</td><td></td></tr><tr><td>Turbula Mixer</td><td>GlenMills Inc</td><td>T2F</td><td></td></tr><tr><td>Micronized Lactose</td><td>DFE Pharma</td><td>Lactohale 200</td><td></td></tr><tr><td>Hydraulic press</td><td>Specac</td><td>GS15011</td><td></td></tr><tr><td>Cascade impactor filters</td><td>Pall Life Sciences</td><td>7219</td><td>Emfab filter</td></tr><tr><td>Absolute filters</td><td>Whatman</td><td>10370302</td><td>5 cm diameter</td></tr><tr><td>Real time aerosol monitor&lt;br/&gt; Microdust Pro Monitor</td><td>Casella</td><td>CEL-712</td><td></td></tr><tr><td>Ipratropium bromide</td><td>Spectrum Chemical</td><td>I1178</td><td>pre-micronized</td></tr><tr><td>flexiVent FX1 system</td><td>scireq</td><td>FV-FXCS</td><td></td></tr></tbody></table>

dry powder and nebulized aerosol inhalation of pharmaceuticals delivered to mice using a nose-only exposure system

malattie respiratorie ostruttive come l&#39;asma e la broncopneumopatia cronica ostruttiva (BPCO) sono attualmente trattati con farmaci anti-infiammatori e broncodilatatori per via inalatoria. Nonostante la disponibilità di trattamenti multipli, entrambe le malattie sono in crescita preoccupazioni per la salute pubblica. La maggior parte dei pazienti con asma sono ben controllati sulle attuali terapie per via inalatoria, ma un numero considerevole di pazienti con asma grave non lo sono. L&#39;asma colpisce circa 300 milioni di persone in tutto il mondo e circa il 20 per cento hanno una forma grave della malattia. In contrasto con l&#39;asma, ci sono poche terapie efficaci per la BPCO. Si stima che circa il 10% della popolazione ha la BPCO e l&#39;andamento dei tassi di mortalità è in aumento per la BPCO, diminuendo per altre malattie importanti. Sebbene sviluppo farmaci per via inalatoria consegna è impegnativo, l&#39;unità di inalazione naso-solo permette fornitura diretta di nuovi farmaci al polmone di roditori per efficacia e sicurezza / tossicologia studi preclinici. somministrazione di farmaci per via inalatoriaha molteplici vantaggi per malattie respiratorie, dove l&#39;alta concentrazione nel polmone migliora l&#39;efficacia e minimizza gli effetti collaterali sistemici. corticosteroidi e broncodilatatori per via inalatoria beneficiare di questi vantaggi e la consegna per via inalatoria possono anche tenere il potenziale per le future terapie biologiche. L&#39;unità di inalazione descritto può generare, campione per la caratterizzazione e depositare uniformemente un aerosol farmaco nei polmoni dei roditori. Ciò consente la determinazione pre-clinico di efficacia e sicurezza di dosi di farmaco depositate nei polmoni dei roditori, i principali dati necessari prima di iniziare la fase di sviluppo clinico.

Il bromuro broncodilatatore ipratropio è stato disciolto in soluzione fisiologica 0,9% normale ad una concentrazione di 1 mg / mL. Una siringa 100 mL è stato riempito con la soluzione di formulazione ipratropio e la siringa è stato inserito in una pompa a siringa destinata ad alimentare il nebulizzatore getto (figura 1) ad una velocità di flusso di 1 ml / min. Attivando il sistema di controllo per l&#39;unità di inalazione inizia a 10 L / flusso dell&#39;aria minuti al nebulizzatore a getto, 5 L / min portata dell&#39;aria di diluizione nella camera di diluizione, e 15,5 L / min di flusso dell&#39;aria di aspirazione per attirare l&#39;aerosol farmaco dalla unità di inalazione una volta che passa il naso dei topi. La pompa a siringa e in tempo reale pompa di campionamento del monitor di aerosol sono stati attivati. Ventiquattro topi sono stati inseriti nell&#39;unità inalazione dopo che il monitor aerosol tempo reale conferma la concentrazione di aerosol nell&#39;unità inalazione era raggiungere un equilibrio (15-30 min, Figura 2). pompe campione per il filtro assoluto (1 L / min) e in cascataimpattatore (0,5 l / min) sono stati trasformati in una volta tutti i topi sono stati collegati all&#39;unità inalazione. Il primo gruppo di 8 topi è stato rimosso dall&#39;unità inalazione dopo 5 minuti, il secondo gruppo dopo 15 minuti, e il terzo gruppo dopo 45 min. Broncocostrizione 32 è stata misurata come l&#39;aumento della resistenza respiratorio sistema (RR) ad una singola dose di metacolina nebulizzata (30 mg / mL) presentate 2 ore dopo la somministrazione di ipratropio usando l&#39;respiratore roditore 33. L&#39;incremento percentuale in Rrs per ciascun animale, calcolata come massimo Rrs durante l&#39;intervallo di 3 minuti dopo nebulizzato metacolina (Rmax) meno il valore Rrs della misurazione basale prima metacolina (Rbase) diviso per Rbase (aumento% in Rrs = (Rmax -Rbase) / Rbase), è stato utilizzato per quantificare la broncocostrizione. L&#39;aerosol depositato sui filtri impattore a cascata e filtro assoluto durante i 45 minuti di esposizione aerosol viene sciolto in50% di acetonitrile e la massa di ipratropio quantificato mediante HPLC (Tabella 1). La MMAD x / GSD dell&#39;aerosol ipratropio stata calcolata essere 1,7 x / 1,5 um (figura 3) ed una frazione di deposizione (DF) di 0,037 per topi è stato utilizzato per un aerosol con un MMAD di 1,7 um (Figura 4). La frazione inalabile (IF) era 1 come l&#39;aerosol è stata passata attraverso un pre-separatore per rimuovere particelle non respirabili. La concentrazione media di ipratropio nell&#39;aerosol (0,5 ug / L) è stata calcolata dalla massa di ipratropio sul filtro assoluto (22 ug) diviso per la portata di aria tirato attraverso il filtro (1 L / min) moltiplicato per il tempo di campionamento (45 min). Il peso corporeo medio dei topi era 0.019 kg e la loro ventilazione predetto minuto è stata calcolata come 0.021 L / min. Utilizzando l&#39;Equazione 1, le dosi depositate a 5, 15, e 45 min gruppi di esposizione era di 0,1, 0,3, e 0,9 ug / kg; rispettivamente. = &quot;1&quot;&gt; Ipratropium inibito nebulizzata metacolina broncocostrizione indotta a 8 settimane di età topi C57BL / 6. Metacolina aumentato Rrs pochi secondi dalla somministrazione nebulizzato (figura 5, pannello superiore). Le Rrs del gruppo di controllo (esposti all&#39;aria camera invece di ipratropio aerosol) è aumentato da un valore basale di 0,62 ± 0,03 cm H 2 O * s / ml ad un valore massimo di 1,66 ± 0,12 cm H 2 O * s / mL, che rappresentano un aumento 168 ± 9% in Rrs, 70 s dopo la somministrazione aerosol metacolina. L&#39;aumento per cento in respiratoria resistenza del sistema è stato inibito in modo dose-dipendente da dosi per via inalatoria di ipratropio. L&#39;incremento percentuale in Rrs è stato inibito del 51 ± 9%, 79 ± 14%, e 89 ± 2% (figura 5, pannello inferiore) a dosi depositati inalatoria di ipratropio di 0,1, 0,3, e 0,9 ug / kg, rispettivamente. g&quot;/&gt; Figura 1: unità inalazione con generatore di aerosol in polvere secca allegata. Il nebulizzatore utilizzato per generare aerosol da formulazioni liquide viene visualizzata sulla destra. 1) alimentazione Wright polvere, 2) ciclone, 3) pompa a siringa, 4) nebulizzatore inserito nella pre-separatore, 5) miscelatore aria di diluizione. Durante l&#39;erogazione aerosol nebulizzate, l&#39;alimentazione della polvere e ciclone sono sostituiti dalla pompa siringa, nebulizzatore / pre-separatore e miscelatore aria di diluizione. La vista ingrandita (modificato da Oldham 21) mostra il percorso di flusso di aerosol nella zona di respirazione attorno al naso dell&#39;animale che viene creato inserendo il tubo di ritegno nell&#39;unità inalazione. L&#39;aerosol riempie l&#39;aerosol centrale plenum (grigio) dell&#39;unità inalazione, fluisce verso il naso dell&#39;animale dove viene tirato indietro da una leggera depressione nel (bianco) plenum esterno e nei filtri di raccolta (non mostrato). <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55454/55454fig1large.jpg" target="_blank">Pl</a>facilità clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura. <img alt="figura 2" src="/files/ftp_upload/55454/55454fig2.jpg" /> Figura 2: misurazioni in tempo reale del monitor aerosol confermare la concentrazione di aerosol nell&#39;unità inalazione raggiunge l&#39;equilibrio ~ 30 minuti dopo l&#39;accensione del generatore di aerosol. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55454/55454fig2large.jpg" target="_blank">Si prega di cliccare qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/55454/55454fig3.jpg" /> Figura 3: massa Ipratropio raccolto su ogni fase del dispositivo di simulazione cascata (blu grafico a barre) rivestito con misura della curva (curva nera) utilizzato per calcolare il MMAD e GSD della distribuzione dimensionale delle particelle di aerosol. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55454/55454fig3large.jpg" target="_blank">per favore</a>clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura. <img alt="Figura 4" src="/files/ftp_upload/55454/55454fig4.jpg" /> Figura 4: frazione Deposizione per i polmoni del mouse come funzione di MMAD per aerosol per inalazione consegnati naso sola (come modificato da Hsieh 31). Per particelle di dimensioni inferiori a 0,5 um maggior dell&#39;aerosol esala e non si deposita nei polmoni (come il fumo di sigaretta). Per particelle di dimensioni superiori a 5 um, più dell&#39;aerosol viene filtrato dal naso. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55454/55454fig4large.jpg" target="_blank">Si prega di cliccare qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <img alt="Figura 5" src="/files/ftp_upload/55454/55454fig5.jpg" /> Figura 5: Il rapido aumento della resistenza respiratorio sistema indotta da metacolina nebulizzata administerosso a topi è bloccato da ipratropio consegnato per inalazione naso-soltanto topi (n = 8 per gruppo, pannello superiore). Ipratropio inibito l&#39;aumento indotto metacolina in respiratorio resistenza sistema con un ED50 di 0,1 ug / kg dose depositata (* p &lt;0,05 rispetto al controllo, pannello inferiore). <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55454/55454fig5large.jpg" target="_blank">Si prega di cliccare qui per vedere una versione più grande di questa figura.</a> <table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody><tr><td colspan="3"> Dati Impactor Cascade utilizzati per calcolare MMAD e GSD </td></tr><tr><td> Filtro Fase </td><td> Ipratropium del filtro mediante HPLC (mg) </td><td> Fase Cut Diametro (mm) </td></tr><tr><td> 1 </td><td> 0.002 </td><td> 6 </td></tr><tr><td> 2 </td><td> 0,19 </td><td> 4.5 </td></tr><tr><td> 3 </td><td> 1.43 </td><td> 2.5 </td></tr><tr><td> 4</td><td> 2.55 </td><td> 1.5 </td></tr><tr><td> 5 </td><td> 2.95 </td><td> 1.2 </td></tr><tr><td> 6 </td><td> 1.03 </td><td> 0.7 </td></tr><tr><td> 7 </td><td> 0.37 </td><td> 0.5 </td></tr></tbody></table> Tabella 1: dati Impactor Cascade utilizzati per calcolare MMAD e GSD

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Dry Powder and Nebulized Aerosol Inhalation of Pharmaceuticals Delivered to Mice Using a Nose-only Exposure System

L&#39;unità di inalazione descritto può generare, campione per la caratterizzazione e depositare uniformemente un aerosol farmaco nei polmoni dei roditori. Ciò consente la determinazione pre-clinico di efficacia e sicurezza di dosi di farmaco depositate nei polmoni; dati chiave abilitanti clinica lo sviluppo di farmaci per via inalatoria.

Polvere secca e nebulizzata Aerosol L&#39;inalazione di prodotti farmaceutici distribuito nelle topo, utilizzando un naso-only Sistema di esposizione

Obstructive respiratory diseases like asthma and chronic obstructive pulmonary disease (COPD) are currently treated by inhaled anti-inflammatory and ...

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Intraoperative Detection of Subtle Endometriosis: A Novel Paradigm for Detection and Treatment of Pelvic Pain Associated with the Loss of Peritoneal Integrity

Endometriosis is a common disease affecting 40 to 70% of reproductive-aged women with chronic pelvic pain (CPP) and/or infertility. The purpose of this study was to demonstrate the use of a blue dye (methylene blue) to stain peritoneal surfaces during laparoscopy (L/S) to detect the loss of peritoneal integrity in patients with pelvic pain and suspected endometriosis. Forty women with CPP and 5 women without pain were evaluated in this pilot study. During L/S, concentrated dye was sprayed onto peritoneal surfaces, then aspirated and rinsed with Lactated Ringers solution. Areas of localized dye uptake were evaluated for the presence of visible endometriotic lesions. Areas of intense peritoneal staining were resected and some fixed in 2.5% buffered gluteraldehyde and examined by scanning (SEM) electron microscopy. Blue dye uptake was more common in women with endometriosis and chronic pelvic pain than controls (85% vs. 40%). Resection of the blue stained areas revealed endometriosis by SEM and loss of peritoneal cell-cell contact compared to normal, non-staining peritoneum. Affected peritoneum was associated with visible endometriotic implants in most but not all patients. Subjective pain relief was reported in 80% of subjects. Based on scanning electron microscopy, we conclude that endometrial cells extend well beyond visible implants of endometriosis and appear to disrupt the underlying mesothelium. Subtle lesions of endometriosis could therefore cause pelvic pain by disruption of peritoneal integrity, allowing menstrual or ovulatory blood and associated pain factors access to underlying sensory nerves. Complete resection of affected peritoneum may provide a better long-term treatment for endometriosis and CPP. This simple technique appears to improve detection of subtle or near invisible endometriosis in women with CPP and minimal visual findings at L/S and may serve to elevate diagnostic accuracy for endometriosis at laparoscopy.

Loss of peritoneal integrity provides a new paradigm to understand and treat chronic pelvic pain in women with mild forms of endometriosis and can be easily detected using intraoperative instillation of dye at the time of laparoscopy.

Rilevazione intraoperatoria di endometriosi sottile: un nuovo paradigma per la rilevazione e il trattamento del dolore pelvico associato con la perdita di integrità peritoneale

Endometriosis is a  common disease affecting 40 to 70% of reproductive-aged women with chronic  pelvic pain (CPP) and/or infertility. The purpose of this ...

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Intranasal Administration of CNS Therapeutics to Awake Mice

Intranasal administration is a method of delivering therapeutic agents to the central nervous system (CNS). It is non-invasive and allows large molecules that do not cross the blood-brain barrier access to the CNS. Drugs are directly targeted to the CNS with intranasal delivery, reducing systemic exposure and thus unwanted systemic side effects1. Delivery from the nose to the CNS occurs within minutes along both the olfactory and trigeminal neural pathways via an extracellular route and does not require drug to bind to any receptor or axonal transport2. Intranasal delivery is a widely publicized method and is currently being used in human clinical trials3.
Intranasal delivery of drugs in animal models allows for initial evaluation of pharmacokinetic distribution and efficacy. With mice, it is possible to administer drugs to awake (non-anesthetized) animals on a regular basis using a specialized intranasal grip. Awake delivery is beneficial because it allows for long-term chronic dosing without anesthesia, it takes less time than with anesthesia, and can be learned and done by many people so that teams of technicians can dose large numbers of mice in short periods. Efficacy of therapeutics administered intranasally in this way to mice has been demonstrated in a number of studies including insulin in diabetic mouse models 4-6 and deferoxamine in Alzheimer's mouse models. 7,8
The intranasal grip for mice can be learned, but is not easy and requires practice, skill, and a precise grip to effectively deliver drug to the brain and avoid drainage to the lung and stomach. Mice are restrained by hand using a modified scruff in the non-dominant hand with the neck held parallel to the floor, while drug is delivered with a pipettor using the dominant hand. It usually takes 3-4 weeks of acclimating to handling before mice can be held with this grip without a stress response. We have prepared this JoVE video to make this intranasal delivery technique more accessible.

A method to intranasally administer drugs to awake mice for the purpose of targeting the brain is described. This method allows for repeat dosing over long periods using intranasal administration of drug without anesthesia, and nose-to-brain delivery with minimal systemic exposure.

Somministrazione intranasale di terapeutica del sistema nervoso centrale di topi Awake

Intranasal administration is a method of delivering  therapeutic agents to the central nervous system (CNS). It is  non-invasive and allows large ...

Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

Mice, both wildtype and transgenic, are the principal mammalian model in biomedical research currently. Intubation and mechanical ventilation are necessary for whole animal experiments that require surgery under deep anesthesia or measurements of lung function. Tracheostomy has been the standard for intubating the airway in these mice to allow mechanical ventilation. Orotracheal intubation has been reported but has not been successfully used in many studies because of the substantial technical difficulty or a requirement for highly specialized and expensive equipment. Here we report a technique of direct laryngoscopy using an otoscope fitted with a 2.0 mm speculum and using a 20 G&#160;intravenous catheter as an endotracheal tube. We have used this technique extensively and reliably to intubate and conduct accurate assessments of lung function in mice. This technique has proven safe, with essentially no animal loss in experienced hands. Moreover, this technique can be used for repeated studies of mice in chronic models.

Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

We have developed a simple, reliable, and relatively inexpensive method for endotracheal intubation in mice via direct laryngoscopy using an otoscope with a 2.0 mm speculum. This technique is atraumatic and can be used for repeated measurements in chronic experiments. We find it superior to tracheostomy or previously reported nonsurgical techniques.

Intubazione endotracheale in Mouse<em&gt; Via</em&gt; Laringoscopia diretta usando un otoscopio

Mice, both wildtype and transgenic, are the principal mammalian model in biomedical research currently. Intubation and mechanical ventilation are ...

Flexible Colonoscopy in Mice to Evaluate the Severity of Colitis and Colorectal Tumors Using a Validated Endoscopic Scoring System

The use of modern endoscopy for research purposes has greatly facilitated our understanding of gastrointestinal pathologies. In particular, experimental endoscopy has been highly useful for studies that require repeated assessments in a single laboratory animal, such as those evaluating mechanisms of chronic inflammatory bowel disease and the progression of colorectal cancer. However, the methods used across studies are highly variable. At least three endoscopic scoring systems have been published for murine colitis and published protocols for the assessment of colorectal tumors fail to address the presence of concomitant colonic inflammation. This study develops and validates a reproducible endoscopic scoring system that integrates evaluation of both inflammation and tumors simultaneously. This novel scoring system has three major components: 1) assessment of the extent and severity of colorectal inflammation (based on perianal findings, transparency of the wall, mucosal bleeding, and focal lesions), 2) quantitative recording of tumor lesions (grid map and bar graph), and 3) numerical sorting of clinical cases by their pathological and research relevance based on decimal units with assigned categories of observed lesions and endoscopic complications (decimal identifiers). The video and manuscript presented herein were prepared, following IACUC-approved protocols, to allow investigators to score their own experimental mice using a well-validated and highly reproducible endoscopic methodology, with the system option to differentiate distal from proximal endoscopic colitis (D-PECS).

Over the past few years, new generation endoscopes have emerged as important diagnostic research aids for evaluating murine colitis and colorectal tumors. We present herein a detailed protocol for endoscopic assessment of inflammation and colorectal tumors in mice, as well as a novel scoring system that uses decimal identifiers to document the endoscopic severity of colitis and colorectal tumors.

La colonscopia flessibile in topi per valutare la gravità della colite e colon-retto Tumori Utilizzo di un sistema Validated endoscopica Scoring

The use of modern endoscopy for research purposes has greatly facilitated our understanding of gastrointestinal pathologies. In particular, experimental ...

Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats

A traditional vaporizer depends on flowing gas and atmospheric pressure for passive anesthetic vaporization. Newly developed direct injection vaporizers utilize a syringe pump to directly administer volatile anesthetics into a gas stream. Unlike a traditional vaporizer, it can be used at very low flow rates, making it ideal for use on mice and rats. 
The equipment's capability to use low flow rates could result in a substantial cost savings due to the reduced need for anesthetic agents, compressed gas, and charcoal scavenging filters1. A lower flow rate means less waste of anesthetic gas and likely reduces the risk of anesthetic exposure to laboratory personnel. Thus, the high levels of precision and safety associated with direct injection vaporizers, along with a reduced need for anesthetic agents, compressed gas, and charcoal filters are beneficial for research requiring small animal anesthesia. 
The goal of this protocol is to demonstrate the use of a syringe-driven direct injection vaporizer as part of a digital, low-flow anesthesia system. The direct injection vaporizer is capable of accurately delivering anesthesia at very low flow rates compared to a traditional vaporizer, making it a promising alternative for controlled gas anesthetic delivery to rodents.

Here, we present a protocol to more safely and efficiently administer anesthetic gas to mice using a digital, low flow anesthesia system utilizing a syringe-driven direct injection vaporizer.

L&#39;utilizzo di un basso flusso di sistema per anestesia digitale per topi e ratti

A traditional vaporizer depends on flowing gas and atmospheric pressure for passive anesthetic vaporization. Newly developed direct injection vaporizers ...

Disposable Dosators for Pulmonary Insufflation of Therapeutic Agents to Small Animals

Development of new therapeutic products requires efficacy testing in an animal model. The pulmonary route of administration can be utilized to deliver drugs locally and systemically. Evaluation of dry powder aerosols necessitates an efficient dispersion mechanism to maintain high concentrations in an exposure chamber or for direct endotracheal administration. While solutions exist to expose animals by passive inhalation to dry powder aerosols, most require masses of powder in large excess of the dose delivered. This precludes conducting early feasibility studies as insufficient drug is available at the research or early development stage to support the dose delivery requirements for conventional aerosol delivery systems. When designing an aerosol drug product, aerodynamic performance can relate directly to delivery efficiency and efficacy. Dispersion of powder into an aerosol requires energy input sufficient to overcome interparticulate forces, and particle engineering approaches can substantially improve aerosol performance. We have developed a dispersion system (dosator) which can aerosolize engineered dry powder aerosols efficiently for the purpose of direct pulmonary insufflation, dispersion into an exposure system or generation for analytical purposes.

During development of drugs for pulmonary delivery, it is necessary to evaluate pharmacokinetics and efficacy in an animal model. We present a method to build a disposable aerosol dispersion system from of-the-shelf components that can be used to administer intrapulmonary dry powder aerosol to rodents.

Monouso Dosators per insufflazione polmonare di agenti terapeutici ai piccoli animali

Development of new therapeutic products requires efficacy testing in an animal model. The pulmonary route of administration can be utilized to deliver ...

Novel Methods for Intranasal Administration Under Inhalation Anesthesia to Evaluate Nose-to-Brain Drug Delivery

Intranasal administration has been reported to be a potential pathway for nose-to-brain delivery of therapeutic agents that circumvents the blood-brain barrier. However, there have been few reports regarding not only the quantitative analysis but also optimal administration conditions and dosing regimens for investigations of nose-to-brain delivery. The limited progress in research on nose-to-brain pathway mechanisms using rodents represents a significant impediment in terms of designing nose-to-brain delivery systems for candidate drugs.
To gain some headway in this regard, we developed and evaluated two novel methods of stable intranasal administration under inhalation anesthesia for experimental animals. We also describe a method for the evaluation of drug distribution levels in the brain via the nose-to-brain pathway using radio-labeled [14C]-inulin (molecular weight: 5,000) as a model substrate of water-soluble macromolecules.
Initially, we developed a pipette-based intranasal administration protocol using temporarily openable masks, which enabled us to perform reliable administration to animals under stable anesthesia. Using this system, [14C]-inulin could be delivered to the brain with little experimental error.
We subsequently developed an intranasal administration protocol entailing reverse cannulation from the airway side through the esophagus, which was developed to minimize the effects of mucociliary clearance (MC). This technique led to significantly higher levels of [14C]-inulin, which was quantitatively detected in the olfactory bulb, cerebrum, and medulla oblongata, than the pipette method. This appears to be because retention of the drug solution in the nasal cavity was substantially increased by active administration using a syringe pump in a direction opposite to the MC into the nasal cavity.
In conclusion, the two methods of intranasal administration developed in this study can be expected to be extremely useful techniques for evaluating pharmacokinetics in rodents. The reverse cannulation method, in particular, could be useful for evaluating the full potential of nose-to-brain delivery of drug candidates.

Here, we describe two novel methods of stable intranasal administration under inhalation anesthesia with minimal physical stress for experimental animals. We also describe a method for quantitative evaluation of drug distribution levels in the brain via the nose-to-brain pathway using radiolabeled [14C]-inulin as a model substrate of water-soluble macromolecules.

Metodi innovativi per la somministrazione intranasale in anestesia per inalazione per valutare il naso--cervello Drug Delivery

Intranasal administration has been reported to be a potential pathway for nose-to-brain delivery of therapeutic agents that circumvents the blood-brain ...

Intratracheal Administration of Dry Powder Formulation in Mice

In the development of inhalable dry powder formulations, it is essential to evaluate their biological activities in preclinical animal models. This paper introduces a noninvasive method of intratracheal delivery of dry powder formulation in mice. A dry powder loading device that consists of a 200 &#181;L gel loading pipette tip connected to an 1 mL syringe via a three-way stopcock is presented. A small amount of dry powder (1-2 mg) is loaded into the pipette tip and dispersed by 0.6 mL of air in the syringe. Because pipette tips are disposable and inexpensive, different dry powder formulations can be loaded into different tips in advance. Various formulations can be evaluated in the same animal experiment without device cleaning and dose refilling, thereby saving time and eliminating the risk of cross-contamination from residual powder. The extent of powder dispersion can be inspected by the amount of powder remaining in the pipette tip. A protocol of intubation in mouse with a custom-made light source and a guiding cannula is included. Proper intubation is one of the key factors that influences the intratracheal delivery of dry powder formulation to the deep lung region of the mouse.

Dry powder formulations for inhalation have great potential in treating respiratory diseases. Before entering human studies, it is necessary to evaluate the efficacy of the dry powder formulation in preclinical studies. A simple and noninvasive method of the administration of dry powder in mice through the intratracheal route is presented.

Somministrazione intratracheale della formulazione di polvere secca nei topi

In the development of inhalable dry powder formulations, it is essential to evaluate their biological activities in preclinical animal models. This paper ...

Dosatori monouso personalizzabili per erogare farmaci aerosol in polvere secca ai topi

Disposable Dosators Intended for Dry Powder Delivery to Mice

Dry powder inhalers offer numerous advantages for delivering drugs to the lungs, including stable solid-state drug formulations, device portability, bolus metering and dosing, and a propellant-free dispersal mechanism. To develop pharmaceutical dry powder aerosol products, robust in vivo testing is essential. Typically, initial studies involve using a murine model for preliminary evaluation before conducting formal studies in larger animal species. However, a significant limitation in this approach is the lack of suitable device technology to accurately and reproducibly deliver dry powders to small animals, hindering such models&#39; utility. To address these challenges, disposable syringe dosators were developed specifically for intrapulmonary delivery of dry powders in doses appropriate for mice. These dosators load and deliver a predetermined amount of powder obtained from a uniform bulk density powder bed. This discrete control is achieved by inserting a blunt needle to a fixed depth (tamping) into the powder bed, removing a fixed quantity each time. Notably, this dosing pattern has proven effective for a range of spray-dried powders. In experiments involving four different model spray-dried powders, the dosators demonstrated the ability to achieve doses within the range of 30 to 1100 &#181;g. The achieved dose was influenced by factors such as the number of tamps, the size of the dosator needle, and the specific formulation used. One of the key benefits of these dosators is their ease of manufacturing, making them accessible and cost-effective for delivering dry powders to mice during initial proof-of-concept studies. The disposable nature of the dosators facilitates use in animal procedure rooms, where cleaning and refilling reusable systems and weighing materials is inconvenient. Thus, developing disposable syringe dosators has addressed a significant hurdle in murine dry powder delivery for proof-of-concept studies, enabling researchers to conduct more accurate and reproducible preliminary studies in small animal models for pulmonary drug delivery.

Autore in primo piano: Sviluppo di un dosatore monouso per test preclinici di inalatori di polvere secca in piccoli modelli animali 

Pharmaceutical dry powder development necessitates reliable in vivo testing, often using a murine model. Device technology for accurately and reproducibly delivering dry powder aerosols to mice is restricted. This study presents disposable dosators for pulmonary drug delivery at mouse-relevant doses, aiding initial proof-of-concept research.

Dosatori monouso destinati alla somministrazione di polvere secca ai topi

Dry powder inhalers offer numerous advantages for delivering drugs to the lungs, including stable solid-state drug formulations, device portability, bolus ...

Polvere secca e nebulizzata Aerosol L'inalazione di prodotti farmaceutici distribuito nelle topo, utilizzando un naso-only Sistema di esposizione

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Rilevazione intraoperatoria di endometriosi sottile: un nuovo paradigma per la rilevazione e il trattamento del dolore pelvico associato con la perdita di integrità peritoneale

Somministrazione intranasale di terapeutica del sistema nervoso centrale di topi Awake

Intubazione endotracheale in Mouse

La colonscopia flessibile in topi per valutare la gravità della colite e colon-retto Tumori Utilizzo di un sistema Validated endoscopica Scoring

L'utilizzo di un basso flusso di sistema per anestesia digitale per topi e ratti

Monouso Dosators per insufflazione polmonare di agenti terapeutici ai piccoli animali

Metodi innovativi per la somministrazione intranasale in anestesia per inalazione per valutare il naso--cervello Drug Delivery

Somministrazione intratracheale della formulazione di polvere secca nei topi

Dosatori monouso destinati alla somministrazione di polvere secca ai topi

Dosatori monouso destinati alla somministrazione di polvere secca ai topi