Name: basic methods for the study of reproductive ecology of fish in aquaria
Uploaded: 2017-07-20T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 25 s
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Ringraziamo S. Yokoyama per l&#39;assistenza alla raccolta dei pesci. Siamo anche grati a W. Kawamura per consigli utili sui metodi di allevamento. Questo studio è stato sostenuto dalla Società Giapponese per la promozione della scienza (KAKENHI) attraverso sovvenzioni (n. 24370006 e 16K07507) assegnati a TS

1. Raccolta e trasporto di pesci vivi NOTA: Questo protocollo descrive come raccogliere i pesci che possiedono una vescica di gas, da una profondità di ≥15 m alla superficie. Il rapido trasporto verso la superficie induce l&#39;espansione della vescica di gas con un cambiamento di pressione, che può gravemente danneggiare o uccidere il pesce. È ammessa la precauzione, poiché i danni causati al pesce durante questo primo passo influenzeranno negativamente la loro sopravvivenza e il loro comportamento successivo. <ol><li> Prima di immersioni con SCUBA, raccogliere i seguenti materiali: una rete a mano idonea a catturare le specie mirate sott&#39;acqua; Borse in polietilene doppio sufficientemente grandi per il pesce; Braccioli (ø 80 mm x 6 mm); Un cilindro di ossigeno per gonfiare i sacchetti di raccolta sulla superficie; L&#39;Elbagin, che è un antimicrobico, comprende 10% di nifurstirrenato di sodio; Una scatola di polistirolo in cui collocare i sacchetti di raccolta; pipette; E, se necessario (vedi punto 1.4), una corda di lunghezzaEquivalente alla profondità massima di immersione, nonché un peso di almeno 2 kg. </li><li> Raccogliere le specie ittiche mirate usando una rete a mano durante le immersioni; Mentre è ancora sott&#39;acqua, posizionare il pesce catturato in una borsa in polietilene e legare la bocca della borsa con una gomma. Se prende ≥ 1 giorno per trasportare il pesce in un acquario, conserva anche l&#39;acqua dell&#39;habitat naturale in altre borse, da utilizzare per rinnovare l&#39;acqua di pesca. NOTA: per la sicurezza, le attività subacquee devono essere lavorate da almeno due persone. </li><li> Superficie dal punto di raccolta con i sacchetti di pesce ad una velocità non superiore a 1 m / min: mentre a una profondità di 10 m o più, smettete di salire per 1 - 5 minuti ogni 2 m; E da una profondità di 10 m fino alla superficie per 1 - 5 min ogni 1 m. Quando i pesci catturati non sono in grado di mantenere la loro galleggiabilità nella borsa ( cioè , se galleggiano con una vescica di gas espansa mentre ancora tentano di nuotare verso il basso), mantengono la stessa profondità per 1 - 5 minScendere a 1 - 2 m più in profondità. Una volta che i pesci sembrano recuperare la loro galleggiabilità, riprendere l&#39;ascesa alla superficie. NOTA: se esiste la possibilità che l&#39;aria nel serbatoio SCUBA esaurisca durante l&#39;ascesa, fissare una corda alla borsa in polietilene e fissare un peso ≥ 2 kg; Dopo che l&#39;operatore subacqueo è salito in modo sicuro, tirarlo fino alla superficie alle stesse velocità di cui sopra. </li><li> In spiaggia o imbarcazione, sciogliere 10 ppm Elbagin nell&#39;acqua di ogni sacchetto di polietilene dopo la verniciatura. NOTA: anche se alcuni pesci potrebbero non essere in grado di mantenere la loro galleggiabilità appena dopo essere stati portati in superficie, la maggior parte può essere previsto per recuperare entro un giorno. </li><li> Se la densità di pesce in un sacchetto di raccolta è elevata, dividere il pesce tra più borse per evitare che si danneggino tra loro strofinando l&#39;uno contro l&#39;altro durante il trasporto. Se il pesce è una specie aggressiva, dividilo singolarmente tra borse. </li><li> Gonfiare la borsa di raccolta con ossigeno e nuovamente sigillare la bocca della borsa usando rubberbands. Quando si introduca l&#39;ossigeno nel sacchetto, abbassare l&#39;ugello nell&#39;acqua del sacco per aumentare il contenuto di ossigeno disciolto; La borsa completamente espansa dovrebbe essere 1/4 pieno con acqua. </li><li> Mantenere i sacchetti di raccolta con i pesci in una scatola di polistirolo espanso, per mantenere una temperatura dell&#39;acqua stabile e ridurre lo stress del pesce in condizioni di buio. </li><li> Se prende ≥ 1 giorno per trasportare il pesce in un acquario, una volta al giorno scambiano 1/4 a 1/3 dell&#39;acqua in ogni sacchetto di pesca, utilizzando acqua trattenuta dall&#39;ambiente di cui è stato aggiunto 10 ppm Elbagin , E riposizionare ciascuno con ossigeno. Ogni giorno, rimuovere i pesci morti e le escrezioni sul fondo per mano rete o pipetta. NOTA: Se il trasporto di aeroplani è coinvolto, attendere almeno 1 giorno per acclimatare i pesci alla pressione dell&#39;aria sulla superficie prima del trasporto perché la pressione di due passi (da sott&#39;acqua alla superficie e dall&#39;alto all&#39;aria superiore) può avere un effetto negativo La sopravvivenza del pesce. </l<html> i&gt; </ol> 2. Acclimatare i pesci in un acquario <ol><li> Versare la sacca contenente i pesci in un acquario per 30 minuti per equalizzare la temperatura dell&#39;acqua. </li><li> Durante un periodo di 10 minuti scambiare in modo incrementale l&#39;acqua con l&#39;acquario, per evitare shock causati da una improvvisa differenza di chimica dell&#39;acqua ( es . PH, salinità). NOTA: Un pesce che diventa sconvolto da una grande differenza nella chimica dell&#39;acqua può mostrare un cambiamento anormale nel colore e / o nel comportamento del corpo. Monitorelo attentamente durante l&#39;acclimatazione. </li><li> Sciogliere 10 ppm Elbagin nell&#39;acqua dell&#39;acquario. </li><li> Successivamente, una volta al giorno per 3 giorni, rinnovare 1/3 dell&#39;acqua dell&#39;acquario, dopo aver aggiunto 10 ppm Elbagin all&#39;acqua sostitutiva. </li><li> Infine, cominciate ad eliminare l&#39;Elbagin scambiando metà dell&#39;acqua dell&#39;acquario una volta al giorno, finché il colore non svanisce. </li></ol> 3. Iniettare un taglio elastomero implantare visibile (VIE) per identificare i singoli pesci NOTA: In questo lavoro, i singoli pesci sono identificati utilizzando i tag VIE, per esempio si rimanda a Frederick 10 , Olsen e Vøllestad 11 e Leblanc e Noakes 12. Inoltre, se la specie di studio è abbastanza grande da tenere in mano , La tavola chirurgica utilizzata nel passaggio 3.2 non sarà necessaria. <ol><li> Determinare la posizione di iniezione e il colore della tag per ogni individuo. L&#39;opzione più sicura è quella di scegliere un punto di iniezione nella spessa parte muscolare dorsale o caudale del corpo e di evitare l&#39;iniezione nell&#39;addome dove possono essere forati organi interni. NOTA: Un sistema di numerazione è descritto in Figura 1 : se la specie di studio è abbastanza grande per l&#39;iniezione in 8 posizioni possibili, questo sistema consentirà l&#39;identificazione di 154 individui che utilizzano un singolo colore. Dieci colori dei tag VIE sono disponibili commercialmente. Scegli il colore distintivo basato sul colore corporeo del pesce. </li><li> &lt;For strong&gt; Per i pesci che sono più piccoli di quelli che possono essere tenuti in mano, preparare un tavolo chirurgico come segue (vedere anche Kinkel e altri 13 ) ( Figura 2 ). <ol><li> Tagliare una spugna morbida di 5 cm di larghezza x 5 cm W, che è almeno di 5-10 mm inferiore all&#39;altezza di un piatto di Petri. </li><li> Tagliare una scanalatura nella spugna di profondità di circa 5-10 mm e regolare la sua larghezza a quella della larghezza corporea del pesce. Tagliare la scheda di cloruro di polivinilcloruro (0,3 mm di spessore) a 5 cm di larghezza x 5 cm W e piegarla in una forma a valle (o in forma di M). </li><li> Impostare il bordo in PVC in groviglio sopra la spugna scanalata e quindi impostare la spugna nel piatto Petri (ø 160 mm, profondità di 30 mm). Usare l&#39;acqua dal serbatoio di recupero per riempire il piatto di Petri finché il bordo in PVC non sia sufficientemente immerso. </li></ol></li><li> Preparare i tag VIE in base al manuale di tagging VIE. Mescolare i materiali elastomerici e aggiungere la miscela ai 3-ml syriNge con ago da 29 gauge, come contenuto nel kit. </li><li> Preparare due serbatoi d&#39;acqua da usare durante l&#39;esecuzione delle iniezioni tag: uno per anestesia e uno per il recupero; Regolare la temperatura e la concentrazione di salinità di questi per abbinare l&#39;acqua nell&#39;acquario di allevamento. Utilizzare una pompa d&#39;aria con una pietra d&#39;aria per circondare leggermente l&#39;acqua nel serbatoio di recupero. </li><li> Preparare un liquido di anestesia mescolando 2-metilchinolina con un volume pari al 99,5% di etanolo; Aggiungere questo al serbatoio di anestesia per ottenere una concentrazione di 18 ppm. NOTA: La concentrazione ottimale del liquido di anestesia dipenderà dalla specie e dalle dimensioni del corpo degli individui. Pertanto, esaminare in anticipo la concentrazione ottimale per le specie di studio. </li><li> Trasferire i singoli pesci al serbatoio dell&#39;anestesia e lasciarli diventare anestetizzati: aspettare che i pesci non reagiscano ad essere toccati o alle vibrazioni dell&#39;acqua quando viene sfruttata l&#39;estremità del serbatoio. Come il colore del corpo cambia quando è anesthetiZed in molti pesci, anche monitorare attentamente il colore del corpo e giudicare se il pesce viene anestetizzato dai suoi cambiamenti. Poiché c&#39;è qualche possibilità che i pesci possano saltare fuori dal serbatoio di anestesia, tenerlo coperto utilizzando un pannello acrilico trasparente, almeno fino a quando i pesci iniziano a muoversi lentamente. NOTA: Ottimizzare il tempo necessario per anestetizzare e / o regolare la concentrazione del liquido di anestesia, a seconda della specie dello studio e delle sue dimensioni corporee. Se il movimento degli operculum viene mai fermato dall&#39;anestesia, il pesce sarà ad alto rischio di morte. </li><li> Poiché i pesci si indeboliscono se il loro corpo viene riscaldato, tenere le dita nell&#39;acqua relativamente fredda durante l&#39;anestesia dei pesci. </li><li> Sollevare un pesce dal serbatoio di anestesia e rapidamente misurarlo o registrare i dati necessari (lunghezza totale, sesso, ecc .). Se un pesce sembra recuperare durante la misurazione, trasferirlo immediatamente al serbatoio dell&#39;anestesia. </li><li> Trasferite il pesce in un tavolo chirurgico. Impostare il lato ventrale del pesce verso il basso in tHa scanalatura in PVC. Se la dimensione del corpo è molto piccola, utilizzare un microscopio binoculare durante l&#39;iniezione. Se la specie di studio è abbastanza grande da tenere in una mano, iniettare il tag VIE mentre è tenuto. </li><li> Posizionare il lato smussato dell&#39;ago verso l&#39;esterno e puntare verso la testa del pesce. Inserire l&#39;ago sottocutaneo, più o meno parallelo al corpo, e vicino al più vicino possibile sotto la pelle. Regolare la profondità di inserzione a seconda della dimensione del corpo pesce e la facilità per vedere in ultima analisi il tag. </li><li> Iniettare il tag VIE durante il ritiro dell&#39;ago e fermare l&#39;iniezione prima che l&#39;inclinazione dell&#39;ago raggiunga il punto di ingresso dell&#39;ago (questo sarà facile distinguere se iniettare il tag in un&#39;area relativamente ampia). </li><li> Al completamento dell&#39;iniezione del tag, trasferire immediatamente il pesce al serbatoio di recupero. Se il recupero appare troppo lento, circondare delicatamente l&#39;acqua a mano. </li><li> Dopo il recupero, restituire il pesce all&#39;acquario di allevamento e continuare a aggiungere 10 ppm ElBaginare nell&#39;acqua per 3 giorni. NOTA: in condizioni di bassa visibilità per i tag VIE, la luce filtrata UVA consentirà di riconoscere i tag. </li></ol> 4. Conteggio delle uova adesive di demersal <ol><li> Per creare un nido di nidificazione artificiale al quale i pesci possono depositare le uova adesive tagliare a metà un tubo in PVC opaco (ø 5 cm, 6 cm di lunghezza), perpendicolare al diametro. NOTA: La dimensione del tubo sopra indicata è idonea per la riproduzione del porto marino relativamente piccolo di Goby T. Pertanto, regolare la dimensione e la forma del tubo in PVC come è appropriato per la specie dello studio. </li><li> Stampare una griglia da 5 mm x 5 mm su un foglio impermeabile e tagliarla per adattarsi all&#39;area interna del tubo in PVC. </li><li> Fissare il foglio impermeabile all&#39;interno del tubo in PVC utilizzando una fascia in gomma. NOTA: se è difficile per le femmine collegare le uova sul foglio impermeabile e le uova cadono dal foglio, fare il foglio strutturato con carta vetrata. </li><li> Coprire il fondo dell&#39;acquario con uno strato di sabbia, 1- spessore 2 cm. Inserire circa un terzo del tubo in PVC obliquamente nella sabbia, con il lato fisso verso il basso. </li><li> Dopo il successo della riproduzione dei pesci, rimuovere il foglio con la massa d&#39;uovo dal tubo in PVC e metterlo in un piatto di Petri con acqua d&#39;acquario. Fissare un nuovo foglio all&#39;interno del tubo in PVC e posizionarlo sul fondo dell&#39;acquario. Infine, contate le uova fotografando la massa d&#39;uovo. <ol><li> In alternativa, se le osservazioni sulla cura degli uova genitori dovranno essere intraprese dopo la riproduzione, fare attenzione a non portare le uova fuori dall&#39;acqua. Piuttosto usare un piatto di Petri per raccogliere le uova e il foglio insieme all&#39;acqua dell&#39;acquario, fotografare rapidamente la massa d&#39;uovo e poi riposaldare attentamente il foglio con la massa d&#39;uovo indietro nello stesso tubo di PVC prima di restituirlo alla sua posizione iniziale sul Fondo dell&#39;acquario. Infine, contate le uova usando l&#39;immagine. </li></ol></li><li> Conte le uova usando ImageJ ( Figura 3 </strong&gt;). Questi metodi di conteggio delle celle automatiche e manuali sono spiegate in dettaglio nel seguente modo: Conteggio delle celle di base (Università di Chicago, Microscopia Luce Integrata, http://digital.bsd.uchicago.edu/image_j.php); Analisi delle particelle (http://imagej.net/Particle_Analysis); Cell Counter (https://imagej.net/Cell_Counter). <ol><li> In caso contrario, se le uova sono depositate densamente, stimare il numero di uova calcolando il rapporto di densità: contare le uova in una griglia stampata 5 x 5 mm 2 per calcolare la densità dell&#39;uovo, misurare la superficie coperta da uova da ImageJ, E stimare il numero totale di uova dalla densità superiore per unità e superficie. Il metodo di misurazione superficiale sopra descritto da ImageJ è spiegato nel seguente: Imposta scala ... (Branch Services Research, https://imagej.nih.gov/ij/docs/menus/analyze.html); Spiega come definire la scala spaziale dell&#39;immagine; Utilizzo di ImageJ per misurare la superficie (Keene State college, AcademicTecnologia, https://dept.keene.edu/at/2011/04/15/by-matthew-ragan/). NOTA: Se le uova sono trasparenti, il foglio nero impermeabile è più adatto al metodo di conteggio automatico perché ImageJ può riconoscere la struttura delle uova individualmente. </li></ol></li></ol>

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Gli autori non hanno nulla da rivelare.

L&#39;ecologia riproduttiva di numerosi pesci è stata spesso rivelata attraverso l&#39;allevamento sperimentale. Soprattutto, il cambiamento sessuale 6 , 8 , 14 , la scelta di mate 15 , 16 e la concorrenza intraspecifica 7 , 17 sono stati frequenti temi di indagini dettagliate usando pesci conservati dall&#39;a...

L&#39;evoluzione adattiva spettacolare è evidente nella morfologia, nell&#39;ecologia e nel comportamento dei pesci 1 . Soprattutto, le caratteristiche ecologiche relative alla riproduzione sono particolarmente diverse, e la maggior parte di questi può essere direttamente influenzata dalla forma fisica individuale 2 . Per comprendere le pressioni selettive che hanno portato all&#39;evoluzione delle caratteristiche uniche di specie ittiche diverse, l&#39;osservazione diretta dei comportamenti riproduttivi e sociali che usano pesci vivi è spesso utile per giustificare ipotesi teoriche. Tuttavia, osservazioni sul campo continuo dei pesci potrebbero richiedere attrezzature e installazioni subacquee specializzate difficilmente mantenute. In questi casi, le osservazioni di pesci allevati dall&#39;acquario selvatico possono essere utili 3 , 4 , 5 . Inoltre, osservazioni efficaci dei comportamenti di pesce che sono altrimenti rari o difficiliIl più possibile osservare in condizioni naturali può diventare possibile manipolando esperimenti nell&#39;acquario 6 , 7 , 8 . L&#39;assunzione di pesce in buone condizioni riducendo al minimo lo stress artificiale e il danno fisico è fondamentale per le accurate indagini ecologiche. Il porto di Trimma peloso gobo raggiunge la lunghezza totale di 23-25 ​​mm ed è distribuito nell&#39;Oceano Pacifico occidentale, dove si trova in baie tranquille e protette, a profondità di 9-26 m 9 . In questo lavoro T. marinae viene utilizzato come modello per descrivere una serie di tecniche di base per la raccolta dei pesci utilizzando l&#39;impianto subacqueo (SCUBA), il trasporto dei pesci e l&#39;eventuale acclimatazione del pesce all&#39;acquario per l&#39;osservazione diretta Del comportamento riproduttivo della specie dello studio e dell&#39;ecologia.

<table><tbody><tr><td>Hand net</td><td>Nisso</td><td>AQ-17</td><td>Select for the target species size.</td></tr><tr><td>Polyethylene bag</td><td>San-U Fish Farm</td><td>8194</td><td></td></tr><tr><td>Rubber band</td><td>ESCO Co. LTD.</td><td>78-0420-64</td><td>&amp;oslash; 80 mm x 6 mm</td></tr><tr><td>Oxygen cylinder</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Oxgen cylinder for diving equipment suits.</td></tr><tr><td>Elbagin</td><td>Japan Pet Design Co. Ltd.</td><td>75950</td><td>Pafurazine F (provided from same company) is equivalent drug to Elbagin.</td></tr><tr><td>Polystyrene foam box</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Pipette</td><td>AS ONE</td><td>1-8625-04</td><td></td></tr><tr><td>Rope</td><td>Mizukami Kinzoku Co. LTD.</td><td>95301601</td><td></td></tr><tr><td>Weight</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Weight for diving equipment suits.</td></tr><tr><td>Water tank</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Air pump</td><td>KOTOBUKI</td><td>4972814 062115</td><td></td></tr><tr><td>Air stone</td><td>KOTOBUKI</td><td>4972814 232204</td><td></td></tr><tr><td>2-Methylquinoline&amp;nbsp;</td><td>Wako</td><td>170-00376</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol (99.5)</td><td>Wako</td><td>057-00456</td><td></td></tr><tr><td>Visible implant elastomer tag kit</td><td>Northwest Marine Technology</td><td>N/A</td><td>http://www.nmt.us/products/vie/vie.shtml</td></tr><tr><td>Soft sponge</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>PVC board</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>0.3 mm thickness is easy to use.</td></tr><tr><td>Petri dish</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>A large one, such as&amp;nbsp; &amp;oslash; 160 mm and 30 mm depth, is convenient for the injection of the VIE tag.</td></tr><tr><td>Transparent acrylic board</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>UVA filtered light&amp;nbsp;</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>PVC pipe</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>&amp;oslash; 5 cm</td></tr><tr><td>Waterproof sheet</td><td>SOMAR Corp.</td><td>3EKW03</td><td>The film for the plain copier.</td></tr><tr><td>Sand</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Stereo microscope</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Camera</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td></td></tr></tbody></table>

basic methods for the study of reproductive ecology of fish in aquaria

Le osservazioni di allevamento sono utili per rivelare gli aspetti del comportamento dei pesci e dell&#39;ecologia quando le indagini continue sul campo sono impossibili. Qui vengono descritte una serie di tecniche di base che consentono di osservare il comportamento riproduttivo di un pesce gobiide catturato in natura, come modello, conservato in un acquario. Il metodo si concentra su tre fasi: raccolta, trasporto e osservazioni dell&#39;ecologia riproduttiva di un riproduttore di substrato. Gli aspetti essenziali della raccolta e del trasporto di pesci vivi sono (1) prevenire lesioni al pesce, e (2) accurare accuratamente l&#39;acquario. La prevenzione del danneggiamento di lesioni come graffi o un cambiamento improvviso della pressione dell&#39;acqua è indispensabile per la raccolta di pesci vivi, in quanto qualsiasi danno fisico può influire negativamente sulla sopravvivenza e sul comportamento successivo del pesce. Acclimatazione accurata all&#39;acquario riduce la morte dell&#39;incidenza e attenua lo shock del trasporto. Le osservazioni durante l&#39;allevamento in cattività includono (1) l&#39;identificazione di indivi(2) monitoraggio delle uova spaccate senza effetti negativi per i pesci o le uova, consentendo così un&#39;indagine dettagliata sull&#39;ecologia riproduttiva della specie dello studio. L&#39;iniezione sottocutanea di un taglio elastomero implantato visibile (VIE) è un metodo preciso per la successiva identificazione dei singoli pesci e può essere utilizzato con un&#39;ampia gamma di pesci, con una minima influenza sulla loro sopravvivenza e il loro comportamento. Se la specie dello studio è un riproduttore di substrato che deposita le uova adesive, un luogo di nido artificiale costruito con il tubo di polivinilcloruro (PVC) con l&#39;aggiunta di un foglio impermeabile smontabile faciliterà il conteggio e il monitoraggio delle uova, riducendo l&#39;influenza del ricercatore sul nido E il comportamento di guardia degli uccelli del pesce. Anche se questo metodo di base coinvolge tecniche che raramente sono menzionate in dettaglio negli articoli di ricerca, sono fondamentali per intraprendere esperimenti che richiedono l&#39;allevamento in cattività di un pesce selvatico.

Seguendo i metodi di cui sopra, 41, 15 e 96 individui di T. marinae sono stati raccolti nell&#39;aprile 2014, 2015 e 2016, rispettivamente, in mare aperto di Amami Oshima, Prefettura di Kagoshima, Giappone ( Tabella 1 ). In ciascun caso, 25 (61%), 14 (93%) e 91 (95%) hanno vissuto fino a depositare le uova in un acquario. Come riportato in Fukuda et al . 3 , solo un pesce è morto prima della fine del periodo di osservazione nel ...

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Basic Methods for the Study of Reproductive Ecology of Fish in Aquaria

Sono descritti una serie di metodi di base per consentire lo studio dell&#39;ecologia riproduttiva dei pesci conservati nell&#39;acquario. Questi sono protocolli utili per raccogliere i pesci utilizzando SCUBA, trasportare pesci vivi e osservare il comportamento riproduttivo di pesci catturati selvaggi tenuti in acquario.

Metodi di base per lo studio dell&#39;ecologia riproduttiva dei pesci in Aquaria

Captive-rearing observations are valuable for revealing aspects of fish behavior and ecology when continuous field investigations are impossible. Here, a ...

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Research

JoVE Journal

Behavior

11.5K Views.  Tokyo University of Marine Science and Technology.  Sono descritti una serie di metodi di base per consentire lo studio dell'ecologia riproduttiva dei pesci conservati nell'acquario. Questi sono protocolli utili per raccogliere i pesci utilizzando SCUBA, trasportare pesci vivi e osservare il comportamento riproduttivo di pesci catturati selvaggi tenuti in acquario. 

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Development of New Methods for Quantifying Fish Density Using Underwater Stereo-video Tools

The use of video camera systems in ecological studies of fish continues to gain traction as a viable, non-extractive method of measuring fish lengths and estimating fish abundance. We developed and implemented a rotating stereo-video camera tool that covers a full 360 degrees of sampling, which maximizes sampling effort compared to stationary camera tools. A variety of studies have detailed the ability of static, stereo-camera systems to obtain highly accurate and precise measurements of fish; the focus here was on the development of methodological approaches to quantify fish density using rotating camera systems. The first approach was to develop a modification of the metric MaxN, which typically is a conservative count of the minimum number of fish observed on a given camera survey. We redefine MaxN to be the maximum number of fish observed in any given rotation of the camera system. When precautions are taken to avoid double counting, this method for MaxN may more accurately reflect true abundance than that obtained from a fixed camera. Secondly, because stereo-video allows fish to be mapped in three-dimensional space, precise estimates of the distance-from-camera can be obtained for each fish. By using the 95% percentile of the observed distance from camera to establish species-specific areas surveyed, we account for differences in detectability among species while avoiding diluting density estimates by using the maximum distance a species was observed. Accounting for this range of detectability is critical to accurately estimate fish abundances. This methodology will facilitate the integration of rotating stereo-video tools in both applied science and management contexts.

We describe a new method for counting fishes, and estimating relative abundance (MaxN) and fish density using rotating stereo-video camera systems. We also demonstrate how to use distance from camera (Z distance) to estimate species-specific detectability.

Sviluppo di nuovi metodi per quantificare la densità di pesce utilizzando strumenti di Stereo-video subacquei

The use of video camera systems in ecological studies of fish continues to gain traction as a viable, non-extractive method of measuring fish lengths and ...

Ricerca

Ambiente

Protocol for Acute and Chronic Ecotoxicity Testing of the Turquoise Killifish Nothobranchius furzeri

The killifish Nothobranchius furzeri is an emerging model organism in the field of ecotoxicology and its applicability in acute and chronic ecotoxicity testing has been demonstrated. Overall, the sensitivity of the species to toxic compounds is in the range with, or higher than, that of other model species.
This work describes protocols for acute, chronic, and multigenerational bioassays of single and combined stressor effects on N. furzeri. Due to its short maturation time and life-cycle, this vertebrate model allows the study of endpoints such as maturation time and fecundity within four months. Transgenerational full life-cycle exposure trials can be performed in as little as 8 months. Since this species produces eggs that are drought-resistant and remain viable for years, the on-site culture of the species is not needed but individuals can be recruited when required. The protocols are designed to measure life-history traits (mortality, growth, fecundity, weight) and critical thermal maximum.

Protocol for Acute and Chronic Ecotoxicity Testing of the Turquoise Killifish Nothobranchius furzeri

In this work, we describe an acute, chronic and multigenerational bioassay to study the effects of single and combined stressors on the Turquoise killifish Nothobranchius furzeri. This protocol is designed to study life-history traits (mortality, growth, fecundity, weight) and critical thermal maximum.

Protocollo per acuto e prove di ecotossicità cronica del turchese Killifish Nothobranchius furzeri

The killifish Nothobranchius furzeri is an emerging model organism in the field of ecotoxicology and its applicability in acute and chronic ecotoxicity ...

Raising the Mexican Tetra Astyanax mexicanus for Analysis of Post-larval Phenotypes and Whole-mount Immunohistochemistry

River and cave-adapted populations of Astyanax mexicanus show differences in morphology, physiology, and behavior. Research focused on comparing adult forms has revealed the genetic basis of some of these differences. Less is known about how the populations differ at post-larval stages (at the onset of feeding). Such studies may provide insight into how cavefish survive through adulthood in their natural environment. Methods for comparing post-larval development in the laboratory require standardized aquaculture and feeding regimes. Here we describe how to raise fish on a diet of nutrient-rich rotifers in non-recirculating water for up to two-weeks post fertilization. We demonstrate how to collect post-larval fish from this nursery system and perform whole-mount immunostaining. Immunostaining is an attractive alternative to transgene expression analysis for investigating development and gene function in A. mexicanus. The nursery method can also be used as a standard protocol for establishing density-matched populations for growth into adults.

Raising the Mexican Tetra Astyanax mexicanus for Analysis of Post-larval Phenotypes and Whole-mount Immunohistochemistry

In this protocol, we demonstrate how to breed Astyanax mexicanus adults, raise the larvae, and perform whole-mount immunohistochemistry on post-larval fish to compare the phenotypes of surface and cave morphotypes.

Alzando la Tetra messicano Astyanax mexicanus per analisi di Post-larval fenotipi e Immunohistochemistry intero-monta

River and cave-adapted populations of Astyanax mexicanus show differences in morphology, physiology, and behavior. Research focused on comparing adult ...

Genetica

Using the FishSim Animation Toolchain to Investigate Fish Behavior: A Case Study on Mate-Choice Copying In Sailfin Mollies

Over the last decade, employing computer animations for animal behavior research has increased due to its ability to non-invasively manipulate the appearance and behavior of visual stimuli, compared to manipulating live animals. Here, we present the FishSim Animation Toolchain, a software framework developed to provide researchers with an easy-to-use method for implementing 3D computer animations in behavioral experiments with fish. The toolchain offers templates to create virtual 3D stimuli of five different fish species. Stimuli are customizable in both appearance and size, based on photographs taken of live fish. Multiple stimuli can be animated by recording swimming paths in a virtual environment using a video game controller. To increase standardization of the simulated behavior, the prerecorded swimming path may be replayed with different stimuli. Multiple animations can later be organized into playlists and presented on monitors during experiments with live fish.
In a case study with sailfin mollies (Poecilia latipinna), we provide a protocol on how to conduct a mate-choice copying experiment with FishSim. We utilized this method to create and animate virtual males and virtual model females, and then presented these to live focal females in a binary choice experiment. Our results demonstrate that computer animation may be used to simulate virtual fish in a mate-choice copying experiment to investigate the role of female gravid spots as an indication of quality for a model female in mate-choice copying.
Applying this method is not limited to mate-choice copying experiments but can be used in various experimental designs. Still, its usability depends on the visual capabilities of the study species and first needs validation. Overall, computer animations offer a high degree of control and standardization in experiments and bear the potential to &#39;reduce&#39; and &#39;replace&#39; live stimulus animals as well as to &#39;refine&#39; experimental procedures.

Using the FishSim Animation Toolchain to Investigate Fish Behavior: A Case Study on Mate-Choice Copying In Sailfin Mollies

Using the novel FishSim Animation Toolchain, we present a protocol for non-invasive visual manipulation of public information in the context of mate-choice copying in sailfin mollies. FishSim Animation Toolchain provides an easy-to-use framework for the design, animation and presentation of computer-animated fish stimuli for behavioral experiments with live test fish.

Utilizzando la Toolchain di animazione FishSim per indagare il comportamento dei pesci: un caso di studio su Mate-scelta copia In Mollies Sailfin

Over the last decade, employing computer animations for animal behavior research has increased due to its ability to non-invasively manipulate the ...

Comportamento

A Standardized Protocol for Preference Testing to Assess Fish Welfare

Animal welfare assessment techniques try to take into consideration the specific needs and wants of the animal in question. Providing enrichment (the addition of physical objects or conspecifics in the housing environment) is often a way to give captive animals the opportunity to choose who or what they interact with and how they spend their time. A fundamental component of the aquatic environment that is often overlooked in captivity, however, is the ability for the animal to choose to engage in physical exercise. For many animals, including fish, exercise is an important aspect of their life history, and is known to have many health benefits, including positive changes in the brain and behavior. Here we present a method for assessing habitat preferences in captive animals. The protocol could easily be adapted to look at a variety of environmental factors (e.g., gravel versus sand as a substrate, plastic plants versus live plants, low flow versus high flow of water) in different aquatic species, or for use with terrestrial species. Statistical assessment of preference is carried out using Jacob&#39;s preference index, which ranks the habitats from -1 (avoidance) to +1 (most preferred). With this information, it can be determined what the animal wants from a welfare perspective, including their preferred location.

A fundamental aspect of assessing the welfare of animals in captivity is to ask whether the animals have what they want. Here, we present a protocol to determine housing preference in the zebrafish (Danio rerio) with respect to the presence/absence of environmental enrichment and access to flowing of water.

Un protocollo standardizzato per i test delle preferenze per valutare il benessere dei pesci

Animal welfare assessment techniques try to take into consideration the specific needs and wants of the animal in question. Providing enrichment (the ...

A Novel Method of Drug Administration to Multiple Zebrafish (Danio rerio) and the Quantification of Withdrawal

Anxiety testing in zebrafish is often studied in combination with the application of pharmacological substances. In these studies, fish are routinely netted and transported between home aquaria and dosing tanks. In order to enhance the ease of compound administration, a novel method for transferring fish between tanks for drug administration was developed. Inserts that are designed for spawning were used to transfer groups of fish into the drug solution, allowing accurate dosing of all fish in the group. This increases the precision and efficiency of dosing, which becomes very important in long schedules of repeated drug administration. We implemented this procedure for use in a study examining the behavior of zebrafish in the light/dark test after administering ethanol with differing 21 day schedules. In fish exposed to daily-moderate amounts of alcohol there was a significant difference in location preference after 2 days of withdrawal when compared to the control group. However, a significant difference in location preference in a group exposed to weekly-binge administration was not observed. 
This protocol can be generalized for use with all types of compounds that are water-soluble and may be used in any situation when the behavior of fish during or after long schedules of drug administration is being examined. The light/dark test is also a valuable method of assessing withdrawal-induced changes in anxiety.

A Novel Method of Drug Administration to Multiple Zebrafish Danio rerio and the Quantification of Withdrawal

A novel method for reducing variability when exposing fish to drugs is explained. Fish exposed to various patterns of ethanol exposure were found to have altered anxiety levels during withdrawal in a light/dark scototaxic assay.

Un nuovo metodo di Drug Administration per multipli Zebrafish (<em&gt; Danio rerio</em&gt;) E la quantificazione di Recesso

Anxiety testing in zebrafish is often studied in combination with the application of pharmacological substances. In these studies, fish are routinely ...

Neuroscienze

Boldness, Aggression, and Shoaling Assays for Zebrafish Behavioral Syndromes

A behavioral syndrome exists when specific behaviors interact under different contexts. Zebrafish have been test subjects in recent studies and it is important to standardize protocols to ensure proper analyses and interpretations. In our previous studies, we have measured boldness by monitoring a series of behaviors (time near surface, latency in transitions, number of transitions, and darts) in a 1.5 L trapezoidal tank. Likewise, we quantified aggression by observing bites, lateral displays, darts, and time near an inclined mirror in a rectangular 19 L tank. By dividing a 76 L tank into thirds, we also examined shoaling preferences. The shoaling assay is a highly customizable assay and can be tailored for specific hypotheses. However, protocols for this assay also must be standardized, yet flexible enough for customization. In previous studies, end chambers were either empty, contained 5 or 10 zebrafish, or 5 pearl danios (D. albolineatus). In the following manuscript, we present a detailed protocol and representative data that accompany successful applications of the protocol, which will allow for replication of behavioral syndrome experiments.

This manuscript describes the setup, implementation, and analysis of boldness, aggression, and shoaling in zebrafish and testing for the presence of a behavioral syndrome. A standardized approach for behavioral quantification will allow for easier comparison across studies. Modifications to this protocol are possible as each assay can be run individually.

L&#39;audacia, l&#39;aggressività e saggi shoaling per Zebrafish comportamentali Sindromi

A behavioral syndrome exists when specific behaviors interact under different contexts. Zebrafish have been test subjects in recent studies and it is ...

Medicina

Regular Care and Maintenance of a Zebrafish (Danio rerio) Laboratory: An Introduction

This protocol describes regular care and maintenance of a zebrafish laboratory. Zebrafish are now gaining popularity in genetics, pharmacological and behavioural research. As a vertebrate, zebrafish share considerable genetic sequence similarity with humans and are being used as an animal model for various human disease conditions. The advantages of zebrafish in comparison to other common vertebrate models include high fecundity, low maintenance cost, transparent embryos, and rapid development. Due to the spur of interest in zebrafish research, the need to establish and maintain a productive zebrafish housing facility is also increasing. Although literature is available for the maintenance of a zebrafish laboratory, a concise video protocol is lacking. This video illustrates the protocol for regular housing, feeding, breeding and raising of zebrafish larvae. This process will help researchers to understand the natural behaviour and optimal conditions of zebrafish husbandry and hence troubleshoot experimental issues that originate from the fish husbandry conditions. This protocol will be of immense help to researchers planning to establish a zebrafish laboratory, and also to graduate students who are intending to use zebrafish as an animal model.

Regular Care and Maintenance of a Zebrafish Danio rerio Laboratory: An Introduction

This protocol outlines regular maintenance and care to maintain optimal conditions for zebrafish husbandry. The video illustrates the protocol for system maintenance, regular housing, feeding, breeding, and raising of zebrafish larvae.

Cura e manutenzione periodiche di Zebrafish (<em&gt; Danio rerio</em&gt;) Laboratorio: Introduzione

This protocol describes regular care and maintenance of a zebrafish laboratory. Zebrafish are now gaining popularity in genetics, pharmacological and ...

Biologia

Gamete Collection and In Vitro Fertilization of Astyanax mexicanus

Astyanax mexicanus is emerging as a model organism for a variety of research fields in biological science. Part of the recent success of this teleost fish species is that it possesses interfertile cave and river-dwelling populations. This enables the genetic mapping of heritable traits that were fixed during adaptation to the different environments of these populations. While this species can be maintained and bred in the lab, it is challenging to both obtain embryos during the daytime and create hybrid embryos between strains. In vitro fertilization (IVF) has been used with a variety of different model organisms to successfully and repeatedly breed animals in the lab. In this protocol, we show how, by acclimatizing A. mexicanus to different light cycles coupled with changes in water temperature, we can shift breeding cycles to a chosen time of the day. Subsequently, we show how to identify suitable parental fish, collect healthy gametes from males and females, and produce viable offspring using IVF. This enables related procedures such as the injection of genetic constructs or developmental analysis to occur during normal working hours. Furthermore, this technique can be used to create hybrids between the cave and surface-dwelling populations, and thereby enable the study of the genetic basis of phenotypic adaptations to different environments.

Gamete Collection and In Vitro Fertilization of Astyanax mexicanus

In vitro fertilization is a commonly used technique with a variety of model organisms to maintain lab populations and produce synchronized embryos for downstream applications. Here, we present a protocol that implements this technique for different populations of the Mexican tetra fish, Astyanax mexicanus.

Collezione Gamete e Fecondazione in vitro di Astyanax mexicanus

Astyanax mexicanus is emerging as a model organism for a variety of research fields in biological science. Part of the recent success of this teleost fish ...

Sperm Collection and Computer-Assisted Sperm Analysis in the Teleost Model Japanese Medaka (Oryzias latipes)

Japanese medaka (Oryzias latipes) is a teleost fish and&#160;an emerging vertebrate model for ecotoxicology, developmental, genetics, and physiology research. Medaka is also used extensively to investigate vertebrate reproduction, which is an essential biological function as it allows a species to perpetuate. Sperm quality is an important indicator of male fertility and, thus, reproduction success. Techniques for extracting sperm and sperm analysis are well documented for many species, including teleost fish. Collecting sperm is relatively simple in larger fish but can be more complicated in small model fish as they produce less sperm and are more delicate. This article, therefore, describes two methods of sperm collection in the small model fish, Japanese medaka: testes dissection and abdominal massage. This paper demonstrates that both approaches are feasible for medaka and shows that abdominal massage can be performed a repeated number of times as the fish quickly recover from the procedure. This article also describes a protocol for computer-assisted sperm analysis in medaka to objectively assess several important indicators of medaka sperm quality (motility, progressivity, duration of motility, relative concentration). These procedures, specified for this useful small teleost model, will greatly enhance understanding of the environmental, physiological, and genetic factors influencing fertility in vertebrate males.

Sperm Collection and Computer-Assisted Sperm Analysis in the Teleost Model Japanese Medaka Oryzias latipes

This article describes two quick and efficient methods for collecting sperm from the small model fish medaka (Oryzias latipes), as well as a protocol for reliably assessing sperm quality using computer-assisted sperm analysis (CASA).

Raccolta spermatica e analisi dello sperma assistita da computer nel modello Teleoste Medaka giapponese (Oryzias latipes)

Japanese medaka (Oryzias latipes) is a teleost fish and&#160;an emerging vertebrate model for ecotoxicology, developmental, genetics, and physiology ...

Metodi di base per lo studio dell'ecologia riproduttiva dei pesci in Aquaria

Riepilogo

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