Name: basic methods for the study of reproductive ecology of fish in aquaria
Uploaded: 2017-07-20T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 25 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Basic Methods for the Study of Reproductive Ecology of Fish in Aquaria at JoVE.com

Agradecemos a S. Yokoyama pela assistência à coleta de peixe. Também agradecemos a W. Kawamura por conselhos úteis sobre os métodos de criação. Este estudo foi apoiado pela Sociedade Japonesa para a Promoção da Ciência (KAKENHI) através de subsídios (nº 24370006 e 16K07507) atribuídos a TS

1. Coletando e Transportando Peixe Vivo NOTA: Este protocolo descreve como coletar peixes que possuem uma bexiga de gás, de uma profundidade ≥ 15 m para a superfície. O transporte rápido para a superfície induzirá a expansão da veia do gás por uma mudança de pressão, que pode prejudicar ou matar os peixes. O cuidado é garantido, pois os danos causados ​​aos peixes durante este primeiro passo afetarão negativamente a sua sobrevivência e comportamento posterior. <ol><li> Antes de mergulhar com SCUBA, junte os seguintes materiais: uma rede manual apropriada para capturar a espécie alvo debaixo d&#39;água; Sacos duplos de polietileno que são grandes o suficiente para o peixe; Bandas de borracha (ø 80 mm x 6 mm); Um cilindro de oxigênio para inflar os sacos de coleta na superfície; O Elbagin, que é um antimicrobiano, compreende 10% de nifurstrirenato de sódio; Uma caixa de espuma de poliestireno para colocar os sacos de recolha; Pipetas; E, se necessário (consulte o passo 1.4), uma corda com um comprimentoEquivalente a profundidade máxima de mergulho, bem como um peso de pelo menos 2 kg. </li><li> Recolher as espécies de peixes alvo com uma rede de mão enquanto mergulha; Enquanto ainda está subaquático, coloque o peixe capturado em uma bolsa de polietileno e prenda a boca do saco com uma fita de borracha. Se levará ≥ 1 dia para transportar o peixe para um aquário, também preservar a água do habitat natural em outros sacos, para ser usado para renovar a água que consome peixes. NOTA: Para segurança, as tarefas subaquáticas devem ser trabalhadas por pelo menos duas pessoas. </li><li> Superfície do ponto de coleta com os sacos de peixe a uma velocidade não superior a 1 m / min: a uma profundidade de 10 m ou mais, pare de subir de 1 a 5 minutos a cada 2 m; E de uma profundidade de 10 m para a superfície, para 1 a 5 min a cada 1 m. Quando o peixe capturado é incapaz de manter a sua flutuabilidade no saco ( ou seja , se eles flutuam com uma vasilha de gás expandida enquanto ainda tentam nadar em direção ao fundo), mantenha a mesma profundidade por 1 a 5 min ouScend para 1 - 2 m mais profundo. Uma vez que os peixes parecem recuperar sua flutuabilidade, retome a ascensão para a superfície. NOTA: Se houver a possibilidade de que o ar no tanque SCUBA se esgote enquanto suba, prenda uma corda no saco de polietileno e coloque um peso ≥ 2 kg; Depois que o operador subaquático subiu de forma segura, puxe isto para a superfície com as mesmas velocidades estipuladas acima. </li><li> Na praia ou no barco, dissolva 10 ppm de Elbagin na água de cada saco de polietileno após o revestimento. NOTA: Embora alguns peixes possam não conseguir manter sua flutuabilidade logo após serem trazidos para a superfície, a maioria pode esperar recuperar em um dia. </li><li> Se a densidade de peixe em uma bolsa de coleta for alta, divida o peixe entre mais sacos para evitar que eles se danifiquem se esfregando um contra o outro durante o transporte. Se o peixe é uma espécie agressiva, divida-os individualmente entre os sacos. </li><li> Inflar o saco de recolha com oxigénio e novamente selar a boca da bolsa utilizando rUbberbands. Ao introduzir o oxigênio no saco, abaixe o bico na água do saco para aumentar o teor de oxigênio dissolvido; O saco totalmente expandido deve ser 1/4 cheio com água. </li><li> Mantenha as bolsas de recolha com peixe em uma caixa de espuma de poliestireno, para manter uma temperatura estável da água e diminuir o estresse do peixe em condições escuras. </li><li> Se levará ≥ 1 dia para transportar o peixe para um aquário, uma vez por dia troque 1/4 a 1/3 da água em cada saco de manutenção de peixes, usando água retida do habitat ao qual foi adicionado 10 ppm Elbagin , E reembalar cada um com oxigênio. Todos os dias, retire os peixes mortos e as excretas no fundo pela rede manual ou pela pipeta. NOTA: Se o transporte de avião estiver envolvido, espere pelo menos 1 dia para acalmar peixes à pressão do ar na superfície antes do transporte, porque a mudança de pressão de dois passos (de subaquática para superfície e superfície para ar superior) no curto prazo pode afetar negativamente A sobrevivência do peixe. </l<html> I&gt; </ol> 2. Aclimatando o peixe a um aquário <ol><li> Flutue a bolsa contendo peixes em um aquário por 30 minutos para igualar a temperatura da água. </li><li> Durante um período de 10 min, troque gradualmente a água do saco com água do aquário, para evitar o choque causado por uma diferença repentina na química da água ( por exemplo , pH, salinidade). NOTA: Um peixe que fica chocado com uma diferença muito grande na química da água pode exibir uma alteração anormal na cor e / ou no comportamento do corpo. Monitore isso com cuidado durante a aclimatação. </li><li> Dissolver 10 ppm de Elbagin na água do aquário. </li><li> Posteriormente, uma vez ao dia durante 3 dias, renovar 1/3 da água do aquário, tendo adicionado 10 ppm de Elbagin à água de reposição. </li><li> Finalmente, comece a eliminar o Elbagin trocando metade da água do aquário uma vez por dia, até que a cor fade. </li></ol> 3. Injetar uma etiqueta de elastômero de implante visível (VIE) para identificar peixes individuais T &quot;&gt; NOTA: Neste trabalho, os peixes individuais são identificados usando etiquetas VIE, por exemplo, consulte Frederick 10 , Olsen e Vøllestad 11 e Leblanc e Noakes 12. Além disso, se a espécie do estudo for grande o suficiente para segurar uma mão , A tabela cirúrgica utilizada no passo 3.2 não será necessária. <ol><li> Determine a posição da injeção e marque a cor para cada indivíduo. A opção mais segura é escolher um ponto de injeção na parte dorsal musculosa grossa ou caudal do corpo e evitar a injeção no abdômen onde os órgãos internos podem ser perfurados. NOTA: Um sistema de numeração é descrito na Figura 1 : se a espécie do estudo for suficientemente grande para injeção em 8 posições possíveis, este sistema permitirá a identificação de 154 indivíduos usando uma única cor. Dez cores das etiquetas VIE estão disponíveis comercialmente. Escolha a cor distinguível com base na cor do corpo dos peixes. </li><li> &lt;Forte&gt; Para peixes que são menores do que podem ser mantidos na mão, prepare uma tabela cirúrgica da seguinte maneira (consulte também Kinkel et al ., 13 ) ( Figura 2 ). <ol><li> Corte uma esponja macia que mede 5 cm L x 5 cm W e que seja pelo menos 5-10 mm inferior à altura de uma placa de Petri. </li><li> Corte uma ranhura na esponja de aproximadamente 5 a 10 mm de profundidade e ajuste sua largura à da largura corporal aproximada do peixe. Corte a placa de cloreto de polivinilo (PVC) (0,3 mm de espessura) até 5 cm L x 5 cm W e dobre-a em uma dobra do vale (ou em forma de M). </li><li> Coloque a placa de PVC ranhurada em cima da esponja ranhurada e, em seguida, coloque a esponja na placa Petri (ø 160 mm, 30 mm de profundidade). Use água do tanque de recuperação para encher a placa de Petri até que a placa de PVC esteja suavemente imersa. </li></ol></li><li> Prepare as etiquetas VIE de acordo com o manual de marcação VIE. Misture os materiais elastoméricos e adicione a mistura ao syri de 3 ml.Nge com agulha de calibre 29, conforme contida no kit. </li><li> Prepare dois tanques de água para usar enquanto executa as injeções de etiquetas: uma para anestesia e outra para recuperação; Ajuste a temperatura e a concentração de salinidade destes para combinar a água no aquário de criação. Use uma bomba de ar com uma pedra de ar para circular levemente a água no tanque de recuperação. </li><li> Prepare um líquido de anestesia misturando 2-metilquinolina com um volume igual de 99,5% de etanol; Adicione isso ao tanque de anestesia para atingir uma concentração de 18 ppm. NOTA: A concentração ideal do líquido de anestesia dependerá da espécie e do tamanho corporal dos indivíduos. Portanto, examine a concentração ideal para as espécies de estudo com antecedência. </li><li> Transfira peixes individuais para o tanque de anestesia e deixe-os anestesiar: é esperar que os peixes não reajam a tocar ou a aquecer as vibrações quando o tanque é pressionado. À medida que a cor do corpo muda quando é anesthetiZed em muitos peixes, também monitorar cuidadosamente a cor do corpo e avaliar se o peixe é anestesiado a partir de suas mudanças. Porque há alguma possibilidade de que os peixes possam saltar do tanque de anestesia, mantê-lo coberto usando uma placa acrílica transparente, pelo menos até o peixe começar a se mover devagar. NOTA: ajuste o tempo necessário para anestesiar e / ou ajustar a concentração de líquido de anestesia, dependendo das espécies do estudo e do seu tamanho corporal. Se o movimento do opérculo for interrompido pela anestesia, o peixe estará em alto risco de morte. </li><li> Como os peixes enfraquecerão se seu corpo estiver aquecido, mantenha os dedos na água relativamente fria enquanto anestesia o peixe. </li><li> Levante um peixe do tanque de anestesia e avalie-o rapidamente ou registre os dados necessários (comprimento total, sexo, etc. ). Se um peixe parece recuperar durante a medição, transfira-o imediatamente para o tanque de anestesia. </li><li> Transfira o peixe para uma mesa cirúrgica. Coloque o lado ventral do peixe para baixo em tO sulco do PVC. Se o tamanho do corpo é muito pequeno, use um microscópio binocular ao fazer a injeção. Se a espécie do estudo for grande o suficiente para segurar uma mão, injete a etiqueta VIE enquanto ela está sendo mantida. </li><li> Posicione o lado chanfrado da agulha para o exterior e apontado para a cabeça do peixe. Insira a agulha subcutaneamente, mais ou menos paralelamente ao corpo, e tão perto quanto possível da pele. Ajuste a profundidade de inserção dependendo do tamanho do corpo do peixe e da facilidade para finalmente ver a etiqueta. </li><li> Injete a etiqueta VIE enquanto retira a agulha e pare a injeção antes que o chanfro da agulha atinja o ponto de entrada da agulha (isso será fácil de discernir se injetar a etiqueta em uma área relativamente ampla). </li><li> Ao completar a injeção de etiquetas, transfira imediatamente o peixe para o tanque de recuperação. Se a recuperação parecer muito lenta, circule suavemente a água manualmente. </li><li> Após a recuperação, devolver o peixe ao aquário de criação e continuar a adicionar 10 ppm de ElBagin para a água por 3 dias. NOTA: Em condições de baixa visibilidade para etiquetas VIE, a luz filtrada UVA facilitará o reconhecimento das tags. </li></ol> 4. Contando os ovos adesivos Demersal <ol><li> Para criar um ninho de criação artificial ao qual o peixe pode depositar ovos adesivos, corte um tubo de PVC opaco (ø 5 cm, 6 cm de comprimento) ao meio, perpendicular ao diâmetro. NOTA: O tamanho do tubo acima é adequado para gerar o T. smally pequeno relativamente pequeno. Assim, ajuste o tamanho do tubo de PVC e forme, conforme apropriado para as espécies do estudo. </li><li> Imprima uma grade de 5 mm x 5 mm em uma folha impermeável e corte-a para caber na área interna do tubo de PVC. </li><li> Corrija a chapa impermeável no interior do tubo de PVC usando uma fita de borracha. NOTA: Se é difícil para as fêmeas colocar ovos na folha impermeável, e os ovos caem da folha, faça a folha texturizada com lixa. </li><li> Cubra o fundo do aquário com uma camada de areia, 1- 2 cm de espessura. Insira aproximadamente um terço do tubo de PVC obliquamente na areia, com o lado fixo da folha para baixo. </li><li> Após o aparecimento do peixe, remova a folha com a massa de ovo do tubo de PVC e coloque-a em uma placa de Petri com água de aquário. Corrija uma nova folha dentro do tubo de PVC e coloque esta de volta no fundo do aquário. Finalmente, conte os ovos fotografando a massa de ovo. <ol><li> Alternativamente, se as observações do cuidado dos óleos parentais forem realizadas após a reprodução, tenha cuidado para não retirar os ovos da água. Em vez disso, use uma placa de Petri para colher os ovos e as folhas juntamente com a água do aquário, fotografar a massa de ovo rapidamente e, em seguida, reafirmar cuidadosamente a folha com a massa de ovo de volta para o mesmo tubo de PVC antes de retornar a sua posição original no Fundo do aquário. Finalmente, conte os ovos usando a imagem. </li></ol></li><li> Conte os ovos usando ImageJ ( Figura 3 </stroNg&gt;). Estes métodos de contagem celular automática e manual são explicados detalhadamente no seguinte: Contagem celular básica (The University of Chicago, Integrated Core Microscopy Core Facility, http://digital.bsd.uchicago.edu/image_j.php); Análise de partículas (http://imagej.net/Particle_Analysis); Contador de células (https://imagej.net/Cell_Counter). <ol><li> Caso contrário, se os ovos forem depositados densamente, avalie o número de ovos calculando a relação área-densidade: conte os ovos em uma grade impressa de 5 x 5 mm 2 para calcular a densidade do ovo, mede a área de superfície coberta por ovos por ImageJ, E estimar o número total de ovos acima da densidade por unidade e área de superfície. O método de medição da área de superfície acima por ImageJ é explicado no seguinte: Definir escala ... (Branch de Serviços de Pesquisa, https://imagej.nih.gov/ij/docs/menus/analyze.html); Explica como definir a escala espacial da imagem; Usando ImageJ para medir área de superfície (Keene State College, AcademicTecnologia, https://dept.keene.edu/at/2011/04/15/by-matthew-ragan/). NOTA: Se os ovos são transparentes, a folha à prova de água preta é mais adequada para o método de contagem automática porque ImageJ pode reconhecer o contorno dos ovos individualmente. </li></ol></li></ol>

<ol>
	<li>Helfman, G., Collette, B. B., Facey, D. E., Bowen, B. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Diversity of Fishes: Biology, Evolution, and Ecology. , (2009).</li><li>Davies, N. B., Krebs, J. R., West, S. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> An Introduction to Behavioural Ecology. , (2012).</li><li>Fukuda, K., Manabe, H., Sakurai, M., Dewa, S., Shinomiya, A., Sunobe, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Monogamous+mating+system+and+sexuality+in+the+gobiid+fish,+Trimma+marinae+(Actinopterygii:+Gobiidae).">Monogamous mating system and sexuality in the gobiid fish, Trimma marinae (Actinopterygii: Gobiidae).</a> J Ethol. 35 (1), 121-130 (2017).</li><li>Manabe, H., Matsuoka, M., Goto, K., Dewa, S., Shinomiya, A., Sakurai, M., Sunobe, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bi-directional+sex+change+in+the+gobiid+fish+Trimma+sp.:+does+size-advantage+exist?.">Bi-directional sex change in the gobiid fish Trimma sp.: does size-advantage exist?.</a> Behaviour. 145 (1), 99-113 (2008).</li><li>Sakurai, M., Nakakoji, S., Manabe, H., Dewa, S., Shinomiya, A., Sunobe, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Bi-directional+sex+change+and+gonad+structure+in+the+gobiid+fish+Trimma+yanagitai.">Bi-directional sex change and gonad structure in the gobiid fish Trimma yanagitai.</a> Ichthyol Res. 56 (1), 82-86 (2009).</li><li>Sunobe, T., Nakazono, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sex+change+in+both+directions+by+alteration+of+social+dominance+in+Trimma+okinawae+(Pisces:+Gobiidae).">Sex change in both directions by alteration of social dominance in Trimma okinawae (Pisces: Gobiidae).</a> Ethology. 94 (4), 339-345 (1993).</li><li>Wong, M. Y., Munday, P. L., Buston, P. M., Jones, G. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Monogamy+when+there+is+potential+for+polygyny:+tests+of+multiple+hypotheses+in+a+group-living+fish.">Monogamy when there is potential for polygyny: tests of multiple hypotheses in a group-living fish.</a> Behav Ecol. 19 (2), 353-361 (2008).</li><li>Kuwamura, T., Suzuki, S., Tanaka, N., Ouchi, E., Karino, K., Nakashima, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Sex+change+of+primary+males+in+a+diandric+labrid+Halichoeres+trimaculatus:+coexistence+of+protandry+and+protogyny+within+a+species.">Sex change of primary males in a diandric labrid Halichoeres trimaculatus: coexistence of protandry and protogyny within a species.</a> J Fish Biol. 70 (6), 1898-1906 (2007).</li><li>Winterbottom, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Two+new+species+of+the+Trimma+tevegae+species+group+from+the+Western+Pacific+(Percomorpha:+Gobiidae).">Two new species of the Trimma tevegae species group from the Western Pacific (Percomorpha: Gobiidae).</a> Aqua J Ichthyol Aquat Biol. 10, 29-38 (2005).</li><li>Frederick, J. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Evaluation+of+fluorescent+elastomer+injection+as+a+method+for+marking+small+fish.">Evaluation of fluorescent elastomer injection as a method for marking small fish.</a> Bull Mar Sci. 61 (2), 399-408 (1997).</li><li>Olsen, E. M., V&#248;llestad, L. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+evaluation+of+visible+implant+elastomer+for+marking+age-0+brown+trout.">An evaluation of visible implant elastomer for marking age-0 brown trout.</a> N Am J Fish Manag. 21 (4), 967-970 (2001).</li><li>Leblanc, C. A., Noakes, D. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Visible+implant+elastomer+(VIE)+tags+for+marking+small+rainbow+trout.">Visible implant elastomer (VIE) tags for marking small rainbow trout.</a> N Am J Fish Manag. 32 (4), 716-719 (2012).</li><li>Kinkel, M. D., Eames, S. C., Philipson, L. H., Prince, V. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intraperitoneal+injection+into+adult+zebrafish.">Intraperitoneal injection into adult zebrafish.</a> J Vis Exp. (42), e2126 (2010).</li><li>Reavis, R. H., Grober, M. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=An+integrative+approach+to+sex+change:+social,+behavioural+and+neurochemical+changes+in+Lythrypnus+dalli+(Pisces).">An integrative approach to sex change: social, behavioural and neurochemical changes in Lythrypnus dalli (Pisces).</a> Acta Ethol. 2 (1), 51-60 (1999).</li><li>Milinski, M., Bakker, T. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Female+sticklebacks+use+male+coloration+in+mate+choice+and+hence+avoid+parasitized+males.">Female sticklebacks use male coloration in mate choice and hence avoid parasitized males.</a> Nature. 344, 330-333 (1990).</li><li>Basolo, A. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Phylogenetic+evidence+for+the+role+of+a+pre-existing+bias+in+sexual+selection.">Phylogenetic evidence for the role of a pre-existing bias in sexual selection.</a> Proc R Soc Lond B Biol Sci. 259 (1356), 307-311 (1995).</li><li>Milinski, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimal+forging:+the+influence+of+intraspecific+competition+on+diet+selection.">Optimal forging: the influence of intraspecific competition on diet selection.</a> Behav Ecol Sociobiol. 11 (2), 109-115 (1982).</li><li>Manabe, H., Ishimura, M., Shinomiya, A., Sunobe, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Field+evidence+for+bidirectional+sex+change+in+the+polygynous+gobiid+fish+Trimma+okinawae.">Field evidence for bidirectional sex change in the polygynous gobiid fish Trimma okinawae.</a> J Fish Biol. 70 (2), 600-609 (2007).</li><li>Stammler, K. L., Corkum, L. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Assessment+of+fish+size+on+shelter+choice+and+intraspecific+interactions+by+round+gobies+Neogobius+melanostomus.">Assessment of fish size on shelter choice and intraspecific interactions by round gobies Neogobius melanostomus.</a> Environ Biol Fishes. 73 (2), 117-123 (2005).</li><li>Matsumoto, Y., Tawa, A., Takegaki, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Female+mate+choice+in+a+paternal+brooding+blenny:+the+process+and+benefits+of+mating+with+males+tending+young+eggs.">Female mate choice in a paternal brooding blenny: the process and benefits of mating with males tending young eggs.</a> Ethology. 117 (3), 227-235 (2011).</li><li>McCormick, M. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Behaviorally+induced+maternal+stress+in+a+fish+influences+progeny+quality+by+a+hormonal+mechanism.">Behaviorally induced maternal stress in a fish influences progeny quality by a hormonal mechanism.</a> Ecology. 79 (6), 1873-1883 (1998).</li><li>Knaepkens, G., Bruyndoncx, L., Coeck, J., Eens, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spawning+habitat+enhancement+in+the+European+bullhead+(Cottus+gobio),+an+endangered+freshwater+fish+in+degraded+lowland+rivers.">Spawning habitat enhancement in the European bullhead (Cottus gobio), an endangered freshwater fish in degraded lowland rivers.</a> Biodivers Conserv. 13 (13), 2443-2452 (2004).</li><li>Shiogaki, M., Dotsu, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+life+history+of+the+gobiid+fish,+Zonogobius+boreus.">The life history of the gobiid fish, Zonogobius boreus.</a> Bulletin of the Faculty of Fisheries, Nagasaki University. 37, 1-8 (1974).</li><li>Meunier, B., Yavno, S., Ahmed, S., Corkum, L. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=First+documentation+of+spawning+and+nest+guarding+in+the+laboratory+by+the+invasive+fish,+the+round+goby+(Neogobius+melanostomus).">First documentation of spawning and nest guarding in the laboratory by the invasive fish, the round goby (Neogobius melanostomus).</a> J Great Lakes Res. 35 (4), 608-612 (2009).</li></ol>

Os autores não têm nada a divulgar.

A ecologia reprodutiva de numerosos peixes foi frequentemente revelada através da criação experimental. Especialmente, mudança de sexo 6 , 8 , 14 , escolha do parceiro 15 , 16 e competição intraespecífica 7 , 17 foram tópicos freqüentes de investigações detalhadas usando peixes mantidos por aquário. ...

A evolução adaptativa espetacular é evidente na morfologia, ecologia e comportamento dos peixes 1 . Especialmente, as características ecológicas relacionadas à reprodução são especialmente diversas, e a maioria delas pode ser diretamente influenciada pela condição física individual 2 . Para obter informações sobre as pressões seletivas que levaram à evolução de características únicas em diferentes espécies de peixes, a observação direta de comportamentos reprodutivos e sociais usando peixes vivos é muitas vezes benéfica para fundamentar hipóteses teóricas. No entanto, as observações de campo contínuas de peixes podem exigir equipamento subaquático especializado e instalações difíceis de manter. Nestes casos, as observações de peixes criados pelo aquário capturados de forma selvagem podem ser úteis 3 , 4 , 5 . Além disso, observações eficientes de comportamentos de peixes que são raras ou difíceisO ult para observar sob condições naturais pode tornar-se possível através da manipulação de experimentos em aquários 6 , 7 , 8 . A criação de peixes em boas condições, minimizando o estresse artificial e o dano físico é fundamental para investigações ecológicas precisas. O gafanhoto Trimma marinae atinge o comprimento total de 23-25 ​​mm e é distribuído no Oceano Pacífico ocidental, onde é encontrado em baías abrigadas e silenciosas, a profundidades de 9-26 m 9 . Neste trabalho, T. marinae é usado como modelo para descrever uma série de técnicas básicas para a coleta de peixe usando o aparelho de respiração subaquática autônomo (SCUBA), transporte de peixe e eventual aclimatação do peixe para aquários para observação direta Do comportamento reprodutivo e da ecologia das espécies de estudo.

<table><tbody><tr><td>Hand net</td><td>Nisso</td><td>AQ-17</td><td>Select for the target species size.</td></tr><tr><td>Polyethylene bag</td><td>San-U Fish Farm</td><td>8194</td><td></td></tr><tr><td>Rubber band</td><td>ESCO Co. LTD.</td><td>78-0420-64</td><td>&amp;oslash; 80 mm x 6 mm</td></tr><tr><td>Oxygen cylinder</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Oxgen cylinder for diving equipment suits.</td></tr><tr><td>Elbagin</td><td>Japan Pet Design Co. Ltd.</td><td>75950</td><td>Pafurazine F (provided from same company) is equivalent drug to Elbagin.</td></tr><tr><td>Polystyrene foam box</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Pipette</td><td>AS ONE</td><td>1-8625-04</td><td></td></tr><tr><td>Rope</td><td>Mizukami Kinzoku Co. LTD.</td><td>95301601</td><td></td></tr><tr><td>Weight</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>Weight for diving equipment suits.</td></tr><tr><td>Water tank</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Air pump</td><td>KOTOBUKI</td><td>4972814 062115</td><td></td></tr><tr><td>Air stone</td><td>KOTOBUKI</td><td>4972814 232204</td><td></td></tr><tr><td>2-Methylquinoline&amp;nbsp;</td><td>Wako</td><td>170-00376</td><td></td></tr><tr><td>Ethanol (99.5)</td><td>Wako</td><td>057-00456</td><td></td></tr><tr><td>Visible implant elastomer tag kit</td><td>Northwest Marine Technology</td><td>N/A</td><td>http://www.nmt.us/products/vie/vie.shtml</td></tr><tr><td>Soft sponge</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>PVC board</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>0.3 mm thickness is easy to use.</td></tr><tr><td>Petri dish</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>A large one, such as&amp;nbsp; &amp;oslash; 160 mm and 30 mm depth, is convenient for the injection of the VIE tag.</td></tr><tr><td>Transparent acrylic board</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>UVA filtered light&amp;nbsp;</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>PVC pipe</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td>&amp;oslash; 5 cm</td></tr><tr><td>Waterproof sheet</td><td>SOMAR Corp.</td><td>3EKW03</td><td>The film for the plain copier.</td></tr><tr><td>Sand</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Stereo microscope</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Camera</td><td>N/A</td><td>N/A</td><td></td></tr></tbody></table>

basic methods for the study of reproductive ecology of fish in aquaria

As observações criativas são valiosas para revelar aspectos do comportamento dos peixes e da ecologia quando as investigações de campo contínuas são impossíveis. Aqui, uma série de técnicas básicas são descritas para permitir observações do comportamento reprodutivo de um peixe gobiid capturado na selva, como modelo, mantido em um aquário. O método se concentra em três etapas: coleta, transporte e observações de ecologia reprodutiva de um reprodutor de substratos. Os aspectos essenciais da coleta e transporte de peixes vivos são (1) evitando lesões nos peixes e (2) aclimatação cuidadosa ao aquário. Evitar danos causados ​​por lesões, como arranhões ou uma mudança brusca de pressão da água, é imperativo ao coletar peixes vivos, pois qualquer dano físico provavelmente afetará negativamente a sobrevivência e o comportamento posterior do peixe. A aclimatação cuidadosa aos aquários diminui a incidência de morte e mitiga o choque do transporte. As observações durante a criação em cativeiro incluem (1) a identificação de indiviDuplo peixe e (2) monitoramento de ovos gerados sem efeitos negativos para o peixe ou os ovos, permitindo uma investigação detalhada da ecologia reprodutiva das espécies do estudo. A injeção subcutânea de uma etiqueta de elastômero de implante visível (VIE) é um método preciso para a identificação subseqüente de peixes individuais, e pode ser usado com uma grande variedade de peixes, com influência mínima em sua sobrevivência e comportamento. Se a espécie de estudo é um criador de substrato que deposita ovos adesivos, um local de nidificação artificial construído a partir de tubos de cloreto de polivinilo (PVC) com a adição de uma folha impermeável removível facilitará a contagem e monitoramento dos ovos, diminuindo a influência do investigador sobre a retenção do ninho E o comportamento de guarda dos ovos dos peixes. Embora este método básico implique técnicas que são raramente mencionadas em detalhes em artigos de pesquisa, são fundamentais para a realização de experimentos que exigem a criação em cativeiro de um peixe selvagem.

Seguindo os métodos acima, 41, 15 e 96 indivíduos de T. marinae foram coletados em abril de 2014, 2015 e 2016, respectivamente, no exterior de Amami Oshima, Prefeitura de Kagoshima, Japão ( Tabela 1 ). Em cada caso, viviam 25 (61%), 14 (93%) e 91 (95%) até depositar ovos em um aquário. Conforme relatado em Fukuda et al . 3 , apenas um peixe morreu antes do final do período de observação em 2014, e a criação de peixes, d...

Watch this Scientific Journal Video about Basic Methods for the Study of Reproductive Ecology of Fish in Aquaria at JoVE.com

Basic Methods for the Study of Reproductive Ecology of Fish in Aquaria

Uma série de métodos básicos para permitir o estudo da ecologia reprodutiva de peixes mantidos em aquários são descritos. Estes são protocolos úteis para a coleta de peixe usando SCUBA, transporte de peixes vivos e observação do comportamento reprodutivo de peixes selvagens capturados em aquários.

Métodos Básicos para o Estudo da Ecologia Reprodutiva do Peixe em Aquário

Captive-rearing observations are valuable for revealing aspects of fish behavior and ecology when continuous field investigations are impossible. Here, a ...

basic-methods-for-the-study-of-reproductive-ecology-of-fish-in-aquaria

Research

JoVE Journal

Behavior

11.5K visualizações.  Tokyo University of Marine Science and Technology.  Uma série de métodos básicos para permitir o estudo da ecologia reprodutiva de peixes mantidos em aquários são descritos. Estes são protocolos úteis para a coleta de peixe usando SCUBA, transporte de peixes vivos e observação do comportamento reprodutivo de peixes selvagens capturados em aquários. 

Vídeo: Basic Methods for the Study of Reproductive Ecology of Fish in Aquaria

Development of New Methods for Quantifying Fish Density Using Underwater Stereo-video Tools

The use of video camera systems in ecological studies of fish continues to gain traction as a viable, non-extractive method of measuring fish lengths and estimating fish abundance. We developed and implemented a rotating stereo-video camera tool that covers a full 360 degrees of sampling, which maximizes sampling effort compared to stationary camera tools. A variety of studies have detailed the ability of static, stereo-camera systems to obtain highly accurate and precise measurements of fish; the focus here was on the development of methodological approaches to quantify fish density using rotating camera systems. The first approach was to develop a modification of the metric MaxN, which typically is a conservative count of the minimum number of fish observed on a given camera survey. We redefine MaxN to be the maximum number of fish observed in any given rotation of the camera system. When precautions are taken to avoid double counting, this method for MaxN may more accurately reflect true abundance than that obtained from a fixed camera. Secondly, because stereo-video allows fish to be mapped in three-dimensional space, precise estimates of the distance-from-camera can be obtained for each fish. By using the 95% percentile of the observed distance from camera to establish species-specific areas surveyed, we account for differences in detectability among species while avoiding diluting density estimates by using the maximum distance a species was observed. Accounting for this range of detectability is critical to accurately estimate fish abundances. This methodology will facilitate the integration of rotating stereo-video tools in both applied science and management contexts.

We describe a new method for counting fishes, and estimating relative abundance (MaxN) and fish density using rotating stereo-video camera systems. We also demonstrate how to use distance from camera (Z distance) to estimate species-specific detectability.

Desenvolvimento de novos métodos para quantificar a densidade de peixes usando ferramentas de estéreo-vídeo subaquáticas

The use of video camera systems in ecological studies of fish continues to gain traction as a viable, non-extractive method of measuring fish lengths and ...

Ambiente

Protocol for Acute and Chronic Ecotoxicity Testing of the Turquoise Killifish Nothobranchius furzeri

The killifish Nothobranchius furzeri is an emerging model organism in the field of ecotoxicology and its applicability in acute and chronic ecotoxicity testing has been demonstrated. Overall, the sensitivity of the species to toxic compounds is in the range with, or higher than, that of other model species.
This work describes protocols for acute, chronic, and multigenerational bioassays of single and combined stressor effects on N. furzeri. Due to its short maturation time and life-cycle, this vertebrate model allows the study of endpoints such as maturation time and fecundity within four months. Transgenerational full life-cycle exposure trials can be performed in as little as 8 months. Since this species produces eggs that are drought-resistant and remain viable for years, the on-site culture of the species is not needed but individuals can be recruited when required. The protocols are designed to measure life-history traits (mortality, growth, fecundity, weight) and critical thermal maximum.

Protocol for Acute and Chronic Ecotoxicity Testing of the Turquoise Killifish Nothobranchius furzeri

In this work, we describe an acute, chronic and multigenerational bioassay to study the effects of single and combined stressors on the Turquoise killifish Nothobranchius furzeri. This protocol is designed to study life-history traits (mortality, growth, fecundity, weight) and critical thermal maximum.

Protocolo para aguda e crônica de ensaios toxicológicos do turquesa Killifish Nothobranchius furzeri

The killifish Nothobranchius furzeri is an emerging model organism in the field of ecotoxicology and its applicability in acute and chronic ecotoxicity ...

Raising the Mexican Tetra Astyanax mexicanus for Analysis of Post-larval Phenotypes and Whole-mount Immunohistochemistry

River and cave-adapted populations of Astyanax mexicanus show differences in morphology, physiology, and behavior. Research focused on comparing adult forms has revealed the genetic basis of some of these differences. Less is known about how the populations differ at post-larval stages (at the onset of feeding). Such studies may provide insight into how cavefish survive through adulthood in their natural environment. Methods for comparing post-larval development in the laboratory require standardized aquaculture and feeding regimes. Here we describe how to raise fish on a diet of nutrient-rich rotifers in non-recirculating water for up to two-weeks post fertilization. We demonstrate how to collect post-larval fish from this nursery system and perform whole-mount immunostaining. Immunostaining is an attractive alternative to transgene expression analysis for investigating development and gene function in A. mexicanus. The nursery method can also be used as a standard protocol for establishing density-matched populations for growth into adults.

Raising the Mexican Tetra Astyanax mexicanus for Analysis of Post-larval Phenotypes and Whole-mount Immunohistochemistry

In this protocol, we demonstrate how to breed Astyanax mexicanus adults, raise the larvae, and perform whole-mount immunohistochemistry on post-larval fish to compare the phenotypes of surface and cave morphotypes.

Levantando o Tetra mexicano Astyanax mexicanus para análise dos fenótipos Post-larval e imuno-histoquímica toda a montagem

River and cave-adapted populations of Astyanax mexicanus show differences in morphology, physiology, and behavior. Research focused on comparing adult ...

Genética

Using the FishSim Animation Toolchain to Investigate Fish Behavior: A Case Study on Mate-Choice Copying In Sailfin Mollies

Over the last decade, employing computer animations for animal behavior research has increased due to its ability to non-invasively manipulate the appearance and behavior of visual stimuli, compared to manipulating live animals. Here, we present the FishSim Animation Toolchain, a software framework developed to provide researchers with an easy-to-use method for implementing 3D computer animations in behavioral experiments with fish. The toolchain offers templates to create virtual 3D stimuli of five different fish species. Stimuli are customizable in both appearance and size, based on photographs taken of live fish. Multiple stimuli can be animated by recording swimming paths in a virtual environment using a video game controller. To increase standardization of the simulated behavior, the prerecorded swimming path may be replayed with different stimuli. Multiple animations can later be organized into playlists and presented on monitors during experiments with live fish.
In a case study with sailfin mollies (Poecilia latipinna), we provide a protocol on how to conduct a mate-choice copying experiment with FishSim. We utilized this method to create and animate virtual males and virtual model females, and then presented these to live focal females in a binary choice experiment. Our results demonstrate that computer animation may be used to simulate virtual fish in a mate-choice copying experiment to investigate the role of female gravid spots as an indication of quality for a model female in mate-choice copying.
Applying this method is not limited to mate-choice copying experiments but can be used in various experimental designs. Still, its usability depends on the visual capabilities of the study species and first needs validation. Overall, computer animations offer a high degree of control and standardization in experiments and bear the potential to &#39;reduce&#39; and &#39;replace&#39; live stimulus animals as well as to &#39;refine&#39; experimental procedures.

Using the FishSim Animation Toolchain to Investigate Fish Behavior: A Case Study on Mate-Choice Copying In Sailfin Mollies

Using the novel FishSim Animation Toolchain, we present a protocol for non-invasive visual manipulation of public information in the context of mate-choice copying in sailfin mollies. FishSim Animation Toolchain provides an easy-to-use framework for the design, animation and presentation of computer-animated fish stimuli for behavioral experiments with live test fish.

Usando o conjunto de ferramentas de animação de FishSim para investigar o comportamento dos peixes: um estudo de caso na escolha do companheiro copiando em Mollies Sailfin

Over the last decade, employing computer animations for animal behavior research has increased due to its ability to non-invasively manipulate the ...

Comportamento

A Standardized Protocol for Preference Testing to Assess Fish Welfare

Animal welfare assessment techniques try to take into consideration the specific needs and wants of the animal in question. Providing enrichment (the addition of physical objects or conspecifics in the housing environment) is often a way to give captive animals the opportunity to choose who or what they interact with and how they spend their time. A fundamental component of the aquatic environment that is often overlooked in captivity, however, is the ability for the animal to choose to engage in physical exercise. For many animals, including fish, exercise is an important aspect of their life history, and is known to have many health benefits, including positive changes in the brain and behavior. Here we present a method for assessing habitat preferences in captive animals. The protocol could easily be adapted to look at a variety of environmental factors (e.g., gravel versus sand as a substrate, plastic plants versus live plants, low flow versus high flow of water) in different aquatic species, or for use with terrestrial species. Statistical assessment of preference is carried out using Jacob&#39;s preference index, which ranks the habitats from -1 (avoidance) to +1 (most preferred). With this information, it can be determined what the animal wants from a welfare perspective, including their preferred location.

A fundamental aspect of assessing the welfare of animals in captivity is to ask whether the animals have what they want. Here, we present a protocol to determine housing preference in the zebrafish (Danio rerio) with respect to the presence/absence of environmental enrichment and access to flowing of water.

Um protocolo padronizado para testes de preferência para avaliar o bem-estar dos peixes

Animal welfare assessment techniques try to take into consideration the specific needs and wants of the animal in question. Providing enrichment (the ...

A Novel Method of Drug Administration to Multiple Zebrafish (Danio rerio) and the Quantification of Withdrawal

Anxiety testing in zebrafish is often studied in combination with the application of pharmacological substances. In these studies, fish are routinely netted and transported between home aquaria and dosing tanks. In order to enhance the ease of compound administration, a novel method for transferring fish between tanks for drug administration was developed. Inserts that are designed for spawning were used to transfer groups of fish into the drug solution, allowing accurate dosing of all fish in the group. This increases the precision and efficiency of dosing, which becomes very important in long schedules of repeated drug administration. We implemented this procedure for use in a study examining the behavior of zebrafish in the light/dark test after administering ethanol with differing 21 day schedules. In fish exposed to daily-moderate amounts of alcohol there was a significant difference in location preference after 2 days of withdrawal when compared to the control group. However, a significant difference in location preference in a group exposed to weekly-binge administration was not observed. 
This protocol can be generalized for use with all types of compounds that are water-soluble and may be used in any situation when the behavior of fish during or after long schedules of drug administration is being examined. The light/dark test is also a valuable method of assessing withdrawal-induced changes in anxiety.

A Novel Method of Drug Administration to Multiple Zebrafish Danio rerio and the Quantification of Withdrawal

A novel method for reducing variability when exposing fish to drugs is explained. Fish exposed to various patterns of ethanol exposure were found to have altered anxiety levels during withdrawal in a light/dark scototaxic assay.

Um novo método de Drug Administration para Multiple peixe zebra (<em&gt; Danio rerio</em&gt;) Ea quantificação da Retirada

Anxiety testing in zebrafish is often studied in combination with the application of pharmacological substances. In these studies, fish are routinely ...

Neurociência

Boldness, Aggression, and Shoaling Assays for Zebrafish Behavioral Syndromes

A behavioral syndrome exists when specific behaviors interact under different contexts. Zebrafish have been test subjects in recent studies and it is important to standardize protocols to ensure proper analyses and interpretations. In our previous studies, we have measured boldness by monitoring a series of behaviors (time near surface, latency in transitions, number of transitions, and darts) in a 1.5 L trapezoidal tank. Likewise, we quantified aggression by observing bites, lateral displays, darts, and time near an inclined mirror in a rectangular 19 L tank. By dividing a 76 L tank into thirds, we also examined shoaling preferences. The shoaling assay is a highly customizable assay and can be tailored for specific hypotheses. However, protocols for this assay also must be standardized, yet flexible enough for customization. In previous studies, end chambers were either empty, contained 5 or 10 zebrafish, or 5 pearl danios (D. albolineatus). In the following manuscript, we present a detailed protocol and representative data that accompany successful applications of the protocol, which will allow for replication of behavioral syndrome experiments.

This manuscript describes the setup, implementation, and analysis of boldness, aggression, and shoaling in zebrafish and testing for the presence of a behavioral syndrome. A standardized approach for behavioral quantification will allow for easier comparison across studies. Modifications to this protocol are possible as each assay can be run individually.

Arrojo, agressão e Ensaios shoaling para Zebrafish Síndromes Comportamentais

A behavioral syndrome exists when specific behaviors interact under different contexts. Zebrafish have been test subjects in recent studies and it is ...

Medicina

Regular Care and Maintenance of a Zebrafish (Danio rerio) Laboratory: An Introduction

This protocol describes regular care and maintenance of a zebrafish laboratory. Zebrafish are now gaining popularity in genetics, pharmacological and behavioural research. As a vertebrate, zebrafish share considerable genetic sequence similarity with humans and are being used as an animal model for various human disease conditions. The advantages of zebrafish in comparison to other common vertebrate models include high fecundity, low maintenance cost, transparent embryos, and rapid development. Due to the spur of interest in zebrafish research, the need to establish and maintain a productive zebrafish housing facility is also increasing. Although literature is available for the maintenance of a zebrafish laboratory, a concise video protocol is lacking. This video illustrates the protocol for regular housing, feeding, breeding and raising of zebrafish larvae. This process will help researchers to understand the natural behaviour and optimal conditions of zebrafish husbandry and hence troubleshoot experimental issues that originate from the fish husbandry conditions. This protocol will be of immense help to researchers planning to establish a zebrafish laboratory, and also to graduate students who are intending to use zebrafish as an animal model.

Regular Care and Maintenance of a Zebrafish Danio rerio Laboratory: An Introduction

This protocol outlines regular maintenance and care to maintain optimal conditions for zebrafish husbandry. The video illustrates the protocol for system maintenance, regular housing, feeding, breeding, and raising of zebrafish larvae.

Cuidados e manutenção regular de um peixe-zebra (<em&gt; Danio rerio</em&gt;) Laboratório: Uma Introdução

This protocol describes regular care and maintenance of a zebrafish laboratory. Zebrafish are now gaining popularity in genetics, pharmacological and ...

Biologia

Gamete Collection and In Vitro Fertilization of Astyanax mexicanus

Astyanax mexicanus is emerging as a model organism for a variety of research fields in biological science. Part of the recent success of this teleost fish species is that it possesses interfertile cave and river-dwelling populations. This enables the genetic mapping of heritable traits that were fixed during adaptation to the different environments of these populations. While this species can be maintained and bred in the lab, it is challenging to both obtain embryos during the daytime and create hybrid embryos between strains. In vitro fertilization (IVF) has been used with a variety of different model organisms to successfully and repeatedly breed animals in the lab. In this protocol, we show how, by acclimatizing A. mexicanus to different light cycles coupled with changes in water temperature, we can shift breeding cycles to a chosen time of the day. Subsequently, we show how to identify suitable parental fish, collect healthy gametes from males and females, and produce viable offspring using IVF. This enables related procedures such as the injection of genetic constructs or developmental analysis to occur during normal working hours. Furthermore, this technique can be used to create hybrids between the cave and surface-dwelling populations, and thereby enable the study of the genetic basis of phenotypic adaptations to different environments.

Gamete Collection and In Vitro Fertilization of Astyanax mexicanus

In vitro fertilization is a commonly used technique with a variety of model organisms to maintain lab populations and produce synchronized embryos for downstream applications. Here, we present a protocol that implements this technique for different populations of the Mexican tetra fish, Astyanax mexicanus.

Coleção gamete e fertilização in vitro de Astyanax mexicanus

Astyanax mexicanus is emerging as a model organism for a variety of research fields in biological science. Part of the recent success of this teleost fish ...

Sperm Collection and Computer-Assisted Sperm Analysis in the Teleost Model Japanese Medaka (Oryzias latipes)

Japanese medaka (Oryzias latipes) is a teleost fish and&#160;an emerging vertebrate model for ecotoxicology, developmental, genetics, and physiology research. Medaka is also used extensively to investigate vertebrate reproduction, which is an essential biological function as it allows a species to perpetuate. Sperm quality is an important indicator of male fertility and, thus, reproduction success. Techniques for extracting sperm and sperm analysis are well documented for many species, including teleost fish. Collecting sperm is relatively simple in larger fish but can be more complicated in small model fish as they produce less sperm and are more delicate. This article, therefore, describes two methods of sperm collection in the small model fish, Japanese medaka: testes dissection and abdominal massage. This paper demonstrates that both approaches are feasible for medaka and shows that abdominal massage can be performed a repeated number of times as the fish quickly recover from the procedure. This article also describes a protocol for computer-assisted sperm analysis in medaka to objectively assess several important indicators of medaka sperm quality (motility, progressivity, duration of motility, relative concentration). These procedures, specified for this useful small teleost model, will greatly enhance understanding of the environmental, physiological, and genetic factors influencing fertility in vertebrate males.

Sperm Collection and Computer-Assisted Sperm Analysis in the Teleost Model Japanese Medaka Oryzias latipes

This article describes two quick and efficient methods for collecting sperm from the small model fish medaka (Oryzias latipes), as well as a protocol for reliably assessing sperm quality using computer-assisted sperm analysis (CASA).

Coleta de espermatozoides e análise de espermatozoides assistida por computador no modelo Teleost japonês Medaka (Oryzias latipes)

Japanese medaka (Oryzias latipes) is a teleost fish and&#160;an emerging vertebrate model for ecotoxicology, developmental, genetics, and physiology ...

Métodos Básicos para o Estudo da Ecologia Reprodutiva do Peixe em Aquário

Resumo

Explore mais vídeos

Capítulos neste vídeo