Ringraziamo Ella Weinert, Michelle Helms e Marlis Badusche per l'eccellente assistenza tecnica, Jessica Börstler per analisi di zanzare Culex , Norbert Becker e Björn Pluskota per la fornitura di Aedes albopictus uova e Olli Vapalahti per fornendo lo stock di virus. ML è stato sostenuto dall'associazione Leibniz; concessione numero SAW-2014-SGN-3.

1. preparare le zanzare femmina
<ol><li>Raccogliere le zanzare da una gabbia grande utilizzando un aspiratore (circa 400 zanzare per grande gabbia).</li>
	<li>Anestetizzare le zanzare con l'anidride carbonica (CO2) per 7 s.</li>
	<li>Ordinare 20 femmine per flaconcino in plastica (Ø 50 mm × 100 mm). Nota: Se le zanzare si svegliano, utilizzare un altro 3 s di CO2.
</li>
	<li>Morire di fame le zanzare durante la notte.</li>
</ol>2. artificiale farine di sangue
Nota: Tutti i passaggi vengono eseguiti in condizioni di BSL-3.
<ol><li>
Preparare il pasto di sangue infettivo.
	<ol>
<li>Diluire lo stock di virus alla concentrazione di 1 x 108 placca formando unità (PFU) / mL. Nota: La concentrazione di magazzino è stata determinata eseguendo il metodo di coltura del tessuto infezione dose 50 (TCID50) e calcolata da Spearman & Kärber algoritmo10,11.</li>
		<li>Mix scaduto sangue umano (conservazione del sangue) dalla banca del sangue (non adatto per umano piu ', ma utile per le zanzare) con fruttosio (soluzione all'8%), filtrato siero bovino (FBS) e soluzione di lavoro dello stock virus (umano sangue: fruttosio: FBS è scaduto: soluzione di lavoro = 5:3:1:1). Nota: Abbiamo scelto il sangue umano, perché questo è l'ospite mammifero naturale noto di ZIKV.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Congelare 140 µ l di miscela di farine di sangue per ulteriori analisi tramite TCID50.</li>
	<li>
Eseguire la nutrizione artificiale utilizzando diversi metodi di alimentazione, a seconda della specie:
	<ol>
<li>
Aedes aegypti: utilizzare una membrana sistema di alimentazione per 30 min (1 mL / alimentatore).</li>
		<li>
Culex spp.: fornire il sangue infettivo tramite un bastoncino di cotone durante la notte e non riscaldare il sangue (300 µ l per flaconcino).</li>
		<li>
Aedes albopictus: mettere due gocce (50 µ l) del mix di farine di sangue nella fiala di plastica e lasciare che le zanzare feed per 2 h. Non riscaldare il sangue. Nota: Le zanzare confluiranno nel primo 15 min. Il tempo di incubazione prolungata è necessario per ragioni di sicurezza. Le goccioline di sangue vengono drenate dopo 2 h, che così si riduce il rischio di contaminazione durante l'ordinamento di alimentato le zanzare.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Anestetizzare le zanzare con CO2 per 7 s. Nota: Se le zanzare si svegliano, utilizzare un altro 3 s di CO2.</li>
	<li>Ordinamento e totali completamente gonfio le zanzare in un nuovo flacone.</li>
	<li>Aggiungere un batuffolo di cotone, saturato di fruttosio (8% soluzione) tra il flaconcino e una spina.</li>
	<li>Mantenere le zanzare alla temperatura di 18 ° C o di 27 ° C dell'umidità dell'80% designata per 14 o 21 giorni.</li>
	<li>Nutrire le zanzare con tamponi di cotone saturato di fruttosio. Ricostituire ogni 72h con 1,5 mL di fruttosio (8% soluzione) per flaconcino (fino a 20 zanzare, a seconda l'alimentazione frequenza, vedere passaggio 2.5).</li>
</ol>3. costretto salivazione saggio il giorno 14 o 21
Nota: Tutti i passaggi vengono eseguiti in condizioni di BSL-3.
<ol><li>2 x 104 cellule Vero di semi / per pozzetto in un 96 bene piastra con 200 µ l di terreno di coltura (Dulbecco´s modificato supplementato eagle (DMEM) con 3% FBS, 100 U/mL di penicillina, 100 mg/mL di streptomicina, 5 µ g/mL anfotericina B, 2 mM L-Glutammina 1% non essenziali aminoacidi (NEAA), piruvato di sodio 1%).</li>
	<li>
Preparare il dispositivo di salivazione:
	<ol>
<li>Posizionare una lastra di vetro quadrato (20 × 20 cm) sul banco in un angolo di 30°. Nota: Questa è necessaria a causa di depressione nel laboratorio di sicurezza. Se la piastra è orizzontale o verticale, sarà perdita di liquido.</li>
		<li>Posizionare il nastro biadesivo sulla parte superiore della lastra di vetro.</li>
		<li>Ruolo l'argilla di modellistica fino a quando raggiunge un diametro di 0,5 cm e attaccarlo in orizzontale 1 cm di distanza il nastro adesivo su due lati.</li>
		<li>Tagliare i primi 0,3 cm della punta di una punta di filtro 10 µ l. Nota: Si consiglia di preparare questo prima di iniziare l'esperimento di fuori del laboratorio di biosicurezza.</li>
		<li>Riempire i puntali con filtro con 10 µ l di tampone fosfato salino (PBS, pH 7.4).</li>
		<li>Posizionare i puntali con filtro sull'argilla di modellistica con la punta verso il nastro adesivo.</li>
		<li>Fissare le punte di filtro con una leggera pressione.</li>
	</ol>
</li>
	<li>
Preparare le zanzare:
	<ol>
<li>Anestetizzare le zanzare con CO2.</li>
		<li>Rimuovere le gambe e le ali per immobilizzare le zanzare.</li>
		<li>Difficoltà la zanzara vivente corpi sul nastro appiccicoso sopra una punta di filtro.</li>
		<li>Inserire delicatamente la proboscide la punta del filtro.</li>
		<li>Eseguire il test di salivazione per 30 min.</li>
		<li>Rimuovere i puntali con filtro ed eliminare l'argilla e il nastro.</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. elaborazione della Saliva
Nota: Passaggi 4.1 – 4.6.2 vengono eseguiti in condizioni di BSL-3.
<ol><li>Espellere il contenuto nelle provette di reazione contenente 10 µ l di PBS.</li>
	<li>Mescolare delicatamente e trasferire il contenuto nei pozzetti della piastra ben 96 preparati utilizzando un pozzetto per campione.</li>
	<li>Incubare la piastra per 7 giorni a 37 ° C con 5% CO2.</li>
	<li>Utilizzare il binocolo per controllare le cellule per la presenza di effetto citopatico (CPE).</li>
	<li>Se il pozzo è positivo per CPE, raccogliere il surnatante di pipettaggio 140 µ l in una provetta di reazione per l'estrazione di RNA.</li>
	<li>
Purificare il RNA utilizzando un kit di estrazione di RNA.
	<ol>
<li>Mix 140 µ l del surnatante con 560 µ l di AVL buffer (buffer di lisi virale) e incubare per 10 minuti a temperatura ambiente.</li>
		<li>560 µ l di etanolo (96%) e vortexare il campione. Nota: I campioni sono inattivati dopo questo passaggio e possono essere scaricati dal laboratorio BSL-3.</li>
		<li>Dispensare 630 µ l del campione su una colonna e la centrifuga con 6.000 x g per 1 min.</li>
		<li>Scartare il filtrato, dispensare il restante µ l 630 sulla colonna, quindi ripetere la centrifugazione.</li>
		<li>Lavare il RNA, associato alla membrana della colonna, aggiungendo 500 µ l di tampone 1 per la colonna e la centrifuga di lavaggio a 6.000 x g per 1 min.</li>
		<li>Gettare la provetta di raccolta e posizionare la colonna in una nuova provetta di raccolta. Aggiungere 500 µ l di tampone di lavaggio 2 e centrifugare a 12.500 x g per 3 min.</li>
		<li>Gettare la provetta di raccolta e posizionare la colonna in una provetta di reazione di 1,5 mL.</li>
		<li>Aggiungere 50 µ l di tampone di eluizione e incubare per 1 min a temperatura ambiente.</li>
		<li>Centrifugare a 6.000 x g per 1 min e poi scartare la colonna.</li>
	</ol>
</li>
	<li>Analizzare i campioni per ZIKV RNA tramite RT-qPCR.</li>
</ol>5. il trattamento dei corpi di zanzara
Nota: Passaggi 5.1 – 5.5 vengono eseguiti in condizioni di BSL-3.
<ol><li>Rimuovere i corpi della zanzara e collocare ogni corpo in una provetta di reazione. Nota: È possibile mettere in pausa l'esperimento a questo punto e conservare i campioni a-80 ° C.</li>
	<li>Aggiungere 500 µ l di media di omogeneizzazione (DMEM senza eventuali supplementi) nella provetta di reazione.</li>
	<li>Omogeneizzare il corpo usando motore sbattitore e utilizzare un pistillo nuovo per ogni campione.</li>
	<li>Aggiungere 200 µ l di omogenato in una piastra a 96 pozzetti per la purificazione. Nota: È possibile mettere in pausa l'esperimento a questo punto e conservare i campioni a-80 ° C.</li>
	<li>Inattivare la piastra mediante incubazione per 60 min a 60 ° C.</li>
	<li>Purificare il RNA da purificazione automatizzata degli acidi nucleici. Nota: È possibile mettere in pausa l'esperimento a questo punto e conservare i campioni a-80 ° C.</li>
</ol>6. analisi
<ol><li>Quantificare le copie di RNA virale usando RT-qPCR. Nota: Le copie di RNA erano una media sopra tutti i corpi di zanzara ZIKV-positiva e senza includere le zanzare ZIKV-negativi.</li>
	<li>Calcolare l'IR, definito come il numero di corpi di zanzara ZIKV-positivo per il numero di femmine nutrite.</li>
	<li>Calcolare il TR, definito come il numero di zanzare con la saliva ZIKV-positivo per il numero di corpi di zanzara ZIKV-positivi. Impossibile calcolare la velocità di trasmissione per combinazioni di specie e temperatura con nessun corpo ZIKV-positivi.</li>
</ol>

<ol>
	<li>Musso, D., Gubler, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zika+Virus.">Zika Virus.</a> Clinical Microbiology Reviews. (3), 487-524 (2016).</li><li>Epelboin, Y., Talaga, S., Epelboin, L., Dusfour, I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Zika+virus:+An+updated+review+of+competent+or+naturally+infected+mosquitoes.">Zika virus: An updated review of competent or naturally infected mosquitoes.</a> PLOS Neglected Tropical Diseases. 11 (11), e0005933 (2017).</li><li>Aliota, M. T., Peinado, S. A., Osorio, J. E., Bartholomay, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Culex+pipiens+and+Aedes+triseriatus+Mosquito+Susceptibility+to+Zika+Virus.">Culex pipiens and Aedes triseriatus Mosquito Susceptibility to Zika Virus.</a> Emerging Infectious Diseases. (10), 1857-1859 (2016).</li><li>Turell, M. J., Linthicum, K. J., Patrican, L. A., Davies, F. G., Kairo, A., Bailey, C. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vector+competence+of+selected+African+mosquito+(Diptera:+Culicidae)+species+for+Rift+Valley+fever+virus.">Vector competence of selected African mosquito (Diptera: Culicidae) species for Rift Valley fever virus.</a> Journal of Medical Entomology. 45 (1), 102-108 (2008).</li><li>Cornel, A. J., Jupp, P. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Comparison+of+three+methods+for+determining+transmission+rates+in+vector+competence+studies+with+Culex+univittatus+and+West+Nile+and+Sindbis+viruses.">Comparison of three methods for determining transmission rates in vector competence studies with Culex univittatus and West Nile and Sindbis viruses.</a> Journal of the American Mosquito Control Association. 5 (1), 70-72 (1989).</li><li>Hurlbut, H. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mosquito+salivation+and+virus+transmission.">Mosquito salivation and virus transmission.</a> The American Journal of Tropical Medicine and Hygiene. 15 (6), 989-993 (1966).</li><li>Anderson, S. L., Richards, S. L., Smartt, C. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+simple+method+for+determining+arbovirus+transmission+in+mosquitoes.">A simple method for determining arbovirus transmission in mosquitoes.</a> Journal of the American Mosquito Control Association. 26 (1), 108-111 (2010).</li><li>Heitmann, A., Jansen, S., L&#252;hken, R., Leggewie, M., Badusche, M., Pluskota, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+transmission+of+Zika+virus+by+mosquitoes+from+central+Europe.">Experimental transmission of Zika virus by mosquitoes from central Europe.</a> Eurovsurveillance. 22 (2), (2017).</li><li>Hierholzer, J. C., Killington, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Virus Isolation and Quantitation - Virology methods manual. , (1996).</li><li>Horzinek, R. W., Marian, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Kompendium+der+allgemeinen+Virologie.">Kompendium der allgemeinen Virologie.</a> Zentralblatt f&#252;r Veterin&#228;rmedizin R A. 32 (1-10), 480 (2010).</li><li>Richard, V., Paoaafaite, T., Cao-Lormeau, V. -. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vector+Competence+of+French+Polynesian+Aedes+aegypti+and+Aedes+polynesiensis+for+Zika+Virus.">Vector Competence of French Polynesian Aedes aegypti and Aedes polynesiensis for Zika Virus.</a> PLOS Neglected Tropical Diseases. 10 (9), (2016).</li><li>Fortuna, C., Remoli, M. E., Di Luca, M., Severini, F., Toma, L., Benedetti, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Experimental+studies+on+comparison+of+the+vector+competence+of+four+Italian+Culex+pipiens+populations+for+West+Nile+virus.">Experimental studies on comparison of the vector competence of four Italian Culex pipiens populations for West Nile virus.</a> Parasites &amp; Vectors. 8, 463 (2015).</li><li>Weger-Lucarelli, J., R&#252;ckert, C., Chotiwan, N., Nguyen, C., Garcia Luna, S. M., Turell, M. J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Vector+Competence+of+American+Mosquitoes+for+Three+Strains+of+Zika+Virus.">Vector Competence of American Mosquitoes for Three Strains of Zika Virus.</a> PLOS Neglected Tropical Diseases. 10 (10), (2016).</li><li>Dubrulle, M., Mousson, L., Moutailler, S., Vazeille, M., Failloux, A. -. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chikungunya+virus+and+Aedes+mosquitoes:+saliva+is+infectious+as+soon+as+two+days+after+oral+infection.">Chikungunya virus and Aedes mosquitoes: saliva is infectious as soon as two days after oral infection.</a> PLOS ONE. 4 (6), e5895 (2009).</li></ol>

Gli autori non hanno nulla a rivelare.

Precedentemente è stato indicato che i risultati ottenuti con salivazione forzata sono in linea con la classica rialimentazione esperimenti6. Tuttavia, ri-alimentazione esperimenti sia in nostro metodo presentato della salivazione forzata, è Impossibile direttamente prova attività salivazione o monitorare il rilascio di saliva. Per dimostrare l'attività di salivazione, campioni potrebbero essere testati per altri componenti presentano nella saliva (ad es., proteine, carboidrati, ecc.). Inoltre, ulteriori qPCRs dovrebbe consentire il rilevamento di copie di RNA virale. Questo, tuttavia, richiede frazionamento dei campioni di saliva per varie analisi, che possono limitare la sensibilità nell'analisi della cultura delle cellule in caso di numeri di particelle molto basso. A sua volta, questo potrebbe portare ad una sottovalutazione dei tassi di trasmissione determinato.
Per ottenere risultati riproducibili, è necessario garantire che tutte le zanzare rimanere in vita fino alla fine dell'esperimento. Questo è controllato controllando visivamente l'attività di movimento del corpo delle zanzare. Inoltre, l'uso del principio del dosaggio salivazione per una specie di zanzara dato deve essere testato alimentando virus di controllo, che sono conosciuti per essere trasmesso da questa specie di zanzara specifici. Viceversa, ogni virus introdotti in un esperimento deve essere testato in una zanzara suscettibile.
Saggi di salivazione forzata hanno molti vantaggi. Un numero elevato di zanzare possa essere testato contemporaneamente su un singolo esemplare base in condizioni standardizzate controllate senza entrare in conflitto con norme di benessere degli animali9.
Il metodo è utilizzato da diversi laboratori. Tuttavia, messe a punto esatti può variare, che può portare a differenze nei risultati tra i laboratori. Un componente critico è il capillare per raccogliere la saliva, che può essere fatto di vetro14 o plastica15. Per rispettare le norme di sicurezza ad alta di un insectary di livello 3 di biosicurezza, abbiamo usato plastica puntali con filtro invece di tubi capillari in vetro, riducendo così il rischio di lesioni. Inoltre, puntali con filtro hanno il vantaggio che il liquido raccolto possa essere trasferito facilmente utilizzando una pipetta.
L'installazione del dosaggio salivazione forzata qui presentato è basato su due ricercatori lavorano insieme e la condivisione di compiti. Smobilitazione della zanzara viene eseguita da una sola persona, mentre l'altro prepara simultaneamente l'installazione forzata salivazione. Ciò notevolmente riduce i tempi di movimentazione e minimizza il rischio di campione di commutazione come cambiare tra la smobilitazione-luogo di lavoro e la salivazione-piastra non è necessario. Inoltre, esso consente di posizionare le zanzare sul dispositivo salivazione forzato immediatamente dopo la smobilitazione. Questa zanzara piuttosto breve tempo di trattamento è essenziale per il successo salivazione forzata. Infine, le zanzare possono essere controllate direttamente per motilità in tutta l'intero esperimento.
Il dosaggio di salivazione presentato qui è usato per avere una chiara comprensione del potenziale vettoriale di specie di zanzare. Tuttavia, per rispondere a domande specifiche (ad es., i numeri di punture di zanzare che sono necessari per infettano i vertebrati), animale esperimenti potrebbero essere ancora necessari.

Nel 2015, virus di Zika (ZIKV), un virus zanzara (mobovirus), appartenente alla famiglia dei Flaviviridae, emerse in Colombia e in Brasile e si diffuse rapidamente in tutta l'America e i Caraibi, causando un'epidemia con un notevole numero di associati casi clinici di microcefalia e sindrome di Guillain-Barré1. Le zanzare della specie Aedes aegypti e Aedes albopictus sono considerate i vettori primari e secondari di ZIKV2, ma altre specie del genere Aedes hanno anche dimostrato di avere competenza vettoriale sperimentale3 . A differenza delle specie Aedes , la maggior parte della specie Culex testato finora non sono in grado di trasmettere il virus4. Semplicemente, i dati per Culex quinquefasciatus fornito risultati inconcludenti3. Allo stato attuale, manca un'informazione su competenza vettoriale zanzara per ZIKV in condizioni di temperatura moderata (< 20 ° C). Tuttavia, queste informazioni sono notevole per le valutazioni del rischio di spread possibili alle regioni con clima temperato come l'Europa centrale.
Un vettore competente per ZIKV è in grado di acquisire, mantenere, amplificare e infine trasmettere il virus. Di conseguenza, test zanzara corpi o parti di corpi, tra le gambe, del midgut, testa o ghiandole salivari, per ZIKV non è sufficiente per determinare la competenza vettoriale. È obbligatorio per verificare per particelle virali infettive all'interno della saliva rilasciata. Per valutare la competenza vettoriale, sia il tasso di infezione (IR, numero di corpi di zanzara ZIKV-positivo per il numero di zanzare gonfio) e velocità di trasmissione (TR, numero di zanzare con la saliva ZIKV-positivo per il numero di corpi di zanzara ZIKV-positivi), devono essere determinato. IRs di zanzare possono essere facilmente analizzati dalle zanzare semplicemente omogeneizzazione, seguite da una reazione a catena d'inversione-transcriptase della polimerasi in tempo reale (RT-qPCR) ZIKV di targeting. Inoltre, l'infezione può essere ulteriormente caratterizzato determinando i numeri di copia virale per zanzare. Al contrario, l'analisi dei tassi di trasmissione si basa sulla rilevazione delle particelle di virus vitale nella saliva delle zanzare individuali. Ciò può essere ottenuto alimentandosi di zanzare infette su animali ospite suscettibile, seguiti dall'analisi della viremia in host5. Tuttavia, questo metodo si basa sugli organismi di modello adatto ed è costoso e limitato dalle norme di benessere degli animali. Per evitare l'uso degli animali da laboratorio per l'analisi dei tassi di trasmissione e di ridurre i costi, ri-sistemi di alimentazione artificiale usando il sangue le goccioline sono stati descritti6. Tuttavia, test su scala individuale combinato con un elevato numero di individui è difficile e richiede tempo. La prima descrizione di un dosaggio di salivazione su scala individuale è stata pubblicata nel 19667 e durante gli anni recenti, salivazione forzata esperimenti sono diventati il metodo di scelta per valutare la competenza di vettore di zanzare3,8 .
Basato sul nostro studio di competenza vettoriale di Europa centrale le zanzare recentemente pubblicato9, descriviamo forzata salivazione, come riportato da Anderson et al. 8 con alcune modifiche. Questo metodo consente a resa elevata standardizzata esperimenti in condizioni di biosicurezza alto livello (BSL-3) e include l'identificazione del virus attivo di cultura basata su cellule saggi. Gli esperimenti descritti qui includono 856 zanzare. Sono stati infettati con ZIKV da farine di sangue artificiale e successivamente analizzati per la presenza di particelle virali infettive nella saliva. Le zanzare introdotte in esperimenti comprendeva due laboratorio consolidata popolazioni di biotipo Ae. aegypti e Culex pipiens pipiens molestus (Cx. p. molestus), come pure il campo catturato Culex pipiens pipiens biotipo pipiens (Cx. p. pipiens), Culex torrentium (Cx. torrentium) e due popolazioni di Ae. albopictus . Con l'eccezione di una delle due popolazioni Ae. albopictus , che è stato raccolto in Italia, tutte le zanzare sono stati raccolte in Germania.

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Inject+matic Sleeper</td>
			<td>Inject+matic</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Bugdorm-1 Insect Rearing Cage</td>
			<td>BugDorm Store</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Drosophila cultivation tubes</td>
			<td>carl roth</td>
			<td>PK11.2</td>
			<td>plastic vial for mosquitoes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plug for drosophila cultivation tubes</td>
			<td>carl roth</td>
			<td>PK15.1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Constant climate chamber</td>
			<td>Binder</td>
			<td>KBF-240</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blood</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>banked human blood, expired, not usable for medical application</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dumont-Pincette Electronic SS</td>
			<td>Dumont</td>
			<td>B40c</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Vero cells</td>
			<td>BNITM</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Flash light aspirator</td>
			<td>Bioquip</td>
			<td>2809</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>double-sided adhesive tape</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>no specific provider</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Gammex Powder-free gloves with AMT</td>
			<td>Ansell</td>
			<td></td>
			<td>for safety reasons necessary during work with pricks in the BSL3 laboratory</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RealStar Zika Virus RT-PCR-Kit</td>
			<td>altona diagnostics</td>
			<td>591013</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MagMax Pathogen RNA/DNA Kit</td>
			<td>Thermo fisher scientific</td>
			<td>4462359</td>
			<td>RNA isolation of mosquito bodies</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Qiamp viral RNA Mini Kit</td>
			<td>Qiagen</td>
			<td>52906</td>
			<td>RNA-Isolation of supernatant</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>filter tips (20 &#181;L)</td>
			<td>Sarstedt</td>
			<td>701,116,210</td>
			<td>Cut the first 3 mm of the tip</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>hand motor mixer</td>
			<td>carl roth</td>
			<td>sold out</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>micro pestles for hand motor mixer</td>
			<td>carl roth</td>
			<td>CXH8.1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>DMEM</td>
			<td></td>
			<td>P0403550</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>L Glutamine Penicilin/Streptomycin</td>
			<td>PAN</td>
			<td>P0819100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Amphotericin B</td>
			<td>PAN</td>
			<td>P06-0110</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fructose</td>
			<td>carl roth</td>
			<td>4981.5</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Phosphate buffered saline</td>
			<td>PAN</td>
			<td>P04-36500</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FBS</td>
			<td>PAN</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Sodium Pyruvat</td>
			<td>PAN</td>
			<td>P0443100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MEM NAA</td>
			<td>PAN</td>
			<td>P0832100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hemotek Feeder</td>
			<td>Hemotek</td>
			<td>PS6</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Light Cycler</td>
			<td>Roche</td>
			<td>480 II</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Light Cycler Software</td>
			<td>Roche</td>
			<td>480 SW 1.5.1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Modeling clay</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>no specific provider</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>King Fisher Flex Purification System</td>
			<td>ThermoFisher scientific</td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Aedes albopictus</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>eggs were collected in Freiburg, Germany</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Binocular</td>
			<td>MOTIC</td>
			<td>SMZ-168</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Binocular light</td>
			<td>MOTIC</td>
			<td>MLC-150C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CO2-Incubator</td>
			<td>Thermo scientific</td>
			<td>MIDI 40</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

forced salivation as a method to analyze vector competence of mosquitoes

Competenza vettoriale è definito come il potenziale di una specie di zanzara per trasmettere un virus zanzara (mobovirus) ad un ospite vertebrato. Particelle di virus vitale vengono trasmessi durante un pasto di sangue tramite la saliva di una zanzara infetta. Saggi di salivazione forzata consentono di stabilire il potenziale di vettore sulla base di singole zanzare, evitando l'uso di esperimenti sugli animali. Il metodo è adatto per analizzare un gran numero di zanzare in un esperimento entro un breve periodo di tempo. Analisi di salivazione forzata sono state usate per analizzare 856 individuali zanzare intrappolate in Germania, tra cui due diversi biotipi di Culex pipiens pipiens , Culex torrentium nonché Aedes albopictus, che sono stati infettati sperimentalmente con il virus di Zika (ZIKV) e incubate a 18 ° C o 27 ° C per due o tre settimane. I risultati hanno indicato la mancanza di competenza vettoriale dei taxa diversi Culex per ZIKV. Al contrario, Aedes albopictus era suscettibile di ZIKV, ma solo a 27 ° C, con velocità di trasmissione simile a una colonia di laboratorio di Aedes aegypti testata in parallelo.

Aedes aegypti è noto come vettore competente per ZIKV almeno sotto condizioni climatiche tropicali12. Di conseguenza, abbiamo usato Ae. aegypti come controllo positivo per stabilire il dosaggio e analizzare IRs come pure TRs a una temperatura di incubazione di 27 ° C e un'umidità dell'80%. IR e TR sono stati definiti come precedentemente descritto da Fortuna et al. 13. contestato Ae. aegypti ha mostrato IR del 50% e 72% e TR del 42% e 31% a 14 e 21 giorni post infezione (dpi), rispettivamente (Figura 1A e 1B). Successivamente, le zanzare europee sono state testate per infezione ZIKV e trasmissione utilizzando condizioni climatiche tropicali così come temperate.
Temperatura di incubazione di 27 ° C, tutte le specie di zanzare ha mostrato l'infezione di ZIKV alle 14 dpi, nonché 21 dpi, tranne Cx. p. pipiens e Cx. torrentium individui, che è stata positiva solo 14 dpi. Tutte le specie di Aedes ha mostrato maggiore IRs (tra 50% e 72%) così come più alta concentrazione di RNA virale (106 fino a 10 campioni di copie/zanzara9 RNA) in confronto i diversi taxa di Culex , che ha rivelato IRs che varia tra 0 % e 32% e carichi virali di 103 a 10 esemplari di4 RNA copie/zanzara. Tutte le specie di Aedes visualizzato saliva ZIKV-positiva (TR 13 – 42%), mentre nessuno dei campioni di saliva dai taxa di Culex contenute ZIKV (Figura 1A e 1B). Interessante, velocità di trasmissione alle 21 dpi erano simili in Ae. aegypti e Ae. albopictus dalla Germania (30%), ma erano sostanzialmente più bassi in Ae. albopictus dall'Italia (13%).
Incubazione di zanzare sfidate ad una temperatura moderata di 18 ° C ha rivelato generalmente inferiore virus viene caricato nelle specie Aedes (4– 10 106 RNA copie/zanzara) così come in diversi taxa di Culex (102 –104 RNA copie/zanzara). Tuttavia, alla temperatura di incubazione di 18 ° C, trasmissione di ZIKV non è stata osservata per una delle specie di zanzara studiato.
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/57980/57980fig1.jpg"> Figura 1: tassi di trasmissione di zanzare infettati sperimentalmente con ZIKV. Risultati di studi di competenza vettoriale con ZIKV in specie diverse zanzare. Sei zanzara diversi taxa sono stati infettati con ZIKV e incubate a 27 ° C, 18 ° C per 14 (A) o 21 (B) giorni. TR è definito come il numero di zanzare con la saliva ZIKV-positivo per il numero di corpi di zanzara ZIKV-positivi. Il numero totale di zanzare studiato era 856, con un minimo di 30 persone per ogni taxa di zanzara/temperatura/punto di tempo. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/57980/57980fig1large.jpg" target="_blank">Clicca qui per visualizzare una versione più grande di questa figura.</a>

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Forced Salivation As a Method to Analyze Vector Competence of Mosquitoes

Costretto la salivazione come un metodo per analizzare la competenza vettoriale delle zanzare

Per un controllo efficace della zanzara a carico di trasmissione del virus, la conoscenza del potenziale vettoriale delle rispettive zanzare è di particolare interesse. Descriviamo la salivazione forzato come un metodo per analizzare la competenza vettoriale di Aedes albopictus e tre diversi Culex taxa per la trasmissione del virus di Zika.

Vector competence is defined as the potential of a mosquito species to transmit a mosquito-borne virus (mobovirus) to a vertebrate host. Viable virus ...

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Research

JoVE Journal

Biology

9.5K Views.  Bernhard Nocht Institute for Tropical Medicine. Per un controllo efficace della zanzara a carico di trasmissione del virus, la conoscenza del potenziale vettoriale delle rispettive zanzare è di particolare interesse. Descriviamo la salivazione forzato come un metodo per analizzare la competenza vettoriale di Aedes albopictus e tre diversi Culex taxa per la trasmissione del virus di Zika.

Video: Forced Salivation As a Method to Analyze Vector Competence of Mosquitoes

Injection of An. stephensi Embryos to Generate Malaria-resistant Mosquitoes

The introduction of exogenous genes into the genomes of mosquitoes requires microinjection techniques tailored to the specific species of interest. This video protocol demonstrates a method used by the James laboratory to microinject DNA constructs into Anopheles stephensi embryos for the generation of transformed mosquitoes. Techniques for preparing microinjection needles, collecting and preparing embryos and performing the microinjection are illustrated.

Anopheles stephensi mosquitoes are vectors for malaria inhabiting India and throughout Asia. This video demonstrates the technique for performing microinjections of this species with transgenes that will confer resistance to the malaria to the mosquito. Much of the methodology demonstrated in this video is applicable to microinjection techniques of other mosquito species.

Iniezione di An. Gli embrioni stephensi per generare la malaria resistenti zanzare

The introduction of exogenous genes into the genomes of mosquitoes requires microinjection techniques tailored to the specific species of interest. This ...

Ricerca

Biologia

Microinjection of A. aegypti Embryos to Obtain Transgenic Mosquitoes

In this video, Nijole Jasinskiene demonstrates the methodology employed to generate transgenic Aedes aegypti mosquitoes, which are vectors for dengue fever.  The techniques for correctly preparing microinjection needles, dessicating embryos, and performing microinjection are demonstrated.

In this video, Nijole Jasinskiene demonstrates the methodology employed to generate transgenic Aedes aegypti mosquitoes, which are vectors for dengue fever. The techniques for correctly preparing microinjection needles, dessicating embryos, and performing microinjection are demonstrated.

Microiniezione di A. aegypti embrioni per ottenere zanzare transgeniche

In this video, Nijole Jasinskiene demonstrates the methodology employed to generate transgenic Aedes aegypti mosquitoes, which are vectors for dengue ...

Use of Rotorod as a Method for the Qualitative Analysis of Walking in Rat

High speed videoanalysis of the details of movement can provide a source of information about qualitative aspects of walking movements. When walking on a rotorod, animals remain in approximately the same place making repetitive movements of stepping. Thus the task provides a rich source of information on the details of foot stepping movements. Subjects were hemi-Parkinson analogue rats, produced by injection of 6-hydroxydopamine (6-OHDA) into the right nigrostriatal bundle to deplete nigrostriatal dopamine (DA). The present report provides a video analysis illustration of animals previously were filmed from frontal, lateral, and posterior views as they walked (15). Rating scales and frame-by-frame replay of the video records of stepping behavior indicated that the hemi-Parkinson rats were chronically impaired in posture and limb use contralateral to the DA-depletion. The contralateral limbs participated less in initiating and sustaining propulsion than the ipsilateral limbs. These deficits secondary to unilateral DA-depletion show that the rotorod provides a use task for the analysis of stepping movements.

The rotorod test is used to assess motor status in the walking movement of hemi-Parkinson analogue rats.

L&#39;uso di Rotorod come un metodo per l&#39;analisi qualitativa del Camminare in Rat

High speed videoanalysis of the details of movement can provide a source of information about qualitative aspects of walking movements. When walking on a ...

Microinjection of Zebrafish Embryos to Analyze Gene Function

One of the advantages of studying zebrafish is the ease and speed of manipulating protein levels in the embryo.  Morpholinos, which are synthetic oligonucleotides with antisense complementarity to target RNAs, can be added to the embryo to reduce the expression of a particular gene product.  Conversely, processed mRNA can be added to the embryo to increase levels of a gene product.  The vehicle for adding either mRNA or morpholino to an embryo is microinjection.  Microinjection is efficient and rapid, allowing for the injection of hundreds of embryos per hour.  This video shows all the steps involved in microinjection.  Briefly, eggs are collected immediately after being laid and lined up against a microscope slide in a Petri dish.  Next, a fine-tipped needle loaded with injection material is connected to a microinjector and an air source, and the microinjector controls are adjusted to produce a desirable injection volume.  Finally, the needle is plunged into the embryo's yolk and the morpholino or mRNA is expelled.

This video shows how morpholino or mRNA can be injected into zebrafish embryos at the one-cell stage to decrease or increase the level of specific gene products during subsequent development.

Microiniezione di embrioni di zebrafish per analizzare la funzione del gene

One of the advantages of studying zebrafish is the ease and speed of manipulating protein levels in the embryo.  Morpholinos, which are synthetic ...

Lipid Vesicle-mediated Affinity Chromatography using Magnetic Activated Cell Sorting (LIMACS): a Novel Method to Analyze Protein-lipid Interaction

The analysis of lipid protein interaction is difficult because lipids are embedded in cell membranes and therefore, inaccessible to most purification procedures. As an alternative, lipids can be coated on flat surfaces as used for lipid ELISA and Plasmon resonance spectroscopy. However, surface coating lipids do not form microdomain structures, which may be important for the lipid binding properties. Further, these methods do not allow for the purification of larger amounts of proteins binding to their target lipids.
 To overcome these limitations of testing lipid protein interaction and to purify lipid binding proteins we developed a novel method termed lipid vesicle-mediated affinity chromatography using magnetic-activated cell sorting (LIMACS). In this method, lipid vesicles are prepared with the target lipid and phosphatidylserine as the anchor lipid for Annexin V MACS. Phosphatidylserine is a ubiquitous cell membrane phospholipid that shows high affinity to the protein Annexin V. Using magnetic beads conjugated to Annexin V the phosphatidylserine-containing lipid vesicles will bind to the magnetic beads. When the lipid vesicles are incubated with a cell lysate the protein binding to the target lipid will also be bound to the beads and can be co-purified using MACS. This method can also be used to test if recombinant proteins reconstitute a protein complex binding to the target lipid. 
 We have used this method to show the interaction of atypical PKC (aPKC) with the sphingolipid ceramide and to co-purify prostate apoptosis response 4 (PAR-4), a protein binding to ceramide-associated aPKC. We have also used this method for the reconstitution of a ceramide-associated complex of recombinant aPKC with the cell polarity-related proteins Par6 and Cdc42. Since lipid vesicles can be prepared with a variety of sphingo- or phospholipids, LIMACS offers a versatile test for lipid-protein interaction in a lipid environment that resembles closely that of the cell membrane. Additional lipid protein complexes can be identified using proteomics analysis of lipid binding protein co-purified with the lipid vesicles.

Lipid Vesicle-mediated Affinity Chromatography using Magnetic Activated Cell Sorting LIMACS: a Novel Method to Analyze Protein-lipid Interaction

To test the interaction of a protein with its target lipid we used MACS and Annexin V-conjugated magnetic beads and lipid vesicles synthesized from the target lipid and Annexin V-binding phosphatidylserine. Proteins bound to the target lipid are co-purified and analyzed after elution from the beads.

Vescicole lipidiche-mediata Cromatografia di affinità mediante Magnetic separazione delle cellule attivate (LIMACS): un nuovo metodo per l&#39;analisi delle interazioni proteina-lipide

The analysis of lipid protein interaction is difficult because lipids are embedded in cell membranes and therefore, inaccessible to most purification ...

A Multi-detection Assay for Malaria Transmitting Mosquitoes

The Anopheles gambiae species complex includes the major malaria transmitting mosquitoes in Africa. Because these species are of such medical importance, several traits are typically characterized using molecular assays to aid in epidemiological studies. These traits include species identification, insecticide resistance, parasite infection status, and host preference. Since populations of the Anopheles gambiae complex are morphologically indistinguishable, a polymerase chain reaction (PCR) is traditionally used to identify species. Once the species is known, several downstream assays are routinely performed to elucidate further characteristics. For instance, mutations known as KDR in a para gene confer resistance against DDT and pyrethroid insecticides. Additionally, enzyme-linked immunosorbent assays (ELISAs) or Plasmodium parasite DNA detection PCR assays are used to detect parasites present in mosquito tissues. Lastly, a combination of PCR and restriction enzyme digests can be used to elucidate host preference (e.g., human vs. animal blood) by screening the mosquito bloodmeal for host-specific DNA. We have developed a multi-detection assay (MDA) that combines all of the aforementioned assays into a single multiplex reaction genotyping 33SNPs for 96 or 384 samples at a time. Because the MDA includes multiple markers for species, Plasmodium detection, and host blood identification, the likelihood of generating false positives or negatives is greatly reduced from previous assays that include only one marker per trait. This robust and simple assay can detect these key mosquito traits cost-effectively and in a fraction of the time of existing assays.

Malaria transmitting mosquitoes have a number of epidemiologically important characteristics that can only be detected using molecular techniques. Utilizing a MALDI-TOF based SNP genotyping platform, we developed an assay for simultaneously detecting multiple key traits (species, insecticide resistance, parasite infection and host choice) of malaria vectors.

Un test multi-rilevamento per la malaria Trasmissione Zanzare

The Anopheles gambiae species complex includes the major malaria transmitting mosquitoes in Africa. Because these species are of such medical importance, ...

Maintaining Aedes aegypti Mosquitoes Infected with Wolbachia

Aedes aegypti mosquitoes experimentally infected with Wolbachia are being utilized in programs to control the spread of arboviruses such as dengue, chikungunya and Zika. Wolbachia-infected mosquitoes can be released into the field to either reduce population sizes through incompatible matings or to transform populations with mosquitoes that are refractory to virus transmission. For these strategies to succeed, the mosquitoes released into the field from the laboratory must be competitive with native mosquitoes. However, maintaining mosquitoes in the laboratory can result in inbreeding, genetic drift and laboratory adaptation which can reduce their fitness in the field and may confound the results of experiments. To test the suitability of different Wolbachia infections for deployment in the field, it is necessary to maintain mosquitoes in a controlled laboratory environment across multiple generations. We describe a simple protocol for maintaining Ae. aegypti mosquitoes in the laboratory, which is suitable for both Wolbachia-infected and wild-type mosquitoes. The methods minimize laboratory adaptation and implement outcrossing to increase the relevance of experiments to field mosquitoes. Additionally, colonies are maintained under optimal conditions to maximize their fitness for open field releases.

Maintaining Aedes aegypti Mosquitoes Infected with Wolbachia

Aedes aegypti mosquitoes infected with Wolbachia are being released into natural populations to suppress the transmission of arboviruses. We describe methods to rear Ae. aegypti with Wolbachia infections in the laboratory for experiments and field release, taking precautions to minimize laboratory adaptation and selection.

Mantenimento di Aedes aegypti zanzare infettate con Wolbachia

Aedes aegypti mosquitoes experimentally infected with Wolbachia are being utilized in programs to control the spread of arboviruses such as dengue, ...

Protocols for Testing the Toxicity of Novel Insecticidal Chemistries to Mosquitoes

New classes of insecticides with novel modes of action are needed to control insecticide resistant populations of mosquitoes that transmit diseases such as Zika, dengue and malaria. Assays for rapid, high-throughput analyses of unformulated novel chemistries against mosquito larvae and adults are presented. We describe protocols for single point-dose and dose response assays to evaluate the toxicity of small molecule chemistries to the Aedes aegypti vector of Zika, dengue and yellow fever,&#160;the malaria vector, Anopheles gambiae and the northern house mosquito, Culex quinquefasciatus, on contact and via ingestion. As an example, we evaluated the toxicity of amitriptyline, a small molecule antagonist of G protein-coupled receptors, via larval, adult topical and adult blood-feeding assay. The protocols provide a starting point to investigate insecticide potential. Results are discussed in the context of additional experiments to explore product applications and mechanisms for delivery.

Protocols are described for assessing the toxicity of chemistries to immature and adult mosquitoes for development as new classes of larvicides, adulticides and endectocides. The protocols enable high-throughput testing of multiple chemistries at single-point dose and subsequent evaluation via dose response assay to determine toxicity on contact or via ingestion.

Protocolli per testare la tossicità di romanzo chimiche insetticide per le zanzare

New classes of insecticides with novel modes of action are needed to control insecticide resistant populations of mosquitoes that transmit diseases such ...

A Blood-Free Diet to Rear Anopheline Mosquitoes

Malaria research requires large-scale breeding and production conditions for mosquitoes (Anopheles spp.) in captivity. The sustainable and reliable production of mosquitoes is currently inhibited by the supply of fresh vertebrate blood. Alternatives to blood are required to promote efficient control strategies for malaria and other vector borne diseases that are transmitted by blood feeding insects. With this in mind, artificial liquid diets were formulated as substitutes for fresh vertebrate blood. Herein we report a blood-free artificial liquid diet that delivers feeding rates similar to blood and mimics the physiological effects of a fresh vertebrate blood meal. The diet induces ovarian and egg maturation of Anopheles mosquitoes and also produces good larval survival and development of functional adults. The formulated blood-free liquid diet is an important advance towards sustainable mosquito breeding in captivity and will reduce the maintenance costs of mosquito colonies and eliminate the need for fresh vertebrate blood.

A protocol is presented for formulation of a blood-free artificial diet to feed Anopheles mosquitoes in captivity. This diet has a similar performance to vertebrate blood and triggers oogenesis and egg maturation and produces viable adult progeny.

Una dieta senza sangue per allevare zanzare anofeline

Malaria research requires large-scale breeding and production conditions for mosquitoes (Anopheles spp.) in captivity. The sustainable and reliable ...

Glomerular Outgrowth as an Ex Vivo Assay to Analyze Pathways Involved in Parietal Epithelial Cell Activation

Parietal epithelial cell (PEC) activation is one of the key factors involved in the development and progression of glomerulosclerosis. Inhibition of pathways involved in parietal epithelial cell activation could therefore be a tool to attenuate the progression of glomerular diseases. This article describes a method to culture and analyze parietal epithelial cell outgrowth of encapsulated glomeruli isolated from mouse kidney. After dissecting isolated mouse kidneys, the tissue is minced, and glomeruli are isolated by sieving. Encapsulated glomeruli are collected, and single glomeruli are cultured for 6 days to obtain glomerular outgrowth of parietal epithelial cells. During this period, parietal epithelial cell proliferation and migration can be analyzed by determining the cell number or the surface area of outgrowing cells. This assay can therefore be used as a tool to study the effects of an altered gene expression in transgenic- or knockout-mice or the effects of culture conditions on parietal epithelial cell growth characteristics and signaling. Using this method, important pathways involved in the process of parietal epithelial cell activation and consequently in glomerulosclerosis can be studied.

This article describes a method for culturing and analyzing glomerular parietal epithelial cell outgrowths of encapsulated glomeruli isolated from mouse kidney. This method can be used to study pathways involved in parietal epithelial cell proliferation and migration.

Escrescenza glomerare come un'analisi di Ex Vivo per analizzare i percorsi coinvolti nell'attivazione delle cellule epiteliali Parietali

Parietal epithelial cell (PEC) activation is one of the key factors involved in the development and progression of glomerulosclerosis. Inhibition of ...