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要約

ここでは、幼虫により摂取されたキトサン/干渉RNAナノ粒子の使用を通じて疾病媒介蚊で遺伝子機能を阻害するための手順を記述している。

要約

媒介蚊は、他の生物よりも多くの人的被害を与える-と百万人以上の人毎年殺す。蚊のゲノムプロジェクトは、プライマリアフリカのマラリアベクトルハマダラカとデング熱や黄熱病ベクトルネッタイシマカにおける機能遺伝子研究を含め、蚊の生物学の新しいファセットの研究を促進した。電波妨害RNA（RNAiを）媒介遺伝子サイレンシングは、これらの疾患の媒介蚊の種の両方において、目的の遺伝子を標的とするために使用されてきた。ここでは、食物と一緒にし、幼虫により摂取されたキトサン/干渉RNAナノ粒子の調製のための手順を記載している。長い二本鎖RNA（dsRNA）または低分子干渉RNA（siRNA）分子と互換性があり、この技術的に簡単で、高スループット、比較的安価な方法は、Aの異なるいくつかの遺伝子のノックダウンの成功のために使用されているハマダラカとA.ネッタイシマカ幼虫。定量RT-PCRを介して、またはin situハイブリダイゼーションで確認された幼虫授乳、ノックダウン、続いて、少なくとも後半蛹を通 ​​じて持続することができます。この方法は、農業害虫、並びに他の非モデル生物を含む蚊および他の昆虫種の多種多様に適用可能である。研究室でのその有用性に加えて、将来、キトサン、安価な、非毒性および生分解性ポリマー中に、潜在的な分野で利用することができる。

概要

ハマダラカとAedine属の血液供給の媒介蚊は、人類の最悪の災いのいくつかの責任病気の原因となる物質を伝達する。推定34億の人々が毎年世界中でオーバーワン50万人の死亡の原因であるマラリアを、縮小するための危険にさらされている。 マラリア原虫属による感染からマラリアの結果。主要なアフリカのベクトルハマダラカ （含むハマダラカ属の感染した蚊の刺さを通じて人々に送信され、寄生虫、 http://www.who.int/topics/malaria/en/ 、2014）1。 ネッタイシマカは、デング熱、世界で最も広範かつ重要なアルボウイルス疾患である非特異的な熱性疾患の原因となるデング熱ウイルス、の主要な蚊ベクトルである。デング熱ウイルスは毎年incidenで、現在熱帯> 25億人への脅威である毎年〜24000人が死亡（結果として約5000万例のCE http://www.cdc.gov/dengue/ 、2014）2。人の健康に蚊が媒介する病気の壊滅的な世界的な影響にもかかわらず、これらの疾患の予防及び治療の効果的な手段が不足している。モスキートコントロールは、現在、病気の予防の最善の方法です。

ベクトル昆虫の遺伝子操作によって節足動物媒介疾患を制御するための可能性は40年以上3認識されてきた。 A.のトランスジェニック系統抑制性女性特有飛べ表現型を有するように操作ネッタイシマカは、最近、トランスジェニックベクターコントロール戦略現実4-6を使用するための可能性を作った。これらの進歩は、ベクター対照と媒介蚊で遺伝子機能を操作するさらなる手段のための新規の遺伝子標的を同定するために研究者が挑戦してきた。遺伝子発現dの変質を雌飛べ蚊4でそうであったようにuring開発は、新規ベクトル制御戦略の解明を促進することができる。しかし、主として技術的な課題に、非常に少数の遺伝子の機能は、Aの開発中に特徴付けられているハマダラカ、ネッタイシマカ、または他の蚊の種。

C.年の発見以来エレガンス 7、動物、植物および微生物において保存されているRNA干渉（RNAi）は、広範囲の昆虫8,9を含む多種多様な生物において機能的な遺伝学的研究のために使用されてきた。 RNAi経路は、配列特異的干渉RNAとして機能する短い20-25ヌクレオチド長のsiRNAに切断する長いdsRNAダイサーによって開始される。転写産物のターンオーバー、切断、および翻訳9の破壊を促進することにより、配列が相補的であるsiRNAは沈黙遺伝子。 particulaをターゲットに長いdsRNA分子（通常は300〜600塩基対）、またはカスタムのsiRNArの配列は、目的の任意の遺伝子をサイレンシングするために研究室で使用することができる。干渉RNAが送達されたときに管理することにより、研究者は、遺伝子がサイレンシングを開始する時間を制御することができる。それは遺伝変異を有する株の生産やメンテナンス、すべての昆虫種ではまだ使用できません高価で労働集約的なプロセスを妨げることができるように、発達致死や無菌性などの課題を克服するために使用することができようにこの利点に便利です。 RNAiによる遺伝子サイレンシングの程度は、動物への遺伝子、組織、組織、および動物に遺伝子変化し得るが、RNAiは広く蚊や他の昆虫8,9における遺伝子の機能解析のために使用される。

三つの干渉RNA送達戦略は、蚊に使用されてきた：微量注入、浸漬/局所適用、経口摂取を。詳細な歴史と昆虫におけるこれらの3つの技術の利用の比較のために、ゆうら 8を参照してください。 Weは成功してAの発生遺伝子をターゲットとするsiRNAを送達する手段としてマイクロインジェクション10を使用していたネッタイシマカの胚、幼虫、蛹11-14。しかし、この労働集約的な配信戦略は、マイクロインジェクションのセットアップと熟練した手の両方を必要とします。また、マイクロインジェクションは、行動の表現型が評価される場合は特に、生物、交絡因子にストレスが多い。最後に、マイクロインジェクション送達は、ベクトル制御のためのフィールドを拡張することができない。それは便利であり、ほとんどの機器や労力を必要とする別の方法として、RNA溶液を干渉する生物を浸すことはまた、遺伝子サイレンシングを誘導する人気の手段となっている。浸漬は、主に昆虫細胞株に適用された8を研究が、最近の研究では、ノックダウンA.で達成されたネッタイシマカの幼虫は、動物が摂取するように思われたdsRNA 15の溶液に浸漬した。ただし、複数のエクスペリの分析を含む研究のためのL基または表現型は、浸漬はかなり高価である。ロペス·マルティネスら 16は、RNAi、干渉RNAを含む水の一滴と食塩水と水分補給で脱水を伴うRNAの配信を妨害するための新規のアプローチを駆動水分補給を説明した。このアプローチは、動物全体の浸漬に関連するコストを削減するが、マイクロインジェクションよりも高価であり、高い浸透圧に耐えることができる化学種への適用に限定されてもよいしない。また、浸漬、脱水/再水和の浸漬方法は、フィールド内のベクトル制御に適合させることができるか想像することは困難である。これらの理由から、後胚の研究のために、摂取した食物との干渉RNAの送達は実行可能な代替戦略です。

摂取ベースの戦略は、すべての昆虫種では動作しませんが、おそらく最も顕著キイロショウジョウバエ 、食品と混合したRNA干渉の経口送達は、遺伝子のSiを推進してきましたA.含む昆虫8,17、さまざまなlencing ネッタイシマカ大人18。私たちは、Aにキトサンナノ粒子媒介RNAiを説明したハマダラカ幼虫 19に成功A.における遺伝子発現の低減のためのこのアプローチを適用しているネッタイシマカの幼虫20,21。ここで、高分子キトサンによるRNA干渉の包括を伴うこのRNAiの手順、方法論は、詳細です。キトサン/干渉RNAナノ粒子は、キトサン中のアミノ基の正電荷とRNA 19干渉の主鎖にリン酸基により担持された負電荷間の静電力を介して干渉RNAとポリカチオンの自己集合により形成される。記載された手順は、長いdsRNA分子（以下のdsRNAとも呼ばれる）または二本鎖siRNA（以下のsiRNAと呼ばれる）の両方と互換性がある。以下の合成、キトサン/ RNAナノ粒子が幼虫食品と混合に配信される干渉経口摂取を通じて幼虫。この方法は、比較的安価であり、少ない設備および労力19を必要とし、行動20,21の解析を含む複数の表現型のハイスループット分析を容易にする。他の疾患ベクターおよび昆虫農業害虫を含む他の昆虫の遺伝子サイレンシング研究のために適合させることができるこの方法は、潜在的に他の種々の動物種における遺伝子サイレンシングのために使用することができる。また、キトサン、安価な、非毒性および生分解性ポリマー22は 、潜在的に種特異的な蚊の駆除のための分野において利用することができる。

プロトコル

1.蚊種と飼育

  1. A.を維持ハマダラカ G3 とA.ネッタイシマカリバプールIB12株（下の代表的研究に使用される）または関心のある他の株の標準実験室の練習にまたは以前に23,24説明したように従った。

2. dsRNAおよびsiRNAの設計と製造

  1. 設計プライマーは、関心対象の遺伝子に特異的な長いdsRNAテンプレートを構築した。 E-のRNAiツール25を使用してください。として選択または方法に従ってのdsRNA産生は、以前に19を記載した。
    1. 陰性対照のために、緑色蛍光タンパク質（GFP）、β-ガラクトシダーゼ（β-gal）、または蚊では発現されないいくつかの他の遺伝子の配列に対応するdsRNAが19を合成する。所望であれば、以下に要約する代表的な結果を生成するために利用dsRNAは19を陽性対照として使用することができる。ストアdsRNAは、-80℃で無RNAse水に溶解; C必要になるまで。
  2. あるいは、設計遺伝子特異的siRNA標準ラボ慣行または以前に記載10のようによれ。すべての蚊の遺伝子に対応していないネガティブコントロールsiRNAを設計するためにノックダウンsiRNAの配列をスクランブル。評判の良いベンダーの数を介して使用できますカスタムsiRNAを、購入してください。
    1. 所望であれば、以下に要約する代表的な結果を得るために用いたsiRNA 20,21は、陽性対照として使用することができる。必要になるまでストアsiRNAは、-80℃でRNaseフリー水に溶解した。

3. R​​NAナノ粒子干渉/キトサンの準備

  1. 既製のRT 100mMの硫酸ナトリウムを集める（脱イオンH 2 O中の100mMのNa 2 SO 4）、0.1 M酢酸ナトリウム（脱イオンH 2 O中の0.1 M NAC 2 H 3 O 2 -0.1 M酢酸、pH4.5）中バッファ。
  2. キトサンを溶解する（≥75％脱アセチル化された）は、0.1 M酢酸ナトリウム緩衝液（w / v）の希釈標準溶液、0.02％を作るために、使用前にRTで溶液を維持する。
  3. H 2 Oの脱イオン50μl中のdsRNAまたはsiRNAを溶解し、50 mMの硫酸ナトリウム100μlのあたりのdsRNA / siRNAの32μgの100μlの溶液を作製するために100 mMの硫酸ナトリウムバッファーに追加します。
  4. のdsRNA / siRNA溶液にキトサン溶液100μlを加え、その後、1分間55℃の水浴中で混合物を加熱する。キトサン溶液の100μlに50 mMの硫酸ナトリウム100μlを加えることで制御を設定し、同じ手順に従います。
  5. ナノ粒子の形成を容易にするために、室温で、高速ボルテックスで30秒間、直ちに溶液を混合する。
  6. 遠心分離し、ペレットを表示するか、その時間後室温で10分間、13,000×gで混合。新しい1.5 mlチューブに上清を移し。蚊の食品を調製するために使用する前に室温で≈10分間、ペレットを空気乾燥。
  7. M上清に残ったのdsRNA / siRNAの総量を計算するために、ブランクとしてコントロール（3.5を参照）からの上清を使用して上清中のdsRNA / siRNAの濃度をeasure。のdsRNA / siRNAの出発量の差を使用して、ナノ粒子中に封入さのdsRNA / siRNAの割合を計算するために、上清中に残存する量。この充填効率は、通常90％以上である。
  8. 以上のナノ粒子が必要な場合は、同じ手順を繰り返します。すぐに乾燥したナノ粒子を使用してください。使用前に粒子の低温貯蔵の影響が評価されていない。

4.モスキート食品は、RNAナノ粒子干渉/キトサンを含む準備

  1. （w / v）の脱イオン水に、アガロースを溶融し、2％アガロース溶液1mlを調製し、使用前に55℃の水浴中で融解したアガロース溶液を保つ。
  2. 魚の餌フレークを混ぜ（47％粗タンパク質、分。粗脂肪10％、最大粗繊維3％）で、乾燥酵母2：1の比（w / w）である。 （第50号米国標準試験ふるいを通過できる）を乳鉢と乳棒で小さな粒子に混合物を挽く。どちらかすぐに、色が茶色がかったあるべき地上の食べ物を、使用するか、または数週間4℃で密封容器に保管してください。
  3. 1.5ミリリットルチューブでは、つまようじで3.7節からの乾燥ナノ粒子で地面食品の6 mgのミックス。
  4. 食品·ナノ粒子混合物に2％のプレ溶融したアガロースゲル溶液の30μlのを追加します。つまようじまたはピペットチップを使用してすぐに、徹底的にかき混ぜる。
  5. すぐに蚊の幼虫を養うために食品やナノ粒子を含むゲルを使用してください。ゲルが完全に室温で固化されると代替的に、4℃でゲルを格納し、使用する次の日に、または後で使用するために-80℃で。

食べ物は、RNAナノ粒子干渉/キトサンを含有する蚊の幼虫を餌5.

  1. 給餌A.ハマダラカ蚊の幼虫：
    1. Siのを削除爪楊枝を使用して1.5ミリリットルチューブからngleゲルペレットときれいなカミソリの刃や歯のピックを使用して6等しいスライスにカット。
    2. 脱イオン水100mlを含む500mlペトリ皿に20三齢幼虫を転送します。
    3. 4日間、一日一回ペトリ皿当たりゲルペレット（細かく小さな断片に切り刻ま）の1スライスを追加することによって蚊の幼虫フィード。大幅にサイズが縮小または翌日までに完全に存在する必要があり、ペレット、上の幼虫の摂食を必ず守ってください。時間が経過すると、蚊が遅れて4齢幼虫に発展する。
    4. 実験中の目に見える表現型の変化を記録します。 4日間の期間の終了時にセクション6で説明したように転写レベルおよび他の表現型の変化を調べます。
  2. 給餌A.ネッタイシマカの蚊の幼虫：
    1. 清潔なカミソリの刃や爪楊枝を使って6等しいスライスにゲルペレットをカット。
    2. 卵孵化Fiの後に50歳の同期24時間を置きます≈40mlの脱イオン水中のシャーレに1の幼虫。
    3. その日の残りの1グラウンド魚の餌フレークとドライイースト：その後2の正規の幼虫の食事に戻って幼虫を転送する、4時間/日のペトリ皿当たりの幼虫1スライスを養う。 4幼虫齢を通して毎日の手順を繰り返します。
    4. 希望発達の時点でセクション6で説明したように転写レベルおよび他の表現型の変化を調べます。

遺伝子ノックダウンの6.確認

  1. Aの定量RT-PCRによる相対転写産物の定量化ネッタイシマカとA.ハマダラカの幼虫。
    1. 少なくとも10の3つの生物学的複製とを実行し、分析のqRT-PCRアッセイは11,19,20が記載されている実験の幼虫対コントロールをプールし、または標準的な実験手順に従って。代表的な結果を以下に含まれています。
    2. 特定の組織タイプ/本体部分（ すなわち 、脳またはアンテナ）の分析のために、perfo目的の組織を回復する解剖以下6.1.1に記載のように定量RT-PCRのrm（例えば、マイソールら 21を参照されたい）。
  2. in situハイブリダイゼーションによるノックダウンの確認
    1. ジゴキシゲニン標識アンチを合成し、標準的な実験室の練習にまたは26に記載のように応じて制御リボプローブを感知。
    2. 11,20以前に説明し、以下の代表的な結果のセクションで説明したようにノックダウンの確認のためハウゲンら 27プロトコルごとin situハイブリダイゼーションを実行します。
  3. 免疫組織化学によるノックダウンの確認
    1. 標的遺伝子のタンパク質産物に対する抗体が利用可能である場合、以前representatiに例示されるように表現型分析20のためのノックダウンの最大レベルを有する個体の同定を容易に28を 、説明したように、免疫組織化学を行う下記の結果セクションVEの。

結果

A.ハマダラカ：

キトサン/ dsRNAはナノ粒子によるキトサンのアミノ基とdsRNAのリン酸基との間の静電相互作用によって形成されている。溶液からのdsRNAの枯渇によって測定されるように、ナノ粒子中へのdsRNAの取り込みの効率は、通常90％以上である。原子間力顕微鏡画像は、100〜200nmの（ 図1）の範囲の直径がそのキトサンのdsRNA粒径平?...

ディスカッション

本明細書に記載のキトサン/干渉RNAナノ粒子法は、効果的にAの発育中の遺伝子を標的とするために使用されているハマダラカ （ 図2、図3）およびA.ネッタイシマカ （ 図4、図5、図6、表1、表2）。キトサンナノ粒子は、本明細書に記載の代表的な結果によって証明されるように蚊に成功裡に使用されている両方とも、長いdsRNAまたはsiRNAのいずれか?...

開示事項

The authors have nothing to disclose.

謝辞

Funding from the Kansas Agricultural Experiment Station and K-State Arthropod Genomics Center to KYZ supported the original development of chitosan/dsRNA-mediated gene silencing in A. gambiae19.The A. gambiae work described here was supported in part by R01-AI095842 from NIH/NIAID to KM. Development of chitosan/siRNA-mediated gene silencing in A. aegypti20,21 was supported by NIH/NIAID Award R01-AI081795 to MDS. The contents of this study are solely the responsibility of the authors and do not necessarily represent the official views of the NIH.

資料

NameCompanyCatalog NumberComments
0.02 ml pipettemanRaininPR20for resuspension of interfering RNA
0.2 ml pipettemanRaininPR200for resuspension of interfering RNA and preparation of interfering RNA/nanoparticles
0.5 ml graduated tube Fischer Scientific05-408-120for aliquoting resuspended interfering RNA
1 ml pipettemanRaininPR1000for resuspension of interfering RNA and preparation of interfering RNA/nanoparticles
1.5 ml graduated tube Fischer Scientific05-408-046for preparation of interfering RNA/nanoparticles
1M Sodium Acetate, pH 4.5TEKnovaS0299to prepare sodium acetate buffer
Acetic Acid, AIRSTAR. ACS, USP, FCC GradeBDHVWR BDH3092-500MLPto prepare sodium acetate buffer
Agarose Genetic Technology GradeMP Biomedicals LLC.800668to coat prepared interfering RNA/nanoparticles
CentrifugeEppendorf AG5415Dto pellet interfering RNA/nanoparticles
Chitosan, from shrimp shellsSigma-AldrichC3646-25Gto combine with interfering RNA for prepararation of interfering RNA/nanoparticles
Dry YeastUniversal Food CorpNAto prepare mosquito larval food with interfering RNA/nanoparticles
E-RNAi toolGerman Cancer Research CenterNAfor design of dsRNA; http://www.dkfz.de/signaling/e-rnai3//
goldfish foodWardleyGoldfish FLAKE FOODto prepare mosquito larval food with interfering RNA/nanoparticles
Heated water bathThermo Scientific51221048to heat the interfering RNA/nanoparticles at 55oC
Icenot applicablenot applicablefor thawing interfering RNA and preparation of interfering RNA/nanoparticles
[header]
Ice bucketFisher Scientific02-591-44for storage of ice used during the procedure
liver powderMP Biomedicals LLC.900396to feed mosquito larvae post interfering RNA/nanoparticle treatment
Microwave ovenA variety of vendorsnot applicableto prepare 2% agarose solution
petridish (100 x 15 mm)Fischer Scientific875713interfering RNA/nanoparticle feeding chamber for larvae
pH meterMettler ToledoS220for preparation of buffers
Razor bladeFischer Scientific12-640to divide the interfering RNA/nanoparticle pellet for feedings
siRNAThermo Scientific/Dharmaconcustomfor preparation of siRNA/nanoparticles
Sodium Sulfate, Anhydrous (Na2SO4)BDH/distributed by VWRVWR BDH0302-500Gto prepare 50 mM sodium sulfate solution in which the interfering RNA will be resuspended
ThermometerVWR61066-046to measure the water bath temperature
Tooth picksVWR470146-908for stirring during interfering RNA/nanoparticle food preparation and cutting gel pellets
Ultralow freezerA variety of vendorsnot applicablefor storage of interfering RNA aliquots and interfering RNA/nanoparticles at -80oC
Vortex mixerFischer Scientific02-216-108for preparation of chitosan/interfering RNA
Weight paperFischer ScientificNC9798735to divide the interfering RNA/nanoparticle pellet for feedings

参考文献

  1. Knipling, E. F., et al. Genetic control of insects of public health importance. Bulletin of the World Health Organization. 38 (3), 421-438 (1968).
  2. Fu, G., et al. Female-specific flightless phenotype for mosquito control. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (10), 4550-4554 (2010).
  3. Wise de Valdez, M. R., et al. Genetic elimination of dengue vector mosquitoes. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (12), 4772-4775 (2011).
  4. Harris, A. F., et al. Successful suppression of a field mosquito population by sustained release of engineered male mosquitoes. Nature Biotechnology. 30 (9), 828-830 (2012).
  5. Fire, A., et al. Potent and specific genetic interference by double-stranded RNA in Caenorhabditis elegans. Nature. 391 (6669), 806-811 (1998).
  6. Yu, N., et al. Delivery of dsRNA for RNAi in insects: an overview and future directions. Insect science. 20 (1), 4-14 (2013).
  7. Zhang, H., Li, H. C., Feasibility Miao, X. X. limitation and possible solutions of RNAi-based technology for insect pest control. Insect science. 20 (1), 15-30 (2013).
  8. Clemons, A., Haugen, M., Severson, D. W., Duman-Scheel, M. Functional analysis of genes in Aedes aegypti embryos. Cold Spring Harb Protoc. 2010 (10), (2010).
  9. Clemons, A., et al. siRNA-mediated gene targeting in Aedes aegypti embryos reveals that frazzled regulates vector mosquito CNS development. PLoS One. 6 (1), e16730 (2011).
  10. Haugen, M., et al. Semaphorin-1a is required for Aedes aegypti embryonic nerve cord development. PLoS One. 6 (6), e21694 (2011).
  11. Nguyen, C., et al. Functional genetic characterization of salivary gland development in Aedes aegypti. EvoDevo. 4 (1), 9 (2013).
  12. Sarro, J., et al. Requirement for commissureless2 function during dipteran insect nerve cord development. Developmental dynamics: an official publication of the American Association of Anatomists. 242 (12), 1466-1477 (2013).
  13. Singh, A. D., Wong, S., Ryan, C. P., Whyard, S. Oral delivery of double-stranded RNA in larvae of the yellow fever mosquito, Aedes aegypti: implications for pest mosquito control. J Insect Sci. 13, 69 (2013).
  14. Lopez-Martinez, G., Meuti, M., Denlinger, D. L. Rehydration driven RNAi: a novel approach for effectively delivering dsRNA to mosquito larvae. Journal of medical entomology. 49 (1), 215-218 (2012).
  15. Scott, J. G., et al. Towards the elements of successful insect RNAi. Journal of insect physiology. 59 (12), 1212-1221 (2013).
  16. Coy, M. R., et al. Gene silencing in adult Aedes aegypti mosquitoes through oral delivery of double-stranded RNA. J Appl Entomol. 136 (10), 741-748 (2012).
  17. Zhang, X., Zhang, J., Zhu, K. Y. Chitosan/double-stranded RNA nanoparticle-mediated RNA interference to silence chitin synthase genes through larval feeding in the African malaria mosquito (Anopheles gambiae). Insect molecular biology. 19 (5), 683-693 (2010).
  18. Mysore, K., Flannery, E. M., Tomchaney, M., Severson, D. W., Duman-Scheel, M. Disruption of Aedes aegypti olfactory system development through chitosan/siRNA nanoparticle targeting of semaphorin-1a. PLoS neglected tropical diseases. 7 (5), e2215 (2013).
  19. Mysore, K., Andrews, E., Li, P., Duman-Scheel, M. Chitosan/siRNA nanoparticle targeting demonstrates a requirement for single-minded during larval and pupal olfactory system development of the vector mosquito Aedes aegypti. BMC developmental biology. 14 (1), 9 (2014).
  20. Dass, C. R., Choong, P. F. Chitosan-mediated orally delivered nucleic acids: a gutful of gene therapy. Journal of drug targeting. 16 (4), 257-261 (2008).
  21. An, C., Budd, A., Kanost, M. R., Michel, K. Characterization of a regulatory unit that controls melanization and affects longevity of mosquitoes. Cellular and molecular life sciences : CMLS. 68 (11), 1929-1939 (2011).
  22. Clemons, A., Mori, A., Haugen, M., Severson, D. W., Duman-Scheel, M. Culturing and egg collection of Aedes aegypti. Cold Spring Harb Protoc. 2010 (10), (2010).
  23. Horn, T., Boutros, M. E-RNAi: a web application for the multi-species design of RNAi reagents--2010 update. Nucleic acids research. 38, W332-W339 (2010).
  24. Patel, N. H., PA, K. r. i. e. g. Ch. 19. In situ hybridization to whole mount Drosophila embryos. A laboratory guide to RNA: Isolation, Analysis, and Synthesis. , (1996).
  25. Haugen, M., et al. . Whole-mount in situ hybridization for analysis of gene expression during Aedes aegypti development. 2010 (10), (2010).
  26. Clemons, A., Flannery, E., Kast, K., Severson, D. W., Duman-Scheel, M. Immunohistochemical analysis of protein expression during Aedes aegypti development. Cold Spring Harb Protoc. 2010 (10), (1101).
  27. Rund, S. S., Hou, T. Y., Ward, S. M., Collins, F. H., Duffield, G. E. Genome-wide profiling of diel and circadian gene expression in the malaria vector Anopheles gambiae. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 108 (32), E421-E430 (2011).
  28. Gaj, T., Gersbach, C. A., Barbas, C. F. ZFN, TALEN, CRISPR/Cas-based methods for genome engineering. Trends in biotechnology. 31 (7), 397-405 (2013).
  29. Aryan, A., Myles, K. M., Adelman, Z. N. Targeted genome editing in Aedes aegypti using TALENs. Methods. 69 (1), 38-45 (2014).
  30. Sarathi, M., Simon, M. C., Venkatesan, C., Hameed, A. S. Oral administration of bacterially expressed VP28dsRNA to protect Penaeus monodon from white spot syndrome virus. Mar Biotechnol (NY). 10 (3), 242-249 (2008).
  31. He, B., et al. Fluorescent nanoparticle delivered dsRNA toward genetic control of insect pests). Adv Mater. 25 (33), 4580-4584 (2013).
  32. Giljohann, D. A., Seferos, D. S., Prigodich, A. E., Patel, P. C., Mirkin, C. A. Gene regulation with polyvalent siRNA-nanoparticle conjugates. Journal of the American Chemical Society. 131 (6), 2072-2073 (2009).
  33. Davis, M. E., et al. Evidence of RNAi in humans from systemically administered siRNA via targeted nanoparticles. Nature. 464 (7921), 1067-1070 (2010).
  34. Molinaro, R., et al. Polyethylenimine and chitosan carriers for the delivery of RNA interference effectors. Expert opinion on drug delivery. 10 (12), 1653-1668 (2013).
  35. Singha, K., et al. Polymers in small-interfering RNA delivery. Nucleic acid therapeutics. 21 (3), 133-148 (2011).

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