マウス横紋筋肉腫から単離された原発性腫瘍細胞からの腫瘍球誘導と治療

要約

このプロトコルは、マウス横紋筋肉腫原発細胞の単離、腫瘍球形成および治療、および腫瘍球培養から始まる同種移植片移植のための再現可能な方法を説明する。

要約

横紋筋肉腫(RMS)は、小児で最も一般的な軟部組織肉腫である。RMSに関連する一般的な変異の同定を可能にし、異なるRMSサブタイプの判別を可能にする多大な努力がなされたが、予後をさらに改善するための新しい治療法の開発には大きな課題が依然として存在する。筋原性マーカーの発現によって同定されるが、RMSが筋原性または非筋原起源を有するかどうかについては、起源の細胞がまだ十分に理解されていないため、依然として重大な論争がある。本研究では、マウスRMSに対する腫瘍球アッセイに対して信頼性の高い方法が提供される。アッセイは腫瘍細胞の機能特性に基づいており、腫瘍機能を有する腫瘍中の稀な集団の同定を可能にする。また、組換えタンパク質の検査、トランスフェクションプロトコルと腫瘍球アッセイの統合、腫瘍の発達および増殖に関与する候補遺伝子の評価の手順についても説明します。さらに説明する、生体内で腫瘍属機能を検証するレシピエントマウスへの腫瘍球の同種移植移植の手順である。全体的に、記載された方法は、異なる文脈で生じるRMSに適用することができる希少なRMS腫瘍属集団の信頼性の高い同定および試験を可能にする。最後に、このプロトコルは、薬物スクリーニングおよび治療の将来の開発のためのプラットフォームとして利用することができる。

概要

癌は不均一な病気です。さらに、同じタイプの腫瘍は、異なる患者に異なる遺伝子変異を提示することができ、患者内で腫瘍は^細胞1の複数の集団によって構成される。異種性は、がんの発症と伝播を担う細胞の同定に課題を提示しますが、効率的な治療法の開発にはその特徴付けが不可欠です。腫瘍伝播細胞(TPC)の概念は、腫瘍の発達に寄与する稀な細胞集団であり、以前に広範囲に見直^された2.TPCは複数のタイプの癌で特徴付けられてきたにもかかわらず、信頼性の高い単離のためのマーカーの同定は、いくつかの腫瘍タイプ3、4、5、6のための挑戦のままである^,7,8,9.したがって、分子マーカーに依存せず、むしろTPC機能特性(高い自己再生および低アタッチメント条件下で成長する能力)に依存しない方法は、腫瘍球形成アッセイとして知られており、ほとんどの腫瘍からのTPCの同定。重要なことに、このアッセイはTPCの拡大にも用いられ、したがって癌薬物スクリーニングおよび癌^耐性1、10に関する研究に直接適用することができる。

横紋筋肉腫(RMS)は、^幼児11で最も一般的な軟部組織肉腫のまれな形態である。Althoug RMSは、筋原性マーカーの発現の評価を通じて組織学的に同定することができ、起源のRMS細胞は、腫瘍発達刺激の複数の腫瘍サブタイプおよび高い不均一性のために単元的に特徴付けられていない。実際、最近の研究では、RMSが筋原性または非筋原起源のどちらであるかに関する重要な科学的議論が生じ、RMSは^{文脈12、13}に応じて異なる細胞タイプから派生する可能性があることを示唆している。^{14歳,15歳,16歳,17.}RMS細胞株に関する多数の研究は、腫瘍の発達に関与する経路の同定および高度自己再生集団に関連するマーカーの特徴付けのための腫瘍球形成アッセイを用いて行われている。^{18歳,19歳,20歳,21}.

しかしながら、発産元のRMS細胞を同定する腫瘍球形成アッセイの可能性にもかかわらず、一次RMS細胞に用いることができる信頼性の高い方法はまだ説明されていない。この文脈において、我々のグループからの最近の研究は、デュシェンヌ筋ジストロフィー(DMD)マウス^モデル22における起源のRMS細胞の同定のための最適化された腫瘍球形成アッセイを採用した。筋肉組織から単離された複数の腫瘍形成前細胞型は、低アタッチメント条件で増殖する能力について試験され、ジストロフィー性コンテキストにおけるRMSの起源細胞としての筋肉幹細胞の同定を可能にする。ここで説明する腫瘍球形成アッセイ(図1)の再現性と信頼性の高いプロトコルは、マウスRMS開発を担う極めて稀な細胞集団の同定に成功している。

プロトコル

マウスのハウジング、治療、および犠牲は、サンフォードバーナム・プレビーズ医学発見研究所の承認されたIACUCプロトコルに従って行われた。

1. 試薬の調製

1. 100 mLの細胞単離培地を調記:F10培地に10%の馬血清(HS)を補充した。
2. 50mLのコラゲナーゼ型II溶液を調製する:50mLの細胞単離培地にコラゲナーゼ型II粉末を1g溶解させる(ロットによって単位数が異なるため、1mL当たりの酵素の単位に注意する)。溶液をアリコートし、使用する準備ができるまで-20 °C冷凍庫に保管してください。
   注:酵素活性が異なるロット間で変化する可能性があるため、使用前にコラゲナーゼのすべてのロットをテストする必要があります。
3. 第2消化溶液の試料10mLを調味する:コラゲナーゼ型II溶液100単位/mLの細胞単離培地と2単位/mLのジスパーゼIIを加重した。使用直前に準備してください。
4. 腫瘍細胞培地の500 mLを調味する:DMEM高グルコースは20%FBSおよび1%のペン/ストレップを補充した。
5. FACSバッファーの500 mLを準備する:1x PBSは2.5%v/v正常ヤギ血清および1 mM EDTAを補充した。
6. 腫瘍球培地の500 mLを調剤:DMEM/F12は1%のペン/ストレップを補充した。使用直前に、次の成長因子を追加します: 1% N2 サプリメント, 10 ng/mL EGF, 10 ng/mL β-FGF.

2. 細胞の単離と培養

1. 5 mLの細胞分離培地(腫瘍試料1枚につき1枚)を含む10cmプレートを調製し、腫瘍組織を収穫する準備ができるまで37°Cのインキュベーターに入れます。
2. RMSは、生後約18ヶ月のB10 mdxマウスおよびB6 mdx/mTRマウスの9ヶ^月22、23年までに、デュシェンヌ筋ジストロフィーの雄マウスと雌マウスの両方で自発的に発症することが報告されている。イソルランを用いてRMS腫瘍を発症するマウスを麻酔し、子宮頸部脱臼または施設のIACUCガイドラインに従って動物を犠牲にする。はさみで、腫瘍が局在する領域の皮膚に切開を行い、(ピンセットを使用して)皮膚を目的の領域から引き離します。かみそり刃を用いて、動物から腫瘍を切除する。
3. 腫瘍組織の500~1,000mgの重量を量り、ステップ2.1(図1A)で調製したプレートに入れる。
   注:組織の大きな量は、消化ステップに悪影響を与え、全体的な収率を低下させる。採取した腫瘍が1000mgより大きい場合は、所望の重量に達するまでランダムに部品とサンプルに分割します。ランダムサンプリングは、組織の不均一性を評価するために必要です。
4. 生殖細胞培養フードに腫瘍組織を含むプレートを入れ、かみそり刃でミンチします。RMSからの腫瘍組織は不均一である;したがって、異なる領域は、カットに異なる抵抗を提示する可能性があります。最適な消化を確保するために、得られるミンチ片のサイズが均一であることを確認してください。
   注:RMSは、すべての腫瘍で同定することができる異なる組織タイプ(主に線維性、血管化、および脂肪組織)の混合物として存在する。1)元の腫瘍の組成を正確に要約する不均一な細胞集団を単離し、2)単離手順に偏らない、採取した組織のランダムサンプリングを行う。腫瘍の異なる領域からの細胞は、セクション3に記載のアッセイにおいてインビトロで並列に消化され、試験されるべきである。
5. 15 mL遠心管でひき傷組織および細胞単離培地を移動し、4 mLの細胞分離培地でプレートを洗浄し、チューブに入れます。
6. 700単位/mLのコラゲナーゼ溶液を加えて組織を消化し、37°Cで1.5時間揺れる水浴でインキュベートします。
7. インキュベーション後、RTで300 x gで組織を5分間スピンダウンし、ペレットを乱さずに上清を吸引し、第2消化液(ジスパーゼ)の10mLでペレットを再濁させ、30分間37°Cで振水浴でインキュベートする。
8. 2回目の消化が完了したら、ピペを上下に動かし、50 mL遠心チューブ上の70 μmナイロンフィルターを通してセルサスペンションを通過させます。次に、10 mLの細胞分離培養培養液を加えてフィルターを洗浄し、消化液を希釈し、組織を300xgとRTで5分間スピンダウンします。
9. 上清を吸引し、腫瘍細胞培中の20mLでペレットを再中断する。次いで、細胞懸濁液を15cm細胞培養プレートに移す。細胞を一晩37°Cのインキュベーターに入れます。このプレートはP0として識別されます。
10. 分離の翌日、メディアを変更します。このステップは、細胞の生存に悪影響を及ぼす可能性のある破片や死んだ細胞の除去を確実にするために必要です。
11. 培地変更後の細胞合流率を評価し、開始物質の量と細胞サイズに応じて30%~60%の範囲を評価します。細胞は90%の合流に達するまでインキュベーターで成長したままにしておきます。毎日セルを監視し、2 日ごとにメディアを変更します。腫瘍細胞がコンフルエントになるのに必要な時間は、腫瘍の攻撃性、腫瘍の遺伝子型、マウスの年齢、組織の不均一性など、複数のパラメータによって異なります。
12. セルの通過には、次の操作を行います。
    1. 37°Cの水浴中の細胞剥離液および腫瘍細胞培中を予め温めます。
    2. 1x滅菌PBSで細胞を洗浄し、5〜10分間の暖かい細胞剥離溶液の10 mLで37°Cでそれらをインキュベートします。
    3. すべての細胞がプレートから切り離されると、10 mLの温かい腫瘍細胞培地を加え、溶液を50mL遠心管に移動させ、RTで5分間300xgで細胞をスピンします。
    4. ペレットサイズに応じて腫瘍細胞培地の5~10mLで細胞を再中断し、トリパンブルー(1:5希釈)を用いて生細胞をカウントして死細胞を排除する。
    5. 10 cm版の版10^の5細胞か15 cm版の3 x 10⁵細胞。セルの倍増時間は、ステップ 2.10 で詳述されている因子によって異なります。

3. 腫瘍球の誘導

1. P1またはP2の腫瘍細胞を使用して、複数の通路を通る細胞選択を避ける(図1B)。プレートから細胞を取り外すには、まず1x PBSで皿を洗い、次に細胞剥離液(10cmプレートの場合は5mL、15cmプレートの場合は10mL)で覆い、インキュベーターに5~10分間置きます。
2. 明視野顕微鏡でプレートを見て細胞が剥離していることを確認し、腫瘍細胞培地(細胞剥離液:腫瘍細胞培地)を1:1体加え、遠心管に細胞懸濁液を入れ、細胞を300xgで5分の5に回転させる。 RTで分。
3. めっきに使用する方法に従って、FACSバッファー(セクション3.4)または腫瘍球培中(セクション3.5)のいずれかの細胞を再中断します。
4. フローサイトメーターを介しためっき細胞
   1. FACS バッファー内の細胞を再中断 (量はペレットサイズに依存) し、Trypan 青の除外を使用して生細胞を手動でカウントします。最終的な細胞濃度が 10⁷セル/mL (10⁶セルあたり FACS バッファーの 100 μL) であることを確認します。細胞選別中に死んだ細胞から生きているを区別するために、10⁶細胞あたりのFxサイクルバイオレット染色の1 μLを追加します。Fx Cycle バイオレット汚れが細胞に追加されない無染色コントロールを準備します。
      注:濃度は、ソート中に効率的な染色と速度のために最適化されています。細胞濃度が低いと選別時間が長くなりますが、濃度が高いほど染色に影響します。
   2. 無染色コントロールを採用し、死んだ(Fxサイクルバイオ^レット+)細胞から生きたFACSゲート分離(Fxサイクルバイオ^レット-)を設定する。次に、蛍光活性化細胞選別(450/50フィルターバンドパス付き)を採用して、生細胞の分離と数を決定し、96ウェルの低アタッチメントプレートの各ウェルに所望の数の生細胞をめっきします。プレートの各ウェルは、選別を開始する前に、腫瘍球培地の200 μLで満たす必要があります。
      注:TPCが腫瘍全体の中でまれな亜集団であることを考えると、マウスRMSから100個/ウェルをめっきしてプロトコルを最適化し、懸濁培養における腫瘍球の形成を観察する。ウェル当たりの細胞数は、試験された特定の腫瘍に合わせて調整する必要があります。
   3. 実験が終わるまで細胞をインキュベーターに入れる。必要な場合を除き、プレートの邪魔をしないようにしてください。30日間の実験では、各井戸は、メディアと毎週の成長因子の適切な割合で補充されるべきである(培温は蒸発する傾向があり、成長因子は1週間後に有効ではない)。
   4. 実験終了後、明視野顕微鏡下でプレートを手動でスクリーニングし、腫瘍球を同定する(ステップ3.6参照)。
      注:30日のタイムポイントは、直径50~300μmのサイズのマウスRMS腫瘍球を容易に検出するように最適化されました。タイムポイントは、テストされた腫瘍の攻撃性およびその増殖速度に応じて調整されるべきである。
5. 手動でめっきセル
   1. 腫瘍球培地中の細胞を再中断(量はペレットに依存)し、トリパンブルー(1:10希釈)を使用して生細胞を手動でカウントします。チューブ内の細胞濃度を計算し、96ウェル低アタッチメントプレート内の細胞の適切な数をプレートします。実験が終わるまで細胞をインキュベーターに入れる。ステップ 3.4.3 で説明されているように、メディアと成長因子を補充するために必要な場合を除き、プレートを乱しないようにしてください。
   2. 実験の完了後、スクリーンプレートを明視野顕微鏡下で手動で腫瘍球を同定するか、またはCeligoソフトウェアを使用して、Kessel^et.24で前述したように、以下のステップ3.6を参照してください。
6. このアッセイの結果として2つの別々の読み出しが評価できることに注意してください: 形成された腫瘍球の数および大きさ。
   注:ウェルに複数の細胞がめっきされている場合、腫瘍球または細胞クラスターのいずれかが形成される可能性があります(図1C、3番目および4番目のパネル)。細胞クラスターは、細胞生存を高める懸濁培養中に形成される小さな細胞凝集体であり、不規則な形状を特徴とする。腫瘍球は大きく、球状形状のよりコンパクトな構造を有する。彼らは、アンカレッジに依存しない方法で生き残る能力を持ち、高い^レート25で増殖する能力を持つ単一の細胞から派生します。フローサイトメーターを介しためっき細胞は、実験室で利用可能な機能に応じて、交換可能に使用することができます。さらに、96ウェルプレートとは異なるサイズの低アタッチメントプレートを採用することが可能であり、必要な結果に依存します。実際、腫瘍球頻度の評価は96の低い付着板を用いて行われるべきであるのに対し、腫瘍発生性細胞の評価のための初期スクリーニングは、6ウェル低アタッチメントプレート上でより速く、信頼できる結果をもたらす。

4. 組換えタンパク質による腫瘍球処理

1. 手順 3.1 と 3.2 を繰り返します。
2. 組換えタンパク質を用いて治療を設定する場合は、まず次のセクション4.3を使用する最適な濃度を決定するか、または最適な濃度が以前に決定されている場合は、セクション4.4にスキップします。
3. 組換えタンパク質治療濃度を決定します。
   1. 腫瘍球培中の細胞を再中断し(体積はペレットサイズに依存する)、トリパンブルーの除外を使用して生細胞を手動でカウントする。チューブとプレート100,000細胞中の細胞濃度を6ウェル低アタッチメントプレートで計算します。試験した各濃度につき2つのウェルと未処理のコントロール用の2つのウェルをプレート(図2)。試験されるタンパク質濃度は文献検索に基づいています。
   2. 異なるタンパク質濃度を有する懸濁細胞の各ウェルを処理し、48時間のインキュベーターに細胞を置く(細胞の生存率と下流標的遺伝子の発現の両方に対する治療の効果を評価するために必要な時間)。次に、次のパラメーターを評価します。
      1. 細胞生存:明視野顕微鏡を使用して、未処理のコントロールとの比較を使用して、細胞形態をチェックします。健康な細胞は顕微鏡下で明るく反射的に見えますが、過度の細胞死はメディアに破片の蓄積を誘発します。細胞死の定量化可能な決定のために、トリパンブルー排除、結晶紫色染色、MTT、またはTUNELアッセイを採用することができる(この場合、元のめっきに1つを加える)。
      2. 組換えタンパク質が下流経路に及ぼす影響:PubMedを使用して文献検索を実行し、テストされたタンパク質の影響を受ける可能性が高いと知られている下流遺伝子の同定を行います。標的遺伝子のqRT-PCRプライマーを設計し、処理細胞から単離したRNAに対してqRT-PCR解析を行う(図2)。
4. 組換えタンパク質で治療します。
   1. 腫瘍球培中の細胞を再中断し(体積はペレットサイズに依存する)、トリパンブルーの除外を使用して生細胞を手動でカウントする。目的の実験に必要な細胞の総数(96ウェル低アタッチメントプレートの各ウェルあたり100細胞)を決定し、適切な腫瘍球培地量で希釈します。複数の処理を行う場合は、別々の細胞管を調調す。
   2. 組換えタンパク質の適切な濃度で各チューブを処理し、96ウェル低アタッチメントプレートの別々のウェルに細胞をプレートします。治療は、実験の30日間のエンドポイントまで組換えタンパク質の半減期に応じて、各ウェルで繰り返されます。
   3. 実験の最後に、手順 3.4.4 および 3.6 に従ってデータを分析します。

5. 過剰発現プラスミドによる腫瘍球処理

1. 手順 3.1 と 3.2 を繰り返します。
2. 新しい腫瘍タイプで治療を設定する場合は、まず、次のセクション5.3を使用するプラスミドの最適濃度を決定するか、または最適なDNA濃度が以前に決定されている場合は、セクション5.4にスキップします。
3. 最適なプラスミド濃度を決定します。
   1. 腫瘍細胞培中の細胞を再中断し(体積はペレットサイズに依存する)、トリパンブルーの除外を使用して生細胞を手動でカウントする。カウントされた細胞をプレート化して、70%~90%の合流を達成します(細胞数は細胞サイズと形態に大きく依存します)。GFP-プラスミドは、付着細胞用トランスフェクション試薬の製造プロトコルに従ってトランスフェクション効率をテストするために採用されます。並行して、未処理のコントロールもテストします(図3A)。24ウェルプレートで効率試験を行います。
      注:付着細胞は、懸濁細胞に対して行われるトランスフェクションが効率的ではなく、細胞の生存率に悪影響を及ぼすため、トランスフェクション効率を高めるために使用される。
   2. トランスフェクション後48時間は、次のパラメータの細胞を評価します。
      1. 細胞生存率:明視野顕微鏡を用いて、各ウェルに存在する細胞の数を比較し、未処理細胞とよく比較する。
      2. GFP 式: 各ウェル内のセルの総数に対して GFP 陽性であるセルのパーセンテージをカウントします (図 3B)。
4. 過剰発現プラスミド治療
   1. 腫瘍細胞培中の細胞を再中断し(体積はペレットサイズに依存する)、トリパンブルーの除外を使用して生細胞を手動でカウントする。6ウェルプレートのウェル当たり200,000細胞をプレート。各ウェルは、独立したトランスフェクションイベントに使用されます。各ウェルは、特定の腫瘍型に対して開発されたセットアップを用いてトランスフェクトされる(図3A)。
   2. トランスフェクション後24時間、1x PBSで各ウェルを洗浄し、温かい細胞剥離溶液(ウェルを覆うのに十分)で細胞をインキュベートする。セクション2.15に詳述されている要因に応じて、37°Cの37°Cにプレートを5〜10分間置きます。
   3. セルをデタッチする場合は、Trypan ブルーの除外を使用して、各単一のウェルから派生したセルを個別にカウントします。6ウェル低アタッチメントプレートのウェルあたり100,000細胞を配置し、異なるウェルに由来する細胞を混合しないようにします。プレートを37°Cのインキュベーターに置き、1週間邪魔をしないままにします。
      注:このアッセイの持続時間は7日間であり、腫瘍球融合を防止しながら腫瘍球形成を可能にするのに十分な時間である。腫瘍球融合は、10万以上の細胞を1週間以上懸濁液で一緒にめっきすると明らかになる現象であり、腫瘍球形成能の評価に偏りを与える可能性がある。実験により長いインキュベーション時間が必要な場合には、腫瘍球^融合26を回避するために使用される細胞密度を調整するか、またはポリマー足場にする必要があります。
   4. 実験の最後に、手順 3.5.2 と 3.6 に従ってデータを分析します。

6. 同種移植用腫瘍球製剤

1. 細胞外マトリックス(ECM)溶液(同種移植片当たり50μL)および腫瘍細胞培地(同種移植片当たり50μL)を氷上に配置する。
2. 腫瘍球は、同種移植片移植に使用することができる。特定の細胞型または治療から得られたすべての腫瘍球を15 mLまたは50 mLチューブにまとめます(培中の総体積に応じて)(図1D)。RTで300 x gで腫瘍球を300 x gで5分間スピンし、腫瘍球の上清を取り除き、無菌1x PBSの10 mLで洗います。
3. RTで300 x gで再び300 x gで腫瘍球をスピンし、1x PBSを吸引し、500 μLを細胞ペレットの上に1mLの細胞剥離溶液を加え、解離プロセスを開始する。消化液中の腫瘍球を37°Cの揺振水浴にインキュベートし、消化の進行を10分ごとに確認します。腫瘍球が単一の細胞溶液に解離するのを助けるために、機械的な破壊のために細胞を上下にピペットする。消化プロセスは最大30分かかる場合があります。
   注:腫瘍球が異なる一次RMS細胞から導出されるとインキュベーション時間がかなり異なるという事実にもかかわらず、消化時間との関係における細胞生存率の有意な減少は認められなかった。
4. 単一細胞溶液が得られたら、腫瘍細胞培地の体積(1:1、細胞剥離液:腫瘍細胞培地)を加え、4°Cで5分間300xgでスピンダウンする。
   注:この時間から、すべてのステップは氷上で実行する必要があります。紡糸後、腫瘍球は単一細胞溶液のように安定なペレットを形成しない。腫瘍球を取り除いたり吸引したりしないようにするには、1 mLピペットを使用し、液体を穏やかに吸引します。1 mL だけが残っている場合は、200 μL ピペットに移動します。
5. 冷たい腫瘍細胞培地中の細胞を再中断し(体積はペレットサイズに依存する)、氷の上に細胞を置き、トリパンブルーの除外を使用して生細胞を数える。同種移植片に使用する細胞の適切な量を決定した後、冷たい腫瘍細胞培養の合計体積50μLでそれらを再中断する。冷たい腫瘍細胞培中のピペット先端を冷やします。先端が冷たい場合は、50 μLのECM溶液を取り、細胞を含むチューブに追加するためにそれを使用します。このプロセス中に氷からチューブを取り外さしないでください。
   注:移植に使用する細胞の数は、腫瘍のテストと実験目標に従って決定されるべきである:移植された細胞の数が多いほど腫瘍の発達の時間が減少する(マウスRMS腫瘍球から20,000細胞が示されている)注射後6週間で腫瘍に発症する)。異なる細胞株または異なる治療を比較できるようにするためには、同じ数の細胞から開始することが重要です。
6. 細胞は移植の準備ができているので、注射まで氷の上に維持します。氷の上に29Gの針で覆われた0.5 mLインスリン注射器を置き、細胞溶液が吸引時に固体になるのを防ぎます。
7. 流量計を200mL/分酸素にし、イソファリン気化器を2.5%にします。誘導室内に入れて生後2ヶ月の雄のNOD/SCIDマウスを麻酔する。マウスが眠りに表示され、繁殖が遅くなるまで2-3分待ちます。手順を開始する前に、まず、マウスが眠っていることを足のピンチを通して確認し、次に目に獣医のチントを適用します。動物の右側を剃り、予め冷却された注射器で細胞溶液を吸引し、それらを皮下に剃った領域に注入する。注射が正しく行われれば、皮膚の下に目に見えるバンプが形成されます。
   注:細胞同種移植片は、移植された細胞と同じマウス株で行うことができる。例えば、RMS細胞がもともとC57BL/6マウスから単離された場合、同種移植片はC57BL/6マウスで行うことができる。株が異なる場合は、拒絶反応を避けるために免疫不全のレシピエントマウスを利用する必要があります。レシピエントマウスの年齢は、実験目標に応じて調整することもできる。
8. 週に1回、マウスの腫瘍形成を監視する。
   注:同種移植片移植に由来する腫瘍の同一性を検証するには、細胞が単離された元の腫瘍と比較する必要があります。この目的のために、形態学的特徴および筋原性マーカーの発現に関する組織学的分析およびより包括的なRNAseqを行うことができる。

結果

腫瘍球検出
細胞単離は、腫瘍組織に存在する細胞集団の最大不均一性を得るために最適化された。まず、単離された組織は形態的に異なる領域を提示するので、均一な希少細胞集団を単離する可能性を高めるために、腫瘍の複数の領域からサンプリングを行った(図1A、左の第1パネル)。第二に、採取したサンプルの機械的解離は?...

ディスカッション

腫瘍異種細胞集団からのTPCの単離および特性解析には、腫瘍クロノゲンアッセイ、FACS単離、腫瘍球形成アッセイなど、複数の方法が採用されています。腫瘍クロノジェニックアッセイは、1971年に最初に記載され、幹細胞研究に用いられ、その後癌^{生物学29,30}にのみ適用された。この方法は、がん幹細胞本体性に基づいて、軟式ゲル培^?...

資料

Name	Company	Catalog Number	Comments
Accutase cell dissociation reagent	Gibco	A1110501	Detach adherent cells and dissociate tumorspheres
Celigo	Nexcelom	Celigo	Microwell plate based image cytometer for adherent and suspension cells
Collagenase, Type II	Life Technologies	17101015	Tissue digestion enzyme
Dispase II, protease	Life Technologies	17105041	Tissue digestion enzyme
DMEM high glucose media	Gibco	11965092	Component of tumor cells media
DMEM/F12 Media	Gibco	11320033	Component of tumosphere media
EDTA	ThermoFisher	S312500	Component of FACS buffer
EGF recombinant mouse protein	Gibco	PMG8041	Component of tumosphere media
FACSAria II Flow Cytometry	BD Biosciences	650033	Fluorescent activated cell sorter
Fetal Bovine Serum	Omega Scientific	FB-11	Component of tumor cells media
Fluriso (Isofluornae) anesthetic agent	MWI Vet Supply	502017	Anesthetic reagent for animals
FxCycle Violet Stain	Life Technologies	F10347	Discriminate live and dead cells
Goat Serum	Life Technologies	16210072	Component of FACS buffer
Ham's F10 Media	Life Technologies	11550043	Component of FACS buffer
Horse Serum	Life Technologies	16050114	Component of cell isolation media
Lipofectamine 3000 transfection reagent	ThermoFisher	L3000015	Transfection Reagent
Matrigel membrane matrix	Corning	CB40234	Provides support to trasplanted cells
N-2 Supplemtns (100X)	Gibco	17502048	Component of tumosphere media
Neomycin-Polymyxin B Sulfates-Bacitracin Zinc Ophthalmic Ointment	MWI Vet Supply	701008	Eyes ointment
PBS	Gibco	10010023	Component of FACS buffer and used for washing cells
pEGFP-C1	Addgene	6084-1	GFP plasmid
Penicillin - Streptomyocin	Life Technologies	15140163	Component of tumosphere and tumor cells media
Recombinant Human βFGF-basic	Peprotech	10018B	Component of tumosphere media
Recombinant mouse Flt-3 Ligand Protein	R&D Systems	427-FL-005	Recombinant protein
Trypan blue	ThermoFisher	15250061	Discriminate live and dead cells