JoVE Logo
著者
お問い合わせ

サインイン

このコンテンツを視聴するには、JoVE 購読が必要です。 サインイン又は無料トライアルを申し込む。

この記事について

  • 要約
  • 要約
  • 概要
  • プロトコル
  • 結果
  • ディスカッション
  • 開示事項
  • 謝辞
  • 資料
  • 参考文献
  • 転載および許可

要約

この記事では、頭蓋顔面発達中の基底前脳のシグナル伝達とパターン化の特性をテストするために設計された組織移植技術について説明します。

要約

鳥類の胚は1世紀以上にわたってモデルシステムとして使用されており、脊椎動物の発生に関する基本的な理解につながっています。このモデルシステムの強みの1つは、キメラ胚における組織の効果と組織間の相互作用を直接評価できることです。我々はこれまでに、前脳からのシグナルが前鼻外胚葉帯(FEZ)におけるソニックハリネズミ(SHH)の発現ドメインの形状を制御することによって顔面形態形成に寄与することを示した。本稿では、前脳キメラの生成方法と、これらの実験の結果の実例について説明します。

概要

発生生物学における現代の研究の多くは、胚の形成における遺伝子の役割に焦点を当てています。遺伝的観点から発生メカニズムを調べるための優れたツールがあります。しかしながら、胚は組み立てられ、組織相互作用に応答して形態形成を受ける。鳥類系は、発生学がよく理解されていること、胚に容易にアクセスできること、鳥類系の分析のためのツールが十分に発達していること、胚が安価であることなどの理由で発生を調節するさまざまな組織相互作用を評価するために使用される古典的なツールです。

鳥類移植システムは、系統の追跡や発生中の組織相互作用の評価に、ほぼ1世紀にわたって広く採用されてきました1,2,3,4。このシステムは、上顎の形態形成を制御するシグナル伝達中枢である前鼻外胚葉帯(FEZ)を調べるために使用され5、以前にその技術を説明するビデオが公開されました6。ウズラのひよこに加えて、他の種も組織相互作用の分析のためのキメラを生産するために使用されてきました。例えば、野生型7および変異マウス8から移植されたマウスFEZおよびその他は、顔の骨格をパターン化する際の神経堤の役割を評価するためにアヒル、ウズラおよびニワトリ系を使用した9、10、11、12。

本研究では、ウズラ、アヒル、ヒナの胚の間で腹側前脳を相互に移植することにより、FEZにおける遺伝子発現パターンを制御する前脳の役割を評価した。前脳移植はこの分野では珍しいことではありません。これらの移植は、ウズラおよびアヒルの胚13における運動性の発達を評価するために使用されたが、これらの実験では、非神経誘導体に寄与する組織も移植された。他の研究では、鳥の聴覚回路は前脳移植14によって評価されていますが、これらの移植には、顔の形9,10に寄与し、FEZ15のSHH発現の調節に関与する推定神経堤細胞が含まれていました。そこで、神経管を閉じる前に、ある鳥種から別の鳥類に腹側前脳だけを移植するシステムを考案し、顔の形における脳の役割を評価しました16(図1A、B)。この方法は、移植片の神経堤汚染を欠いていた。本稿では、その方法を示し、期待される結果について説明し、直面する課題について説明します。

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

プロトコル

白いペキンアヒル(アナスプラティリンコス)、白いレグホンチキン(ガルスガルス)、および日本のウズラ(Cortunix coturnix japonica)は、HH7/817でステージマッチングされるまで、加湿チャンバー内で37°Cでインキュベートされます。

1.ドナー組織の準備

注:試薬とツールの準備、および実験的操作のために卵を開く方法が説明されています6。

  1. ニュートラルレッド、ガラストランスファーピペット、鋭利なタングステン針でDMEMメディアを準備します。
  2. 胚を露出させます(6に示すように)。
  3. ステージ7/8の胚の基底前脳の左側から組織移植片を採取します。湾曲した鋭利なタングステン針6 を使用して、長さ~0.3 mm、幅0.2 mmの前脳の一部をそっと切開し、針が神経管の軸と平行になるように前脳の下に針をスライドさせて、下にある内胚葉を含めないようにします。
  4. ガラストランスファーピペットを使用して、ドナー胚から移植片をピックアップします。
  5. 移植片をニュートラルレッドを含むDMEM(PBSで0.01%、23°C)に2分間移して染色し、染色したグラフトを生着の準備ができるまでニュートラルレッドを含まないDMEMに入れます。

2. ホストの準備

  1. 白いレグホンチキン(Gallus gallus)の受精卵を加湿チャンバー内で37°CでHH7/8 17までインキュベートします。
  2. 胚を露出させます(6に示すように)。
  3. 鋭利なタングステン針を使用して、ドナー組織を分離するために行われたように、移植片を収容するために左側から0.3 mm x 0.2 mmの基底前脳片を静かに切断し、次に除去することによって移植部位を準備します。
  4. 卵黄顆粒が作られた裂け目から漏れ始めるので明らかになるであろう、基礎となる内胚葉の過度の破壊を避けるように注意してください。これには練習が必要であり、すべての試行が成功するわけではありません。
  5. 宿主6に移した後、宿主の摘出された基底前脳を置換するように移植片を配置する。
  6. 穴にテープをしっかりと貼り、胚を37°Cのインキュベーターに戻し、分析に適した時間待ちます。

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

結果

キメラと移植汚染の評価
キメラを評価するために、キメラの程度および他の細胞型による移植片の汚染に対処するべきである。ウズラの組織をニワトリの胚に移植することによってキメラを作成することは、この種の分析を可能にする。QCPN抗体を用いてウズラ細胞を視覚化し、宿主組織と区別することができる(図1C、D)。この場合、腹側前?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

ディスカッション

記載された方法は、基底前脳と隣接する外胚葉との間の組織相互作用の検査を可能にする。このアプローチは、ドナー組織が腹側前脳に限定されていたため、以前の前脳移植方法とは異なります。これにより、顔面形態のパターン化に関与することが示されている神経堤細胞の移植が排除されます9,10。したがって、移植片を基底前脳に制限するこ?...

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

開示事項

すべての著者は開示するものは何もありません。

謝辞

この出版物で報告された研究は、国立衛生研究所の国立歯科頭蓋顔面研究所によって、賞番号R01DE019648、R01DE018234、およびR01DE019638でサポートされました。

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

資料

NameCompanyCatalog NumberComments
1x PBSTEKTEKZR114
35x10 mm Petri dishFalcon1008
DMEMThermofisher11965084
Needle holderFine Science Tools26016-12
Neutral RedSigma553-24-2
No. 5 Dumont forcepsFine Science Tools11252-20
Pasteur PipetsThermofisher13-678-6B
QCPN antibodyDevelopmental Studies Hybridoma bank, Iowa University, Iowa, USA
ScissorsFine Science Tools14058-11
Tungsten NeedleFine Science Tools26000

参考文献

  1. Waddington, C. Developmental Mechanics of Chicken and Duck Embryos. Nature. 125, 924-925 (1930).
  2. Noden, D. M. The role of the neural crest in patterning of avian cranial skeletal, connective, and muscle tissues. Developmental Biology. 96 (1), 144-165 (1983).
  3. Borue, X., Noden, D. M. Normal and aberrant craniofacial myogenesis by grafted trunk somitic and segmental plate mesoderm. Development. 131 (16), 3967-3980 (2004).
  4. Teillet, M. A., Ziller, C., Le Douarin, N. M. Quail-chick chimeras. Methods in Molecular Biology. 461, 337-350 (2008).
  5. Hu, D., Marcucio, R. S., Helms, J. A. A zone of frontonasal ectoderm regulates patterning and growth in the face. Development. 130 (9), 1749-1758 (2003).
  6. Hu, D., Marcucio, R. S. Assessing signaling properties of ectodermal epithelia during craniofacial development. Journal of Visualized Experiments. (49), (2011).
  7. Hu, D., Marcucio, R. S. Unique organization of the frontonasal ectodermal zone in birds and mammals. Developmental Biology. 325 (1), 200-210 (2009).
  8. Griffin, J. N., et al. Fgf8 dosage determines midfacial integration and polarity within the nasal and optic capsules. Developmental Biology. 374 (1), 185-197 (2013).
  9. Schneider, R. A., Helms, J. A. The cellular and molecular origins of beak morphology. Science. 299 (5606), 565-568 (2003).
  10. Tucker, A. S., Lumsden, A. Neural crest cells provide species-specific patterning information in the developing branchial skeleton. Evolution & Development. 6 (1), 32-40 (2004).
  11. Fish, J. L., Schneider, R. A. Assessing species-specific contributions to craniofacial development using quail-duck chimeras. Journal of Visualized Experiments. (87), (2014).
  12. Schneider, R. A. Neural crest and the origin of species-specific pattern. Genesis. 56 (6-7), 23219(2018).
  13. Sohal, G. S. Effects of reciprocal forebrain transplantation on motility and hatching in chick and duck embryos. Brain Research. 113 (1), 35-43 (1976).
  14. Chen, C. C., Balaban, E., Jarvis, E. D. Interspecies avian brain chimeras reveal that large brain size differences are influenced by cell-interdependent processes. PLoS One. 7 (7), 42477(2012).
  15. Hu, D., Marcucio, R. S. Neural crest cells pattern the surface cephalic ectoderm during FEZ formation. Developmental Dynamics. 241 (4), 732-740 (2012).
  16. Hu, D., et al. Signals from the brain induce variation in avian facial shape. Developmental Dynamics. 244 (9), 1133-1143 (2015).
  17. Hamburger, V., Hamilton, H. L. A series of normal stages in the development of the chick embryo. Journal of Morphology. 88 (1), 49-92 (1951).
  18. Xu, Q., et al. Correlations Between the Morphology of Sonic Hedgehog Expression Domains and Embryonic Craniofacial Shape. Evolutionary Biology. 42 (3), 379-386 (2015).
  19. Eames, B. F., Schneider, R. A. The genesis of cartilage size and shape during development and evolution. Development. 135 (23), 3947-3958 (2008).
  20. Merrill, A. E., Eames, B. F., Weston, S. J., Heath, T., Schneider, R. A. Mesenchyme-dependent BMP signaling directs the timing of mandibular osteogenesis. Development. 135 (7), 1223-1234 (2008).

Access restricted. Please log in or start a trial to view this content.

転載および許可

このJoVE論文のテキスト又は図を再利用するための許可を申請します

許可を申請

さらに記事を探す

JoVE 168 FEZ

This article has been published

Video Coming Soon

JoVE Logo

個人情報保護方針

利用規約

一般データ保護規則

お問い合わせ

図書館への推薦

JoVE ニュースレター

研究

教育

著者

図書館員

JoVEについて

Copyright © 2023 MyJoVE Corporation. All rights reserved