正常母性陰圧換気 ex situ 肺灌流:肺機能と代謝の評価

要約

この論文では、カスタムメイドのプラットフォームでの調達、取り付け、および管理を含む、陰圧換気 のその場肺 灌流のブタモデルについて説明します。麻酔および外科的技術、ならびにトラブルシューティングに焦点が当てられています。

要約

肺移植(LTx)は、末期肺疾患の標準治療であり続けています。適切なドナー臓器の不足と、過度の地理的輸送距離と厳格なドナー臓器受け入れ基準によって悪化するドナー臓器の質に対する懸念は、現在のLTxの取り組みに制限をもたらします。 Ex situ 肺灌流(ESLP)は、これらの制限を弱める上で有望であることが示されている革新的な技術です。ドナー体の炎症環境外の肺の生理学的換気と灌流は、ESLPに従来の低温静電気保存(CSP)に比べていくつかの利点をもたらします。陰圧換気(NPV)ESLPは陽圧換気(PPV)ESLPよりも優れており、PPVはより有意な人工呼吸器誘発性肺損傷、炎症誘発性サイトカイン産生、肺水腫、および水疱形成を誘発するという証拠があります。NPVの利点は、おそらく肺表面全体にわたる胸腔内圧の均一な分布によるものです。カスタムNPV-ESLPデバイスの臨床的安全性と実現可能性は、エクステンダー基準ドナー(ECD)ヒト肺を含む最近の臨床試験で実証されています。本明細書では、このカスタムデバイスの使用は、管理技術に特に注意を払いながら、12時間にわたる正常熱NPV−ESLPの幼魚ブタモデルにおいて説明される。ESLPソフトウェアの初期化、プライミング、およびESLP回路の脱空気、および抗血栓剤、抗菌剤、および抗炎症剤の追加を含む、手術前の準備が指定されています。中心線挿入、肺生検、放血、採血、心臓摘出術、肺摘出術の術中技術について説明します。さらに、麻酔薬の考慮事項に特に焦点が当てられており、麻酔の導入、維持、および動的修正が概説されています。このプロトコルは、カスタムデバイスの初期化、メンテナンス、および灌流と換気の終了も指定します。臓器機能を最適化するための換気や代謝パラメータの変化など、動的な臓器管理技術が徹底的に説明されています。最後に、肺機能の生理学的および代謝的評価が特徴付けられ、代表的な結果に描かれています。

概要

肺移植(LTx)は、末期肺疾患の標準治療であり続けています¹。ただし、LTxには、不十分なドナー臓器利用²や、他のどの固形臓器移植よりも高い40%3の順番待ちリストの死亡率³など、重大な制限があります^4,5。ドナーの臓器利用率は、臓器の質の懸念から低い(20〜30%)。厳格なドナー臓器受け入れ基準によって悪化した過度の地理的輸送距離は、これらの品質の懸念を悪化させます。LTxはまた、長期的な移植片と患者の転帰の点で他の固形臓器移植に後れを取っています²。原発性移植片機能障害(PGD)は、ほとんどの場合虚血性再灌流障害(IRI)によって引き起こされ、LTx後の30日間の死亡率と罹患率の主な原因を表し、慢性移植片機能障害のリスクを高めます^6,7。患者の転帰を改善するためには、IRIを減らし、安全な輸送時間を延長する努力が最も重要です。

Ex situ肺灌流(ESLP)は、これらの制限を弱める上で有望であることが示されている革新的な技術です。ESLPは、移植前のドナー肺の保存、評価、および再調整を容易にします。拡張基準ドナー(ECD)肺の移植後、満足のいく短期および長期の結果を示し、LTxに適したドナー肺の数の増加に寄与し、一部の施設では臓器利用率が20%増加しました^8,9,10。LTxの現在の臨床標準である低温静水保存(CSP)と比較して、ESLPにはいくつかの利点があります:臓器保存時間が6時間に制限されないこと、移植前に臓器機能の評価が可能であること、および継続的な臓器灌流により、臓器機能を最適化する灌流液に変更を加えることができます¹¹。

人間用に設計された現在のESLPデバイスの大部分は、陽圧換気(PPV)を利用しています。しかし、最近の文献では、この換気戦略は陰圧換気(NPV)ESLPよりも劣っており、PPVはより有意な人工呼吸器誘発性肺損傷を誘発することが示されています^12,13,14,15。ヒトとブタの両方の肺において、NPV-ESLPは、炎症誘発性サイトカイン産生、肺水腫、水疱形成など、さまざまな生理学的領域にわたる陽圧ex situ肺灌流(PPV-ESLP)と比較して優れた臓器機能を示します¹⁵。NPV-ESLPにおける肺表面全体にわたる胸腔内圧の均一な分布は、この利点の根底にある重要な要因として示唆されています^15,16。その前臨床上の利点に加えて、NPV-ESLPの臨床的安全性と実現可能性は、最近の臨床試験で実証されています¹⁷。新しいNPV-ESLPデバイスを利用して、12の拡張基準ドナーヒト肺の保存、評価に成功し、その後、100%30日および1年の生存率で移植されました。

本稿の目的は、正常温条件下で12時間の持続時間でブタの幼若肺を使用する私たちの研究室のNPV-ESLPデバイスの作業プロトコルを実証することです。外科的検索について詳しく説明し、カスタムソフトウェアプラットフォームの開始、管理、および終了についても説明します。組織採取の戦略とサンプルの管理についても説明します。

プロトコル

この原稿で実行される手順は、カナダ動物管理評議会のガイドラインおよび実験動物の世話と使用に関するガイドに準拠しています。アルバータ大学の施設動物管理委員会はプロトコルを承認しました。35〜50kgの雌の幼若ヨークシャー豚を独占的に使用した。ESLP手順に関与するすべての個人は、適切なバイオセーフティトレーニングを必要としました。NPV-ESLP実験全体の概略図を 図1に示します。

1.術前の準備

1. 臓器チャンバーをESLPカートに配置し、シリコンサポートメンブレン( 材料の表を参照)をチャンバーフックに取り付けて吊り下げます。
2. ESLPチューブ、脱酸素器、動脈フィルター、遠心ポンプを組み立てます。
3. 熱交換器の水ラインを脱酸素器とスイープガスチューブに接続します。
4. 温度センサープローブ( 材料表を参照)を脱酸素器に挿入します。
5. 肺動脈(PA)フロートランスデューサ( 材料の表を参照)をPAチューブに固定します。
   注意: 流量トランスデューサは超音波を使用して流量を測定し、遠心ポンプに中継します。
6. 三方活栓を使用して、PA圧力トランスデューサをPAカニューレに固定します。
7. 漏れを防ぐためにすべてのチューブ接続をしっかりと取り付け、灌流液を追加する前にすべての活栓とルアーロックを閉じてください。
8. 1000mLの修正された一般的な病院成分灌流液(CHIP)で回路をプライミングします。
   注:CHIPは、独自の灌流液溶液に匹敵する、35 mmHgの膠質測定を備えたカスタムメイドの低コスト灌流液です¹⁸。
9. 回路がプライミングされた後にソフトウェアを開始して、ポンプとラインの脱気を容易にします。
   メモ: これらの手順は 、図 2 および 図 3 に関連しています。

2. ESLPソフトウェアの初期化、調整、および消放送回路

1. モニターのプログラムショートカットをクリックして、ESLPプログラムを開始します。[ スキャン]、[ カート3]、[ 接続]、[ NPVプログラム ]、[ ソフトウェアの開始]の順に選択します。
2. メインページで、回路がプライミングされたら、流量RPMを900に増やして回路から空気を追い出し、安定した流体の流れでPAカニューレを通る灌流液を実証します。
3. 3.375 gのピペラシリン-タゾバクタム、10,000単位のヘパリン(10,000 U / 1.5L灌流液= 6.66 U / L)、および500 mgのメチルプレドニゾンを回路に追加します。
4. 参照目的で灌流液の動脈血ガス(ABG)サンプルを採取します。
5. メインページで、CPAPを最大20 cm H₂O(最大)まで回し、オンにして機能を確認します。操作が確認されたらオフにします。
6. メインページで、EIPを-5 cm H₂0に回し、オンにして機能を確認します。プロセスが確認されたらオフにします。
7. [ 設定 ]ページで、ヒーターをオンにして( [ヒーターの開始]をクリック)、機能を確認します。モニターの温度設定値を変更し、カートのヒーターモニターで一致する変化を確認します。操作が保証されたら、オフにします。
   メモ: ここで使用するESLP装置には、カスタムソフトウェアプログラムが装備されています(図4)。このプログラムでは、ポンプ速度と換気パラメータを制御して、目的のPAフロー、持続的気道陽圧法(CPAP)、呼気終末圧(EEP)、吸気終末圧(EIP)、呼吸比(RR)、および吸気:呼気(I:E)比を達成および維持できます。ソフトウェアは、機能パラメータと圧力-体積ループを計算します。 表1 に、ソフトウェアが提供するすべての監視パラメータを示します。

3.麻酔の準備

1. ケタミン(20 mg / kg)とアトロピン(0.05 mg / kg)(筋肉内注射)をドナーブタの前投薬として手術室に投与します。.
2. ブタを仰臥位を加熱した手術台に置きます。正常温熱を維持し、マスク誘導を進めます。
3. 動物の体重に応じて酸素流量を滴定し、通常は20〜40 mL / kgです。.
4. イソフルランを最初に4〜5%で投与する。その後、1〜2分後に3%に減らします。
5. 5分ごとに麻酔の深さを評価します。ブタが有害な刺激に反応して離脱反射をしていないことを確認してください。
6. 正しい麻酔深度が確認されたら、ブタに挿管します。
7. パルスオキシメータプローブを舌(推奨)または耳に配置して、90%を超える酸素飽和度をターゲットにします。
8. 酸素流量(20〜40 mL / kg)と吸入ガス(1〜3%)を調整して、麻酔レベルを維持します。.
9. 人工呼吸器の設定をテレビ6〜10 mL / kg、呼吸数12〜30呼吸/分、PEEP 5 cm H 2 O、ピーク圧力20 cm H₂Oに維持します。
10. ヨードを使用して剃り、洗浄して切開部位を準備します。

4.肺生検、放血、採血

1. 液体とヘパリン投与の中心線を挿入します。
   1. 気管を中心に、胸骨ノッチから頭蓋骨方向に伸びる電気焼灼で5〜8 cmの正中線切開を行います。
   2. 焼灼を使用して、皮膚と皮下脂肪を分けます。
   3. 気管の外側にある左または右の頸動脈血管内束を特定するには、ストラップの筋肉の間に正中線面を分割し、結合組織層を分離します。
   4. 血管ループとして2-0シルクタイを使用して、頸静脈の遠位および近位制御を得る。
   5. 血流を制御するには、頭蓋を囲むタイを結び、近位タイを上に引っ込めます。
   6. 7 Frの中心線に対応するには、メッツェンバウムはさみ(血管の円周の~1/3)を使用して静脈を小さく切開します。
   7. 近位血管ループの張力を解放すると同時に静脈をカニューレ挿入する。絹を縛って、カニューレを静脈に10 cmの深さで固定します。
   8. ラインをヘパリン(1単位/ mL)で洗い流した後、0.9%生理食塩水のIVラインに接続します。ブタが脱水症で血管内枯渇している場合は、水分を投与します。未使用のポートをヘップロックします。
2. 胸骨正中切開術を行う
   1. 胸骨ノッチと剣状突起を切開ランドマークとして識別します。
   2. 電気焼灼を使用して、胸骨全体(約40〜50 cm)にまたがる正中線切開を行い、胸骨ノッチの前の切開部を剣状突起に接続します。
   3. 皮下組織と筋膜を大胸筋の線維の間で分割します。止血を維持するために出血している血管を焼灼します。
   4. 電気焼灼を使用して、胸骨に沿って正中線をマークします。重いハサミを使用して剣状骨を切り、指を使用して胸骨の後表から心膜を鈍く解剖し、胸骨のこぎりを収容するための触知可能なスペースを作成します。
   5. 胸骨の反対側、肋軟骨接合部の外側にある4番目の肋骨のレベルで2つのタオルクリップを適用します。タオルクリップ内の上にある組織と筋膜層を購入し、胸骨切開中に胸骨を心臓から垂直に持ち上げます。
   6. 胸骨切開術は、剣状突起から胸骨ノッチに向かって、電気または空気動力ののこぎりで歯を上げて行います。下にある構造(心膜や腕頭静脈、動脈内皮など)の損傷を防ぐために、のこぎりを徐々に進め、タオルクリップを使用して垂直に引っ込めます。
      注:胸骨は胸骨ノッチで後方に深く潜り、そのレベルで胸骨切開を完了するには、のこぎりを後方に向ける必要があります。
   7. 出血している胸骨の止血を得るために焼灼を使用してください。
      注:骨ワックスもこの目的に使用できます。
   8. 1,000 U / kgヘパリンを静脈内投与します。ヘパリン投与の5分後に 生体内 血液サンプルを採取する。
   9. 指を使って胸骨の内側から胸膜を鈍く解剖し、胸骨開創器のためのスペースを作ります。
   10. ハンドル付きの胸骨開創器を腹部に向けて挿入し、徐々に引っ込めて縦隔を完全に露出させます。
3. 指による鈍的解剖と電気焼灼の組み合わせを使用して心膜から胸腺を取り除きます。
   注:胸腺は小さな塊ではなく、1つの大きな部分として取り除くのが最善です。
4. 組織分析のために右上肺葉の生検を行います:右胸膜を開いて右上葉を露出させます。^1cm3 の部分を0シルクで囲み、結んで、メッツェンバウムハサミを用いて肺のこの部分を切除する。
   1. 生検を3つの等しいサイズに分割し、それぞれ1つを最適切断温度(OCT)ゲル、ホルマリン、および液体窒素に入れます(スナップフリーズ)。
   2. OCTおよび急速凍結サンプルを-80°Cの冷凍庫に保管し、ホルマリンサンプルを適切に密閉した容器を使用して4°Cの冷蔵庫に保存しました。
      注:生検サンプルをヘマトキシリン-エオジン染色で染色して、間質性浮腫、肺胞および間質性炎症、間質性および血管周囲の好中球浸潤、出血などの肺損傷の組織病理学を調べます¹⁵。
5. 心膜を開きます。鉗子を使用して心膜にテントを張り、メッツェンバウムハサミで心膜の正中線を切開します。
   1. この切開を大動脈根まで頭蓋的に続け、次に横方向に続けて上大静脈(SVC)を露出させます。心膜切開術を尾側で完了し、心臓の頂点のレベルで切開を左右にTオフします。
6. 放血によって豚を安楽死させる。SVCを切開し、プール先端吸引( 材料表を参照)を内腔に挿入し、吸引先端を下大静脈(IVC)まで進めます。
   注:放血を促進するために、左心房(LA)の前壁に切開が行われます。
   1. 心臓の頂点を持ち上げ、メッツェンバウムハサミを使用して冠状静脈洞の1 cm下にLAを切開します。放血時に、100%O₂ から室内空気に切り替えます。
7. 全血の収集:プールチップ吸引は、セルセーバーデバイスに接続されて1200mLの全血を収集し、それをスピンダウンして500mLのパック赤血球(pRBC)を生成します。
   注意: セルセーバープロトコル設定:充填流量:300 mL /分、洗浄流量:100 mL /分、空流:150 mL /分、戻り流量:150 mL /分、洗浄量:300 mL、濃縮流量:200 mL /分。これには~5分かかります。

5.心臓切除術

1. 心臓切除術を行う:心臓の頂点を頭蓋上に持ち上げ、前のLA切開を横方向に継続して、左半接合静脈が結合する冠状静脈洞を横断します。
2. PA分岐部の前面を内側に切断することにより、LAを分割します。
3. IVCをダイヤフラムの1 cm上に交差させます。内側に切断することにより、この切開をLAに接続します。
4. PA分岐部に向かって右肺動脈の上部に沿って切断することにより、LAの分割を完了します。
   注:このステップでは、後部LAから右上肺静脈を除外します。
5. IVCを頭蓋状に持ち上げ、右上肺静脈を分割します。メインPAと右心房(RA)/ SVCの間で合体する心膜反射を分割します。
6. 心を置き、SVCをトランセクトします。SVCを結合組織層から後方に分割し、接合静脈を横断します。
7. 心臓を頭蓋骨に持ち上げ、肺動脈弁のレベルでPAを分割します。メッツェンバウムはさみを使用してPAから大動脈を部分的に解剖し、次に上行大動脈を横断します。
   注:これで心臓切除術は完了です。

6.肺摘出術

1. 肺摘出術を行う:呼気一回換気量(TVe)が約10mL / kgであることを確認します。この目標を達成するには、2:1の吸気:呼気比に切り替えます。TVが6mL / kg<残っている場合は、ピーク圧力および/またはPEEPを上げて、最大肺胞動員の8〜10mL / kg目標を達成します。.
2. 豚の左側の胸膜を開きます。メッツェンバウムハサミを使用して胸骨の後表に沿って水平切開を行います。縦隔の上縁と下境界にある横隔神経まで胸膜を下って2つの垂直切開を行います。
   1. 横隔神経に沿って切断することによって胸膜を切除する。右側でこの手順を繰り返します。横隔神経と同様に、横隔膜神経と同様の方法で、後部LAカフを下の境界として使用して、横隔膜胸膜を開いて除去します。
3. 胸膜アタッチメントを横隔膜から左下肺葉に向かって分割します。Deaverリトラクター( 材料表を参照)を使用して、ダイヤフラムを上に保持します。左側の下肺靭帯を分割し、丘に向かって続けます。
4. 肺組織自体に関して「ノータッチ技術」を試みます。
   注意: つまり、外傷を防ぐために、肺の最小限の手動操作を試みます。
5. 右側で、IVCと胸膜アタッチメントを横隔膜から分割します。ディーバーリトラクターを使用してダイヤフラムを上に引っ込めます。下肺靭帯を右側に分割し、肺門に向かって続けます。
6. 気管を露出させるために、内静脈とアーチ血管を分割します。
7. 気管周囲の組織を鈍く解剖します。呼気一回換気量(TVe)が約10 mL / kgの場合、最大吸入時にチューブクランプを使用して気管をクランプします。.
8. 気管を横断し、クランプされた部分を上に持ち上げて、残りのステップで外科的牽引を提供します。
9. 重いメッツェンバウムハサミとフリーハンドで鈍い解剖を使用して食道から後気管を解剖します。残りの胸膜アタッチメントを分割し、左気管支の上下に大動脈を横切り、下行大動脈のセグメントで胸部から肺を取り除きます。
10. クランプをオンにして肺の重量を量り、氷でいっぱいのクーラーボックスにすばやく保管します。ESLPランニング中の体重増加は浮腫形成の指標です。
    注:これで肺摘出術は完了です。

7.ESLP装置への肺の配置

1. 500 mLのpRBCを灌流回路に追加し(以前に1LのCHIPでプライミング、ステップ1.8)、最終容量の1.5 Lの灌流液に到達します。
   注:ヘモグロビン濃度は約50 g / Lまたは15%のヘマトクリット値を目標としています。
2. データ記録のために肺の写真を撮ります。
3. 右中肺葉を生検する。^1cm3 の部分を0-絹で囲み、結び、前述のように組織分析用のハサミを用いて肺のこの部分を切除する(ステップ4.4)。
4. 3/8、1/2インチのチューブアダプターを主肺動脈(mPA)に固定します。スナップを使用してmPAの反対側をつかみます。1/2インチの部分のアダプターをmPAに挿入し、アシスタントが0シルクタイを使用してアダプターを所定の位置に固定している間、アダプターを所定の位置に保持します。
   注意: アダプターは、PA分岐部から2〜3 cm上に配置する必要があります(PAの長さが不十分な場合は、ドナーブタの下行大動脈のセグメントをmPAに端から端まで縫い付けて、長さを追加できます)。
5. 肺をシリコンサポートメンブレンに仰向けに置き、ESLPデバイスに接続します。
6. 気管気管支の位置近くの気管に2番目のチューブクランプを配置します。より遠位クランプを取り外し、気管内チューブ(ETT)で気管挿管します。
   1. 2つの結束バンドを使用してETTを所定の位置に固定します。チューブクランプを使用して換気ラインをクランプし、近位クランプを気管から解放します。
      注意: これが正しく行われ、空気漏れがない場合、肺は膨張したままになります。
7. PA アダプタを PA ラインに接続し、mPA のエアを除去します。灌流のタイマーを開始します。
   メモ: 手順の写真については、 図5 を参照してください。

8.灌流と換気の開始

1. [ 設定 ]ページで、[ ヒーターの起動 ]をクリックし、温度を38°Cに設定します。 豚の体重も入力して、心拍出量(流量)を計算します。
2. メインページで、CPAPを20 cm H₂Oに設定し、[CPAPの開始]をクリックします。換気が始まったら、換気ラインのクランプを外します。
3. 動脈圧センサーをゼロにします。圧力センサーの上のPAラインをチューブクランプでクランプします。センサーを室内の空気に開き、[設定]ページで[ゼロPAP]と[ゼロビルフロー]をクリックしてから、メインページで読み取り値がゼロになっていることを確認します。
   1. 圧力センサーの活栓を閉じてライン圧力を読み取り、PAカニューレへのラインを開き、メインページで 10%心拍出 量を選択し、[PAマニュアルに戻る]をクリックして(ボタンが緑色に変わります)、 PA ラインのクランプを解除します。
      注:ラインが適切にゼロになり、ポンプは計算された心拍出量の10%を流しています。
4. 遠心分析用に10 mLの灌流液を吸引し、タイムゼロ(T0)ABGを吸引します。
5. 肺を10分間灌流したら、流量を心拍出量の20%に増やします。
6. 灌流液の温度が32°Cに達したら、チャンバーの蓋をクランプで所定の位置に固定し、気密シールを作成します。蓋を置く前に、肺を最適に配置します。BV-1針のサイズ6-0プロレンで空気漏れを修復します。
7. 蓋をしっかり固定した状態で、クランプ換気チューブとCPAPをオフにします。 [設定 ]ページで、[ ゼロITP]、[ゼロポー]、[エアフローゼロ]をクリックし、 メイン ページで読み取り値がゼロになっていることを確認します。
   1. [20 cm H₂OでCPAPを開始]をクリックし、換気チューブのクランプを外します。次に、EEPターゲットを0 cm H 2 O、EIPを1 cm H₂0、RR 10、I:E比1:1に設定し、[を押してベントを開始]をクリックして負圧換気をアクティブにします。
   2. ベントの機能を変更するのを聞いてから、サイドポート換気チューブをチャンバーに取り付けます。
      注意: 人工呼吸器は呼気で呼吸サイクルを開始します。呼気中にサイドポートが取り付けられている場合、肺はわずかに圧縮されます。吸入を待ってから、サイドポートを接続して募集を最大化することが望ましいです。
8. 次の数回の呼吸で、CPAPを12cmH2Oに減少させると同時に、EIPを-_9cmH2Oに増加させる。 これらの換気パラメータを最初の1時間維持し、次いで肺胞動員に応じてCPAPを8〜10cm H 2Oに減らし、EIPを−12〜−13cm H_2Oに増加させる。
9. ピーク圧力を20〜21 cm H₂Oに設定します。
   注:肺摘出時により高い圧力が必要な場合は、それが目標ピーク圧力になります。
10. 灌流液の温度が35°Cに達したら、流量を心拍出量の30%に増やします。
    注意: これらは臓器保存の設定です(表2)。
11. 3、5、7、9、11時間で、心拍出量の50%の流れと、0.125 L / minで脱酸素装置に添加した混合掃引ガス(89%N 2、8%_CO2、3%O₂)を添加して評価し、全身酸素利用率をシミュレートします(表3)。
12. 保存モード中の奇数時間ごとに、将来の分析のために灌流液の10 mLサンプルを採取します。1時間ごとに1mlのABGサンプルをプレデ酸素化器で採取します。
13. 5分間の評価モードに続いて、脱酸素装置の前後のポートからABGを引き出します(表4)。
    注:これにより、ESLPへの肺の配置と灌流と換気の開始が完了します。プロトコルの開始については 、表 2 を参照してください。 表3 は、採用されたNPV-ESLPの2つのモードの詳細です。

9.肺の代謝サポート

1. ABG分析を介して1時間ごとに灌流液のグルコースレベルを確認します。グルコースを3〜6 mmol / Lでターゲットにし、必要に応じて継続的なグルコース注入とボーラス用量用の標準輸液ポンプを使用して、消費率に応じて滴定します。
   注:別の輸液ポンプは、2 U / hのインスリンの連続注入を提供します。CHIPは、他のほとんどの臓器灌流溶液とともに、一次エネルギー基質としてグルコースを含んでいます。

10.ヘパリン、抗菌剤、抗炎症剤

1. pRBCを添加する前に、灌流の開始時に10,000単位のヘパリンを灌流液に追加します。
2. pRBCを添加する前に、灌流の開始時に3.375gのピペラシリン - タゾバクタムを灌流液に加える。
3. pRBCを添加する前に、灌流の開始時に500mgのメチルプレドニゾロンを灌流液に加える。

11.肺機能の評価

1. ESLPの実行中に換気と灌流の2つの異なるモード、保存と評価を採用します。
   注意: 保存と評価(表3)を参照してください。保存モード:心拍出量30%、PEEP 8-12、EEP 0、EIP -10〜-12、ピーク圧力20-22 cm H₂O、RR 6-10、およびI:E比1:1-1.5。ESLPの実行は通常12時間の長さですが、24時間まで延長することもできます。
2. 肺摘出術のピーク圧力に合わせてピーク圧力を設定し、10mL / kgの目標TVを達成します。
   注:10mL / kgのTVeが目標ですが、一般的に6〜8mL / kgが達成されます。
3. 保存中は30分ごとに、30分以内の募集を行う。
   注:採用の期間と範囲は、到達したTVeによって異なります。TVeが8〜10 mL / kgの場合、それ以上の募集は必要ありません。
4. 募集のために、PEEPを10〜12 cm H 2 Oに増やし、RRを6呼吸/分に減らし、ピーク圧力を2〜4 cm H₂0 30 cm_{H 2}Oを超えないように増加させ(25 cm H2Oを超えることはめったにありません)、I:E比を1:0.5に変更します。
   注意: 通常、これらの変更のうち1つまたは2つだけが30分間隔ごとに行われ、PEEPとピーク圧力の増加が最も効果的です。
5. 3、5、7、9、11時間で、臓器機能を評価します。
   注:関心のある主なパラメータはPF比です。ただし、動的コンプライアンスとPA圧力は綿密に監視されています(図6)。
6. 評価中、混合掃引ガス(89%N 2、8%CO 2、3%O ₂)を脱酸素器を介して0.125 L / minの流量で回路に追加しながら、心拍出量を50%に増やします。
   注意: これは全身の酸素枯渇を再現し、5分以上発生します。この間、ピーク圧力を維持しながらPEEPを_5cmH2Oに減少させ、それに応じてEIPを増加させる。RRを10 bpmに保ち、肺がエアトラップしているように見えるかどうかに応じて、I:Eを1または1.5に設定します。
7. 肺血管抵抗、微小換気、動的コンプライアンス、およびP / F比の機能計算を実行します。
   注:肺血管抵抗は、[(PAP-LAP)/ CO] x 80で計算でき、LAP(左心房圧)はオープンLAドレナージシステムの設計により0mmHgです。
   分換気は、TV呼気xRRで計算されます。
   ダイナミック コンプライアンスは、TV有効期限/EIP
   P / F比はPaO2 / Fi02で計算され、FiO2は21%です。
   ESLPソフトウェアは、換気と機能指数を継続的に自動的に計算して記録します。

12.ex situ灌流肺の代謝評価

1. 肺の状態の代理マーカーとして機能するABG を介して 、灌流液の代謝状態を毎時間評価します。将来の分析のために、プレデ酸素化器ポートから10mLの灌流液を収集します。
   注:血液ガス分析は、灌流物のガスとイオン状態を監視するのにも役立ちます。
2. 全体的な肺機能のマーカーとしてPaO2を使用してください。
   注:これは、混合掃引ガスが回路に追加されて全身の脱酸素をシミュレートする評価段階で特に当てはまります。脱酸素ガス前と脱酸素後のガスを比較して、肺による酸素ステップアップを評価します。
3. トリスヒドロキシメチルアミノメタン(THAM)バッファーのボーラスを使用して、通常のpH(7.35-7.45)で正しいアシドーシスをターゲットにします(材料の表を参照)。
   注:アルカローシスは一般的に矯正されておらず、7.55を超えません。CO2掃引を回路に追加して、これを正常に補正するか、アルカローシスがこの閾値を超えた場合に補正することができる。
4. PaCO₂ を許容的に処理し、一般に10〜20mmHgの範囲である。
   注意: これらの値は、十分な換気の兆候として解釈されます。電解質はESLP中に調整されませんが、標準的なABG分析の一部として監視されます。乳酸はESLPの持続時間の増加中に上昇し、カリウムも上昇します。ナトリウムは安定しており(135-145 mmol / L)、カルシウムは通常低いです。 表4 には、正常温熱でのNPV-ESLPの12時間の実行中のABG灌流物分析のサンプルと、細胞灌流液(血液+ CHIP)を使用した30%の心拍出量が含まれています。

13.ESLPデバイスからの肺の灌流、換気、および切断の終了

1. [ 設定 ] ページで、[ サーバーのシャットダウン] をクリックします。
2. チャンバーから蓋を取り外します。PAアダプターをPAカニューレから外します。
3. 気管を抜管します。浮腫形成の量を決定するには、肺の重さを量ります。
4. 副葉の1 cm 3組織生検を行い、前述のように³ つの部分に分けます。
5. 最終的なガス分析を実行し、灌流液サンプルを遠心分離し、前述のように組織生検を保存します(ステップ4.4)。
   注:遠心分離設定:速度、112 x g;加速、9;減速、9;温度、4°C、時間、15分の長さ。
6. プログラムを閉じます。記録されたデータはすべて保存されます。
7. 制度的プロトコルに従って、残りの組織、血液、および生理活性物質を廃棄します。
8. 消毒用の硬質表面クリーナー(70%エタノールなど)を使用してESLPカートを清掃し、すべての再利用可能なコンポーネントを-20°Cの冷凍庫に入れて、細菌の増殖を減らします。

結果

肺灌流および換気の開始時(保存モード)、灌流液が正常温熱に温まるにつれて、肺は一般に肺動脈圧が低く(< 10 mmHg)、動的コンプライアンスが低い(< 10 mL / mmHg)。体重35〜50 kgのヨークシャー豚は、通常、肺の体重が350〜500 gになります。NPV-ESLPの最初の1時間の間に、測定された呼気一回換気量(TVe)は0〜2 mL / kgであり、吸気一回換気量(TVi)は100〜200mLです。TVeは通常、3〜6時間以内に4〜6 mL / kgに達?...

ディスカッション

ESLPの実行を成功させるために必要なトラブルシューティングとともに、いくつかの重要な外科的ステップがあります。ブタの幼若肺は、成人のヒトの肺に比べて非常にデリケートであるため、調達する外科医はブタの肺を取り扱う際に注意する必要があります。肺を解剖するときに外傷や無気肺を引き起こさないように、「ノータッチ」技術を試みることが重要です。「ノータッチ」とは、...

資料

Name	Company	Catalog Number	Comments
0 ETHIBOND Green 1 x 36" Endo Loop 0	ETHICON	D8573
2-0 SILK Black 12" x 18" Strands	ETHICON	SA77G
ABL 800 FLEX Blood Gas Analyzer	Radiometer	989-963
Adult-Pediatric Electrostatic Filter HME - Small	Covidien	352/5877
Arterial Filter	SORIN GROUP	01706/03
Backhaus Towel Clamp	Pilling	454300
Biomedicus Pump	Maquet	BPX-80
Cable Ties – White 12”	HUASU International	HS4830001
Calcium Chloride	Fisher Scientific	C69-500G
Cooley Sternal Retractor	Pilling	341162
CUSHING Gutschdressing Forceps	Pilling	466200
D-glucose	Sigma-Aldrich	G5767-500G
Deep Deaver Retractor	Pilling	481826
Debakey Straight Vascular Tissue Forceps	Pilling	351808
Debakey-Metzenbaum Dissecting	Pilling	342202
Scissors	Pilling	342202
Endotracheal Tube 9.0mm CUFD	Mallinckrodt	9590E	Cuff removed for ESLP apparatus
Flow Transducer	BIO-PROBE	TX 40
Human Albumin Serum	Grifols Therapeutics	2223708
Infusion Pump	Baxter	AS50
Inspire 7 M Hollow Fiber Membrane Oxygenator	SORIN GROUP	K190690
Intercept Tubing 1/4" x 1/16" x 8'	Medtronic	3108
Intercept Tubing 3/8" x 3/32" x 6'	Medtronic	3506
Intercept Tubing Connector 3/8" x 1/2"	Medtronic	6013
MAYO Dissecting Scissors	Pilling	460420
Medical Carbon Dioxide Tank	Praxair	5823115
Medical Nitrogen Tank	Praxair	NI M-K
Medical Oxygen Tank	Praxair	2014408
Organ Chamber	Tevosol
PlasmaLyte A	Baxter	TB2544
Poole Suction Tube	Pilling	162212
Potassium Phosphate	Fischer Scientific	P285-500G
Scale	TANITA	KD4063611
Silicon Support Membrane	Tevosol
Sodium Bicarbonate	Sigma-Aldrich	792519-1KG
Sodium Chloride 0.9%	Baxter	JB1324
Sorin XTRA Cell Saver	SORIN GROUP	75221
Sternal Saw	Stryker	6207
Surgical Electrocautery Device	Kls Martin	ME411
Temperature Sensor probe	Omniacell Tertia Srl	1777288F
THAM Buffer	Thermo Fisher Scientific	15504020	made from UltraPureTM Tris
TruWave Pressure Transducer	Edwards	VSYPX272
Two-Lumen Central Venous Catheter 7fr	Arrowg+ard	CS-12702-E
Vorse Tubing Clamp	Pilling	351377
Willauer-Deaver Retractor	Pilling	341720
Yankauer Suction Tube	Pilling	162300