NSFの助成金0920060、NIHの助成金DC004395、NHMRC助成金1009482、科学と医学研究のNSW Office、およびガーネットPasseのとロドニー·ウィリアムズ記念財団によってサポートされています。

1。頭部拘束の概要<ol><li>特注のヘッドポストを組み立てるために、クロスを形成するためにステンレス製のロッド&quot;3/32にドリル穴に垂直にステンレス製のロールピン&quot; 1月16日を挿入します。頭部ポストの垂直部分は約20mmと15 mm程度水平断面部分でなければなりません。 ＃1から72までネジを受け入れるように垂直ロッドの一方の端をタップします。 （ 図1）。 </li><li>手術や録音中に、頭のポストは、＃1から72ネジ（ 図2）特注の真鍮やアルミの取り付けバーに固定されています。取り付けバーの長い作品は約90 mm長、幅5〜10ミリメートルでなければなりません。頭ポストは45度で傾斜している長いバーオフ15 mmの拡張子に溝カットに収まる。取り付けバーの下部にある小さな溝に頭の回転、ヘッドポスト程近い場所にありますの桟を防ぐことができます。 </li><li>カスタムメイドのアルミ取り付けブロックに取り付けられた後の取り付けバーK（ 図3）。取り付けブロックは約30ミリメートル×30ミリメートル×25 mmである。頭部ポストの位置を正確に正中線に沿って、ブレグマに配置することができますように、この取付ブロックは、マイクロマニピュレータに取り付けられています。取り付けブロックは、ネジと一緒に取り付けられて2つの部分から構成されています。ブロック内のカットアウトは、取り付けバーがでスライドし、ネジで固定することができます。マウント·バーは、テーブルの表面に平行である。録音中に、カスタム定位フレーム（ 図4）でバーを固定します。 stereotaxは、手術時の取付けブロックと同じ位置にバーをマウントするために設計されています。この配置は、マウスは、常に実験的なセッションをまたいで定位フレームに配置されることが保証されます。 </li><li> 45℃で約1 mmの曲げて、約5 mmの長さにタングステン棒（直径0.010 &quot;）を切り取ります。このロッドはグランド·ピン（ 図1）としての役割を果たします。 </li></ol> 2。定位アル開頭術のためにignment 注：すべての手順は、標準的な無菌手術手技に従う以下の通りとワシントン州立大学動物のケアと使用委員会とガーバン研究所の動物倫理委員会によって承認されている。 <ol><li>イソフルラン5％誘導チャンバ内に配置することにより、マウスを麻酔。尾、そして/または、つま先のピンチへの反応の欠如は、動物が完全に麻酔であることを保証します。 </li><li>マウスアダプタ（Stoelting）装備げっ歯類の定位フレームにマウスを置きます。マウスの向きに、かまバーの穴の内側に歯を配置し、それがぴったりされるようにノーズクランプを締めます。一口バーと鼻クランプでできるだけまっすぐにマウスを置きます。マウスの鼻上のラテックス手袋の部分から作られたフェイスマスクを置き、マウスの呼吸速度が約1息/秒になるまで5％イソフルランを保持します。 1.5にイ​​ソフルランを回し - 2.0％。トンを使用してヘッドを固定します彼の耳·バーではなく穿刺鼓膜に注意して。バーがぴったりになりますが、外耳道に深く浸透するべきではありません。 </li><li>マウスの下に加熱パッドを配置します。 </li><li>乾燥から目を防ぐために、眼軟膏を適用します。 </li><li>小さなシェーバーや細かい点をはさみで上耳の間から目に頭皮を剃る。 </li><li>アルコールに続いてスクラブ塩素hexidine（またはbetadine）で拭いて頭皮をきれいにし、消毒を3回繰り返してすすぎます。 </li><li>頭蓋骨の上に皮膚を削除するには、頭の後ろから目に正中線に沿って切開を行います。 </li><li>メスで切開の端に骨膜をこすり。 （実験ターゲットに応じて）必要に応じて、慎重に筋肉出血を最小限に抑えるために束に沿って裂くできるように、鉗子で首の後ろに筋肉を撤回。水分を最小限にし、頭蓋骨を介して移動するから肌を防ぐために、頭皮の組織の下にgelfoamを適用します。 </li><li>頭蓋骨のランドマークの可視化を強化するためにイソプロピルアルコールで湿らせた綿棒で頭蓋骨表面を乾燥させます。 </li><li>標準の定位座標13〜頭蓋骨を合わせます。電極ホルダーの微細探針を挿入し、定位マイクロマニピュレータに取り付けます。シャープ金属棒は、この目的に適しています（ 図5）。 </li><li>頭蓋骨のブレグマ（ 図5A）およびラムダ（ 図5B）を識別するためにポイントを使用します。それぞれの場所の横内側座標は以上50μm以下で異なることを確認し、これらのポイント間の往復プローブを移動します。慎重に横方向に頭と耳のバーをずらして、耳棒を締め、耳·バーを緩めて、必要に応じてヘッドの位置を変更します。 </li><li>それぞれの場所で背腹軸の高さはこれ以上50μm以下で異なっていることを確認します。耳棒の軸の周りに頭蓋骨を回転させ、鼻クランプの高さを、調整する必要に応じて、頭蓋骨のピッチレベルに設定します。耳バーの高さも調整する必要があります。 </li><li>ブレグマ相対的関心の対象（ 図5C）の座標を特定するためにアトラス13を使用しています。開頭術が行われるターゲット（例えば、 &quot;X&quot;または正方形のドット四隅に墨を使用）（ 図5D）上記の頭蓋骨をマークします。 </li></ol> 3。ヘッドポストとグランド·ピンの取り付け<ol><li>頭蓋骨をきれいにエッチングゲルを使用しています。表面上のエッチングゲルをスクラブし、広めるためにアプリケータを使用して（10秒）。水で洗い、完全に乾かします。アプリケーターを用いて頭蓋骨の表面に歯科用セメント用のプライマーを適用します。新しいアプリケーターを有する接着剤を広げた。 UVライトガン（1サイクル）を有する接着剤を硬化させます。 </li><li>標的部位への遠位であるグランド·ピンの場所を選択します。慎重に地面pの短い方の端のためだけに十分に広い第65 minibladeメスの先端を使って頭蓋骨に小さな穴を開けると入力し、髄膜に残り部分に。グランド·ピンは、ブレグマと将来のヘッドポスト（ 図6A）から離れて向くように配向しなければなりません。 </li><li>取り付けバーやブロックにヘッドポストを確保し、マイクロマニピュレーターに取り付けます。三次元でマニピュレータを移動することにより、（ 図6B）だけで頭蓋骨に触れ、ブレグマを介してヘッドポストに配置します。ヘッドポストのベースは、頭蓋骨の上に平らになるようにします。 </li><li>解剖プローブを使用して、頭ポストとグラウンド·ピン（ 図6C）を中心に歯科用セメントの少量を適用します。頭蓋骨との良好な接触を確保するためにセメントを押します。注：それは硬化が均一にできませんあまりにも多くのセメントを使用したりしないでください。 UVライトガン（複数の角度3から4サイクル）とセメントを硬化させます。 </li><li>セメントの第2段階を適用し、頭部ポストの周りにベースを構築し、ヘッドポスト（ 図6D）の溝をカバーしています。 </li></ol> 4。開頭術<ol><li>部分的にプラ​​イマーによって隠される開頭リファレンスマークを探します。このサイトの周りに3mm×3mmの正方形をマークし、感度を減らすために、出血を最小限に抑えるためにリドカインのドロップを適用するためにメス＃65を使用しています。 </li><li> （ 図7A）骨を通って脳に切らないように注意して、正方形の各側（多くの10など）上で複数のスコアを確認します。 </li><li>骨弁が緩んになると、硬膜をそのままにした（ 図7B）、それを詮索するメスの先端を使用しています。 </li><li>骨のワックスでカバーしています。 </li></ol> 5。術後<ol><li>ガス麻酔をオフにして、定位フレームからマウスを削除します。 </li><li>傷の周りの感覚を和らげるために露出した皮膚の周囲にリドカイン軟膏を適用するには綿棒を使用しています。露出した皮膚にネオスポリン適用するために別の綿棒を使用しています。ケトプロフェン（個々のIACUCの獣医師の好みに基づいて5 mg / kgのIMまたはIP）として注入する術後の鎮痛剤。マウスは、一般的に起動され、ガス停止後数分以内に移動します。 </li><li>暖かいケージにマウスを置き、それが動物のハウジングに戻す準備が完了するまで監視します。 </li><li>それは手術から回復した後の動物は、少なくとも1日1回で確認する必要があります。貧しい食生活および/または飲料と物憂げな行動の兆候を監視します。痛みが疑われる場合には、緩和されるまで24時間ごとに（手術後の終了時と同じ用量）ケトプロフェン提供しています。動物が傷や不快感の兆候を示している場合リドカインは局所的に創傷に適用することができます。動物は一般的に合併症や痛みを伴わない手術から回復します。 </li></ol> 6。録音および色素注入<ol><li>録音用のマウスを使用する前に、頭術後後、少なくとも一日待ってください。 </li><li>マウスの体に成形発泡拘束装置にマウスを置きます。マウスは、すでにそれによってその不安を減らすことは、このデバイスに適応されています。典型的な適応は、手術と実験の前に、離乳後約一週間毎日マウスを処理するために、1-5分間泡デバイスにマウスを置きます。定位フレーム（ 図4）でデバイスを一時停止します。 </li><li>今定位フレーム（ 図4）に固定された取付バーに頭をポスト安全です。 </li><li>無愛想な22ゲージの皮下注射針の先端で終了線とグランド·ピンに接続します。 </li><li>開頭の上に骨蝋を削除します。 minibladeメスの先端を使用して、必要に応じて硬膜を除去します。 </li><li>適切な定位位置に電極を駆動し（ 図8）録音を開始します。唯一の電気生理学的記録については、電極のさまざまな使用することができます。電極の選択は、必要な記録の位置と種類に依存しています。覚醒マウスの録音のための電極の選択は、研究者が麻酔をマウスで使用するものと同じになります。を組み合わせた電気生理学的記録のために色素/トレーサー注射、マイクロピペット電極10を使用されています。マイクロピペットは、それがiontophoretically電気生理学実験の終了時に注入することができるように、選択した染料/トレーサーで満たされている。 Multibarrel電極は、薬理学的操作を行うことができるように使用することもできます。 multibarrel電極が単一の記録マイクロピペット（ 図8）にマウントされています。これらの技術は、文献では標準であり、麻酔対覚醒録音の違いはありません。 </li><li>録音は3から4日間連続して上の4-5時間のために行うことができます。 </li><li>レコーディング·セッションの終了時に、染料/トレーサーを注入することができます。脳内の痛みの受容体が存在しないため、脳への染料またはトレーサーのイオン導入注入は不快感を引き起こすことはほとんどありません。注入がなされるべき領域の電気生理学的応答特性が特徴付けされた後しかし、動物はイソフルランで麻酔し、Fかもしれませんまたは注射。これは任意の潜在的な望ましくない感覚をなくすだろう。色素/トレーサーはマイクロピペット内にすでに存在するので、アクティブとグラウンドのリード線はion​​tophoretically染料/トレーサーを注入するために電気生理学的記録セットアップから現在の発電機に切り替えることができます。電極における色素/トレーサーのために適切なプロトコルを使用しています。 headpost抑制と身体拘束から動物を削除し、そのホームケージに戻ります。 </li><li>実験の終了時に、注射部位とラベリングを回復するための処理を安楽死や組織のために適切なプロトコルに従ってください。 </li></ol> 7。代表的な結果頭ポストが正常にインストールされて実験者が複数日間の無麻酔、覚醒マウスからシングルおよびマルチユニットの応答を記録することができます。拘束装置は、脳内の単一神経細胞の安定した電気生理学的記録を可能にします。シングルユニットと強力な応答tの優れたアイソレーションoの刺激はマウス下丘（; 図9B、二日目図9A、初日）の例では、複数日にわたって同じ脳の構造から記録することができます。良い頭のポストインストールでは、各マウスは、一貫して定位固定装置と特定の脳核の信頼性の高いローカライズ、その結果、マウス脳地図、13に整列されます。この信頼性の高いローカライゼーションは、複数の記録日後に特定の構造体に染料およびトレーサーの注入が可能になります。たとえば、聴覚中脳から聴覚脳幹への投射を降順評価するために、デキストランアミン（chromagenとしてジアミノベンジジンを用いて視覚化）電気生理学的に注射部位のニューロンの応答特性を識別した後、マウス下丘（ 図10A）に注入することができビオチン（ 図10Aに、ニューロンが51 kHzの最高周波数で記録された）、および組織処理後、反対側の背側蝸牛神経核でnterograde標識は可視化した（ 図10B）にプロットされたことができます。より高い分解能で顕微鏡写真も順向性に標識された軸索と端末（ 図10C）を表示するために得ることができます。 <img alt="図1" src="/files/ftp_upload/3755/3755fig1.jpg" /> 図1。 <img alt="図2" src="/files/ftp_upload/3755/3755fig2.jpg" /> 図2。 <img alt="図3" src="/files/ftp_upload/3755/3755fig3.jpg" /> 図3。 <img alt="図4" src="/files/ftp_upload/3755/3755fig4.jpg" /> 図4。 <img alt="図5" src="/files/ftp_upload/3755/3755fig5.jpg" /> 図5。 <img alt="図6" src="/files/ftp_upload/3755/3755fig6.jpg" /> <strong&gt;図6。 <img alt="図7" src="/files/ftp_upload/3755/3755fig7.jpg" /> 図7。 <img alt="図8" src="/files/ftp_upload/3755/3755fig8.jpg" /> 図8。 <img alt="図9" src="/files/ftp_upload/3755/3755fig9.jpg" /> 図9。 <img alt="図10" src="/files/ftp_upload/3755/3755fig10.jpg" /> 図10。

<ol>
	<li>Evans, E. F., Nelson, P. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+responses+of+single+neurones+in+the+cochlear+nucleus+of+the+cat+as+a+function+of+their+location+and+the+anaesthetic+state.">The responses of single neurones in the cochlear nucleus of the cat as a function of their location and the anaesthetic state.</a> Exp. Brain Res. 17, 402-427 (1973).</li><li>Joris, P. X. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Response+classes+in+the+dorsal+cochlear+nucleus+and+its+output+tract+in+the+chloralose-anesthetized+cat.">Response classes in the dorsal cochlear nucleus and its output tract in the chloralose-anesthetized cat.</a> J. Neurosci. 18, 3955-3966 (1998).</li><li>Populin, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Anesthetics+change+the+excitation/inhibition+balance+that+governs+sensory+processing+in+the+cat+superior+colliculus.">Anesthetics change the excitation/inhibition balance that governs sensory processing in the cat superior colliculus.</a> J. Neurosci. 25, 5903-5914 (2005).</li><li>Young, E. D., Brownell, W. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Responses+to+tones+and+noise+of+single+cells+in+dorsal+cochlear+nucleus+of+unanesthetized+cats.">Responses to tones and noise of single cells in dorsal cochlear nucleus of unanesthetized cats.</a> J. Neurophysiol. 39, 282-300 (1976).</li><li>Donoghue, J. 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E., Manabe, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Harmonic-sensitive+neurons+in+the+auditory+cortex+of+the+mustache+bat.">Harmonic-sensitive neurons in the auditory cortex of the mustache bat.</a> Science. 203, 270-274 (1979).</li><li>Portfors, C. V., Felix, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=2nd+Spectral+integration+in+the+inferior+colliculus+of+the+CBA/CaJ+mouse.">2nd Spectral integration in the inferior colliculus of the CBA/CaJ mouse.</a> Neuroscience. , 136-1159 (2005).</li><li>Felix, R. A., Portfors, C. 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J., Paxinos, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Mouse Brain in Stereotaxic Coordinates. , (2007).</li></ol>

我々は、開示することは何もありません。

マウスの電気生理学的および神経解剖学実験のための頭部ポスト拘束システムの利点は、実験は麻酔薬に起因する潜在的な応答の汚染を排除し、無麻酔、覚醒したマウスで行うことができるということです。さらに、セットアップがより効率的な動物の使用を可能にするために複数の日にわたって使用することができます。 ヘッドポストのほとんどのコンポーネントは?...

<table border="1"><tbody><tr><td> 名 </td><td> 会社 </td><td> カタログ番号 </td><td> コメント </td></tr><tr><td>歯科用セメントの前に頭蓋骨を洗浄するためのエッチングゲル </td><td>ヘンリーシャイン</td><td> 101-5396 </td><td> 1.2 mLシリンジと12個</td></tr><tr><td>歯科用セメント用のプライマー </td><td>カーオプチボンド</td><td> 25881 </td><td> 8 mLのボトル</td></tr><tr><td>歯科用セメント用接着剤 </td><td>カーオプチボンド</td><td> 25882 </td><td> 8 mLのボトル</td></tr><tr><td>歯科用セメント用アプリケータ </td><td>カーオプチボンド</td><td> 24680 </td><td> 200/pk </td></tr><tr><td> 歯科用セメント </td><td>カリスマ、ヘレウスKulzer </td><td> 66000085 </td><td> 4gmシリンジリフィル</td></tr><tr><td>タングステンロッド（ グラウンド·ピン ） </td><td> AMシステム</TD&gt; <td> 717200 </td><td> 0.010 &quot;の直径</td></tr><tr><td>経済UV硬化ライト </td><td>ヘンリーシャイン</td><td> CU-80 </td><td></td></tr><tr><td> ヘッドポスト </td><td>社内で構築された</td><td></td><td></td></tr><tr><td> 取り付けバー </td><td>社内で構築された</td><td></td><td></td></tr><tr><td> 取り付けブロック </td><td>社内で構築された</td><td></td><td></td></tr><tr><td> 定位フレーム </td><td>デビッド·Kopfは楽器</td><td> 902 </td><td></td></tr><tr><td> マウスおよび新生仔ラットアダプター </td><td> Stoelting </td><td> 51625 </td><td></td></tr><tr><td> 等温パッドをDeltaphase </td><td>トリーサイエンティフィック株式会社</td><td> 39DP </td><td></td></tr></tbody></table>

preparation of an awake mouse for recording neural responses and injecting tracers

これはよく麻酔は脳の様々な領域で神経応答特性を変化させることが知られている13。聴覚系では、しきい値、周波数特異性、阻害側波帯を含む脳幹の神経細胞の基本的な応答特性は、麻酔下に1から2の重要な方法で変更されます。これらの観​​察結果は、生理学者は、麻酔の汚染影響を与えることなく単一ニューロンから記録する方法を模索するように求められます。つの結果は、脳幹が完全に脳の4レベルで切断しました除脳の準備でした。この製剤の欠点は手ごわい手術、脳からの下降の予測を排除し、中脳、上記の構造を調べるために感覚刺激を使用することができないことがあります。動物が目を覚まし、そして/または、5,6に動作している間に別の戦略は、単一のニューロンとマルチユニットクラスタから記録するために慢性的に電極アレイを移植してきました</suP&gt;。これらの技術は、しかし、第一電気生理学的に脳の構造を特徴付けるした後にトレーサー色素を注入すると互換性がありません。単一ニューロンからの電気生理学的応答特性を記録しながら麻酔薬で神経応答のプロパティを変更することを避けるために、我々は、長いマウス10月12日にコウモリ7-9に使用されるヘッドレスト技術を適応している。この方法を使用して、我々は無麻酔マウスで数日間電気生理学的記録を行うことができます。レコーディングセッションの終わりに、我々は、電極の位置と記録部位を再構築するかにと記録座からの経路を決定することができるようにトレーサーを注入する色素を注入することができます。このメソッドは使用せずに、複数の麻酔薬日間も隔離された単一ニューロンの記録を可能にします。

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Preparation of an Awake Mouse for Recording Neural Responses and Injecting Tracers

神経応答の電気生理学的特性は、脳機能を理解するためと経路トレース用染料の配置を導くために重要である。しかし、多くの研究は麻酔下の動物で行われます。麻酔なしで脳機能を理解するために、我々は、ニューロンの応答特性を記録し、覚醒マウスの色素を注入する手法を開発した。

神経応答を記録し、トレーサーを注入するための覚醒マウスの作製

It is well known that anesthesia alters neural response properties in various regions of the brain.13.  In the auditory system, fundamental response ...

preparation-an-awake-mouse-for-recording-neural-responses-injecting

Research

JoVE Journal

Neuroscience

19.3K ビュー.  Johns Hopkins University. 神経応答の電気生理学的特性は、脳機能を理解するためと経路トレース用染料の配置を導くために重要である。しかし、多くの研究は麻酔下の動物で行われます。麻酔なしで脳機能を理解するために、我々は、ニューロンの応答特性を記録し、覚醒マウスの色素を注入する手法を開発した。

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Analyzing Responses of Mouse Olfactory Sensory Neurons Using the Air-phase Electroolfactogram Recording

Animals depend on olfaction for many critical behaviors, such as finding food sources, avoiding predators, and identifying conspecifics for mating and other social interactions. The electroolfactogram (EOG) recording is an informative, easy to conduct, and reliable method to assay olfactory function at the level of the olfactory epithelium. Since the 1956 description of the EOG by Ottoson in frogs1, the EOG recording has been applied in many vertebrates including salamanders, rabbits, rats, mice, and humans (reviewed by Scott and Scott-Johnson, 2002, ref. 2). The recent advances in genetic modification in mice have rekindled interest in recording the EOG for physiological characterization of olfactory function in knock-out and knock-in mice. EOG recordings have been successfully applied to demonstrate the central role of olfactory signal transduction components3-8, and more recently to characterize the contribution of certain regulatory mechanisms to OSN responses9-12.
Odorant detection occurs at the surface of the olfactory epithelium on the cilia of OSNs, where a signal transduction cascade leads to opening of ion channels, generating a current that flows into the cilia and depolarizes the membrane13. The EOG is the negative potential recorded extracellularly at the surface of the olfactory epithelium upon odorant stimulation, resulting from a summation of the potential changes caused by individual responsive OSNs in the recording field2. Comparison of the amplitude and kinetics of the EOG thus provide valuable information about how genetic modification and other experimental manipulations influence the molecular signaling underlying the OSN response to odor. 
Here we describe an air-phase EOG recording on a preparation of mouse olfactory turbinates. Briefly, after sacrificing the mouse, the olfactory turbinates are exposed by bisecting the head along the midline and removing the septum. The turbinate preparation is then placed in the recording setup, and a recording electrode is placed at the surface of the olfactory epithelium on one of the medial turbinates. A reference electrode is electrically connected to the tissue through a buffer solution. A continuous stream of humidified air is blown over the surface of the epithelium to keep it moist. The vapor of odorant solutions is puffed into the stream of humidified air to stimulate the epithelium. Responses are recorded and digitized for further analysis.

The electroolfactogram (EOG) recording is an informative, easy-to-conduct, and reliable way of assessing olfactory function at the level of the olfactory epithelium. This protocol describes a recording setup, mouse tissue preparation, data collection, and basic data analysis.

空気相Electroolfactogram記録を用いたマウス嗅覚神経細胞の分析応答

Animals depend on olfaction for many critical behaviors, such as finding food sources, avoiding predators, and identifying conspecifics for mating and ...

神経科学

Whole Cell Recording from an Organotypic Slice Preparation of Neocortex

We have been studying the expression and functional roles of voltage-gated potassium channels in pyramidal neurons from rat neocortex. Because of the lack of specific pharmacological agents for these channels, we have taken a genetic approach to manipulating channel expression. We use an organotypic culture preparation (16) in order to maintain cell morphology and the laminar pattern of cortex. We typically isolate acute neocortical slices at postnatal days 8-10 and maintain the slices in culture for 3-7 days. This allows us to study neurons at a similar age to those in our work with acute slices and minimizes the development of exuberant excitatory connections in the slice. We record from visually-identified pyramidal neurons in layers II/III or V using infrared illumination (IR-) and differential interference contrast microscopy (DIC) with whole cell patch clamp in current- or voltage-clamp. We use biolistic (Gene gun) transfection of wild type or mutant potassium channel DNA to manipulate expression of the channels to study their function. The transfected cells are easily identified by epifluorescence microscopy after co-transfection with cDNA for green fluorescent protein (GFP). We compare recordings of transfected cells to adjacent, untransfected neurons in the same layer from the same slice.

This is a protocol to prepare and maintain a neocortical slice preparation in organotypic culture for the purpose of making electrical recordings from pyramidal neurons.

新皮質の器官型スライス標本からの全細胞記録

We have been studying the expression and functional roles of voltage-gated potassium channels in pyramidal neurons from rat neocortex.  Because of the ...

Detection of Microregional Hypoxia in Mouse Cerebral Cortex by Two-photon Imaging of Endogenous NADH Fluorescence

The brain's ability to function at high levels of metabolic demand depends on continuous oxygen supply through blood flow and tissue oxygen diffusion. Here we present a visualized experimental and methodological protocol to directly visualize microregional tissue hypoxia and to infer perivascular oxygen gradients in the mouse cortex. It is based on the non-linear relationship between nicotinamide adenine dinucleotide (NADH) endogenous fluorescence intensity and oxygen partial pressure in the tissue, where observed tissue NADH fluorescence abruptly increases at tissue oxygen levels below 10 mmHg1. We use two-photon excitation at 740 nm which allows for concurrent excitation of intrinsic NADH tissue fluorescence and blood plasma contrasted with Texas-Red dextran. The advantages of this method over existing approaches include the following: it takes advantage of an intrinsic tissue signal and can be performed using standard two-photon in vivo imaging equipment; it permits continuous monitoring in the whole field of view with a depth resolution of ~50 &mu;m. We demonstrate that brain tissue areas furthest from cerebral blood vessels correspond to vulnerable watershed areas which are the first to become functionally hypoxic following a decline in vascular oxygen supply. This method allows one to image microregional cortical oxygenation and is therefore useful for examining the role of inadequate or restricted tissue oxygen supply in neurovascular diseases and stroke.

Here we describe a method to directly visualize microregional tissue hypoxia in the mouse cortex in vivo. It is based on concurrent two-photon imaging of nicotinamide adenine dinucleotide (NADH) and the cortical microcirculation. This method is useful for high resolution analysis of tissue oxygen supply.

内在性NADH蛍光の二光子イメージングによるマウス大脳皮質におけるMicroregional低酸素の検出

The brain's ability to function at high levels of metabolic demand depends on continuous oxygen supply through blood flow and tissue oxygen diffusion. ...

Reproducible Mouse Sciatic Nerve Crush and Subsequent Assessment of Regeneration by Whole Mount Muscle Analysis

Regeneration in the peripheral nervous system (PNS) is widely studied both for its relevance to human disease and to understand the robust regenerative response mounted by PNS neurons thereby possibly illuminating the failures of CNS regeneration1. Sciatic nerve crush (axonotmesis) is one of the most common models of peripheral nerve injury in rodents2. Crushing interrupts all axons but Schwann cell basal laminae are preserved so that regeneration is optimal3,4. This allows the investigator to study precisely the ability of a growing axon to interact with both the Schwann cell and basal laminae4. Rats have generally been the preferred animal models for experimental nerve crush. They are widely available and their lesioned sciatic nerve provides a reasonable approximation of human nerve lesions5,4. Though smaller in size than rat nerve, the mouse nerve has many similar qualities. Most importantly though, mouse models are increasingly valuable because of the wide availability of transgenic lines now allows for a detailed dissection of the individual molecules critical for nerve regeneration6, 7. Prior investigators have used multiple methods to produce a nerve crush or injury including simple angled forceps, chilled forceps, hemostatic forceps, vascular clamps, and investigator-designed clamps8,9,10,11,12. Investigators have also used various methods of marking the injury site including suture, carbon particles and fluorescent beads13,14,1. We describe our method to obtain a reproducibly complete sciatic nerve crush with accurate and persistent marking of the crush-site using a fine hemostatic forceps and subsequent carbon crush-site marking. As part of our description of the sciatic nerve crush procedure we have also included a relatively simple method of muscle whole mount we use to subsequently quantify regeneration.

In this report we describe a method to crush mouse sciatic nerve. This method uses readily available hemostatic forceps and easily and reproducibly produces complete sciatic nerve crush. In addition, we describe a method to prepare muscle whole mounts suitable for analysis of nerve regeneration after sciatic nerve crush.

ホールマウントマッスル分析による再現性のあるマウスの坐骨神経クラッシュと再生のその後の評価

Regeneration in the peripheral nervous system (PNS) is widely studied both for its relevance to human disease and to understand the robust regenerative ...

Neural Circuit Recording from an Intact Cockroach Nervous System

The cockroach ventral nerve cord preparation is a tractable system for neuroethology experiments, neural network modeling, and testing the physiological effects of insecticides. This article describes the scope of cockroach sensory modalities that can be used to assay how an insect nervous system responds to environmental perturbations. Emphasis here is on the escape behavior mediated by cerci to giant fiber transmission in Periplaneta americana. This in situ preparation requires only moderate dissecting skill and electrophysiological expertise to generate reproducible recordings of neuronal activity. Peptides or other chemical reagents can then be applied directly to the nervous system in solution with the physiological saline. Insecticides could also be administered prior to dissection and the escape circuit can serve as a proxy for the excitable state of the central nervous system. In this context the assays described herein would also be useful to researchers interested in limb regeneration and the evolution of nervous system development for which P. americana is an established model organism.

This article describes the cockroach ventral nerve cord dissection and extracellular recordings from the cercal nerve and connectives. Evoked responses are generated by electrical stimulation of the cercal nerve or direct mechanical stimulation of the cerci.

無傷のゴキブリ神経系の神経回路の録音

The cockroach ventral nerve cord preparation is a tractable system for neuroethology experiments, neural network modeling, and testing the physiological ...

Extracellular Recording of Neuronal Activity Combined with Microiontophoretic Application of Neuroactive Substances in Awake Mice

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and awake animals. Therefore, methods allowing the manipulation of synaptic systems in awake animals are required in order to determine the contribution of synaptic inputs to neuronal processing unaffected by anesthetics. Here, we present methodology for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. By combining these procedures, we performed microiontophoretic injections of gabazine to selectively block GABAA receptors in neurons of the inferior colliculus of head-restrained mice. Gabazine successfully modified neural response properties such as the frequency response area and stimulus-specific adaptation. Thus, we demonstrate that our methods are suitable for recording single-unit activity and for dissecting the role of specific neurotransmitter receptors in auditory processing.
The main limitation of the described procedure is the relatively short recording time (~3 hr), which is determined by the level of habituation of the animal to the recording sessions. On the other hand, multiple recording sessions can be performed in the same animal. The advantage of this technique over other experimental procedures used to manipulate the level of neurotransmission or neuromodulation (such as systemic injections or the use of optogenetic models), is that the drug effect is confined to the local synaptic inputs to the target neuron. In addition, the custom-manufacture of electrodes allows adjustment of specific parameters according to the neural structure and type of neuron of interest (such as the tip resistance for improving the signal-to-noise ratio of the recordings).

We present methods for the construction of electrodes to simultaneously record extracellular neural activity and release multiple neuroactive substances at the vicinity of the recording sites in awake mice. This technique allows the detailed analysis of putative local synaptic inputs to the neuron of interest.

覚醒マウスにおける神経活性物質のMicroiontophoreticアプリケーションと組み合わせることで神経活動の細胞外記録

Differences in the activity of neurotransmitters and neuromodulators, and consequently different neural responses, can be found between anesthetized and ...

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method described here enables the investigator to measure long-lasting (from minutes to hours) high-quality intracellular responses from single Drosophila R1-R6 photoreceptors and Large Monopolar Cells (LMCs) to light stimuli. Because the recording system has low noise, it can be used to study variability among individual cells in the fly eye, and how their outputs reflect the physical properties of the visual environment. We outline all key steps in performing this technique. The basic steps in constructing an appropriate electrophysiology set-up for recording, such as design and selection of the experimental equipment are described. We also explain how to prepare for recording by making appropriate (sharp) recording and (blunt) reference electrodes. Details are given on how to fix an intact fly in a bespoke fly-holder, prepare a small window in its eye and insert a recording electrode through this hole with minimal damage. We explain how to localize the center of a cell's receptive field, dark- or light-adapt the studied cell, and to record its voltage responses to dynamic light stimuli. Finally, we describe the criteria for stable normal recordings, show characteristic high-quality voltage responses of individual cells to different light stimuli, and briefly define how to quantify their signaling performance. Many aspects of the method are technically challenging and require practice and patience to master. But once learned and optimized for the investigator's experimental objectives, it grants outstanding in vivo neurophysiological data.

Electrophysiological Method for Recording Intracellular Voltage Responses of Drosophila Photoreceptors and Interneurons to Light Stimuli In Vivo

Sharp microelectrodes enable accurate electrophysiological characterization of photoreceptor and visual interneuron output in living Drosophila. Here we show how to use this method to record high-quality voltage responses of individual cells to controlled light stimulation. This method is ideal for studying neural information processing in insect compound eyes.

の記録細胞内の電圧応答のための電気生理学的手法<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt;光刺激に感光体と介在ニューロン<em&gt;インビボ</em

Voltage responses of insect photoreceptors and visual interneurons can be accurately recorded with conventional sharp microelectrodes. The method ...

Fabrication of High Contact-Density, Flat-Interface Nerve Electrodes for Recording and Stimulation Applications

Many attempts have been made to manufacture multi-contact nerve cuff electrodes that are safe, robust and reliable for long term neuroprosthetic applications. This protocol describes a fabrication technique of a modified cylindrical nerve cuff electrode to meet these criteria. Minimum computer-aided design and manufacturing (CAD and CAM) skills are necessary to consistently produce cuffs with high precision (contact placement 0.51 &#177; 0.04 mm) and various cuff sizes. The precision in spatially distributing the contacts and the ability to retain a predefined geometry accomplished with this design are two criteria essential to optimize the cuff&#39;s interface for selective recording and stimulation. The presented design also maximizes the flexibility in the longitudinal direction while maintaining sufficient rigidity in the transverse direction to reshape the nerve by using materials with different elasticities. The expansion of the cuff&#39;s cross sectional area as a result of increasing the pressure inside the cuff was observed to be 25% at 67 mm Hg. This test demonstrates the flexibility of the cuff and its response to nerve swelling post-implant. The stability of the contacts&#39; interface and recording quality were also examined with contacts&#39; impedance and signal-to-noise ratio metrics from a chronically implanted cuff (7.5 months), and observed to be 2.55 &#177; 0.25 k&#8486; and 5.10 &#177; 0.81 dB respectively.

This article provides a detailed description on the fabrication process of a high contact-density flat interface nerve electrode (FINE). This electrode is optimized for recording and stimulating neural activity selectively within peripheral nerves.

記録と刺激アプリケーションの高接触密度、フラットインターフェイスの神経電極の作製

Many attempts have been made to manufacture multi-contact nerve cuff electrodes that are safe, robust and reliable for long term neuroprosthetic ...

Construction of an Improved Multi-Tetrode Hyperdrive for Large-Scale Neural Recording in Behaving Rats

Monitoring the activity patterns of a large population of neurons over many days in awake animals is a valuable technique in the field of systems neuroscience. One key component of this technique consists of the precise placement of multiple electrodes into desired brain regions and the maintenance of their stability. Here, we describe a protocol for the construction of a 3D-printable hyperdrive, which includes eighteen independently adjustable tetrodes, and is specifically designed for in vivo extracellular neural recording in freely behaving rats. The tetrodes attached to the microdrives can either be individually advanced into multiple brain regions along the track, or can be used to place an array of electrodes into a smaller area. The multiple tetrodes allow for simultaneous examination of action potentials from dozens of individual neurons, as well as local field potentials from populations of neurons in the brain during active behavior. In addition, the design provides for simpler 3D drafting software that can easily be modified for differing experimental needs.

We present the construction of a 3D-printable hyperdrive with eighteen independently adjustable tetrodes. The hyperdrive is designed to record brain activity in freely behaving rats over a period of several weeks.

ラットの行動で大規模な神経細胞記録向上のマルチ ・ テトロード ハイパー ドライブの構築

Monitoring the activity patterns of a large population of neurons over many days in awake animals is a valuable technique in the field of systems ...

Wide-field Single-photon Optical Recording in Brain Slices Using Voltage-sensitive Dye

Wide-field single photon voltage-sensitive dye (VSD) imaging of brain slice preparations is a useful tool to assess the functional connectivity in neural circuits. Due to the fractional change in the light signal, it has been difficult to use this method as a quantitative assay. This article describes special optics and slice handling systems, which render this technique stable and reliable. The present article demonstrates the slice handling, staining, and recording of the VSD-stained hippocampal slices in detail. The system maintains physiological conditions for a long time, with good staining, and prevents mechanical movements of the slice during the recordings. Moreover, it enables staining of slices with a small amount of the dye. The optics achieve high numerical aperture at low magnification, which allows recording of the VSD signal at the maximum frame rate of 10 kHz, with 100 pixel x 100-pixel spatial resolution. Due to the high frame rate and spatial resolution, this technique allows application of the post-recording filters that provide sufficient signal-to-noise ratio to assess the changes in neural circuits.

We introduce a reproducible and stable optical recording method for brain slices using voltage-sensitive dye. The article describes voltage-sensitive dye staining and recording of optical signals using conventional hippocampal slice preparations.

電圧感受性染料を用いた脳スライスにおける広視野単一光子光学記録

Wide-field single photon voltage-sensitive dye (VSD) imaging of brain slice preparations is a useful tool to assess the functional connectivity in neural ...