Name: right ventricular systolic pressure measurements in combination with harvest of lung and immune tissue samples in mice
Uploaded: 2013-01-16T12:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 20 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Right Ventricular Systolic Pressure Measurements in Combination with Harvest of Lung and Immune Tissue Samples in Mice at JoVE.com

この作品は、米国国立衛生研究所1R21HL092370-01（GG）、1R01 HL095764-01（GG）によって賄われていた。R01HL082694（JW）を、米国心臓協会、ファウンダーズ·アフィリエイト（0855943D、GG）、ストーニーウォルド - ハーバート基金、ニューヨーク（SHP）。

1。準備<ol><li>次のように以下の溶液とチューブを（ 表1）を準備します。 <ol><li>ハンクス液、ペニシリン（100単位/ ml）/ストレプトマイシン（100 mg / ml）を持つ無カルシウム、マグネシウムまたはインジケータ。 </li><li>リン酸緩衝生理食塩水（PBS）、1X、ノーカルシウム、マグネシウムをバッファリングしない。 </li><li>エタノール、70％、500ミリリットルを作る。 </li><li> PBSでホルムアルデヒド、7から10パーセントバッファ付き、500ミリリットルを作る。 </li><li>麻酔ソリューション： <ol><li> AVERTIN。 2,2,2 - トリブロモ慎重5gに2 - メチル-2 - ブタノール5mlを加える。一度溶解し、暗所で室温の原液を保つ。ストック溶液0.25ミリリットルを取ると、ガラス底の瓶で1xPBS 10mlで薄め。 37℃アルミ箔、場所でボトルを包む℃で溶解し、次いで、アリコート5mlのポリプロピレンチューブに、冷蔵庫にキープまで。実験日の朝に1つのアリコートを温める。 </li><li>バルビツレート。 2.6パーセントのバルビツール酸ゾルを与えるためにPBSで原液を希釈しution。ポリプロピレン管3-4 mlのアリコートを置きます。 </li></ol></li></ol></li><li> 3作業領域（ 図1）を整理します。 </li><li><ol><li>体重を決定するために、精密スケール（0.01 gの精度で0〜50グラム）、調査研究の識別番号を記録するための形式、日付、体重、右心、左心とセプタムの重みミクロスケールを：エリア：次の項目を並べ替える0.001グラムの精度で心の重みを判別するために、船の重量を量る。麻酔ソリューション（明らかにマークされている）、液体窒素を用いて小さなデュワー、氷と一緒に断熱容器、チューブ、24ウェルプレートの血液や組織標本（ 表1）を収集するために、手術器具（ 表2、図2）、楽器（ 表1）をきれいにするソリューションを提供しています。 </li><li>エリアB：解剖顕微鏡、アンプやラップトップコンピュータに接続された圧力制御ユニットに接続されている右心カテーテル：以下の項目を配置します。カテーテルは、内に配置される水を入れたビーカー。手術器具を（ 表2）を配置し、縫合糸の部分が最適な長さに切断し、重量を量るボートに入れ、テープ（オートクレーブテープが最適である）最適な長さと幅にカットして簡単にアクセスするための顕微鏡や実験室のベンチに並んで、綿棒と除毛·ソリューションを提供します。研究の開始時にカテーテルのキャリブレーションを行います。 </li><li>エリアC：は、気管カニューレ、1 mLシリンジ、縫合最適な長さにカットし、量るボートに入れ、液体窒素を持つ小さなデュワー、氷と一緒に断熱容器、チューブ、24ウェルプレートのBAL収集するためのルーペレンズ：以下の項目を配置しますおよび組織標本（ 表1）。手術器具（ 表2）;ソリューションは、BAL実行すると気管カニューレや楽器を（ 表1）きれいにする。 </li></ol></li></ol> 2。右心カテーテル検査<ol><li>優しく量るbにマウスを置くことによって、精度のスケールを使用して、マウスの重量を量る燕麦。ゆっくりと静かに動物を扱うようにしてください。重量を記録する。それは静脈の大きさが十分である限り小さいマウス（17グラム以上）カテーテルを挿入することが可能であり、頸静脈の直径は圧力カテーテルを収容しなければならないので、説明されたプロトコルは20グラム以上であるマウスに最適です。 </li><li> 20グラムの25グラムが30グラム、300μlを与えるための250μlを、与えるために、200μlを与えるために、例えば体重（10μL/ g）を、に応じてAVERTIN注射でマウスをAnaesthetize。正確な注入量は、マウス系統に応じて調整する必要があります。ストレスが麻酔薬への応答を変更する可能性があるので、ゆっくりと静かに動物を扱うようにしてください。 </li><li>ダブルプリーツティッシュペーパーの上にマウスを鎮静されたら、場所。紙の上にID番号をメモします。穏やかに手術野をクリアするために首の腹側面に脱毛ローションをこすります。紙の上に戻ってマウスを置き、1〜2分待つ。 </li><li>腹側面から髪を削除する優しく綿棒と髪の成長の方向に対して髪をなでることで首の。 </li><li>慎重につま先の反射の有無をチェックすることにより、麻酔の十分な深さを決定：マウスは、その足の指のピンチには反応しません。 </li><li>迅速かつリラックスした作業を、右心カテーテル検査の残りの部分では、最適に3から6分、10分以上を服用してはいけません。これは、カテーテルが静脈に滑ると水分の層の上に静脈の内側に移動する必要があるため、組織が乾燥しないことが重要である。手順の一貫したタイミングは、グループ間で比較可能であるデータの生成のために重要である。 </li><li>発泡スチロールの板の上にティッシュペーパーでティッシュペーパーや転送に戻っマウスを置きます。オートクレーブテープを使用して所定の場所に足と頭を修正しました。 </li><li>あごから胸骨（胸の骨）への皮膚の切開を加えます。 </li><li>慎重に右頸静脈を露出させるために下顎骨に向かって甲状腺壮大上向きに解剖するND気管。 </li><li>約0.8倍の倍率（総合倍率[レンズXアイピース]で行われ、レンズにすでに焦点面で解剖顕微鏡下でマウスを保持する場所発泡スチロールのボードは、約8倍速です。 </li><li>慎重に手術鉗子で周囲の結合組織を除去することによって右頸静脈を顕微解剖。 </li><li>右頸静脈の上に縫合糸の2つのピースを置きます。小さな細流に静脈の血流を遮断するために顎骨に最も近い糸を結び、静脈の周りに緩い結び目で胸骨/胸の骨に最も近い糸を配置します。一つは、後で静脈に穴を見つけるために、血液の小さなしずくを使用することができ、これが必要になった。 </li><li>呼吸をして、リラックス（首と顎の筋肉を緩める）接眼レンズを通して静脈にあなたの目を維持する。これは、あなたの手や指がスムーズに、リラックスした、安全に移動するようになります。に最も近い側の鉗子で静脈を押さえながら下顎骨は、他の一方が運営するマイクロ剪刀を用いて2つの縫合の間に静脈に穴をあけます。マイクロはさみを置いて、その手に力を入れ、カテーテルのために感じる。優しく親指と人さし指（ 図3）との間でそれを保持し、カテーテルを取り出す。静脈の穴にカテーテルを挿入します。 </li><li>優しく右心（ 図3）にカテーテルを進める。カテーテルを挿入する必要があるどのくらいの近似インデックスを与えるとモニターを観察するカテーテルでマークを観察する。圧力曲線が表示されると、そっとカテーテルの周りに下糸を締​​めます。カテーテルはそれにコイルを与える引張強度を有しているので、マウスの呼吸と心臓の鼓動は、接辞付加的に、テープを使用してカテーテルをモーションを追加するためです。 </li><li>後で分析するために、2分間録音圧力測定（ 図4）。 </li><li>カテーテルを保持している縫合糸を開き、そっとretrieカテーテルをVEの。圧力変換器の背後にある部分を拭き、水をビーカーに戻してください。圧力変換器には手を触れないでください。 </li><li>安楽死のための領域、血液および脾臓組織のコレクションにティッシュペーパーの上にマウスを移す。手術器具を清掃してください。 </li><li>次の動物を使ってプロシージャを起動します。圧力曲線（2.15）を記録するために待機している間にタイミングが許せば、麻酔薬を注入します。 </li></ol> 3。血液および脾臓のサンプルの収集<ol><li> 、ソリューションをバルビツレートマウス当たり400μlを注入し、1〜2分待つ。これは、日常的に出血している間マウスが不注意にAVERTIN麻酔から回復する可能性を避けるために、我々の研究室で行われます。実験の適切な標準化がマウス当たりバルビツール酸塩の溶液と同じ用量を注入し、血液の収穫前に、同じだけの時間が待っていることによって達成されます。インスティテューショナル·動物実験委員会が許可されている場合と限り動物が前に慎重瀉血に麻酔の深さのために監視されているように、この工程を省略することができる。 </li><li>腹部に切開を加えます。尾静脈（下大静脈）を開き、ホールピペットを用いて血液を収集します。 </li><li>脾臓を削除するか、またはエッペンドルフチュー​​ブと液体窒素中でスナップ凍結に脾臓の一部、または単一細胞の後の準備のためのよく含むハンクスバッファーに24ウェルプレートに。 </li><li> BALのコレクション、肺所属リンパ節、肺、心臓組織のためのワークエリアCにティッシュペーパーの上にマウスを移す。手術器具を清掃してください。 </li></ol> 4。肺や心臓のサンプルの収集<ol><li>筋肉や結合組織の気管自由を解剖。気管下に置く鉗子は、を通して縫合糸を引き出します。そっと穴をカットするのに十分なストレッチを生成します。穏やかな伸びを維持することは、わずかに回転運動を用いて気管カニューレを挿入し、縫合カニューレint型場所はO。ハンクス溶液の液滴を追加し、必要に応じて気管カニューレを挿入するために、気管が湿っていることを確認してください。手順では、手の動きが安全かつ円滑に保つために、首と顎の筋肉をリラックスして、呼吸する。 </li><li>慎重に腹部の端から始まる胸の骨を除去することによって胸郭を開いて解剖する。これは、それが非常に難しいリンパ節を見つけることになるため、胸部の内容を邪魔しないでください。 </li><li>優しくハンクス緩衝液1mlを挿入することによって、気管支肺胞洗浄（BAL）を行い、静かに注射器を回し、BAL液を取り出す。氷の上で3回、近くにチューブと場所を繰り返します。手順では、シリンジに接続し気管カニューレの端に目を保つ。肺の膨張と収縮を観察するために胸部に視線。 </li><li>別のピンセットでリンパ節を見つけて、検索、鉗子の1セットで胸郭壁を保持することによって、収穫肺リンパ節。 24ウェルプレートにリンパ節を置きます。これは、kに重要である今検索する場所：首から始めて、マウスの右側から胸郭の入り口を見つけると脊椎（ 図5）の上に見える。 </li><li>ティッシュペーパーで収穫心臓と場所。慎重にセプタム並ん解剖によって右心を分離します。 、重さ、液体窒素中で凍結をスナップするエッペンドルフチュー​​ブに重量と場所を記録するための作業領域に転送する。 </li><li>主気管支を閉じるには、左肺の葉の周りに糸を置きます。エッペンドルフチュー​​ブおよび単一細胞懸濁液の後の単離のためにハンクス液を含む24ウェルプレートの各ウェルに液体窒素、または所定の位置にスナップ凍結に左肺葉無料、場所を解剖。 </li><li>約を挿入します。 0.5ミリリットル、残りの肺葉に気管カニューレを介してホルムアルデヒド緩衝溶液。膨張後、ホルムアルデヒド溶液を含む50 mlチューブに胸部と場所の肺葉を解剖する。代替研究デザインについては、肺が最適で膨らませることができるMALは、メディアをカットする（10月、PBSで1:4に希釈）、凍結切片の後の準備のために希釈されていない10月を含む金型内で凍結した。別の研究デザインは、スナップ凍結肺組織および肺からの単細胞懸濁液を得る必要とするかもしれない。その場合、どんなインフレは必要ありません：残り肺葉を解剖、よく含むハンクスバッファーに24ウェルプレートに胸部と場所からそれらを取得します。 </li><li>ハンクス緩衝液を用いて洗浄することにより、クリーン気管カニューレを取り外し、手術器具を清掃してください。 </li></ol> 5。右心カテーテルから発生する圧力曲線の解析記録された右心室圧データは、各記録のグループのアイデンティティを知らない状態でLabChart 7ソフトウェアを用いて分析する。 20以上の曲線をランダムに選択し、各曲線の最大値と最小値の心室圧力差（ΔP）を測定する。平均ΔPを右vを与えるために計算されますentricular収縮期圧。

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特別な利害関係は宣言されません。

ここで概説した実験フローは肺、心臓およびマウスにおける免疫系の応答の分析のために右心室収縮期圧およびサンプルの収穫の迅速かつ同時測定を可能にします。手順は、心臓生理学測定、顕微解剖と生細胞研究、組織学的分析、または組織のオミクス解析のためのその後の組織の収穫を兼ね備えています。完全な手順については、マウス当たり未満20分かかります。仕事がないためにエリア編成ワークフローから、2月3日、動物を同時に検討することができる。したがって、プロシージャは、小さな研究室から大手製薬研究に、設定の広い範囲で行われ、小さなターゲットを絞った実験12と大型画面に適しています。 心臓生理学の測定と組織の収穫の組み合わせは、心を制御したり、同期することを生物学的ネットワークを検出するように設計された分析を実行するための可能性を開き、肺トランスジェニックおよびノックアウトマウスの資源を活用したND免疫機能、。同時手続きの流れの重要な利点は、研究ごとに必要な動物の数の減少である。この手続きのワークフローの別のアプリケーションが必要に応じて同じ動物から他のまたは追加の臓器を研究する可能性である。 ここに示す手順は、麻酔導入の5-10分以内に、非常に急速に右心圧データを生成する。これは、彼らが自発的に部屋の空気を呼吸している間にそれが可能な動物を勉強することができます。アプローチの限界は、それが侵襲的であることである：動物は麻酔し、彼らは彼らの背中の上に配置され、カテーテルが右心室に心房を通じて頸静脈を介して渡されます。データは右心室の経時圧力変化の直接測定を表すため、制限は、この手順の利点である。さらに技術的な改善は、特にPRを微細化に頼るessureカテーテルは、ラットの22から24と、他の大型動物で行われているように、数週間の時間をかけて肺動脈圧のダイレクト録音を可能にするマウスでは、恒久的な、留置カテーテルを配置することを可能にし得る。近い胸の内頚静脈を通って心臓カテーテルの挿入は、自発的に動物が呼吸することが不可能である場合は、右室収縮期圧の変化の代替記録が胸部の開口部とを介して圧力カテーテルを留置することにより換気動物で行うことができます直接右心室25切開。右心機能の非侵襲的測定は、心エコー検査を使用して作ることができる。この手順は、右心カテーテル検査の前に行うことができ、またはマウスは事前侵襲計測5,14-17に病気の進行を勉強するために、複数回の心エコー検査で調べることができる。 この手順の別のアプリケーションがadditionaを得ることであるlのデータ。例として、流れと圧力を測定することができるカテーテルを使用して、右心出力が同時に右心圧の変化と一緒に記録することができた。ここに概説された手順は、さらに例えば、遺伝子変異8,10、たばこの煙への曝露26、または微生物感染27-29、免疫反応以外の肺高血圧症のトリガーである、生理的な細胞および分子の変化を理解するために使用することができ。

<table border="1"><tbody><tr><td> 名前 </td><td> 会社 </td><td> カタログ番号 </td><td> コメント（オプション） </td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> 試薬 </td></tr><tr><td> 2 - メチル-2 - ブタノール</td><td>シグマアルドリッチ</td><td> 152463 </td><td></td></tr><tr><td> 2,2,2 - トリブロム</td><td>シグマアルドリッチ</td><td> T48402 </td><td></td></tr><tr><td>消毒石鹸（カバレッジスプレーTBプラスステリス） </td><td>フィッシャー·サイエンティフィック</td><td> 1629年から1608年</td><td></td></tr><tr><td>エチルアルコール、200プルーフ、無水、絶対ACS / USPグレード</td><td> PHARMCO-AAPER </td><td> 111000200 </td><td>蒸留水で70％に希釈し、 </td></tr><tr><td>ホルムアルデヒド溶液</td><td>シグマアルドリッチ</td><td> F1635-500ML </td><td> 7から10までパーセントフォーマに希釈PBS原液と水を使用して1xのPBSの濃度でldehyde濃度</td></tr><tr><td>ハンクス液、無カルシウム、マグネシウム</td><td>フィッシャー·サイエンティフィック</td><td> 21から022-CV </td><td></td></tr><tr><td> 10月</td><td>組織 - Tek社</td><td> 4583 </td><td></td></tr><tr><td>ペニシリン（10,000 U / ml）を/ストレプトマイシン（10,000 mg / ml）のソリューション</td><td>サーモサイエンティフィック</td><td> SV30010 </td><td></td></tr><tr><td>リン酸緩衝生理食塩水（PBS）、無カルシウム、マグネシウムなし、1xと10xの緩衝溶液</td><td>フィッシャー·サイエンティフィック</td><td></td><td></td></tr><tr><td>ペントバルビタールナトリウム26パーセント</td><td>フォートダッジ·アニマルヘルス</td><td> NDC 0856-0471-01 </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> 実験機器 </td></tr><tr><td>プレート12、24、96ウェル</td><td>ファルコン</td><td></td><td></td></TR&gt; <tr><td>トランスファーピペット</td><td>フィッシャー·サイエンティフィック</td><td> 13から711-9BM </td><td></td></tr><tr><td>チューブは、EDTAコーティングされた</td><td>ザルスタット</td><td> 2013から08 </td><td></td></tr><tr><td>チューブ0.65ミリリットルと1.7ミリリットルマイクロ遠心</td><td> VWR </td><td></td><td></td></tr><tr><td>チューブ12×75mmのポリプロピレン</td><td>フィッシャー·サイエンティフィック</td><td> 14から956-1D </td><td></td></tr><tr><td>チューブ、様々なサイズ、ポリプロピレン</td><td>フィッシャー·サイエンティフィック</td><td></td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> インスツルメンツ </td></tr><tr><td>鉗子、デュモン5位ファイン</td><td>ファイン科学ツール</td><td> 11254から20 </td><td></td></tr><tr><td>鉗子、湾曲極細グレーフェ-0.5ミリメートルのヒント</td><td>ファイン科学ツール</td><td> 11152から10 </td><td></td></tr><tr><td>鉗子、余分FiありNEグレーフェ-0.5ミリメートルヒントストレート</td><td>ファイン科学ツール</td><td> 11150から10 </td><td></td></tr><tr><td>カニューレ18GA、19 GA </td><td> BD </td><td>精度グライド針</td><td> 、最適な長さに切断し平滑化し外粗い外表面を作成するためにrasped </td></tr><tr><td>はさみ、解剖用はさみスリムブレード9センチメートル</td><td>ファイン科学ツール</td><td> 14081から09 </td><td></td></tr><tr><td> BAL、編んだ絹縫合用の糸、4から0 </td><td>ファイン科学ツール</td><td> SP116 </td><td></td></tr><tr><td>右心カテーテル検査、編んだ絹縫合糸、6-0のための縫合</td><td> Teleflexは医療</td><td> 18020から60 </td><td></td></tr><tr><td>注射器、1ミリリットル</td><td> BD </td><td> 309659 </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> 機器 </td></tr><tr><td>アンプ、PowerLabの4月30日</TD&gt; <td> ADInstrument </td><td>モデルML866 </td><td></td></tr><tr><td>カテーテル、圧力F1.4 </td><td>ミラー·インスツルメンツ株式会社</td><td> 840-6719 </td><td></td></tr><tr><td>解剖顕微鏡</td><td> Variscope </td><td></td><td></td></tr><tr><td>鉗子、はさみVannas春〜2mmのブレード</td><td>ファイン科学ツール</td><td> 15000から00 </td><td></td></tr><tr><td>ハロゲンイルミネーションデスク拡大鏡</td><td>フィッシャー·サイエンティフィック</td><td> 11-990-56 </td><td></td></tr><tr><td>ラップトップコンピュータ</td><td> Asusの</td><td>モデル番号A52F i5プロセッサ、15インチ</td><td></td></tr><tr><td>光源</td><td> Amscope </td><td> HL-250- </td><td></td></tr><tr><td>圧力調整装置</td><td>ミラー·インスツルメンツ株式会社</td><td> PCU-2000 </td><td></td></tr><tr><td>ソフトウェア、Labchart-ProのV.7 </td><td> ADではインストゥルメント</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

right ventricular systolic pressure measurements in combination with harvest of lung and immune tissue samples in mice

右心の機能は、このように右心生理学と肺血管生理学をつなぐ、肺から血液を送り出す事である。炎症細胞浸潤は、サイトカインや成長因子の産生を起草によって、リモデリングプロセス1を開始することによって、心臓や肺の機能の一般的な修飾子です。 左心室に比べて、右心室は圧力変化の比較的狭いゾーンで動作する低圧ポンプです。増加した肺動脈圧、肺血管床および肺高血圧2の圧力の増加に関連付けられています。肺高血圧症は、多くの場合、炎症性肺疾患、例えば、慢性閉塞性肺疾患、または自己免疫疾患の3に関連付けられています。肺高血圧症は、生命と平均余命の質のための予後不良を与えるので、多くの研究がそのMIGメカニズムを理解に向けられているhtは、薬学的介入のための目標である4。肺高血圧症のための効果的な管理ツールの開発のための主な課題は、右心、肺、免疫系の分子や細胞の変化の同時理解の複雑さのままです。 ここでは、マウスの右心内の圧力変化を迅速かつ正確に測定するための手続きのワークフローや心臓、肺、免疫組織からのサンプルの同時収穫を提示します。メソッドが最初に肺動脈5-13の圧力の代理指標として、1990年代後半に開発されたクローズ胸マウスにおける頸静脈を介して右心室の直接カテーテル法に基づいています。主催チームのアプローチは非常に急速な右心カテーテル法を容易にします。これにより、自発的に部屋の空気を呼吸するマウスで測定を行うことができます。異なる作業領域で作業の流れの組織時間遅延を低減すると同時に、生理学実験や収穫免疫、心臓と肺の組織を実行する可能性を開きます。 ここで概説手続きワークフローが大きい薬剤スクリーニングアッセイには、小さなターゲットの実験から、実験室の設定や研究デザインの多種多様に適合させることができる。心エコー検査5,14-17、心臓、肺、免疫組織の収穫を含むように拡張することができ、心臓の生理データの同時取得は、前方の科学的知識の基礎を移動するデータを取得するために必要な動物の数を減らすことができます。また、ここに提示され、手続きのワークフローは、免疫、肺や心臓の機能をリンクするネットワークの知識を得るための理想的な基盤を提供します。ここで概説同じ原則は、必要に応じて他のまたは追加の臓器を研究するために適合させることができます。

右心圧カーブを得るための主要転帰は、右心カテーテルの正しい位置にすることによって達成される。右心室のカテーテル内部の正しい配置は圧力プラトー（ 図4）になりますので、圧力時間曲線の形状は非常に重要です。先端のとがった曲線は、代わりに、右心室の壁に呼吸や心臓の拍動によって移動されるカテーテルを示す。動物の生存の段階で潜在的な問題を検出するには、ΔPの標準偏差、および心拍数は計算する必要があります。両方の値は治療群間で有意差はないことが予想されます。また、期待は、ΔPの値と心拍数が記録時間にわたるドリフトを示していないということです。たとえば、ゆっくりとΔPの値を大きくすると、低酸素性肺血管収縮18から20を示すでしょう。心拍数を下げるとindicatう麻酔のレベルは動物の死につながる高すぎることを電子。当研究室では別の人が手順を実行します。マウスの全グループにわたって、我々は日常的に右心室の圧力データを取得することに90〜95％の成功率を達成しています。 手順を学びながら、それは大きな頸静脈を持ち、雄マウスよりも少ない皮下脂肪預金を持っている傾向がある高齢雌マウス（25〜30 g、より）で開始するのが最善です。カテーテルの配置を確認するための最善の方法は、できるだけ早く、カテーテルが静脈の内側に固定されているような動物を安楽死させることです。直接カテーテルの配置を視覚化するために心臓から始まる動物を解剖。これは非常に問題解決を容易にするでしょう。 BAL液を得るための最初の成果は、気管カニューレの適切な配置である。これは、ハンクス緩衝液を注入されている肺の膨張、肺のデフレバフによって示されERは削除されます。予想される回復は肺の炎症を有する動物で対照動物に注入体積の70〜80％未満（ダウン50％）です。回収されたBAL液の上に泡は、界面活性剤の存在を示している。回収されたBAL液の血液汚染は、いずれかのために重要な肺の炎症の存在が原因で発生し、または洗浄液の注入と回復が早すぎたので。これは、肺内の損傷のいくつかの急性措置はBALの手順によって誘導されることが注目される。実験的なデザインがこれらの急性損傷パラメータとBALの検査も重要であるを理解することである場合は、1肺葉はオフに縛られ、BALを実施する前に削除する必要があります。 ここに示されている手順では、肺の標準化されたインフレと灌流せずに組織学のための肺組織を採取する。正確な組織学的形態計測は読み出し主要となっている場合、肺、気管、およびPEを介して膨張されるべきであるrfusionはすべて標準化された圧力の下で、肺動脈を経由して行われるべきである。 示されたプロトコルでは、心臓は、右心肥大（左心室と右心室中隔の重量/重量）の尺度としてフルトンインデックスを提供するために解剖されています。加えて、新しいメソッドが右心の組織学的評価に基づいている開発されている。右心肥大の新興組織学的措置がランダムに選択された右心の定義された領域内）の核の数であり、b）の血管、心臓の線維化面積あたりのインデックスのカウント。 これらの組織は、対照マウスでは非常に小さいので、私たちの研究室では、縦隔および気管気管支リンパ節（ 図5）排水肺の正しい回復が日常的にフローサイトメトリーによって検証されます。しかし、unchallenのリンパ節の大きさは、住宅施設内microbiomeや動物の年齢に応じてGED、対照マウスは唯一の視覚的な確認のために十分に大きいかもしれません。フローサイトメトリーにより検証するときに、リンパ節細胞は、胸腺細胞と区別する必要がある。胸腺とリンパ節が互いに近接して配置され、胸郭内に含まれているため、事故によって、胸腺は簡単にリンパ節と一緒にサンプリングすることができます。区別は、胸腺が近い胸の骨と背骨の近くのリンパ節に配置されているということです。さらなる挑戦小さなリンパ節よりも多くの細胞を含む、胸腺が非常に大きいということです。胸腺細胞は容易にフローサイトメトリーおよびCD3、CD4とCD8マーカーを使用してリンパ節細胞と区別することができる。リンパ節は、特徴的に、CD3 +細胞、CD4またはCD8のいずれか陽性であるそのうちの過半数を持っています。これとは対照的に、胸腺細胞の大部分は、3つすべてのマーカーが陽性である（CD3 +、CD4 +、CD8 +）。マウスのリンパ節の局在に関する詳細な情報の更により原稿に記載されていますヴァンデンブルックら 21。 各メイン手続きステップ（心臓カテーテル検査、血液および脾臓の回復は、BAL、肺や心臓の組織の収穫）の一貫したタイミングは、治療群間の比較を可能にする堅牢なデータを生成するために重要です。したがって、少なくとも2つ、ベスト3は、捜査官は、実験を遂行するために協力することをお勧めします。さらに、研究者は、動物のグループのアイデンティティの知識がなくて手順を実行することが重要です。したがって、データの識別は、グループのアイデンティティをあいまいな方法でなされなければならない。最後に、それは動物が分析されている順序がランダムであることも重要である。たとえば、単純な識別子は、実験や動物の番号の連続した​​日である。動物の4つのグループ（A〜D）は、例えば存在する場合は、身分証明書を割り当て、次の順序で動物を研究する：DATE_1：AA、日付2：BA、date_3：CA、date_4：ダ、date_5：AB、date_6：BB、date_7：CB、などなど。 この実験的な流れは、肺の炎症と右心機能を制御することを分子メカニズムの深い、同時試験が可能になります。同時データとサンプル収集は、より良い分子ネットワークの洞察、および新規な生物学的知識を得るために必要な動物の数の削減を実現しています。 <table border="1"><tbody><tr><td> チューブ/ビーカーのタイプ </td><td> 溶液（体積） </td><td> 利用 </td></tr><tr><td colspan="3"> 血液の処理 </td></tr><tr><td>エッペンドルフ、1.5ミリリットル</td><td></td><td>血清の血液</td></tr><tr><td> EDTAコーティングされた2.0ミリリットル</td><td></td><td>プラズマのための血液</td></tr><tr><td>エッペンドルフ、0.5ミリリットル</td><td></td><td>血清または血漿を凍結</td></tR&gt; <tr><td> BALの処理</td><td></td><td></td></tr><tr><td>ポリプロピレン、丸底、4.5ミリリットル</td><td></td><td>気管支肺胞洗浄を集める</td></tr><tr><td>ポリプロピレン、丸底、4.5ミリリットル</td><td></td><td> BAL上清を凍結</td></tr><tr><td> 96ウェルプレート、スカート</td><td></td><td> BAL細胞</td></tr><tr><td colspan="3"> 組織の処理 </td></tr><tr><td>ポリプロピレン、50ミリリットル</td><td>ホルムアルデヒド、7.5ミリリットル</td><td>肺組織を修正</td></tr><tr><td>エッペンドルフ、1.5ミリリットル</td><td></td><td>凍結肺葉スナップ</td></tr><tr><td>エッペンドルフ、1.5ミリリットル</td><td></td><td>右心を凍結スナップ</td></tr><tr><td>エッペンドルフ、1.5ミリリットル</td><td></td><td>左心を凍結スナップ</td></tr><tr><td> 24ウェルプレート</td><td>ハンクス緩衝液、0.5〜1ミリリットル</td><td>後でiに対する肺葉のクイックストレージ単一細胞のゾル化</td></tr><tr><td> 24ウェルプレート</td><td>ハンクス緩衝液、0.5〜1ミリリットル</td><td>単一細胞の後の単離のための脾臓のクイックストレージ</td></tr><tr><td> 24ウェルプレート</td><td>ハンクス緩衝液、0.5〜1ミリリットル</td><td>単一細胞の後の単離のためのリンパ節の迅速なストレージ</td></tr><tr><td colspan="3"> 手順については、 </td></tr><tr><td>ガラスビーカー、300ミリリットル</td><td>オートクレーブ処理水</td><td>カテーテルを保湿とクリーニング</td></tr><tr><td>ポリプロピレンチューブ、50ミリリットル</td><td>ハンクス緩衝液、50ミリリットル</td><td> BALを行う</td></tr><tr><td>ポリプロピレンチューブ、50ミリリットル</td><td>ハンクス緩衝液、50ミリリットル</td><td>気管カニューレを洗う</td></tr><tr><td>ポリプロピレンチューブ、50ミリリットル</td><td>消毒剤溶液</td><td>楽器のお手入れ</td></tr><tr><td>ポリプロピレンチューブ、50ミリリットル</td><td> 70％エタノール</td><td> CLeaning楽器</td></tr><tr><td>ポリプロピレンチューブ、50ミリリットル</td><td>水道水</td><td>楽器のお手入れ</td></tr></tbody></table> 表1準備とチューブとソリューションの組織。 <table border="1"><tbody><tr><td> 楽器 </td><td> 説明 </td><td> 使用 </td></tr><tr><td>はさみ</td><td>丸みを帯びたまたはストレート5.5インチ、円形または鋭い端</td><td rowspan="4">エリア</td></tr><tr><td>はさみ</td><td> 4.0インチ、鋭い端を丸く</td></tr><tr><td>鉗子</td><td>フラット、把持端部を備えた4.5インチ、曲がった、 </td></tr><tr><td>鉗子</td><td>フラット、把持端部を備えた4.0インチの、曲がった、 </td></tr><tr><td>はさみ</td><td>スリムBlades/Angled- 9センチメートル</td><td rowspan="7">エリアB </td></tr><tr><td>マイクロ剪刀</td><td>ヴァンNAS春はさみ - 2ミリメートルブレード</td></tr><tr><td>鉗子</td><td>鉗子（デュモン5位ファイン） </td></tr><tr><td>鉗子</td><td>フラット、把持端部を備えた4.0インチの、曲がった、 </td></tr><tr><td>鉗子</td><td> 4.0インチ、ストレート、フラット、把持端</td></tr><tr><td>縫合</td><td>編んだシルク縫合糸6から0 </td></tr><tr><td>カテーテル</td><td>圧力カテーテル</td></tr><tr><td>はさみ</td><td>丸みを帯びたまたはストレート5.5インチ、円形または鋭い端</td><td rowspan="6">エリアC </td></tr><tr><td>はさみ</td><td> 4.0インチ、鋭い端を丸く</td></tr><tr><td>鉗子</td><td>フラット、把持端部を備えた4.5インチ、曲がった、 </td></tr><tr><td>鉗子</td><td>フラット、把持端部を備えた4.0インチの、曲がった、 </td></tr><tr><td>カニューレ</td><td>気管カニューレ</td></tr><tr><td>縫合</td><td>編んだ絹縫合4から0 </td></tr></tbody></table>楽器の表2組織、縫合糸、カテーテル、気管カニューレ。 <img src="/files/ftp_upload/50023/50023fig1.jpg" alt="図1"/> 図1作業領域の概略図。）ワーク·エリア録音用、計量、血液および脾臓組織や動物のための一時的な保持空間のコレクション。右心カテーテル検査のためのB）ワーク·エリアのB、C）、BAL、肺、肺、リンパ節、心臓組織の収穫のためのワーク·エリアC。 <img src="/files/ftp_upload/50023/50023fig2.jpg" alt="図2"/> 図2の手順に用いられる楽器）楽器ワークエリア用;。B）は右心カテーテル検査のための機器（ワークエリアB）、C）のイン作業領域C Dのtruments）気管カニューレ。定規は楽器の大きさを示しています。 <img src="/files/ftp_upload/50023/50023fig3.jpg" alt="図3"/> 図3右心カテーテル。右心カテーテルでは、マークやテープ（）で示したように、または手（B）で開催しました。カテーテル（）で行われたマークに鉛筆を指しています。カテーテルの挿入（CE）：右頸静脈（C）の洗浄、鉗子で開催された縫合静脈カテーテルは、以前静脈（D）に作られた穴に向かって進められている、次の挿入カテーテルを静脈内に（E）である。矢印は、カテーテル（D、E）を指す。 <img src="/files/ftp_upload/50023/50023fig4.jpg" alt="図4" fo:content-width="4in" fo:src=<html> &quot;/ files/ftp_upload/50023/50023fig1highres.jpg&quot; /&gt; 図4：右心内の圧力変化のサンプルトレース。トレースは時間（分：秒）以上の圧力変化（mmHg）を示し、ソフトウェアは2つの異なる速度で曲線のそれぞれが表示されます。コントロールマウス（A）のトレース;および炎症誘発される肺動脈性肺高血圧症のリモデリングと（B）とマウスが表示されます。右心室収縮期圧を測定するために使用される曲線が強調されています。強調曲線に明確な圧力プラトーを注意してください。矢印は、技術的なエラーを示すスパイクを持つ曲線を指しています。カーブのこれらの先端のとがったタイプは右心室収縮期圧の測定に使用することはできません。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50023/50023fig4large.jpg" target="_blank">拡大図を表示するにはここをクリック</a> 。 0023fig5.jpgの &quot;alt =&quot;図5 &quot;/&gt; 図5胸郭と脊椎に相対気管/縦隔リンパ節の場所。矢印はリンパ節を指しています。

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マウスの肺および免疫組織サンプルの採取と組み合わせた右心室収縮期圧測定 |免疫学と感染症 |ビデオ

Right Ventricular Systolic Pressure Measurements in Combination with Harvest of Lung and Immune Tissue Samples in Mice

同時に右心機能、肺の炎症、免疫応答を調査するために具体的かつ迅速なプロトコルが学習ツールとして記述されています。ビデオおよび図は大型の研究に小さなために使用されるのに適応され組織されたチーム·アプローチでは、生理学や顕微解剖の手法について説明します。

肺およびマウスにおける免疫組織サンプルの収穫との組み合わせで右室収縮期圧測定

The function of the right heart is to pump blood through the lungs, thus linking right heart physiology and pulmonary vascular physiology. Inflammation is ...

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Measuring Left Ventricular Pressure in Late Embryonic and Neonatal Mice

Blood pressure increases significantly during embryonic and postnatal development in vertebrate animals. In the mouse, blood flow is first detectable around embryonic day (E) 8.51. Systolic left ventricular (LV) pressure is 2 mmHg at E9.5 and 11 mmHg at E14.52. At these mid-embryonic stages, the LV is clearly visible through the chest wall for invasive pressure measurements because the ribs and skin are not fully developed. Between E14.5 and birth (approximately E21) imaging methods must be used to view the LV. After birth, mean arterial pressure increases from 30 - 70 mmHg from postnatal day (P) 2 - 353. Beyond P20, arterial pressure can be measured with solid-state catheters (i.e. Millar or Scisense). Before P20, these catheters are too big for developing mouse arteries and arterial pressure must be measured with custom pulled plastic catheters attached to fluid-filled pressure transducers3 or glass micropipettes attached to servo null pressure transducers4.
Our recent work has shown that the greatest increase in blood pressure occurs during the late embryonic to early postnatal period in mice5-7. This large increase in blood pressure may influence smooth muscle cell (SMC) phenotype in developing arteries and trigger important mechanotransduction events. In human disease, where the mechanical properties of developing arteries are compromised by defects in extracellular matrix proteins (i.e. Marfan's Syndrome8 and Supravalvular Aortic Stenosis9) the rapid changes in blood pressure during this period may contribute to disease phenotype and severity through alterations in mechanotransduction signals. Therefore, it is important to be able to measure blood pressure changes during late embryonic and neonatal periods in mouse models of human disease.
We describe a method for measuring LV pressure in late embryonic (E18) and early postnatal (P1 - 20) mice. A needle attached to a fluid-filled pressure transducer is inserted into the LV under ultrasound guidance. Care is taken to maintain normal cardiac function during the experimental protocol, especially for the embryonic mice. Representative data are presented and limitations of the protocol are discussed.

Measuring left ventricular pressure (LV) in embryonic and neonatal mice is described. Pressure is measured by inserting a needle connected to a fluid-filled transducer into the LV under ultrasound guidance. Care must be taken to maintain normal cardiac function during the experimental protocol.

後期胚と新生児マウスの計測左心室圧

Blood pressure increases significantly during embryonic and postnatal development in vertebrate animals. In the mouse, blood flow is first detectable ...

生物工学

Echocardiographic Assessment of the Right Heart in Mice

Transgenic and toxic models of pulmonary arterial hypertension (PAH) are widely used to study the pathophysiology of PAH and to investigate potential therapies. Given the expense and time involved in creating animal models of disease, it is critical that researchers have tools to accurately assess phenotypic expression of disease. Right ventricular dysfunction is the major manifestation of pulmonary hypertension. Echocardiography is the mainstay of the noninvasive assessment of right ventricular function in rodent models and has the advantage of clear translation to humans in whom the same tool is used. Published echocardiography protocols in murine models of PAH are lacking.
In this article, we describe a protocol for assessing RV and pulmonary vascular function in a mouse model of PAH with a dominant negative BMPRII mutation; however, this protocol is applicable to any diseases affecting the pulmonary vasculature or right heart. We provide a detailed description of animal preparation, image acquisition and hemodynamic calculation of stroke volume, cardiac output and an estimate of pulmonary artery pressure.

This article provides a protocol for the echocardiographic assessment of right ventricular size and pulmonary hypertension in mice. Applications include phenotype determination and serial assessment in transgenic and toxin-induced mouse models of cardiomyopathy and pulmonary vascular disease.

マウスの右心の心エコー評価

Transgenic and toxic models of pulmonary arterial hypertension (PAH) are widely used to study the pathophysiology of PAH and to investigate potential ...

医学

Assessment of Right Ventricular Structure and Function in Mouse Model of Pulmonary Artery Constriction by Transthoracic Echocardiography

Emerging clinical data support the notion that RV dysfunction is critical to the pathogenesis of cardiovascular disease and heart failure1-3. Moreover, the RV is significantly affected in pulmonary diseases such as pulmonary artery hypertension (PAH). In addition, the RV is remarkably sensitive to cardiac pathologies, including left ventricular (LV) dysfunction, valvular disease or RV infarction4. To understand the role of RV in the pathogenesis of cardiac diseases, a reliable and noninvasive method to access the RV structurally and functionally is essential.
A noninvasive trans-thoracic echocardiography (TTE) based methodology was established and validated for monitoring dynamic changes in RV structure and function in adult mice. To impose RV stress, we employed a surgical model of pulmonary artery constriction (PAC) and measured the RV response over a 7-day period using a high-frequency ultrasound microimaging system. Sham operated mice were used as controls. Images were acquired in lightly anesthetized mice at baseline (before surgery), day 0 (immediately post-surgery), day 3, and day 7 (post-surgery). Data was analyzed offline using software.
Several acoustic windows (B, M, and Color Doppler modes), which can be consistently obtained in mice, allowed for reliable and reproducible measurement of RV structure (including RV wall thickness, end-diastolic&#160;and end-systolic dimensions), and function (fractional area change, fractional shortening, PA peak velocity, and peak pressure gradient) in normal mice and following PAC.
Using this method, the pressure-gradient resulting from PAC was accurately measured in real-time using Color Doppler mode and was comparable to direct pressure measurements performed with a Millar high-fidelity microtip catheter. Taken together, these data demonstrate that RV measurements obtained from various complimentary views using echocardiography are reliable, reproducible and can provide insights regarding RV structure and function. This method will enable a better understanding of the role of RV cardiac dysfunction.

Right ventricle (RV) dysfunction is critical to the pathogenesis of cardiovascular disease, yet limited methodologies are available for its evaluation. Recent advances in ultrasound imaging provide a noninvasive and accurate option for longitudinal RV study. Herein, we detail a step-by-step echocardiographic method using a murine model of RV pressure overload.

経胸壁心エコー検査による肺動脈狭窄のマウスモデルにおける右室の構造と機能の評価

Emerging clinical data support the notion that RV dysfunction is critical to the pathogenesis of cardiovascular disease and heart failure1-3. Moreover, ...

Measurement of the Pressure-volume Curve in Mouse Lungs

In recent decades the mouse has become the primary animal model of a variety of lung diseases. In models of emphysema or fibrosis, the essential phenotypic changes are best assessed by measurement of the changes in lung elasticity. To best understand specific mechanisms underlying such pathologies in mice, it is essential to make functional measurements that can reflect the developing pathology. Although there are many ways to measure elasticity, the classical method is that of the total lung pressure-volume (PV) curve done over the whole range of lung volumes. This measurement has been made on adult lungs from nearly all mammalian species dating back almost 100 years, and such PV curves also played a major role in the discovery and understanding of the function of pulmonary surfactant in fetal lung development. Unfortunately, such total PV curves have not been widely reported in the mouse, despite the fact that they can provide useful information on the macroscopic effects of structural changes in the lung. Although partial PV curves measuring just the changes in lung volume are sometimes reported, without a measure of absolute volume, the nonlinear nature of the total PV curve makes these partial ones very difficult to interpret. In the present study, we describe a standardized way to measure the total PV curve. We have then tested the ability of these curves to detect changes in mouse lung structure in two common lung pathologies, emphysema and fibrosis. Results showed significant changes in several variables consistent with expected structural changes with these pathologies. This measurement of the lung PV curve in mice thus provides a straightforward means to monitor the progression of the pathophysiologic changes over time and the potential effect of therapeutic procedures.

Here we present a protocol to simply and reliably measure the lung pressure-volume curve in mice, showing that it is sufficiently sensitive to detect phenotypic parenchymal changes in two common lung pathologies, pulmonary fibrosis and emphysema. This metric provides a means to quantify the lung&#8217;s structural changes with developing pathology.

マウス肺における圧力 - 容積曲線の測定

In recent decades the mouse has become the primary animal model of a variety of lung diseases. In models of emphysema or fibrosis, the essential ...

Hemodynamic Characterization of Rodent Models of Pulmonary Arterial Hypertension

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a rare disease of the pulmonary vasculature characterized by endothelial cell apoptosis, smooth muscle proliferation and obliteration of pulmonary arterioles. This in turn results in right ventricular (RV) failure, with significant morbidity and mortality. Rodent models of PAH, in the mouse and the rat, are important for understanding the pathophysiology underlying this rare disease. Notably, different models of PAH may be associated with different degrees of pulmonary hypertension, RV hypertrophy and RV failure. Therefore, a complete hemodynamic characterization of mice and rats with PAH is critical in determining the effects of drugs or genetic modifications on the disease. 
Here we demonstrate standard procedures for assessment of right ventricular function and hemodynamics in both rat and mouse PAH models. Echocardiography is useful in determining RV function in rats, although obtaining standard views of the right ventricle is challenging in the awake mouse. Access for right heart catheterization is obtained by the internal jugular vein in closed-chest mice and rats. Pressures can be measured using polyethylene tubing with a fluid pressure transducer or a miniature micromanometer pressure catheter. Pressure-volume loop analysis can be performed in the open chest. After obtaining hemodynamics, the rodent is euthanized. The heart can be dissected to separate the RV free wall from the left ventricle (LV) and septum, allowing an assessment of RV hypertrophy using the Fulton index (RV/(LV+S)). Then samples can be harvested from the heart, lungs and other tissues as needed.

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a disease of pulmonary arterioles that leads to their obliteration and the development of right ventricular failure. Rodent models of PAH are critical in understanding the pathophysiology of PAH. Here we demonstrate hemodynamic characterization, with right heart catheterization and echocardiography, in the mouse and rat.

肺動脈性肺高血圧症の齧歯類モデルの血行動態特性評価

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a rare disease of the pulmonary vasculature characterized by endothelial cell apoptosis, smooth muscle ...

Characterization of the Isolated, Ventilated, and Instrumented Mouse Lung Perfused with Pulsatile Flow

The isolated, ventilated and instrumented mouse lung preparation allows steady and pulsatile pulmonary vascular pressure-flow relationships to be measured with independent control over pulmonary arterial flow rate, flow rate waveform, airway pressure and left atrial pressure. Pulmonary vascular resistance is calculated based on multi-point, steady pressure-flow curves; pulmonary vascular impedance is calculated from pulsatile pressure-flow curves obtained at a range of frequencies. As now recognized clinically, impedance is a superior measure of right ventricular afterload than resistance because it includes the effects of vascular compliance, which are not negligible, especially in the pulmonary circulation. Three important metrics of impedance - the zero hertz impedance Z0, the characteristic impedance ZC, and the index of wave reflection RW - provide insight into distal arterial cross-sectional area available for flow, proximal arterial stiffness and the upstream-downstream impedance mismatch, respectively. All results obtained in isolated, ventilated and perfused lungs are independent of sympathetic nervous system tone, volume status and the effects of anesthesia. We have used this technique to quantify the impact of pulmonary emboli and chronic hypoxia on resistance and impedance, and to differentiate between sites of action (i.e., proximal vs. distal) of vasoactive agents and disease using the pressure dependency of ZC. Furthermore, when these techniques are used with the lungs of genetically engineered strains of mice, the effects of molecular-level defects on pulmonary vascular structure and function can be determined.

The following protocol outlines the process of isolating, ventilating and instrumenting mouse lungs to measure steady or pulsatile pulmonary vascular pressure-flow relationships in order to quantify the effects of blood flow, airflow, airway changes and vascular changes on right ventricular afterload.

絶縁型、ベンチレーテッド、および計装のマウス肺の特性評価は、拍動流を灌流

The isolated, ventilated and instrumented mouse lung preparation allows steady and pulsatile pulmonary vascular pressure-flow relationships to be measured ...

生物学

Echocardiographic Measurement of Right Ventricular Diastolic Parameters in Mouse

Diastolic dysfunction is a prominent feature of right ventricular (RV) remodeling associated with conditions of pressure overload. However, the RV diastolic function is rarely quantified in experimental studies. This might be due to technical difficulties in the visualization of the RV in the apical four-chamber view in rodents. Here we describe two positions facilitating the visualization of the apical four-chamber view in mice to assess the RV diastolic function.
The apical four-chamber view is enabled by tilting the mouse fixation platform to the left and caudally (LeCa) or to the right and cranially (RiCr). Both positions provide images of comparable quality. The results of the RV diastolic function obtained from two positions are not significantly different. Both positions are comparably easy to perform. This protocol can be incorporated into published protocols and enables detailed investigations of the RV function.

Here we describe and compare two positions for obtaining the apical four-chamber view in mice. These positions enable the quantification of the right ventricular function, provide comparable results, and can be used interchangeably.

マウスにおける右心室拡張期パラメータの心エコー測定

Diastolic dysfunction is a prominent feature of right ventricular (RV) remodeling associated with conditions of pressure overload. However, the RV ...

Induction and Characterization of Pulmonary Hypertension in Mice using the Hypoxia/SU5416 Model

Pulmonary Hypertension (PH) is a pathophysiological condition, defined by a mean pulmonary arterial pressure exceeding 25 mm Hg at rest, as assessed by right heart&#160;catheterization. A broad spectrum of diseases can lead to PH, differing in their etiology, histopathology, clinical presentation, prognosis, and response to&#160;treatment. Despite significant progress in the last years, PH remains an uncured disease. Understanding the underlying mechanisms can pave the way for the development of new therapies. Animal models are important research tools to achieve this goal. Currently, there are several models available for recapitulating PH. This protocol describes a two-hit mouse PH model. The stimuli for PH development are hypoxia and the injection of SU5416, a vascular endothelial growth factor (VEGF) receptor antagonist. Three weeks after initiation of Hypoxia/SU5416, animals develop pulmonary vascular remodeling imitating the histopathological changes observed in human PH (predominantly Group 1). Vascular remodeling in the pulmonary circulation results in the remodeling of the right&#160;ventricle (RV). The procedures for measuring RV pressures (using the open chest method), the morphometrical analyses of the RV (by dissecting and weighing both cardiac ventricles) and the histological assessments of the remodeling (both pulmonary by assessing vascular remodeling and cardiac by assessing RV cardiomyocyte hypertrophy and fibrosis) are described in detail. The advantages of this protocol are the possibility of the application both in wild type and in genetically modified mice, the relatively easy and low-cost implementation, and the quick development of the disease of interest (3 weeks). Limitations of this method are that mice do not develop a severe phenotype and PH is reversible upon return to normoxia. Prevention, as well as therapy studies, can easily be implemented in this model, without the necessity of advanced skills (as opposed to surgical rodent models).

This protocol describes the induction of pulmonary hypertension (PH) in mice based on the exposure to hypoxia and the injection of a VEGF receptor antagonist. The animals develop PH and right ventricular (RV) hypertrophy 3 weeks after the initiation of the protocol. The functional and morphometrical characterization of the model is also presented.

低酸素/SU5416モデルを用いたマウスにおける肺高血圧の誘導と特徴づけ

Pulmonary Hypertension (PH) is a pathophysiological condition, defined by a mean pulmonary arterial pressure exceeding 25 mm Hg at rest, as assessed by ...

Invasive Hemodynamic Assessment for the Right Ventricular System and Hypoxia-Induced Pulmonary Arterial Hypertension in Mice

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a chronic and severe cardiopulmonary disorder. Mice are a popular animal model used to mimic this disease. However, the evaluation of right ventricular pressure (RVP) and pulmonary artery pressure (PAP) remains technically challenging in mice. RVP and PAP are more difficult to measure than left ventricular pressure because of the anatomical differences between the left and right heart systems. In this paper, we describe a stable right heart hemodynamic measurement method and its validation using healthy and PAH mice. This method is based on open-chest surgery and mechanical ventilation support. It is a complicated procedure compared to closed chest procedures. While a well-trained surgeon is required for this surgery, the advantage of this procedure is that it can generate both RVP and PAP parameters at the same time, so it is a preferable procedure for the evaluation of PAH models.

Here, we present a protocol to perform an invasive hemodynamic assessment of the right ventricle and pulmonary artery in mice using an open-chest surgery approach.

マウスにおける右心室系と低酸素誘発性肺動脈高血圧に対する侵襲的血行力学的評価

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a chronic and severe cardiopulmonary disorder. Mice are a popular animal model used to mimic this disease. ...

Multiple Intravenous Bolus Dosing and Invasive Hemodynamic Assessment in a Hypoxia-Induced Mouse Pulmonary Artery Hypertension Model

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a progressive life-threatening disease, primarily affecting small pulmonary arterioles of the lung. Currently, there is no cure for PAH. It is important to discover new compounds that can be used to treat PAH. The mouse hypoxia-induced PAH model is a widely used model for PAH research. This model recapitulates human clinical manifestations of PAH Group 3 disease and is an important research tool to evaluate the effectiveness of new experimental therapies for PAH. Research using this model often requires the administration of compounds in mice. For a compound that needs to be given directly into the bloodstream, optimizing intravenous (IV) administration is a key part of the experimental procedures. Ideally, the IV injection system should permit multiple injections over a set time course. Although the mouse hypoxia-induced PAH model is very popular in many laboratories, it is technically challenging to perform multiple IV bolus dosing and invasive hemodynamic assessment in this model. In this protocol, we present step-by-step instructions on how to carry out multiple IV bolus dosing via mouse jugular vein and perform arterial and right ventricle catheterization for hemodynamic assessment in mouse hypoxia-induced PAH model.

This protocol provides a step-by-step procedure for executing multiple intravenous bolus dose administration and invasive hemodynamic monitoring in mice. Investigators can use this protocol for future therapeutic compound screening for pulmonary artery hypertension.

低酸素誘発マウス肺動脈高血圧症モデルにおける複数の静脈内ボーラス投与と侵襲的血行動態評価

Pulmonary arterial hypertension (PAH) is a progressive life-threatening disease, primarily affecting small pulmonary arterioles of the lung. Currently, ...