私たちは、原稿を注意深く読むためアミエリーガンに感謝したいと思います。この作品は、CCFにLDとDFG助成FR2938/1-1にNGFNプラス助成金＃01GS0801、MRCフェローシップ助成G1002523とNHSBT助成WP11-05でサポートされていました

1。 4チオウリジンで代謝標識実験装置/スケジュールの詳細な計画を作成し、細胞培養に4SUを追加するときに、サンプルを収穫するときなど 。各条件の間には少なくとも5分間プラン。一度に一つの条件のセルを扱う。最大を扱う。 3 - 特定の時点で5皿。温度とCO 2濃度の変化を最小限に抑えるために、できるだけ早く、細胞を扱う。これは細胞タンパク質へ4SU標識RNAの架橋につながる可能性があるので4SUが追加された後に明るい光に細胞をさらすことは避けてください。 ラベリングの開始<ol><li>ただ滅菌ファルコンチューブに各条件のための使用と4SUのピペット必要量の前に解凍4チオウリジン（4SU）。 </li><li>料理オフ細胞培養培地（10cmディッシュあたり5 ml）を必要量を取り、4SU含有ファルコンチューブに追加し、徹底的に混ぜる。食器から残りの培地を除去し、廃棄する。 </li> &lt;李&gt;皿に戻し4SU含有培地を適用します。 </li></ol>ラベリングの終わり<ol start="4"><li>細胞から細胞培養培地を除去する。各プレートにトリゾール5mlのを追加します。複数の時点または条件を含む複雑な実験では、このステップは最高の2人、培地を除去し1、他追加トリゾールによって行われ、ライセートを収穫されています。 </li><li>完全な細胞溶解を室温で5分間インキュベートする。 </li><li>追加トリゾールで慎重プレートをすすぎ、10ミリリットルピペットを使用してください。これは完全な細胞溶解と試料回収を助ける。皮膚や目に接触して取得するときトリゾールは極めて危険であるように取り扱いに注意して！手元フェノール火傷（ 例えばポリエチレングリコール300または工業変性 ​​アルコール（70:30）で400）のための解毒剤を持っている。ポリプロピレンチューブにサンプルを転送します。標準のファルコンチューブ）は、これらの高グラム力に抵抗はありませんのでご了承ください。サンプルは私が全RNAまで少なくとも1ヶ月、-20℃で保存することができますsが用意しました。 </li></ol> 2。修正トリゾールプロトコルを使用したRNAの準備<ol><li> 1ミリリットルのクロロホルムを（MLトリゾール当たり0.2 ml）を加え、15秒間激しく振り。 3分 - 2室温でインキュベートする。 </li><li> 4℃で15分間、13,000×gで遠心℃、 </li><li>新しい15ミリリットルのポリプロピレンチューブに水上相を（RNAを含む）を転送します。 </li><li>追加½RNA降水バッファとイソプロパノールの双方の反応ボリューム（3ミリリットル上澄みに例えば 1.5ミリリットルRNA降水バッファー、1.5 mlのイソプロパノールを追加します）。 </li><li>よく混ぜる。 10分間室温でインキュベートする。 </li><li> 4℃で10分間、13,000×gで遠心℃、上清を捨てます。 </li><li>簡単にスピンダウン（5,000×gで30秒間）と200μlのピペットで残留イソプロパノールを除去。 </li><li> 75％エタノールを等量を追加し、ペレットデタッチまでチューブを振る。これは残滓の除去を行うことができるように多くの小さな部分にそれを壊すことは避けてくださいリットルエタノール難しい。 </li><li> 4℃で10分間、13,000×gで遠心℃、上清を捨てます。 </li><li>簡単にRNAをスピンダウンし、200μlのピペットで残りのエタノールを除去。ステップを繰り返して、20μlのピペットで残りのエタノールを除去。この2つの手順の後、ペレットのさらなる乾燥が行われるべきではない。 </li><li> 100μgの予想RNA収量当たりのH 2 Oを100μLを加え、5を上下にピペッティングでよく混ぜる- 6回RNAを溶解を助けるために。 </li><li>溶解し、65に加熱したRNAを変性℃で10分間（シェーカー）のため、すぐに氷上に置きます。を</li><li>製造元の指示に従って、光度計分光光度計を用いて260nmのRNA濃度を測定します。このRNAは、少なくとも一ヶ月-80℃で保存することができる。 </li></ol> 3。新たに転写されたRNAのチオール特有のビオチン化<ol><li> 60で始まる - 全細胞RNAの80μgのを。 </li><li>ラベリング反応を構成する。以下の中でピペットオーダー（μgのRNAあたり）： <ol class="lalpha"><li> 1μlの10倍のビオチン化バッファー</li><li> 7μlのRNA（ヌクレアーゼフリーのH 2 Oで希釈した1μgのRNAを含有） </li><li> 2μlのビオチンHPDP（1 mg / mlのDMF） </li></ol></li></ol>常に最後ビオチンHPDPを追加し、ピペッティングにより直ちに混ぜる。ビオチンが沈殿する場合には、DMF含有量は、40％の最終濃度まで増加させることができる。 <ol start="3"><li>回転に伴って1.5時間室温でインキュベートする。 </li><li>等量のクロロホルムを加える。精力的に混ぜる。相を分離し始めると泡が消え始めるまで3分 - 2インキュベートする。 </li><li> 4℃で5分間、20,000×gで遠心慎重に新しいチューブに上部の水相を転送します。 </li><li>一度ステップ3.4と3.5を繰り返します。あなたは、RNAの損失を減らすために2 mlの位相ロックジェルヘビーチューブに、この手順を実行することがあります。 </li><li> RNA沈殿物：追加1/10の5のNaClの量と等量の水相にイソプロパノール。 </li><li> 4℃で20分間、20,000×gで遠心上清を捨てます。 </li><li> 、75％エタノールを等量を追加4℃で10分間℃で20,000×gで遠心分離し、上清を捨てる。 </li><li>簡単にスピンし、200μlのピペットで残留エタノールを除去。 </li><li>簡単にスピンし、20μlのピペットで残留エタノールを除去。 </li><li> RNAは乾燥させないでください。 50でそれを再懸濁する- 100μlのH 2 O（1μgの入力RNA当たり約1μL）。 6回 - 5を上下にピペッティングしてよく混ぜる。 </li><li> RNAの分解を除外するelectrophoretical分析によってRNAの品質を確認してください。 </li></ol> 4。 4SU​​-組み込み（オプション）のドットブロット分析 4SU​​取り込みを容易にビオチン化RNAのドットブロット分析によって決定することができる。これは、トラブルシューティングおよびビオチン化DNAオリゴコントロールに対する4SU取り込み率の推定を可能にするオプションの手順です。このアッセイのために我々Rステップ3.2 4SU標識RNAのビオチン化のために代わりにビオチンHPDPのヨードアセチル - ビオチン使っecommend。 4SU​​-RNAの不可逆的なビオチン化でこの結果。したがって、カラムベースの方法（ 例えば 、RNイージー）ビオチン化RNAの非常に小さい量（ 例えば、5μgの）の回収に使用することができる。 RNAはビオチンHPDPを用いてビオチン化しながらも、このアッセイに適しており、結果として得られる信号が弱いと不利な信号対雑音比（ 図3）である。 <ol><li>セクション1と2に記載されているように4SU標識及び全細胞RNAを単離するためのプロトコルに従ってください。 </li><li>ヨードアセチル-ビオ​​チンとビオチンHPDPを交換するセクション3で説明し、完全に過剰なヨードアセチル-ビオ​​チン残渣を除去するために2つのクロロホルム抽出を行うようにビオチン化RNA 4SU標識。 </li><li>記載またはRNAの場合、少量（&lt;10μgのでカラムベースのアプローチを（ 例えばをRNeasy）使用としてイソプロパノール/エタノール沈殿によりビオチン化RNAを回復）が使用されます。 </li><li> 10分間ロッキングとヌクレアーゼフリー水でゼータメンブレンをインキュベートする。 </li><li>ヌクレアーゼフリー水の膜を取り出し、両者の間にきれいなペーパータオルで膜を配置し、しっかりと押して、過剰な水分を除去する。空気乾燥で5分間膜するとよりよいのドットになります。 </li><li>各サンプルについて、氷冷ドットブロット結合バッファー（10 mMのNaOHを、1mMのEDTA）を使用して、200 ngの/μlのRNAを20μlを準備します。ピペッティングによりゼータ膜にこの希釈液5μl（RNA すなわち 1μgの）と同様に3以降の10倍希釈（ すなわち 、それぞれ100、10、および1 ngのRNAを、）を適用します。ピペットチップの空のラックを介してピペットを均等に分散間隔を提供するために使用することができる。あるいは、製造元の指示に従ってドットブロット装置を用いる。 </li><li>正CONTとして20〜ng /μLの20 PG /μL（ すなわち 0.1〜100 ngのオリゴ）の範囲の濃度でビオチン標識DNAオリゴを5μlを適用ピペッティングにより膜へROL。ネガティブコントロールとしてビオチン化、4SU-ナイーブサンプルを使用してください。 </li><li>空気乾燥5分間メンブレン。 </li><li>ロッキングと40ミリリットルブロッキング緩衝液中で30分間メンブレンをインキュベートする。 </li><li> 15分（5 mlのPBS + 5ミリリットルの20％SDS +10μlのストレプトアビジン - ホースラディッシュペルオキシダーゼ）が1:1000ストレプトアビジン - ホースラディッシュペルオキシダーゼ10mlのメンブレンをインキュベート</li><li> 5分間40ミリリットルPBS + 10％SDS（20ミリリットルPBS + 20ミリリットルの20％SDS）で二回膜を洗浄してください。 </li><li> 5分間40ミリリットルPBS + 1％SDS（38 mlのPBS + 2ミリリットルの20％SDS）で二回膜を洗浄してください。 </li><li> 5分間40ミリリットルPBS + 0.1％SDS（40ミリリットルPBS + 200μlの20％SDS）で二回膜を洗浄してください。 </li><li> 2清潔なペーパータオルの間に膜を置き、しっかりとそれらを押すことによって、過度の流体を除去。 </li><li>メーカーの指示に従ってECLを用いた膜結合HRPを可視化する。 </li><li>プラスチックフォイル/袋にメンブレンを置き、気泡を除去し、暗所で2分間インキュベートする。 </li><li>膜にさらさ1用フィルム - 5分。 </li></ol> 5。ストレプトアビジンコート磁気ビーズを用いて標識し、非標識RNAの分離<ol><li>熱は℃の水浴中で65に（サンプル当たり3ミリリットル）洗浄バッファー。 </li><li>ヌクレアーゼフリーH 2 Oの中で新鮮な100mMのジチオスレイトール（DTT）を準備超微細スケールの上に置かれ、クリーン50ミリリットルファルコンチューブにDTTパウダー30mgの - 15デカントによってそう。ヌクレアーゼフリーのH 2 Oの必要量を計量して加える</li><li>熱は10分変性し、直ちに氷上に場所にするために、65℃にRNAサンプルをビオチン化。 </li><li>磁気スタンドにμMACS列を置きます。 （ - 8サンプル最適である6）我々は一度に12以上のサンプルを処理しないことをお勧めします。 </li><li> 1ミリリットルの室温洗浄バッファーでミルテニー列を事前平衡。これは、約15分かかります。 </li><li>一方、50にストレプトアビジンビーズを100μlを加える - ビオチン化RNAを100μl。回転で15分間室温でインキュベートする。 </li> &lt;<html>リチウム&gt;列のいずれかが、今では排出開始していない場合、これは穏やかに手袋をはめた指でカラムの頂部を押すことによって容易にすることができる。いったん流れが列が容易に排水を開始しました。 </li><li>列にRNA /ビーズを適用します。フロースルーは未標識RNA画分を回収したい場合を除きます（セクション7を参照）捨てる。 </li><li> 65°Cの洗浄緩衝液（65℃のバッファをペッティングするとき1ミリリットルピペットチップが縮小℃）0.9ミリリットルで3回洗浄する。 </li><li> 0.9ミリリットルの室温洗浄バッファーで3回洗浄する。 </li><li>ピペット新しい2 mlチューブに700μlのBuffer RLT（をRNeasyのMinEluteクリーンアップキット、キアゲン）と列の下に配置します。 </li><li>列にの100mM DTTを100μlを加えることによりRLTバッファに新たに転写されたRNAを溶出。 </li><li>の100mM DTTの別の100μlのを追加することで、同じチューブに3分後に2回目の溶出ラウンドを行う。 </li></ol> 6。新たに転写されたRNAの回収ontent &quot;&gt;製造者の指示に従ってのRNeasyのMinEluteクリーンアップ（キアゲン）プロトコルを続行します。光度計分光光度計を用いて25μlのヌクレアーゼフリーH 2 Oを測定RNA濃度の溶出。提出する前に、RNAを解凍し、再凍結する必要性を回避するためにそれは、ハイスループットアッセイに、我々は新たに転写されたRNAを精製された直後にcDNAを準備をお勧めします。製造元の指示に従ってcDNA合成のために、20μlのcDNA合成ミックスで新たに転写されたRNAの2.5μlを使用する1を用いて定量RT-PCRのコントロールを実行：cDNAのミックスの10希釈-80で保存RNA℃まで。 7。ラベルなし、バインドされていないRNAの回収（オプション） 結合していない場合には、RNAを回収する必要があり、フロースルー（列にRNA-ストレプトアビジンビーズ溶液を添加した後）およびその後の沈殿のための最初の洗浄を収集し、組み合わせる。通常、それはTHIとして結合していないRNAの50％だけ沈殿するのに十分であるsが出発物質の&gt; 80％が含まれています。 <ol><li>等体積のイソプロパノールを追加する（まだ塩が洗浄緩衝液は、すでに1MのNaClを含有するように添加する必要はない）。 </li><li> 4℃で20分間、20,000×gで遠心上清を捨てます。 </li><li> 、75％エタノールを等量を追加4℃で10分間℃で20,000×gで遠心分離し、上清を捨てる。 </li><li>簡単にスピンし、200μlのピペットで残留エタノールを除去。 </li><li>簡単にスピンし、20μlのピペットで残留エタノールを除去。 </li><li> RNAは乾燥させないでください。 100μlのH 2 Oに再懸濁し6回 - 5を上下にピペッティングしてよく混ぜる。振とうしながら10分間65℃でインキュベートし、氷に直接転送します。 </li><li> RNAの分解を除外するelectrophoretical分析によってRNAの品質を確認してください。 </li></ol>

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著者は、彼らが競合する経済的利益を持っていないことを宣言します。

新たに転写されたRNAの代謝標識は、実質的に興味のある生物学的な問題に対処するためのより適切なテンプレートを提供することで、マイクロアレイとRNA-seqのようなハイスループット技術の能力を強化しています。現在のプロトコルでは、広範な最適化を行った。これは、新たに転写されたRNAの&gt; 1,000倍濃縮を可能にし、再現性の高い結果を提供します。 新たに転写さ...

遺伝子発現プロファイリングは、細胞プロセス及び関連する複雑な相互作用ネットワークを研究するために使用される重要なツールである。 mRNAの存在量に関する研究は、通常、基礎となる分子メカニズムに基本的な洞察を得るための最適な方法となっている。全トランスクリプトームマイクロアレイ1と、RNA（RNA-seqの）2-4より最近では、次世代シーケンスの開発は、このアプローチを燃料とする。これらの技術は、細胞の遺伝子発現の複雑さの理解に革命をもたらしているが、彼 ​​らは、テンプレートサンプル、 すなわち全細胞RNAの本質的な特性のための主要な制限に直面しています。トータルRNAレベルで最初の、短期的な変化は、転写率の変化と一致していませんが、それぞれの転写産物のRNAの半減期に本質的に依存している。転写因子のための短命のトランスクリプト、 例えばエンコードの五倍誘導は、トータルRNAで容易に検出される一方時間以内に、長命の転写産物の同じ誘導、代謝酵素のための例えばエンコードは、実質的には不可視のままです。加えて、たとえ完全なシャットダウン（&gt; 1,000倍ダウンレギュレーション）五時間のRNAの半減期と平均遺伝子の転写率は、単にだけ二重減少するために、その全RNAレベルに5時間かかりますで。従って、トータルRNAの分析は、調節機能5と転写因子や遺伝子をコードする多くは短命転写産物のアップレギュレーションの検出に有利で ​​ある。また、規制の真の運動カスケードが隠されている、プライマリシグナリングイベントは二次と区別することはできません。両方、順番に、下流のバイオインフォマティクス解析の大幅な偏りが生じる可能性があります。第二に、トータルRNAレベルの変化は、RNAの合成または減衰の変化に起因することはできません。後者の測定はtranscriptiをブロック細胞侵襲アプローチ、 などを必要とするアクチノマイシンD 6、そして時間をかけて継続的なRNA崩壊の拡張監視を使用してください。 5の哺乳類細胞における平均mRNAの半減期で- 10時間5,7、ほとんどの遺伝子のmRNAレベルは、二重転写逮捕の数時間後に未満減少しております。これらむしろ小さな違いは、基礎となる数学の方程式の指数関数的性質に起因する細胞遺伝子の大多数のmRNAの半減期の著しく不正確な測定値になる。我々の遺伝子の約半分が選択的スプライシングイベント8の対象であることを最後に、全細胞RNAのRNA-seqのが明らかになっている間には、基本となる動力学と同様、組織とRNAプロセシングのコンテキスト固有の規制を導くダイナミックメカニズムはよくわかっていないままです。また、特に非コーディングRNA用の差動遺伝子発現に対する処理RNAの寄与は、決定されていない。要するに、これらの制限のためには大きな障害を表す基盤となる分子機構のバイオインフォマティクス運動モデリング。 我々は、最近のアプローチを開発し、これらの問題を克服するために、5,7,9、高解像度の遺伝子発現プロファイリングと呼ばれる。なお、4 -チオウリジン（4SUタギング）、天然に存在するウリジン誘導体を使用して、新しく転写されたRNAの代謝標識に基づいており、細胞増殖および遺伝子発現の干渉を最小限（ 図1参照）5と新たに転写された転写物への直接アクセスを提供する10-12。その急速な取り込み、4SU-三リン酸へのリン酸化、および新たに転写されたRNAへの取り込みにおける4SU結果に真核細胞の暴露。全細胞RNAの単離の後、4SU-標識されたRNA画分はチオール - 特異的ビオチンと新たに転写されたRNA間のジスルフィド結合を生成するビオチン化される。 &#39;全細胞RNA&#39;は、その後、定量的にラベル分け（ &#39;新たに転写&#39;）とラベル付けされていない（ &#39;プレexistinすることができますストレプトアビジンでコーティングされた磁気ビーズを用いて高純度グラム &#39;）RNA。最後に、標識されたRNAは、単にジスルフィド結合を切断する還元剤（ 例えば、ジチオスレイトール）を添加し、ビーズから新たに転写されたRNAを解放することによってビーズから回収される。 新たに転写されたRNAは4SU暴露期間中にすべての遺伝子の転写活性を示しています。分のタイムスケールで4SUタギングは、このように、真核生物の遺伝子発現のスナップ写真とダウンストリームバイオインフォマティクス解析（ 例えばプロモーター解析）のための理想的なテンプレートを提供しています。定常状態が想定される場合、新たに転写/合計の比率では、新たに転写/非標識及び非標識/全RNAは、正確なRNAの半減期7,13への非侵襲的なアクセスを提供します。また、4SUタギング（5分4SU-RNA）の、わずか5分で15歳未満と60分4SU-RNAである。後精製し、その新たに転写されたRNAを注意することが重要です超短と次第に長く4SUタギングRNA-seqのと組み合わせて、単一の実験設定で両方を行う場合は、RNAプロセシングの動態は、ヌクレオチド分解能9で明らかにされています。最後に、計算モデルと組み合わせて新たに転写され、総RNAの経時的分析は、RNA合成と崩壊14の統合的な分析を可能にする。 結論として、このアプローチは、真核細胞におけるRNA合成、加工、及び劣化のダイナミクス直接分析を可能にする。これは、哺乳類、昆虫（ ショウジョウバエ ）、両生類（ アフリカツメガエル ）、および酵母5,15,16を含むすべての主要なモデル生物で適用されます。これは、マイクロアレイ解析5,17、RNA-seqの9,13,14と直接互換性があり、 生体内で 12,15 に適用されます。ここでは、詳細な方法論を、ラベルを分離、培養した哺乳動物細胞で新たに転写されたRNAを精製する。また、ポテンショらの問題や落とし穴が議論されています。

<table border="1">
 <tbody>
 <tr>
 <td>Name</td>
 <td>Company</td>
 <td>Catalog Number</td>
 <td>Comments</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>4-thiouridine</td>
 <td>Carbosynth</td>
 <td>T4509</td>
 <td>Prepare 50 mM stock in sterile H2O, store at -20 &deg;C in aliquots of 50-500 &mu;l, discard unused reagent, do not refreeze.</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Trizol</td>
 <td>Invitrogen</td>
 <td>15596026 (100 ml), 15596018 (200 ml)</td>
 <td>WARNING - CORROSIVE and HAZARDOUS TO HEALTH! Ensure immediate access to Phenol antidote (PEG-Methanol); Store at 4 &deg;C.</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Chloroform</td>
 <td>Sigma</td>
 <td>372978</td>
 <td>WARNING - HAZARDOUS TO HEALTH</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Isopropanol</td>
 <td>Sigma</td>
 <td>650447</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Sodium citrate, nuclease-free</td>
 <td>Sigma</td>
 <td>C8532</td>
 <td>Prepare 1.6 M stock solution using nuclease-free water.</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>5M nuclease-free NaCl</td>
 <td>Sigma</td>
 <td>71386</td>
 <td>Stock solution</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Nuclease-free H2O</td>
 <td>Sigma</td>
 <td>W4502</td>
 <td>Make 1 ml aliquots in nuclease-free tubes.</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>RNA precipitation buffer</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>1.2 M NaCl, 0.8 M sodium citrate in nuclease free water. Prepare in advance under strictly nuclease-free conditions. Store at room temperature in 50 ml falcon tubes.</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Ethanol</td>
 <td>Sigma</td>
 <td>459844</td>
 <td>Use with nuclease-free water to prepare 80% ethanol, store at -20 &deg;C.</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>1 M nuclease-free Tris Cl, pH 7.5</td>
 <td>Lonza</td>
 <td>51237</td>
 <td>Stock solution</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>500 mM nuclease-free EDTA, pH 8.0</td>
 <td>Invitrogen</td>
 <td>15575-020</td>
 <td>Stock solution</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>10x Biotinylation Buffer (BB)</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>100 mM Tris pH 7.4, 10 mM EDTA in nuclease-free water, make aliquots of 1 ml.</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Dimethylformamide (DMF)</td>
 <td>Sigma</td>
 <td>D4551</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>EZ-Link biotin-HPDP</td>
 <td>Pierce</td>
 <td>21341</td>
 <td>Prepare 1 mg/ml stock solution by dissolving 50 mg biotin-HPDP in 50 ml DMF. Gentle warming enhances solubilisation. Store at 4 &deg;C in aliquots of 1 ml.</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Phase Lock Gel Heavy tubes 2.0 ml</td>
 <td>Eppendorf</td>
 <td>0032 005.152</td>
 <td>Optional for the chloroform extraction step.</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Zeta membrane</td>
 <td>BIORAD</td>
 <td>162-0153</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>10x Dot blot binding buffer</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>100 mM NaOH, 10 mM EDTA</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Biotin-oligo</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>5'-biotin, 25 nucleotides, any sequence</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Sodium dodecyl sulphate</td>
 <td>Fisher</td>
 <td>BPE9738</td>
 <td>For 100 ml 20% stock solution, add 20 g SDS to 80 ml PBS pH 7-8 and adjust volume to 100 ml. Keep all high-percentage SDS solutions above 20 &deg;C. Warm the solutions slightly should SDS precipitate.</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>EZ-Link Iodoacetyl-LC-Biotin</td>
 <td>Pierce</td>
 <td>21333</td>
 <td>Prepare 1 mg/ml stock solution by dissolving 50 mg iodoacetyl-biotin in 50 ml DMF. Gentle warming enhances solubilisation. Store at 4 &deg;C in aliquots of 1 ml. Generates irreversible, thiol-specific biotinylation.</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Phosphate buffer saline</td>
 <td>Gibco</td>
 <td>10010-015</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Dot blot blocking buffer</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Mix 20 ml 20% SDS with 20 ml 1 x PBS pH 7-8 and add EDTA to the final concentration of 1 mM.</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Streptavidin-horseradish peroxidase </td>
 <td>Vector Laboratories</td>
 <td>SA5004</td>
 <td>Store at -20 &deg;C. Mix 10 ml 20% SDS with 10 ml 1 x PBS. Add 20 &mu;l Streptavidin-HRP before use. </td>
 </tr>
 <tr>
 <td>ECL reagent</td>
 <td>GE Healthcare</td>
 <td>RNP2109</td>
 <td>Use following the manufacturer's instructions.</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Super RX, X-RA Film, 18x24 cm</td>
 <td>Fujifilm</td>
 <td>47410 19236</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>&mu;Macs Streptavidin Kit</td>
 <td>Miltenyi</td>
 <td>130-074-101</td>
 <td>Store the beads at 4 &deg;C.</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Tween 20</td>
 <td>Sigma</td>
 <td>P1379</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Washing buffer</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>100 mM Tris pH 7.4, 10 mM EDTA, 1 M NaCl, 0.1% Tween 20 in nuclease-free H2O.</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Dithiothreitol (DTT)</td>
 <td>Sigma</td>
 <td>43817</td>
 <td>Prepare as 100 mM DTT in nuclease-free H2O, always prepare fresh before use.</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>RNeasy MinElute Kit</td>
 <td>Qiagen</td>
 <td>74204</td>
 <td>Store columns at 4 &deg;C, remaining components of the kit at room temperature.</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>1.5 ml screw-top polypropylene tubes</td>
 <td>Sarstedt</td>
 <td>72.692.005</td>
 <td>Compatible with Dimethylformamide</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>2.0 ml screw-top polypropylene tubes</td>
 <td>Sarstedt</td>
 <td>72.694.005</td>
 <td>Compatible with Dimethylformamide</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>15 ml tubes</td>
 <td>BD Falcon</td>
 <td>352096</td>
 <td>Compatible with Dimethylformamide</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>50 ml tubes</td>
 <td>BD Falcon</td>
 <td>352070</td>
 <td>Compatible with Dimethylformamide</td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>All solutions/reagents should be stored at room temperature unless otherwise specified.</td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Equipment </td>
 </tr>
 <tr>
 <td>UV/VIS spectrophotometer</td>
 <td>Thermo Scientific</td>
 <td>NanoDrop 1000</td>
 <td>Or equivalent. Use low volume (1-2 &mu;l) for measurements of low RNA concentrations to avoid excessive sample loss.</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Polypropylene 15 ml centrifuge tubes</td>
 <td>VWR International</td>
 <td>525-0153</td>
 <td>In contrast to standard 15 ml tubes, these tolerate up to 15,000 &times; g</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>High-speed centrifuge</td>
 <td>Beckman Coulter</td>
 <td>Avanti J-25</td>
 <td>Or equivalent equipment capable of reaching 13,000&times;g</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>High-speed rotor</td>
 <td>Beckman Coulter</td>
 <td>JLA-16250</td>
 <td>Or equivalent equipment capable of reaching 13,000&times;g</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Adaptors for 15 ml tubes</td>
 <td>Laborger&auml;te Beranek</td>
 <td>356964</td>
 <td>Or equivalent equipment capable of reaching 13,000&times;g</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Refrigerated table-top centrifuge</td>
 <td>Eppendorf</td>
 <td>5430 R</td>
 <td>Or equivalent.</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Thermomixer</td>
 <td>Eppendorf</td>
 <td>Thermomixer compact</td>
 <td>Or equivalent.</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Magnetic stand</td>
 <td>Miltenyi Biotec</td>
 <td>130-042-109</td>
 <td>One stand holds 8 &mu;Macs columns.</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Waterbath</td>
 <td>Grant</td>
 <td>SUB Aqua 5</td>
 <td>Or equivalent.</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Ultra-fine scale</td>
 <td>A&amp;D</td>
 <td>GR-202</td>
 <td>Or equivalent.</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>E-Gel iBase Power System</td>
 <td>Invitrogen</td>
 <td>G6400UK</td>
 <td>For RNA gels; or equivalent.</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>E-Gel EX 1% agarose precast gels</td>
 <td>Invitrogen</td>
 <td>G4020-01</td>
 <td>For RNA gels; or equivalent.</td>
 </tr>
 </tbody>
</table>

metabolic labeling of newly transcribed rna for high resolution gene expression profiling of rna synthesis, processing and decay in cell culture

全トランスクリプトームマイクロアレイや次世代シーケンシングの開発は、細胞の遺伝子発現の複雑さの理解に革命をもたらしました。関与する分子機構の理解を深めるとともに、下地動態の正確な測定がますます重要になってきた。ここでは、これらの強力な方法論は、テンプレートサンプルそれら研究、 すなわち全細胞RNAの本質的な特性のための主要な制限に直面しています。多くの場合、全細胞RNAの変化が十分な解像度で、基礎となる分子事象とその動態を表現するためにいずれか遅すぎるか早すぎる起こる。また、RNA合成、加工、及び減衰の変化の寄与を容易に区別されていない。 最近では、これらの制限を克服するために、高解像度の遺伝子発現プロファイリングを開発した。我々のアプローチは、4 thiouriで新しく転写されたRNAの代謝標識に基づいていますチオール - 特異的ビオチンとストレプトアビジンでコートした磁気ビーズを使用して、新しく転写されたRNAの厳格な精製しダイン（ひいては4SUタグ付けとも呼ばれる）。それは、脊椎動物、 ショウジョウバエ 、および酵母を含む生物の広い範囲に適用可能である。我々は正常、転写因子活性のリアルタイム動態を研究するRNA半減期の正確な測定を提供し、RNAプロセシングの動態に新規な洞察を得るために4SU​​タギングを適用した。最後に、計算モデルは、基礎となる分子機構の統合された包括的分析を生成するために使用することができる。

1。出発物質と期待利回り 4SU​​暴露の1時間（時間）に続いて新たに転写されたRNAは、約1を表す - 全細胞RNAの4％。彼らはもはや細胞増殖/複製を考慮してRNAを合成しないので、これは成長逮捕細胞で低くなります。全RNAの80μgの - 1時間ラベリングするとき、我々は60でアッセイを開始をお勧めします。ビオチン化工程の後に参照するのは難しいです小さなRNAペレットの総RN...

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Metabolic Labeling of Newly Transcribed RNA for High Resolution Gene Expression Profiling of RNA Synthesis, Processing and Decay in Cell Culture

全細胞RNAは、短期的RNA合成と崩壊の変化と同様に、RNAプロセシングの動態を研究するための貧乏人のテンプレートが用意されています。ここでは、これらの制限を克服することができ、新たに転写されたRNAのチオール特有のビオチン化および精製し、4 - チオウリジンと新しく転写されたRNAの代謝標識を記述します。

細胞培養におけるRNA合成、処理およびディケイの高解像度遺伝子発現プロファイリングのための新規転写されたRNAの代謝標識

The development of whole-transcriptome microarrays and next-generation sequencing has revolutionized our understanding of the complexity of cellular gene ...

metabolic-labeling-newly-transcribed-rna-for-high-resolution-gene

Research

JoVE Journal

Biology

27.0K ビュー.  Max von Pettenkofer Institute. 全細胞RNAは、短期的RNA合成と崩壊の変化と同様に、RNAプロセシングの動態を研究するための貧乏人のテンプレートが用意されています。ここでは、これらの制限を克服することができ、新たに転写されたRNAのチオール特有のビオチン化および精製し、4 - チオウリジンと新しく転写されたRNAの代謝標識を記述します。

ビデオ: Metabolic Labeling of Newly Transcribed RNA for High Resolution Gene Expression Profiling of RNA Synthesis, Processing and Decay in Cell Culture

The Preparation of Primary Hematopoietic Cell Cultures From Murine Bone Marrow for Electroporation

It is becoming increasingly apparent that electroporation is the most effective way to introduce plasmid DNA or siRNA into primary cells. The Gene Pulser MXcell  electroporation system and Gene Pulser  electroporation buffer were specifically developed to transfect nucleic acids into mammalian cells and difficult-to-transfect cells, such as primary and stem cells.This video demonstrates how to establish primary hematopoietic cell cultures from murine bone marrow, and then prepare them for electroporation in the MXcell system. We begin by isolating femur and tibia. Bone marrow from both femur and tibia are then harvested and cultures are established. Cultured bone marrow cells are then transfected and analyzed.

This procedure describes how to establish primary hematopoietic cell cultures from murine bone marrow and is followed by transfection using the Gene Pulser MXCell electroporation system.

エレクトロポレーションのためのマウス骨髄からの一次造血細胞培養の準備

It is becoming increasingly apparent that electroporation is the most effective way to introduce plasmid DNA or siRNA into primary cells. The Gene Pulser ...

生物学

RNA Isolation from Embryonic Zebrafish and cDNA Synthesis for Gene Expression Analysis

Many important and complex laboratory procedures require an input of high quality, intact RNA.  A degraded sample or the presence of impurities can lead to disastrous results in downstream experimental applications.  It is therefore, of utmost importance to use solid techniques with numerous safeguards and quality control checks to ensure a superior sample.  Herein, we detail a protocol to isolate total RNA from whole zebrafish embryos using a commercially available chemical denaturant and subsequent cleanup to remove traces of DNA and impurities using a commercial RNA isolation kit. As RNA is relatively unstable and easily prone to cleavage by RNAses, most protocols assay gene expression using a cDNA product that is directly synthesized from an RNA template. We detail a procedure to convert RNA into the more stable cDNA product using a commercially available kit. Throughout these procedures there are numerous quality control checks to ensure that the sample is not degraded or contaminated.  The end product of these protocols is cDNA that is suitable for microarray analysis, RT-PCR or long-term storage.    

The isolation of high quality, intact RNA is an essential step in many laboratory protocols. Here, we demonstrate RNA extraction from whole zebrafish embryos and cDNA synthesis for subsequent application in various experimental procedures including gene expression microarray analysis.

遺伝子発現解析のための胚ゼブラフィッシュとcDNA合成からのRNA分離

Many important and complex laboratory procedures require an input of high quality, intact RNA.  A degraded sample or the presence of impurities can lead ...

Using an Automated Cell Counter to Simplify Gene Expression Studies: siRNA Knockdown of IL-4 Dependent Gene Expression in Namalwa Cells

The use of siRNA mediated gene knockdown is continuing to be an important tool in studies of gene expression.  siRNA studies are being conducted not only to study the effects of downregulating single genes, but also to interrogate signaling pathways and other complex interaction networks.  These pathway analyses require both the use of relevant cellular models and methods that cause less perturbation to the cellular physiology.  Electroporation is increasingly being used as an effective way to introduce siRNA and other nucleic acids into difficult to transfect cell lines and primary cells without altering the signaling pathway under investigation. There are multiple critical steps to a successful siRNA experiment, and there are ways to simplify the work while improving the data quality at several experimental stages.  To help you get started with your siRNA mediated gene knockdown project, we will demonstrate how to perform a pathway study complete from collecting and counting the cells prior to electroporation through post transfection real-time PCR gene expression analysis.  The following study investigates the role of the transcriptional activator STAT6 in IL-4 dependent gene expression of CCL17 in a Burkitt lymphoma cell line (Namalwa).  The techniques demonstrated are useful for a wide range of siRNA-based experiments on both adherent and suspension cells.  We will also show how to streamline cell counting with the TC10 automated cell counter, how to electroporate multiple samples simultaneously using the MXcell electroporation system, and how to simultaneously assess RNA quality and quantity with the Experion automated electrophoresis system.

This procedure describes a quick and easy workflow to introduce siRNA into difficult to transfect cell lines and follow gene expression by real-time PCR. Use of an automated cell counter, multi-well electroporation plate, and automated electrophoresis station provide quick and reliable results without the need for expensive robotic handling.

ナマルバ細胞におけるIL - 4依存性遺伝子発現のsiRNAのノックダウン：遺伝子発現研究を簡素化する自動化セルカウンターの使い方

The use of siRNA mediated gene knockdown is continuing to be an important tool in studies of gene expression.  siRNA studies are being conducted not only ...

Induction and Testing of Hypoxia in Cell Culture

Hypoxia is defined as the reduction or lack of oxygen in organs, tissues, or cells. This decrease of oxygen tension can be due to a reduced supply in oxygen (causes include insufficient blood vessel network, defective blood vessel, and anemia) or to an increased consumption of oxygen relative to the supply (caused by a sudden higher cell proliferation rate). Hypoxia can be physiologic or pathologic such as in solid cancers 1-3, rheumatoid arthritis, atherosclerosis etc&#x2026; Each tissues and cells have a different ability to adapt to this new condition. During hypoxia, hypoxia inducible factor alpha (HIF) is stabilized and regulates various genes such as those involved in angiogenesis or transport of oxygen 4. The stabilization of this protein is a hallmark of hypoxia, therefore detecting HIF is routinely used to screen for hypoxia 5-7. 
In this article, we propose two simple methods to induce hypoxia in mammalian cell cultures and simple tests to evaluate the hypoxic status of these cells.

Here we propose simple methods to induce hypoxia in cell cultures and simple tests to evaluate the hypoxic status of the cultures.

細胞培養で誘導し、低酸素のテスト

Hypoxia is defined as the reduction or lack of oxygen in organs, tissues, or cells.  This decrease of oxygen tension can be due to a reduced supply in ...

In vitro Transcription and Capping of Gaussia Luciferase mRNA Followed by HeLa Cell Transfection

In vitro transcription is the synthesis of RNA transcripts by RNA polymerase from a linear DNA template containing the corresponding promoter sequence (T7, T3, SP6) and the gene to be transcribed (Figure 1A). A typical transcription reaction consists of the template DNA, RNA polymerase, ribonucleotide triphosphates, RNase inhibitor and buffer containing Mg2+ ions.
Large amounts of high quality RNA are often required for a variety of applications. Use of in vitro transcription has been reported for RNA structure and function studies such as splicing1, RNAi experiments in mammalian cells2, antisense RNA amplification by the "Eberwine method"3, microarray analysis4 and for RNA vaccine studies5. The technique can also be used for producing radiolabeled and dye labeled probes6. Warren, et al. recently reported reprogramming of human cells by transfection with in vitro transcribed capped RNA7. The T7 High Yield RNA Synthesis Kit from New England Biolabs has been designed to synthesize up to 180 &mu;g RNA per 20 &mu;l reaction. RNA of length up to 10kb has been successfully transcribed using this kit. Linearized plasmid DNA, PCR products and synthetic DNA oligonucleotides can be used as templates for transcription as long as they have the T7 promoter sequence upstream of the gene to be transcribed.
Addition of a 5' end cap structure to the RNA is an important process in eukaryotes. It is essential for RNA stability8, efficient translation9, nuclear transport10 and splicing11. The process involves addition of a 7-methylguanosine cap at the 5' triphosphate end of the RNA. RNA capping can be carried out post-transcriptionally using capping enzymes or co-transcriptionally using cap analogs. In the enzymatic method, the mRNA is capped using the Vaccinia virus capping enzyme12,13. The enzyme adds on a 7-methylguanosine cap at the 5' end of the RNA using GTP and S-adenosyl methionine as donors (cap 0 structure). Both methods yield functionally active capped RNA suitable for transfection or other applications14 such as generating viral genomic RNA for reverse-genetic systems15 and crystallographic studies of cap binding proteins such as eIF4E16.
In the method described below, the T7 High Yield RNA Synthesis Kit from NEB is used to synthesize capped and uncapped RNA transcripts of Gaussia luciferase (GLuc) and Cypridina luciferase (CLuc). A portion of the uncapped GLuc RNA is capped using the Vaccinia Capping System (NEB). A linearized plasmid containing the GLuc or CLuc gene and T7 promoter is used as the template DNA. The transcribed RNA is transfected into HeLa cells and cell culture supernatants are assayed for luciferase activity. Capped CLuc RNA is used as the internal control to normalize GLuc expression.

In vitro Transcription and Capping of Gaussia Luciferase mRNA Followed by HeLa Cell Transfection

This method describes high yield in vitro synthesis of both capped and uncapped mRNA from a linearized plasmid containing the Gaussia luciferase (GLuc) gene. The RNA is purified and a fraction of the uncapped RNA is enzymatically capped using the Vaccinia virus capping enzyme. In the final step, the mRNA is transfected into HeLa cells and cell culture supernatants are assayed for luciferase activity.

HeLa細胞のトランスフェクションに続いてGaussiaルシフェラーゼmRNA のインビトロ転写とキャッピングの

In vitro transcription is the synthesis of RNA transcripts by RNA polymerase from a linear DNA template containing the corresponding promoter sequence ...

Metabolic Labeling of Leucine Rich Repeat Kinases 1 and 2 with Radioactive Phosphate

Leucine rich repeat kinases 1 and 2 (LRRK1 and LRRK2) are paralogs which share a similar domain organization, including a serine-threonine kinase domain, a Ras of complex proteins domain (ROC), a C-terminal of ROC domain (COR), and leucine-rich and ankyrin-like repeats at the N-terminus. The precise cellular roles of LRRK1 and LRRK2 have yet to be elucidated, however LRRK1 has been implicated in tyrosine kinase receptor signaling1,2, while LRRK2 is implicated in the pathogenesis of Parkinson's disease3,4. In this report, we present a protocol to label the LRRK1 and LRRK2 proteins in cells with 32P orthophosphate, thereby providing a means to measure the overall phosphorylation levels of these 2 proteins in cells. In brief, affinity tagged LRRK proteins are expressed in HEK293T cells which are exposed to medium containing 32P-orthophosphate. The 32P-orthophosphate is assimilated by the cells after only a few hours of incubation and all molecules in the cell containing phosphates are thereby radioactively labeled. Via the affinity tag (3xflag) the LRRK proteins are isolated from other cellular components by immunoprecipitation. Immunoprecipitates are then separated via SDS-PAGE, blotted to PVDF membranes and analysis of the incorporated phosphates is performed by autoradiography (32P signal) and western detection (protein signal) of the proteins on the blots. The protocol can readily be adapted to monitor phosphorylation of any other protein that can be expressed in cells and isolated by immunoprecipitation.

Leucine rich repeat kinases 1 and 2 (LRRK1 and LRRK2) are multidomain proteins which encode both GTPase and kinase domains and which are phosphorylated in cells. Here, we present a protocol to label LRRK1 and LRRK2 in cells with 32P orthophosphate, thereby providing a means to measure their overall cellular phophorylation levels.

ロイシンリッチの代謝標識は、放射性リン酸キナーゼ1および2を繰り返します

Leucine rich repeat kinases 1 and 2 (LRRK1 and LRRK2) are paralogs which share a similar domain organization, including a serine-threonine kinase domain, ...

Analysis of Global RNA Synthesis at the Single Cell Level following Hypoxia

Hypoxia or lowering of the oxygen availability is involved in many physiological and pathological processes. At the molecular level, cells initiate a particular transcriptional program in order to mount an appropriate and coordinated cellular response. The cell possesses several oxygen sensor enzymes that require molecular oxygen as cofactor for their activity. These range from prolyl-hydroxylases to histone demethylases. The majority of studies analyzing cellular responses to hypoxia are based on cellular populations and average studies, and as such single cell analysis of hypoxic cells are seldom performed. Here we describe a method of analysis of global RNA synthesis at the single cell level in hypoxia by using Click-iT RNA imaging kits in an oxygen controlled workstation, followed by microscopy analysis and quantification.&nbsp; Using cancer cells exposed to hypoxia for different lengths of time, RNA is labeled and measured in each cell. This analysis allows the visualization of temporal and cell-to-cell changes in global RNA synthesis following hypoxic stress.

We describe a technique for analysis of global RNA synthesis in hypoxia using imaging. Click-chemistry labeling of RNA has not previously been performed under hypoxia and allows visualization of global RNA changes at the single cell level. This approach complements the existing averaged RNA techniques, allowing direct visualization of cell-to-cell changes in global RNA synthesis.

低酸素症後単一細胞レベルでのグローバルのRNA合成の分析

Hypoxia or lowering of the oxygen availability is involved in many physiological and pathological processes. At the molecular level, cells initiate a ...

Measurement of Metabolic Rate in Drosophila using Respirometry

Metabolic disorders are a frequent problem affecting human health. Therefore, understanding the mechanisms that regulate metabolism is a crucial scientific task. Many disease causing genes in humans have a fly homologue, making Drosophila a good model to study signaling pathways involved in the development of different disorders. Additionally, the tractability of Drosophila simplifies genetic screens to aid in identifying novel therapeutic targets that may regulate metabolism. In order to perform such a screen a simple and fast method to identify changes in the metabolic state of flies is necessary. In general, carbon dioxide production is a good indicator of substrate oxidation and energy expenditure providing information about metabolic state. In this protocol we introduce a simple method to measure CO2 output from flies. This technique can potentially aid in the identification of genetic perturbations affecting metabolic rate.

Measurement of Metabolic Rate in Drosophila using Respirometry

Metabolic disorders are among one of the most common diseases in humans. The genetically tractable model organism D. melanogaster can be used to identify novel genes that regulate metabolism. This paper describes a relatively simple method which allows studying the metabolic rate in flies by measuring their CO2 production.

代謝率の測定に<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt;呼吸計測を使用した

Metabolic disorders are a frequent problem affecting human health. Therefore, understanding the mechanisms that regulate metabolism is a crucial ...

Targeted RNA Sequencing Assay to Characterize Gene Expression and Genomic Alterations

RNA sequencing (RNAseq) is a versatile method that can be utilized to detect and characterize gene expression, mutations, gene fusions, and noncoding RNAs. Standard RNAseq requires 30 - 100 million sequencing reads and can include multiple RNA products such as mRNA and noncoding RNAs. We demonstrate how targeted RNAseq (capture) permits a focused study on selected RNA products using a desktop sequencer. RNAseq capture can characterize unannotated, low, or transiently expressed transcripts that may otherwise be missed using traditional RNAseq methods. Here we describe the extraction of RNA from cell lines, ribosomal RNA depletion, cDNA synthesis, preparation of barcoded libraries, hybridization and capture of targeted transcripts and multiplex sequencing on a desktop sequencer. We also outline the computational analysis pipeline, which includes quality control assessment, alignment, fusion detection, gene expression quantification and identification of single nucleotide variants. This assay allows for targeted transcript sequencing to characterize gene expression, gene fusions, and mutations.

We describe a targeted RNA sequencing-based method that includes preparation of indexed cDNA libraries, hybridization and capture with custom probes and data analysis to interrogate selected transcripts for gene expression, mutations, and gene fusions. Targeted RNAseq permits cost-effective, rapid evaluation of selected transcripts on a desktop sequencer.

遺伝子発現およびゲノム変化を特徴づけるために、RNAシーケンシングアッセイをターゲットに

RNA sequencing (RNAseq) is a versatile method that can be utilized to detect and characterize gene expression, mutations, gene fusions, and noncoding ...

Detection of RNA-binding Proteins by In Vitro RNA Pull-down in Adipocyte Culture

RNA-binding proteins (RBPs) are emerging as a regulatory layer in the development and function of adipose. RBPs play a key role in the gene expression regulation at posttranscriptional levels by affecting the stability and translational efficiency of target mRNAs. RNA pull-down technique has been widely used to study RNA-protein interaction, which is necessary to elucidate the mechanism underlying RBPs&#39; as well as long non-coding RNAs&#39; (lncRNAs) function. However, the high lipid abundance in adipocytes poses a technical challenge in conducting this experiment. Here a detailed RNA pull-down protocol is optimized for primary adipocyte culture. An RNA fragment from androgen receptor&#39;s (AR) 3&#39; untranslated region (3&#39;UTR) containing an adenylate-uridylate-rich elementwas used as an example to demonstrate how to retrieve its RBP partner, HuR protein, from adipocyte lystate. The method described here can be applied to detect the interactions between RBPs and noncoding RNAs, as well as between RBPs and coding RNAs.

Detection of RNA-binding Proteins by In Vitro RNA Pull-down in Adipocyte Culture

An RNA pull-down protocol is optimized here for detection of interactions between RNA-binding proteins (RBPs) and noncoding as well as coding RNAs. An RNA fragment from androgen receptor (AR) was used as an example to demonstrate how to retrieve its RBP from lystate of primary brown adipocytes.

RNA結合タンパク質の検出によって、<em&gt;インビトロ</em脂肪細胞培養における&gt; RNAプルダウン

RNA-binding proteins (RBPs) are emerging as a regulatory layer in the development and function of adipose. RBPs play a key role in the gene expression ...