この作品は、リンケージプロジェクト助成LP120100264下オーストラリアリサーチ評議会によってサポートされていました。

1。らせん神経節ニューロンの文化<ol><li>オートクレーブ内の小さな丸い（ 例えば直径10mm）カバーガラスと湾曲鉗子を滅菌。滅菌ピンセットを用いて、滅菌4リング35ミリメートルペトリ皿または4ウェルプレートの各ウェルに滅菌カバースリップを転送します。最大48時間までのためのインキュベーター（37℃）でカバースリップと場所の上面にポリ-L-オルニチン（500μgの/ ml）とマウスラミニン（0.01 mg / ml）で150μlのを適用します。カバースリップは井戸の底から離れて浮いていないことを確認してください。 </li><li> 47.5ミリリットル神経細胞用基礎、0.5ミリリットルN 2サプリメント、1ミリリットルB27サプリメント、0.5ミリリットルのL-グルタミン、および0.5 mlのペニシリン-ストレプトマイシン：各神経培養用の50ミリリットル滅菌神経細胞用基礎培地（NBM）を準備。注：サプリメントが凍結することができ、-20℃で保存し、必要な日に培地に添加。 </li><li> 、前述の20,21として産後4-7日のラットの仔から私たちをらせん神経節ニューロンを解離（0.025％トリプシンおよび0.001％DNアーゼI）酵素的および機械的なテクニックの両方をING。 Whitlon ら 22とビエラら 23を参照してください。 らせん神経節ニューロンの文化の詳細な手順については、またはパーカーら 24蝸牛軸分離のデモンストレーションのために。 </li><li>カバースリップから残っpoly-L-ornithine/laminin液を吸引し、NBMと簡潔に洗う。 </li><li>インキュベーター（37℃、10％CO 2）にカバースリップと場所に解離らせん神経節ニューロンの懸濁液150-200μLを加える。注意：最大20カバーガラスには、8仔ラットの平均リターから調製することができる。 </li><li>メッキニューロン4時間後には、細胞の破片を除去し、150から200μlを温め新鮮NBMと交換するための解決策を吸引。注：メディアは脱水症状を避けるために、毎日の補充が必要な場合があります。 </li><li>電気生理学的記録のために必要になるまでインキュベーターにカバースリップを返します。注：解離スパイラル神経節ニューロン培養物を4時間解離した後、二日後までのための電気生理学的実験のために使用することができる。 in vitroでの時間は、結果の分析時に考慮されるべきである。毎年24〜48時間をNBM補充。 </li></ol> 2。パッチクランプ記録のための準備<ol><li>溶液を調製<ol><li>細胞内（マイクロピペット）ソリューション：115 mMのK-グルコン酸、7のKCl、10mMのHEPES、0.05 mMのEGTA、2mMのの Na 2 ATP、2mMのMgATP、0.5mMのの Na 2 GTP（KOHでpH 7.3に調整し、295に合わせて調整ショ糖とミリオスモル/ kg）を。無菌フィルター（0.2ミクロン）を通してソリューションをパスし、記録の日まで-20℃で保存されるように200μlのアリコートに分ける。 </li><li>外（風呂）ソリューション：137のNaCl、5 mMの塩化カリウム、2mMのCaCl 2を、1のMgCl 2、10mMのHEPES、10 mMグルコース（NaOHでpH7.4に調整し、ショ糖と300から310ミリオスモル/ kgの調整） 。この溶液は、記録日に行われる。 </li></ol></li><li> MΩ2-6の抵抗で記録マイクロピペットを準備します。とホウケイ酸ガラス（1.0ミリメートル外径、0.58ミリメートル、内径、75ミリメートル長さ）、我々は、CO 2レーザープラー（サターインスツルメンツP-2000）を使用します。 </li><li>レーザーを準備します。このプロトコルは、オプトテックP / Lからそのような1870 nmの赤外線神経刺激としてファイバ結合レーザを使用するためのものです我々の実験では、光配信に使用される光ファイバの両端（AFWテクノロジーズMM1-FC2-200/220-5-Cで0.22の開口数で220分の200μmのコア/クラッド径シリカ繊維およびFC-PCコネクタです-0.22）。パッチコードは、2つのファイバピグテール（ すなわち一端にコネクタ接続や他で切断）を生成するために半分にカットされた。 Thompson らにより詳細に検討されたレーザ誘起温度変化のファイバーコア径と開口数の影響図25 <ol><li>劈開標準的な技術を用いた光伝送ファイバの先端と結果の先端が光学顕微鏡（ すなわち先端が繊維軸に垂直で、ビジュアル検査時にフラットに表示されます）で観察することにより、高品質であることを確認してください。コネクタ（ 例えばソーラボADAFC2）を通じて適切なを使用して刺激レーザーのファイバー結合出力に光配信ファイバーを接続します。 </li><li>適切な楽器（LM-3検出ヘッドと例えばコヒーレントFieldMateの）を使用して、光送達繊維の切断された先端から出力レーザパワーを測定します。これは、レーザパワーの光送達ファイバが切断されたり、かなりの調整が（ 例えば 、1研究室から別の輸送）レーザーに対して行われるたびにチェックすることをお勧めします。 </li><li>ファイバーチャックまたは同等のデバイスと貼る適切なマイクロポジショナーにチャックに光配信ファイバーを挿入します。正確には光ファイバがカバースリップとなす角度θを決定できることが重要である。このANGLeは実験装置の写真を撮影し、角度を得るために、画像処理ソフトウェア（ 例えば、ImageJの）を用いて測定することができる。特に顕微鏡 - 角度θ（または可能な角度の範囲）は、主に実験装置の空間的な限界によって制約されます。我々の実験ではθの典型的な値は、（正立顕微鏡に基づいて）36°の周り、しかし最適な角度（倒立顕微鏡を用いたものなど ）別のセットアップのために大きく異なる場合があります。 </li><li>レーザおよび図2に示すように、パッチクランプデータ取得システム（ 例えば Digidata 1440A、Molecular Devices社）との間の接続を行う。パッチクランプデータ収集システムからのデジタル出力は、それが可能なデータ収集システムの独立したレーザパルスパラメータを指定すること、外部ファンクション·ジェネレータを介してレーザに接続されるべきである。あるいは、この出力は、直接接続することができレーザドライバ（パルス長とデータ収集ソフトウェアによって設定される繰り返し率を必要とする）。いずれの場合も、レーザをトリガするために使用される信号は、レーザパルスのタイミング及び長さを電気生理学的信号を同時に記録することができることを保証するためにデータ収集システムの入力に接続する必要があります。 </li></ol></li></ol> 3。 INSの調査のためのパッチクランプ記録<ol><li>細胞外溶液で灌流システムの適切な容器を充填1〜2 ml /分の速度で浴の灌流を提供するために、流量を調整。我々は解決策の急速加熱、吸引によって使用済み溶液を除去するための蠕動ポンプを有効にするには、インラインヒーターで重力供給システム（アスピレーターボトル、ピンチバルブ、およびPE管）を使用します。 </li><li>正立顕微鏡の記録室（風呂）に培養細胞を用いたカバースリップを置きます。高倍率の水浸対物レンズ（Eを使用するg。40X）と位相差（ 例えば微分干渉コントラストやDodtグラデーションコントラスト）、視覚文化の中でらせん神経節ニューロンを見つけます。 図1aに示すように、典型的ならせん神経節ニューロンは、位相明るいラウンドと著名な核を持つ直径約15μmである。 </li><li>ニューロンが配置されると、低倍率の対物レンズ（ 例えば 10倍）に切り替えて、視野内のターゲットニューロンを見つけます。 </li><li>次の手順を実行し（または同等）を使用して、所定の位置に光送達光ファイバを移動： <ol><li>先端が水平方向と垂直面の両方でターゲットニューロンに近くなるまで、出力ファイバを移動するマイクロポジショナーを使用します。ファイバーチップの垂直位置は、対物レンズを上下に移動（フォーカス走査）によって確認することができる。 </li><li>高倍率の対物レンズに戻り、Tの隣の意図された位置での光ファイバの先端を位置付ける彼ニューロン（ 図2挿入図参照）。繊維の垂直位置を調整するときに、それが繊維の下端は、繊維の位置の不確実性を最小化するために、カバースリップ（ すなわち、ちょうど触れる）上に載っていることが重要である。水平面内で最適なアライメントは繊維がカバースリップおよび繊維半径rとなす角度θに依存します。ターゲットニューロンの中心が繊維軸に沿って位置するようにファイバを位置決めするために、繊維の上縁と標的細胞との間の水平距離がなければならない Δ ターゲット = R（cosecθ - 2罪θ）、 どこに負の値は、光ファイバ張り出しセルことを示すことになる。ファイバを整列するとき、繊維の上端からニューロンの中心との間のΔ ターゲットの距離は約目視検査によって達成することができる。しかしΔ ターゲットはするように設計されて唯一の大まかなガイドラインとしての役割を果たす。繊維の上端とニューロンの中心間の実際の距離ΔはΔ ターゲット （ 図1のように）から測定可能とは異なるような繊維を配置することの中心から両方の半径方向変位（ すなわちの効果への洞察を提供することができますターゲットニューロンに対する相対光のビーム）と軸方向変位（繊維軸に沿って、すなわち ）。典型的なマルチモードファイバのビームプロファイルを良くトップハット分布26、局所的に吸収されるエネルギー（温度）の低下によって近似されるため、 すなわち、 -例えば、Δ設定≈0は、セルの近傍の局所温度を上昇させることが期待されるビームの中心からずれによる、セルに近いファイバ端面を移動させるから吸収されたエネルギーの増加に比べて最小である。 注意は、正確かつ反復可能POなどの繊維を配置するために取られるべきであるが視覚的な手がかり、ターゲットニューロン（ 例えば Δ）に対してファイバー位置の正確な測定を使用してssibleは、所定の距離離れてそれを配置するよりも重要である。プロトコールのステップ3.8.2で説明したようにΔは、画像解析によって（±3μmの推定最大不確実性）を決定することができる。いくつかの実験5,8においては、白色光源は、所望の細胞を標的とするために、ファイバを介して接続されている。このアプローチは、標的領域からの散乱光の強度は、これらの浅い角度（θ）で相対的に低かったように、正立顕微鏡の設定で効果がないことが判明した。 </li><li>繊維が所定の位置になったら、マイクロピペットの簡単なポジショニングを可能にするために既知の量でそれを外に移動。繊維は、その後ニューラル記録が達成される元の位置に戻すことができる。 </li></ol></li><li>細胞内液でマイクロピペットを記入し、しっかりと頭の上に、所定の位置に収まるアンプの田下（ 例えば Multiclamp 700B、Molecular Devices社）。微小電極ホルダーの側に取り付けられたチューブを使用して、マイクロピペットの詰まりを防止するために、正圧の少量を適用する。 </li><li>マイクロマニピュレータを使用して、単にターゲットニューロン上の位置にマイクロピペットを移動します。 </li><li>全細胞記録のためのプロトコル： <ol><li> 10ミリ秒、アンプの電圧クランプモードで+10 mVの方形波パルス（ 例えばシールテスト）を適用し、0 nAのにベースライン信号のマイクロピペット電位（ピペットオフセット）を調整します。シールテストは、微小電極の抵抗値が所望の範囲（ - MΩ6 例 2）内にあるかどうかを決定するために使用されるべきである。 </li><li>抵抗を監視しながら、静かにターゲットニューロンの表面にマイクロピペットを配置するマイクロマニピュレータの微調整を使用しています。マイクロピペットのニューロンに接触しているときに、抵抗（MΩ〜0.5〜1による）増加する。私mmediately抵抗増加に続いて、正の流体圧力を取り除き、小さな負圧を適用する。一度抵抗が10に合格しています- 20MΩ、保持レベル（-60 mVの周りなど ）に膜電位固定してください。 </li><li>電極抵抗は、効果的なシールが（ &#39;ギガシール&#39;と呼ばれる）は、細胞膜とマイクロピペットとの間に形成されていることを示す、1GΩを超えるまで増加し続けなければならない。この時点で、マイクロピペットからすべての流体圧力を取り除く。 </li><li>ギガシールが形成された後、短い電流パルス（25〜100マイクロ秒、+1 V）を使用するか、または破壊細胞膜に負の流体圧の簡単なパルスを、全セル構成を実現する。 </li><li>膜容量、直列抵抗とシールテストパルス中の電流に取り付けられた指数曲線から決定された入力抵抗を記録する。その後、スイッチポートと、アンプのCpFastとCpSlowコントロールを調整することにより、静電容量のトランジェントを最小化hは全細胞モードにアンプ、フラット現在までの容量や抵抗を補償は、シール試験中に観測される。フラット試験シール応答を維持するために容量や抵抗制御を調整する。直列抵抗補償（70％〜70％予測補正）を適用する。 </li><li>アンプに電流クランプモードに切り替えます。静止膜電位（電流注入がない場合）に注意してください。希望のレベル（ 例えば -60 mVの）で膜電位を安定させる保持電流を設定します。ピペット容量を中和し、電圧降下のバランスをとるために、ブリッジバランスを調整する。 </li><li> （; 300ミリ秒持続+10 pAのステップで10から200 Pa）の現在の脱分極で刺激することによって、ニューロンの発火特性を確認してください。 </li></ol></li><li><ol><li>ニューロンの隣の位置に光ファイババックを移動します。 CCDカメラに結合されたイメージングソフトウェアを使用して、ターゲット神経に対する繊維の位置の画像をキャプチャnは、最初にニューロンの面に焦点を当て、その後、光ファイバの上端にある（ 図1を参照）。 </li><li>得られた画像のその後の分析（ 例えば、 図1bおよび図1c）によってそれを正確Δ（目標ニューロンの中心に光ファイバ相対の上縁の位置）を決定することができる。一度Δが知られている、そのようなファイバ端面からターゲットニューロン（繊維軸に沿って）z及びビームδrの中心からのニューロンの半径方向変位との距離などのパラメータは、単純な三角法関係を用いて計算することができる。 Z = R罪2θ+ΔCOSθ δ はr =（（R COS2θ - Δ罪θ）2 +ΔY2）1/2、 ΔYがファイバ軸と上方から見たニューロンの中心との間の距離である（ 例えば、それ自体eは図1）。 これらの位置パラメータの正確な知識が刺激プロセス25の間で可能な違いを解決するために必要になることがありますように分析は、細胞から細胞へのアカウントの位置のばらつきを考慮すべきである。 </li></ol></li></ol> 4。 INS実験<ol><li>電流クランプまたは電圧クランプ構成のいずれかで電気生理学的データを記録しながら、必要なパラメータ（ 例えば電力、パルス長、繰り返し率など）で刺激レーザーを実行します。我々のレーザで、光パワーは、レーザドライバへの直接入力を介して制御され、各記録前に手動で指定されている。パルス長及び繰り返し率は、外部信号発生器またはデータ収集ソフト（ステップ2.3.4を参照）のいずれかによって制御することができる。データはパッチクランプチャンネルとレーザートリガチャンネルの両方から記録されていることを確認します。 </li></ol>及ぶ長さのレーザーパルス周りに500マイクロ秒〜15ミリ秒、パルス当たり約0.25から5 mJののエネルギーから、一般的に測定可能な電気的な応答が得られます。それは、このパラメータの影響を最小限にするため、1ヘルツ以下となるようにレーザパルスの繰り返し率を設定すると、最初の実験のために有用であり得る。記録された信号の変化を示す典型的な結果は、次の節に示されている。

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	<li>Wells, J., Kao, C., Jansen, E. D., Konrad, P., Mahadevan-Jansen, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Application+of+infrared+light+for+in+vivo+neural+stimulation.">Application of infrared light for in vivo neural stimulation.</a> Journal of Biomedical Optics. 10, 064003 (2005).</li><li>Richter, C. P., Matic, A. I., Wells, J. D., Jansen, E. D., Walsh, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neural+stimulation+with+optical+radiation.">Neural stimulation with optical radiation.</a> Laser &amp; Photonics Reviews. 5, 68-80 (2011).</li><li>Kramer, R. H., Fortin, D. L., Trauner, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=New+photochemical+tools+for+controlling+neuronal+activity.">New photochemical tools for controlling neuronal activity.</a> Current Opinion in Neurobiology. 19, 544-552 (2009).</li><li>Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Millisecond-timescale+genetically+targeted+optical+control+of+neural+activity.">Millisecond-timescale genetically targeted optical control of neural activity.</a> Nature Neuroscience. 8, 1263-1268 (2005).</li><li>Albert, E. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Trpv4+channels+mediate+the+infrared+laser-evoked+response+in+sensory+neurons.">Trpv4 channels mediate the infrared laser-evoked response in sensory neurons.</a> Journal of Neurophysiology. 107, 3227-3234 (2012).</li><li>Wells, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Biophysical+mechanisms+of+transient+optical+stimulation+of+peripheral+nerve.">Biophysical mechanisms of transient optical stimulation of peripheral nerve.</a> Biophysical Journal. 93, 2567-2580 (2007).</li><li>Shapiro, M. G., Homma, K., Villarreal, S., Richter, C. -. P., Bezanilla, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Infrared+light+excites+cells+by+changing+their+electrical+capacitance.">Infrared light excites cells by changing their electrical capacitance.</a> Nature Communications. 3, 736 (2012).</li><li>Bec, J. -. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characteristics+of+laser+stimulation+by+near+infrared+pulses+of+retinal+and+vestibular+primary+neurons.">Characteristics of laser stimulation by near infrared pulses of retinal and vestibular primary neurons.</a> Lasers in Surgery and Medicine. 44, 736-745 (2012).</li><li>Dittami, G. M., Rajguru, S. M., Lasher, R. A., Hitchcock, R. W., Rabbitt, R. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Intracellular+calcium+transients+evoked+by+pulsed+infrared+radiation+in+neonatal+cardiomyocytes.">Intracellular calcium transients evoked by pulsed infrared radiation in neonatal cardiomyocytes.</a> Journal of Physiology (London). 589, 1295-1306 (2011).</li><li>Izzo, A. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laser+stimulation+of+auditory+neurons:+Effect+of+shorter+pulse+duration+and+penetration+depth.">Laser stimulation of auditory neurons: Effect of shorter pulse duration and penetration depth.</a> Biophysical Journal. 94, 3159-3166 (2008).</li><li>Wells, J., Konrad, P., Kao, C., Jansen, E. D., Mahadevan-Jansen, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Pulsed+laser+versus+electrical+energy+for+peripheral+nerve+stimulation.">Pulsed laser versus electrical energy for peripheral nerve stimulation.</a> Journal of Neuroscience Methods. 163, 326-337 (2007).</li><li>Teudt, I. U., Nevel, A. E., Izzo, A. D., Walsh, J. T., Richter, C. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+stimulation+of+the+facial+nerve:+A+new+monitoring+technique.">Optical stimulation of the facial nerve: A new monitoring technique.</a> Laryngoscope. 117, 1641-1647 (2007).</li><li>Jenkins, M. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+pacing+of+the+embryonic+heart.">Optical pacing of the embryonic heart.</a> Nature Photonics. 4, 623-626 (2010).</li><li>Izzo, A. D., Richter, C. P., Jansen, E. D., Walsh, J. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laser+stimulation+of+the+auditory+nerve.">Laser stimulation of the auditory nerve.</a> Lasers in Surgery and Medicine. 38, 745-753 (2006).</li><li>Izzo, A. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Selectivity+of+neural+stimulation+in+the+auditory+system:+A+comparison+of+optic+and+electric+stimuli.">Selectivity of neural stimulation in the auditory system: A comparison of optic and electric stimuli.</a> J. Biomed. Opt. 12, 021008 (2007).</li><li>Richter, C. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+stimulation+of+auditory+neurons:+Effects+of+acute+and+chronic+deafening.">Optical stimulation of auditory neurons: Effects of acute and chronic deafening.</a> Hearing Research. 242, 42-51 (2008).</li><li>Littlefield, P. D., Vujanovic, I., Mundi, J., Matic, A. I., Richter, C. P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laser+stimulation+of+single+auditory+nerve+fibers.">Laser stimulation of single auditory nerve fibers.</a> Laryngoscope. 120, 2071-2082 (2010).</li><li>Izzo, A. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+parameter+variability+in+laser+nerve+stimulation:+A+study+of+pulse+duration,+repetition+rate,+and+wavelength.">Optical parameter variability in laser nerve stimulation: A study of pulse duration, repetition rate, and wavelength.</a> IEEE Transactions on Biomedical Engineering. 54, 1108-1114 (2007).</li><li>Sakmann, B., Neher, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Patch+clamp+techniques+for+studying+ionic+channels+in+excitable-membranes.">Patch clamp techniques for studying ionic channels in excitable-membranes.</a> Annual Review of Physiology. 46, 455-472 (1984).</li><li>Needham, K., Nayagam, B. A., Minter, R. L., O'Leary, S. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Combined+application+of+brain-derived+neurotrophic+factor+and+neurotrophin-3+and+its+impact+on+spiral+ganglion+neuron+firing+properties+and+hyperpolarization-activated+currents.">Combined application of brain-derived neurotrophic factor and neurotrophin-3 and its impact on spiral ganglion neuron firing properties and hyperpolarization-activated currents.</a> Hearing Research. 291, 1-14 (2012).</li><li>Coleman, B., Fallon, J. B., Pettingill, L. N., de Silva, M. G., Shepherd, R. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Auditory+hair+cell+explant+co-cultures+promote+the+differentiation+of+stem+cells+into+bipolar+neurons.">Auditory hair cell explant co-cultures promote the differentiation of stem cells into bipolar neurons.</a> Experimental Cell Research. 313, 232-243 (2007).</li><li>Whitlon, D. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Survival+and+morphology+of+auditory+neurons+in+dissociated+cultures+of+newborn+mouse+spiral+ganglion.">Survival and morphology of auditory neurons in dissociated cultures of newborn mouse spiral ganglion.</a> Neuroscience. 138, 653-662 (1016).</li><li>Vieira, M., Christensen, B. L., Wheeler, B. C., Feng, A. S., Kollmar, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Survival+and+stimulation+of+neurite+outgrowth+in+a+serum-free+culture+of+spiral+ganglion+neurons+from+adult+mice.">Survival and stimulation of neurite outgrowth in a serum-free culture of spiral ganglion neurons from adult mice.</a> Hearing Research. 230, 17-23 (2007).</li><li>Parker, M., Brugeaud, A., Edge, A. S. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Primary+culture+and+plasmid+electroporation+of+the+murine+organ+of+corti.">Primary culture and plasmid electroporation of the murine organ of corti.</a> J. Vis. Exp. (36), e1685 (2010).</li><li>Thompson, A. C., Wade, S. A., Brown, W. G. A., Stoddart, P. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modeling+of+light+absorption+in+tissue+during+infrared+neural+stimulation.">Modeling of light absorption in tissue during infrared neural stimulation.</a> Journal of Biomedical Optics. 17, 075002 (2012).</li><li>Snyder, A. W., Love, J. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> Optical Waveguide Theory. , (1983).</li><li>Thompson, A. C., Wade, S. A., Cadusch, P. J., Brown, W. G. A., Stoddart, P. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Modelling+of+the+temporal+effects+of+heating+during+infrared+neural+stimulation.">Modelling of the temporal effects of heating during infrared neural stimulation.</a> J. Biomed. Opt. 18, 035004-0310 (2013).</li><li>Yao, J., Liu, B. Y., Qin, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+temperature+jump+by+infrared+diode+laser+irradiation+for+patch-clamp+studies.">Rapid temperature jump by infrared diode laser irradiation for patch-clamp studies.</a> Biophysical Journal. 96, 3611-3619 (2009).</li></ol>

著者らは、開示することは何もありません。

本論文で概説プロトコルを使用すると、それは抽出して文化らせん神経節ニューロンと全細胞パッチクランプ実験を行うことにより、レーザー誘発電気的活動を調査することが可能である。 インビトロで使用される場合、パッチクランプ法は、 インビボでは達成できない実験パラメータの制御のレベルを提供する。このような波長、パルスエネルギー、パルス長、パルス形状?...

神経生理学や医療バイオニクスの分野では、神経組織の電気応答の制御可能な刺激を可能な技術に大きく依存しています。電気刺激は、神経興奮で金本位まま神経応答、および組織1を取り巻くへの電流の広がりに起因する刺激の特異性の欠如を記録するとき、そのような刺激アーチファクトの存在など多くの欠点に悩まされる。 最後の二十年は、光学的に媒介刺激技術の開発2を見てきました。これらの技術のいくつかは、どちらも、いずれかの特定の分子を添加する（ 例えば、ケージ分子）3または遺伝子操作（ 例えば、光遺伝学）4のいくつかのフォームを、標的組織の変更を必要とする研究の設定の外側に適用することが容易である。特に興味深いのは、そのため赤外線神経刺激（INS）、wherebですyは神経組織、パルス赤外レ​​ーザ光により励起される。 INSは、神経組織2の高度に特異的な、非接触刺激を可能にすることで、電気刺激の欠点の多くを克服する可能性を秘めている。 INSが正常にin vivoでのさまざまな設定で実証されているがしかし、励起の正確なメカニズムは不明である。 最近の出版物は5-7 INSのメカニズムを解明に向けた進展を示している。水によるレーザ光の吸収による急速加熱が重要な役割を果たすと思われる。しかし、これを超えてコンセンサスがまだ到達しなければならない。シャピロら 7は、急速加熱が、細胞膜およびその後の脱分極の静電容量の変化をもたらす、細胞膜に隣接する荷電粒子の分布の摂動を引き起こすことにより、非常に一般的なメカニズムを提案する。また、アルバートら 5はそのLASE ​​を主張rを誘発加熱イオンが細胞膜を通過させ、温度感受性イオンチャネル（一過性受容体電位バニロイドチャネル）の特定のクラスを活性化する。この段階では、これらのメカニズムはまだ同定されている更なる要素があるかどうかを実際に組み合わせる、またはどのように不明である。 出版物の少数の（参考文献5,7-9） インビトロで INSを調査してきたが、この分野で公開され、作業の大部分は（ 例えば、参照1,6,10-18） インビボで行われている。聴覚ニューロンの赤外線刺激は人工内耳10,14-18の潜在的なアプリケーションに起因し、特に関心のある領域、となっています。 in vivoでの実験では様々な設定での技術、 試験管内試験ではによって与えられる制御の増加レベルメカのより詳細な理解につながることが期待されての有効性を検証することが重要である一方INSの責任anism。このレポートには、これらも聴覚系から既存データの大本体に連結しながら基本的なメカニズムを研究するために使用することができるように、パッチクランプ調査培養らせん神経節ニューロンの調製を記載する。 パッチクランプ法は、単一細胞における電気的活動を記録する手段を提供し、個々の基礎となる電流19の寄与を研究し、電気生理学的現象の調査のための優れたツールである。この技術は、例えば培養された螺旋神経節ニューロンの一次ニューロンのin vitroにおける安定調製に適用される場合には、深さが神経活性が制御され、操作されるメカニズムを研究する機会を提供する。 パッチクランプを通してらせん神経節ニューロンの電気的特性に及ぼすレーザー刺激の効果を調査するため、この作業のアウトライン法で指定されたプロトコルレコーディング。アプローチは、標準的な顕微鏡の構成を変更することなく安全な操作だけでなく、より簡単かつ再現性の配向を可能にする、ファイバ結合レーザではなく、自由空間レーザに基づいている。これらのプロトコルに基づいて、それがより明確にINSのメカニズムまたは機構を決定するために実験の広い範囲を行うことが可能であるべきである。

<table border="1">
 <tbody>
 <tr>
 <td>Name of Reagent/Material</td>
 <td>Company</td>
 <td>Catalog Number</td>
 <td>Comments</td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Cell culture materials and equipment </td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Glass coverslips</td>
 <td>Lomb Scientific</td>
 <td>CSC 10 1 GP</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>4-ring cell culture dish </td>
 <td>VWR International</td>
 <td>82050-542</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Poly-L-ornithine solution</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>P4957</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Laminin</td>
 <td>Invitrogen</td>
 <td>23017-015</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Curved forceps</td>
 <td>WPI</td>
 <td>14101</td>
 <td>Dumont #5 tweezers (45&deg; angle tip)</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>CO2 Incubator</td>
 <td>ThermoScientific</td>
 <td>Heracell 150i</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Table 1. Cell culture materials and equipment.</td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Neurobasal media</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Neurobasal A</td>
 <td>Gibco</td>
 <td>10888-022</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>N-2 supplement</td>
 <td>Invitrogen</td>
 <td>17502-048</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>B27 serum-free supplement</td>
 <td>Invitrogen</td>
 <td>17504-044</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Penicillin-Streptomycin</td>
 <td>Invitrogen</td>
 <td>15140-148</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>L-Glutamine</td>
 <td>Invitrogen</td>
 <td>25030-149</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Intracellular solution</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Potassium chloride</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>P4504</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>HEPES</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>H4034</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Potassium D-gluconate</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>G4500</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>EGTA</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>E3889</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Na2ATP</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>A2383</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>MgATP</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>A9187</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>NaGTP</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>G8877</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Potassium hydroxide</td>
 <td>LabServ</td>
 <td>BSPPL738.500</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Sucrose</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>S8501</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Extracellular solution </td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Sodium chloride</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>310166</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Potassium chloride</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>P4504</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>HEPES</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>H4034</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Calcium chloride</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>383147</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Magnesium chloride</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>M8266</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>D-Glucose</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>G8270</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Sodium hydroxide</td>
 <td>LabServ</td>
 <td>BSPSL740.500</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Sucrose</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>S8501</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Table 2. Solutions for cell culture and patch clamp. a) Neurobasal media. b) Intracellular solution. c) Extracellular solution.</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Upright microscope</td>
 <td>Zeiss </td>
 <td>AxioExaminerD1</td>
 <td>Equipped with Dodt contrast </td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Water-immersion objective</td>
 <td>Zeiss</td>
 <td>W Plan-APOCHROMAT 40x/0.75</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Platform and X-Y stage </td>
 <td>ThorLabs</td>
 <td>Burleigh Gibraltar</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Recording chamber</td>
 <td>Warner Instruments</td>
 <td>RC-26G</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Vibration isolation table</td>
 <td>TMC</td>
 <td>Micro-g 63-532</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>CCD Camera</td>
 <td>Diagnostic Instruments</td>
 <td>RT1200</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Camera software</td>
 <td>Diagnostic Instruments</td>
 <td>SPOT Basic</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>In-line solution heater</td>
 <td>Warner</td>
 <td>SH-27B</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Temperature controller</td>
 <td>Warner</td>
 <td>TC-324B</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Patch clamp amplifier</td>
 <td>Molecular Devices</td>
 <td>Multiclamp 700B</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Patch clamp data acquisition system</td>
 <td>Molecular Devices</td>
 <td>Digidata 1440A</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Micromanipulator</td>
 <td>Sutter Instruments</td>
 <td>MPC-325</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Micropipette glass</td>
 <td>Sutter Instruments</td>
 <td>GBF100-58-15</td>
 <td>Borosilicate glass with filament</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Micropipette Puller</td>
 <td>Sutter Instruments</td>
 <td>P2000</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Recording Software</td>
 <td>AxoGraph</td>
 <td></td>
 <td>Lab pack and electrophysiology tools</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Aspirator bottle</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>CLS12201L</td>
 <td>1 L Pyrex aspirator bottle, with outlet for tubing</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>PE Tubing</td>
 <td>Harvard</td>
 <td>PolyE #340</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Masterflex peristaltic pump</td>
 <td>Cole-Parmer</td>
 <td>HV-07554-85</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Table 3.Patch clamp equipment.</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>1,870 nm laser diode</td>
 <td>Optotech</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>200/220 &mu;m diameter multimode optical fiber patch cord (FC/PC)</td>
 <td>AFW Technologies</td>
 <td>MM1-FC2-200/220-5-C-0.22</td>
 <td>Light delivery optical fiber, silica core and cladding, 0.22 NA</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Optical fiber through connector (FC/PC)</td>
 <td>Thorlabs</td>
 <td>ADAFC2</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Optical fiber cleaver</td>
 <td>EREM</td>
 <td>FO1 </td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Optical fiber stripping tool (0.25 - 0.6 mm) </td>
 <td>Siemens</td>
 <td></td>
 <td>For removing optical fiber jacket</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Optical fiber stripping tool (0.6 - 1.0 mm)</td>
 <td>Siemens</td>
 <td></td>
 <td>For removing outer coating of patch cord</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Signal generator</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Any signal generator that can output the necessary pulse shapes and is capable of being externally triggered</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Optical fiber positioner</td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Custom made positioner. Could substitute with standard micropositioner used for patch clamp experiments</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Optical fiber chuck</td>
 <td>Newport</td>
 <td>FPH-DJ</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Laser power meter and detector head</td>
 <td>Coherent</td>
 <td>FieldMate (power meter) with LM-3 (detector head)</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td>Table 4. Laser equipment.</td>
 </tr>
 </tbody>
</table>

whole cell patch clamp for investigating the mechanisms of infrared neural stimulation

なお、パルス、赤外レーザ光が標的組織の更なる変形例の独立した神経組織の電気応答を誘発するために使用することができる近年では実証されている。赤外線神経刺激は、聴覚神経の神経細胞の刺激に示される特定の関心と、in vivoで末梢および感覚神経組織の様々報告されている。 INSは、これらの設定で動作するように示されているがしかし、赤外光は、神経興奮を引き起こすする機構（または機構）は、現在よく理解されていない。ここで紹介するプロトコルは、初代培養ニューロンにおける聴覚赤外線神経刺激の調査を容易にするように設計された全細胞パッチクランプ法が記載されている。十分に制御された条件下でin vitroでの赤外レーザ照射に対するこれらの細胞の応答を特徴付けることで、基本的な物理学会の改善された理解を得ることも可能であるlおよび生化学的プロセスは、赤外線神経刺激の基礎となる。

らせん神経節ニューロンは、電圧クランプと電流クランプ記録構成の両方で再現性のある波形のレーザー照射に応答します。 図3aは、2.5ミリ、0.8 mJのレーザーパルス（6から平均応答に応じて、細胞膜を横切る電流の流れの典型的な変化を示している-70 mVで、-60 mVで、-50 mVで開催された膜電位と1秒間隔で繰り返しレーザーパルス、）。ネット内向き電流が一貫した照明が停止した...

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Whole Cell Patch Clamp for Investigating the Mechanisms of Infrared Neural Stimulation

赤外線神経刺激は、聴覚系に関連するものを含む神経種類の範囲内の電気刺激の代替として提案されている。このプロトコルは一次聴覚神経細胞の培養における赤外線神経刺激のメカニズムを研究するためのパッチクランプ法を説明しています。

赤外線神経刺激のメカニズムを調査するための全細胞パッチクランプ

It has been  demonstrated in recent years that pulsed, infrared laser light can be used to  elicit electrical responses in neural tissue, independent of ...

whole-cell-patch-clamp-for-investigating-mechanisms-infrared-neural

Research

JoVE Journal

Neuroscience

20.8K ビュー.  Swinburne University of Technology. 赤外線神経刺激は、聴覚系に関連するものを含む神経種類の範囲内の電気刺激の代替として提案されている。このプロトコルは一次聴覚神経細胞の培養における赤外線神経刺激のメカニズムを研究するためのパッチクランプ法を説明しています。

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Investigating the Neural Mechanisms of Aware and Unaware Fear Memory with fMRI

Pavlovian fear conditioning is often used in combination with functional magnetic resonance imaging (fMRI) in humans to investigate the neural substrates of associative learning 1-5. In these studies, it is important to provide behavioral evidence of conditioning to verify that differences in brain activity are learning-related and correlated with human behavior. 
Fear conditioning studies often monitor autonomic responses (e.g. skin conductance response; SCR) as an index of learning and memory 6-8. In addition, other behavioral measures can provide valuable information about the learning process and/or other cognitive functions that influence conditioning. For example, the impact unconditioned stimulus (UCS) expectancies have on the expression of the conditioned response (CR) and unconditioned response (UCR) has been a topic of interest in several recent studies 9-14. SCR and UCS expectancy measures have recently been used in conjunction with fMRI to investigate the neural substrates of aware and unaware fear learning and memory processes 15. Although these cognitive processes can be evaluated to some degree following the conditioning session, post-conditioning assessments cannot measure expectations on a trial-to-trial basis and are susceptible to interference and forgetting, as well as other factors that may distort results 16,17 .
Monitoring autonomic and behavioral responses simultaneously with fMRI provides a mechanism by which the neural substrates that mediate complex relationships between cognitive processes and behavioral/autonomic responses can be assessed. However, monitoring autonomic and behavioral responses in the MRI environment poses a number of practical problems. Specifically, 1) standard behavioral and physiological monitoring equipment is constructed of ferrous material that cannot be safely used near the MRI scanner, 2) when this equipment is placed outside of the MRI scanning chamber, the cables projecting to the subject can carry RF noise that produces artifacts in brain images, 3) artifacts can be produced within the skin conductance signal by switching gradients during scanning, 4) the fMRI signal produced by the motor demands of behavioral responses may need to be distinguished from activity related to the cognitive processes of interest. Each of these issues can be resolved with modifications to the setup of physiological monitoring equipment and additional data analysis procedures. Here we present a methodology to simultaneously monitor autonomic and behavioral responses during fMRI, and demonstrate the use of these methods to investigate aware and unaware memory processes during fear conditioning.

A methodology to investigate the neural mechanisms that support aware and unaware memory processes during fear conditioning is described. This method monitors blood oxygen level dependent (BOLD) functional magnetic resonance imaging, skin conductance response, and unconditioned stimulus expectancy during Pavlovian fear conditioning to assess the neural correlates of distinct memory processes.

fMRIの持つ認識と非認識恐怖記憶の神経機構を調査する

Pavlovian fear conditioning is often used in combination with functional magnetic resonance imaging (fMRI) in humans to investigate the neural substrates ...

神経科学

A Computer-assisted Multi-electrode Patch-clamp System

The patch-clamp technique is today the most well-established method for recording electrical activity from individual neurons or their subcellular compartments. Nevertheless, achieving stable recordings, even from individual cells, remains a time-consuming procedure of considerable complexity. Automation of many steps in conjunction with efficient information display can greatly assist experimentalists in performing a larger number of recordings with greater reliability and in less time. In order to achieve large-scale recordings we concluded the most efficient approach is not to fully automatize the process but to simplify the experimental steps and reduce the chances of human error while efficiently incorporating the experimenter's experience and visual feedback. With these goals in mind we developed a computer-assisted system which centralizes all the controls necessary for a multi-electrode patch-clamp experiment in a single interface, a commercially available wireless gamepad, while displaying experiment related information and guidance cues on the computer screen. Here we describe the different components of the system which allowed us to reduce the time required for achieving the recording configuration and substantially increase the chances of successfully recording large numbers of neurons simultaneously.

Multi-electrode patch-clamp recordings constitute a complex task. Here we show how, by automating of many of the experimental steps, it is possible to accelerate the process leading to qualitative improvement in performance and number of recordings.

コンピュータ支援多電極パッチクランプシステム

The patch-clamp technique is today the most  well-established method for recording electrical activity from individual  neurons or their subcellular ...

Whole-cell Patch-clamp Recordings from Morphologically- and Neurochemically-identified Hippocampal Interneurons

GABAergic inhibitory interneurons play a central role within neuronal circuits of the brain. Interneurons comprise a small subset of the neuronal population (10-20%), but show a high level of physiological, morphological, and neurochemical heterogeneity, reflecting their diverse functions. Therefore, investigation of interneurons provides important insights into the organization principles and function of neuronal circuits. This, however, requires an integrated physiological and neuroanatomical approach for the selection and identification of individual interneuron types. Whole-cell patch-clamp recording from acute brain slices of transgenic animals, expressing fluorescent proteins under the promoters of interneuron-specific markers, provides an efficient method to target and electrophysiologically characterize intrinsic and synaptic properties of specific interneuron types. Combined with intracellular dye labeling, this approach can be extended with post-hoc morphological and immunocytochemical analysis, enabling systematic identification of recorded neurons. These methods can be tailored to suit a broad range of scientific questions regarding functional properties of diverse types of cortical neurons.

Cortical networks are controlled by a small, but diverse set of inhibitory interneurons. Functional investigation of interneurons therefore requires targeted recording and rigorous identification. Described here is a combined approach involving whole-cell recordings from single or synaptically-coupled pairs of neurons with intracellular labeling, post-hoc morphological and immunocytochemical analysis.

Morphologically-と神経化学的に特定し海馬介在ニューロンからホールセルパッチクランプ記録

GABAergic inhibitory interneurons play a central role within neuronal circuits of the brain. Interneurons comprise a small subset of the neuronal ...

Whole-cell Patch-clamp Recordings in Brain Slices

Whole-cell patch-clamp recording is an electrophysiological technique that allows the study of the&#160;electrical properties of a substantial part of the neuron. In this configuration, the micropipette is in tight contact with the cell membrane, which prevents current leakage and thereby provides more accurate ionic current measurements than the previously used intracellular sharp electrode recording method. Classically, whole-cell recording can be performed on neurons in various types of preparations, including cell culture models, dissociated neurons, neurons in brain slices, and in intact anesthetized or awake animals. In summary, this technique has immensely contributed to the understanding of passive and active biophysical properties of excitable cells. A major advantage of this technique is that it provides information on how specific manipulations (e.g., pharmacological, experimenter-induced plasticity) may alter specific neuronal functions or channels in real-time. Additionally, significant opening of the plasma membrane allows the internal pipette solution to freely diffuse into the cytoplasm, providing means for introducing drugs, e.g., agonists or antagonists of specific intracellular proteins, and manipulating these targets without altering their functions in neighboring cells. This article will focus on whole-cell recording performed on neurons in brain slices,&#160;a preparation that has the advantage of recording neurons in relatively well preserved brain circuits, i.e., in a physiologically relevant context. In particular,&#160;when combined with appropriate pharmacology, this technique is a powerful tool allowing identification of specific neuroadaptations that occurred following any type of experiences, such as learning, exposure to drugs of abuse, and stress. In summary, whole-cell patch-clamp recordings in brain slices provide means to measure in ex vivo preparation long-lasting changes in neuronal functions that have developed in intact awake animals.

This protocol describes basic procedural steps for performing whole-cell patch-clamp recordings. This technique allows the study of&#160;the electrical behavior of neurons, and when performed in brain slices, allows the assessment of various neuronal functions from neurons that are still integrated in relatively well preserved brain circuits.

脳スライスにおける全細胞パッチクランプ記録

Whole-cell patch-clamp recording is an electrophysiological technique that allows the study of the&#160;electrical properties of a substantial part of the ...

Whole-cell Patch-clamp Recordings for Electrophysiological Determination of Ion Selectivity in Channelrhodopsins

Over the past decade, channelrhodopsins became indispensable in neuroscientific research where they are used as tools to non-invasively manipulate electrical processes in target cells. In this context, ion selectivity of a channelrhodopsin is of particular importance. This article describes the investigation of chloride selectivity for a recently identified anion-conducting channelrhodopsin of Proteomonas sulcata via electrophysiological patch-clamp recordings on HEK293 cells. The experimental procedure for measuring light-gated photocurrents demands a fast switchable &#8211; ideally monochromatic &#8211; light source coupled into the microscope of an otherwise conventional patch-clamp setup. Preparative procedures prior to the experiment are outlined involving preparation of buffered solutions, considerations on liquid junction potentials, seeding and transfection of cells, and pulling of patch pipettes. The actual recording of current-voltage relations to determine the reversal potentials for different chloride concentrations takes place 24 h to 48 h after transfection. Finally, electrophysiological data are analyzed with respect to theoretical considerations of chloride conduction.

This article describes how the ion selectivity of channelrhodopsin is determined with electrophysiological whole-cell patch-clamp recordings using HEK293 cells. Here, the experimental procedure for investigating chloride selectivity of an anion-selective channelrhodopsin is demonstrated. However, the procedure is transferable to other channelrhodopsins of distinct selectivity.

チャンネルロドプシンにおけるイオン選択性の電気生理学的測定のための全細胞パッチクランプ記録

Over the past decade, channelrhodopsins became indispensable in neuroscientific research where they are used as tools to non-invasively manipulate ...

Time-dependent Increase in the Network Response to the Stimulation of Neuronal Cell Cultures on Micro-electrode Arrays

Micro-electrode arrays (MEAs) can be used to investigate drug toxicity, design paradigms for next-generation personalized medicine, and study network dynamics in neuronal cultures. In contrast with more traditional methods, such as patch-clamping, which can only record activity from a single cell, MEAs can record simultaneously from multiple sites in a network, without requiring the arduous task of placing each electrode individually. Moreover, numerous control and stimulation configurations can be easily applied within the same experimental setup, allowing for a broad range of dynamics to be explored. One of the key dynamics of interest in these in vitro studies has been the extent to which cultured networks display properties indicative of learning. Mouse neuronal cells cultured on MEAs display an increase in response following training induced by electrical stimulation. This protocol demonstrates how to culture neuronal cells on MEAs; successfully record from over 95% of the plated dishes; establish a protocol to train the networks to respond to patterns of stimulation; and sort, plot, and interpret the results from such experiments. The use of a proprietary system for stimulating and recording neuronal cultures is demonstrated. Software packages are also used to sort neuronal units. A custom-designed graphical user interface is used to visualize post-stimulus time histograms, inter-burst intervals, and burst duration, as well as to compare the cellular response to stimulation before and after a training protocol. Finally, representative results and future directions of this research effort are discussed.

Mouse neuronal cells cultured on multi-electrode arrays display an increase in response following electrical stimulation. This protocol demonstrates how to culture neurons, how to record activity, and how to establish a protocol to train the networks to respond to patterns of stimulation.

マイクロ電極アレイにおけるニューロン細胞培養の刺激に対するネットワーク応答の時間依存的増加

Micro-electrode arrays (MEAs) can be used to investigate drug toxicity, design paradigms for next-generation personalized medicine, and study network ...

Auditory Brainstem Response and Outer Hair Cell Whole-cell Patch Clamp Recording in Postnatal Rats

The outer hair cell is one of the two types of sensory hair cells in the mammalian cochlea. They alter their cell length with the receptor potential to amplify the weak vibration of low-level sound signal. The morphology and electrophysiological property of outer hair cells (OHCs) develop in early postnatal ages. The maturation of outer hair cell may contribute to the development of the auditory system. However, the process of OHCs development is not well studied. This is partly because of the difficulty to measure their function by an electrophysiological approach. With the purpose of developing a simple method to address the above issue, here we describe a step-by-step protocol to study the function of OHCs in acutely dissociated cochlea from postnatal rats. With this method, we can evaluate the cochlear response to pure tone stimuli and examine the expression level and function of the motor protein prestin in OHCs. This method can also be used to investigate the inner hair cells (IHCs).

This protocol describes methods to record the auditory brainstem response from postnatal rat pups. To examine the functional development of outer hair cells, the experimental procedure of whole-cell patch clamp recording in isolated outer hair cells is described step-by-step.

聴性脳幹反応と生後ラットの外有毛細胞細胞パッチ ・ クランプ記録

The outer hair cell is one of the two types of sensory hair cells in the mammalian cochlea. They alter their cell length with the receptor potential to ...

Preparations and Protocols for Whole Cell Patch Clamp Recording of Xenopus laevis Tectal Neurons

The Xenopus tadpole retinotectal circuit, comprised of the retinal ganglion cells (RGCs) in the eye which form synapses directly onto neurons in the optic tectum, is a popular model to study how neural circuits self-assemble. The ability to carry out whole cell patch clamp recordings from tectal neurons and to record RGC-evoked responses, either in vivo or using a whole brain preparation, has generated a large body of high-resolution data about the mechanisms underlying normal, and abnormal, circuit formation and function. Here we describe how to perform the in vivo preparation, the original whole brain preparation, and a more recently developed horizontal brain slice preparation for obtaining whole cell patch clamp recordings from tectal neurons. Each preparation has unique experimental advantages. The in vivo preparation enables the recording of the direct response of tectal neurons to visual stimuli projected onto the eye. The whole brain preparation allows for the RGC axons to be activated in a highly controlled manner, and the horizontal brain slice preparation allows recording from across all layers of the tectum.

Preparations and Protocols for Whole Cell Patch Clamp Recording of Xenopus laevis Tectal Neurons

In this paper, we discuss three brain preparations used for whole cell patch clamp recording to study the retinotectal circuit of Xenopus laevis tadpoles. Each preparation, with its own specific advantages, contributes to the experimental tractability of the Xenopus tadpole as a model to study neural circuit function.

準備やアフリカツメガエルの視蓋ニューロンの全体セル パッチ ・ クランプ記録のためのプロトコル

The Xenopus tadpole retinotectal circuit, comprised of the retinal ganglion cells (RGCs) in the eye which form synapses directly onto neurons in the optic ...

Preparation of Acute Spinal Cord Slices for Whole-cell Patch-clamp Recording in Substantia Gelatinosa Neurons

Recent whole-cell patch-clamp studies from substantia gelatinosa (SG) neurons have provided a large body of information about the spinal mechanisms underlying sensory transmission, nociceptive regulation, and chronic pain or itch development. Implementations of electrophysiological recordings together with morphological studies based on the utility of acute spinal cord slices have further improved our understanding of neuronal properties and the composition of local circuitry in SG. Here, we present a detailed and practical guide for the preparation of spinal cord slices and show representative whole-cell recording and morphological results. This protocol permits ideal neuronal preservation and can mimic in vivo conditions to a certain extent. In summary, the ability to obtain an in vitro preparation of spinal cord slices enables stable current- and voltage-clamp recordings and could thus facilitate detailed investigations into the intrinsic membrane properties, local circuitry and neuronal structure using diverse experimental approaches.

Here, we describe the essential steps for whole-cell patch-clamp recordings made from substantia gelatinosa (SG) neurons in the in vitro spinal cord slice. This method allows the intrinsic membrane properties, synaptic transmission and morphological characterization of SG neurons to be studied.

膠様質ニューロンの細胞パッチク ランプ記録のため急性脊髄スライスの準備

Recent whole-cell patch-clamp studies from substantia gelatinosa (SG) neurons have provided a large body of information about the spinal mechanisms ...

Evaluation of Synaptic Multiplicity Using Whole-cell Patch-clamp Electrophysiology

In the central nervous system, a pair of neurons often form&#160;multiple synaptic contacts and/or functional neurotransmitter release sites (synaptic multiplicity). Synaptic multiplicity is plastic and changes throughout development and in different physiological conditions, being an important determinant for the efficacy of synaptic transmission. Here, we outline experiments for estimating the degree of multiplicity of synapses terminating onto a given postsynaptic neuron using whole-cell patch clamp electrophysiology in acute brain slices. Specifically, voltage-clamp recording is used to compare the difference between the amplitude of spontaneous excitatory postsynaptic currents (sEPSCs) and miniature excitatory postsynaptic currents (mEPSCs). The theory behind this method is that afferent inputs that exhibit multiplicity will show large, action potential-dependent sEPSCs due to the synchronous release that occurs at each synaptic contact. In contrast, action potential-independent release (which is asynchronous) will generate smaller amplitude mEPSCs. This article outlines a set of experiments and analyses to characterize the existence of synaptic multiplicity and discusses the requirements and limitations of the technique. This technique can be applied to investigate how different behavioral, pharmacological or environmental interventions in vivo affect the organization of synaptic contacts in different brain areas.

Here, we present a protocol for evaluating the functional synaptic multiplicity using whole-cell patch clamp electrophysiology in acute brain slices.

全細胞パッチク電気生理学を用いたシナプスの多様性の評価

In the central nervous system, a pair of neurons often form&#160;multiple synaptic contacts and/or functional neurotransmitter release sites (synaptic ...