Name: mouse embryonic development in a serum-free whole embryo culture system
Uploaded: 2014-03-01T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 55 s
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我々は、培養技術との有益な助言のために博士ジュリー·ゴードン博士ナンシーマンリーに感謝したいと思います。この作品は子供の緑内障財団とシャロン·スチュワート無虹彩症研究の信頼によってサポートされています。

マウス胚培養： すべての実験手順を見直し、継続的な規制監督を維持グルジア機関動物実験委員会、大学によって承認されたプロトコル番号のA2010 07から119、次の健康ガイドラインの国立研究所に厳密に従って行った。 1。培養培地の調製<ol><li>ノックアウトDMEM、ノックアウト血清代替（KSR）（10％）、N-2サプリメント（1×）、アルブミン、ウシ血清から（2％）、ペニシリン（以下の量で市販されている幹細胞培地およびサプリメントを用いて培地を調製50 IU / ml）を、ストレプトマイシン（50μg/ ml）を、およびアンホテリシン-B（1.25μg/ ml）を。李を参照して、抗真菌剤を添加して特定の試薬 ​​や機器の詳細については、抗生物質の濃度の2倍を（使用して：調製した培養培地は、以前に以下のように変更して15を説明したものと同様であるマテリアルのST）。 注：以前に使用され（ムーア·スコットら 15）のような抗生物質の濃度は、胚培養物は24時間の期間まで搬送するために十分であった。培養は24時間を超えて継続したときしかし、我々は、培養物の汚染を経験し、これは正常に抗生物質濃度を倍にすることによって制御した。 </li><li> 4℃で、またはメーカーの推奨に従って、-20℃でメディアコンポーネントを格納します。 KSRとN-2サプリメントは凍結融解の繰り返しを避けるために、-20℃で一定分量で保存してください。一度開いたノックアウトDMEMを、製造者の推奨に従って30日以内に利用されるべきである。使用前に、37℃の水浴中で成分を温め</li><li>無菌条件下でのメディアを準備します。培養フードでそれらを配置する前に70％アルコールを噴霧して培地成分を含むすべての機器や瓶の表面を消毒。 </li><li>培地成分は、滅菌ビーカーに直接フィルターシステム（コーニング）のいずれかで混合することができる。最初のノックアウトDMEM中にアルブミン粉末を追加します。アルブミンは、完全に溶解するまで穏やかに振とうして完全に混合する。次いで、N-2サプリメント、KSRと抗生物質を追加し、ピペッターを使用して完全に混合する。次いで、真空吸引により0.22μmの孔径のフィルターを用いて培地を滅菌濾過する。使用するまで4℃で50ミリリットルコニカルチューブとストアにメディアを分注する。一旦調製メディアは、培養のために4〜5日以内に使用しなければならない。 </li></ol> 2。文化の機器の準備<ol><li>ガラス培養ボトルとゴムコルクを殺菌。アルミ箔で培養瓶をラップし、水のビーカーにゴムコークスボトルを配置し、オートクレーブで滅菌する。 </li><li>文化を開始する前に、70％アルコールスプレーし、37℃に加温して、培養室（精密インキュベータユニット）滅菌する。培養チャンバは、Eである培養ボトルを保持している中央のローリングディスクと皮肉を言った。チャンバ内へのガス流は、圧力計によって調節され、流量は、端部にガラス管中の水を介しての気泡の流出を観察することによって調整することができる。このローリングボトル培養装置は、新機能とコックロフト17によって導入され、元の装置の変形バージョンです。 </li><li>培養室に95％O 2/5％CO 2のガス混合物を含有するガスボンベを接続した50cc /分の流速を与え、十分な酸素供給を確実にする&quot;1秒に1回の気泡として「ガス流量を調整する培養胚へ。 </li></ol> 3。マウス胚コレクションと文化のための準備<ol><li>野生型マウス胚を得るために、我々は、C57BL/6J及びCD-1（チャールズ·リバー·ラボラトリーズ）の遺伝的バックグラウンド系統のマウスを用いた。 </li><li>毎日の朝の膣プラグ用雌マウスをチェックしてください。目を発見当日の正午E膣プラグがE0.5 DPC（日性交後）として考慮されるべきである。 </li><li>標準プロトコルに従って妊娠マウスを安楽死させることで、E10.5、DPCでマウス胚を収集します。動物の安楽死（2013年）のためのアメリカ獣医師会（AVMA）のガイドラインで指定されたマウスをCO 2吸入装置を使用して安楽死させた。死を確実にするために、頸椎脱臼がCO 2への曝露後に実施した。 </li><li>機器に腹部の毛の付着を回避するために腹側の腹部表面に70％エタノールをスプレー。その後、子宮を見つけるために鉗子をmicrodissectingに鋭い鈍い運転はさみや4-3/4のペアを使用して腹腹腔を開きます。 microdissecting鉗子4を使用すると、子宮全体を持ち上げ、子宮体時および子宮角の先端に軽い操作ハサミで切断することにより、本体から分離。 </li><li>すぐに洗い流し1X PBS中子宮全体を37℃に加温し子宮に任意の血液付着を除去し、直ちにDMEMに配置するペトリ皿中で37℃に温めた。さらに使用する前に70％エタノールスプレーで楽器を殺菌。 注意：PBS、DMEMおよび培養液を含むソリューションを予熱し、全体の手順の間、37℃でそれらを維持することをお勧めします。 </li><li>解剖顕微鏡下で、子宮は分節軽い操作ハサミで切開しなければならない。これは、（末端を平滑化）修飾microdissectingのピンセットを穏やかに開口部を広げること挿通可能なセグメント化された子宮の両側に小さな開口を生じる。これはゆっく​​りライヘルト膜と頭頂卵黄嚢（PYS）を公開するmicrodissectingのピンセットで引き裂くことによって除去することができる胎盤脱落膜の露出を可能にします。ピンセットの1辺を使用すると、静かにPYSとともにライヘルト膜を貫通し、目とは別E基盤となる内臓卵黄嚢（VYS）はそのままVYSで胚を露出するために層を形成する。栄養膜コーンと栄養外胚葉誘導体は、胎盤の脱落膜の有無ライヘルト膜のいずれかで削除することができます。ケアは胚がすぐに飛び出しとしてVYSの破裂を避けるようにしなければならない。 </li><li>無傷VYS有する胚を、次いで、培養培地をプラスチックトランスファーピペットを用いて37℃に温め含むペトリ皿に移されるべきである。 注意：すぐに子宮から分離した後、培養培地に移し、培養中の胚のより良い発展のために役立ちます。 </li><li>小さな開口部は、主要な血管を避けmicrodissectingのピンセットで卵黄嚢になされるべきである。ピンセットの鋭い一対穏やか頭部領域に隣接する領域に穿孔することによって、開口部を作製するために使用することができる。代替的に鈍いピンセット二対の小さな開口部を作るために卵黄嚢、穏やかに涙を保持するために使用することができる。ゆっくり胚の頭にフィットするだけで十分な大きさにピンセットで拡張することで開口部を広げる。密接に胚をラップしている羊膜優しく身体から離れて保持され、ピンセットを使用して引き裂かれるべきである。卵黄嚢15のそれと胚血管系の整合性を維持しながら、胚の頭とそれ以降の全胚を静かに卵黄嚢から体外にする必要があります。 注意：卵黄嚢血管系への任意の損傷は、潜在的に、培養中の胚の発達に影響を与えることができます。損傷した血管系を有するこのような胚培養のために使用すべきではないし、後で廃棄することができる胚のステージング用に使用することができます。 </li><li>胚ステージング基準：各グループから少なくとも2胚について体節の数（複数可）をカウントすることにより、四肢と目、形態とステージ、身体と頭の大きさなどの形態学的基準によって解剖顕微鏡およびグループの下胚を調べます。 &lt;強い&gt;注意：通常胚が子宮内で開発中の同腹ショーの違いから得られ、体の大きさ、形態的特徴や体節の数が異なる。しかし、我々は我々の形態学的基準によってグループ化された胚は、通常、同様の体節の数（±1）を示したことがわかった。この理由から、これは、培養を開始するための時間を遅らせるであろうように、各胚のための体節をカウントする必要はない。 注：培養のための体節をカウントするために使用された胚を使用しないでください。培養を開始する時間遅延を回避するために、他の胚培養開始後の体節を数える。子宮からの分離後の培養に遅れが出た胚は通常、貧しい発展を示す。 </li><li>新鮮な培養培地でペトリ皿にすぐに胚を移し、37℃に加温し、胚は再度滅菌culturでペトリ皿に転送されるべき培養フードに持っていくEメディアは、メディアとの培養瓶にそれらを入れる前に培養を開始します。 注：胚のために複数のメディア転送を培養は、胚の収集と解剖の異なるステップを培養フード内に設置されなかった解剖顕微鏡下で実施したように、汚染の防止に役立ちます前に。 ゴミサイズが大きい（&gt; 12胚）である場合は、ステップ半分の胚や文化を開始したり、培養液で皿に入れ、37℃のCO 2インキュベータに入れてください。注意胚を長期間（&gt; 35〜40分）のために外に残っていたとき、我々は減速するハートビートを観察し、これは文化の中で後の開発に影響を与えます。 </li></ol> 4。マウス胚を培養する<ol><li>培養フードでオートクレーブ培養瓶を開き、適切にラベルを付けます。転写培地3mlを、tの各々に37℃に温め彼は、ボトルや、マウス胚を滅菌プラスチックホールピペットを用いて培養ボトルに静かに転送する必要があります。培養ボトルは、培養装置内のローリングディスクに培養瓶を保持するために役立つゴムコークスボトルでキャップされるべきである。 注：メディアで培養瓶、マウスを安楽死前に調製し、培養装置のローリングディスク上に配置することができる。これは、培養ボトル中に胚の転送に時間が短縮される。 注：マウス胚は、個々に、または同じ培養ボトル中の二、三の胚と共培養物として培養することができる。 </li><li>培養ボトルに無菌的37℃で培養装置へ搬送し、しっかりとゴムコルクと転がりディスクの穴にそれらをフックする必要があります。 EMBRの自由浮上を可能にする、毎分35回転（rpm）の一定速度で回転するローリングディスクの電源を入れますメディアでのYOSとも胚組織による遊離ガス交換に役立ちます。培養チャンバに接続されたシリンダからのガスは培養ボトルに圧延ディスク、ゴムコルク流れる。 </li><li>文化を定期的に16〜40時間とするための胚はガス流出、培養室の温度を確認してください。 注：培養液中のマウス胚操作：胚を少なくとも30分間培養条件に適応しましょう。次いで、パフォーマンスが低下し、微弱な心拍を示す胚を廃棄することができ、残りの胚は、さらなる操作の研究のために利用することができる。例えば、エレクトロポレーション5,9,16、マイクロインジェクション18、ビード16移植、薬物治療や他の手順などの胚操作は、この時点で行うことができる。我々は、正常に初期の眼の発生におけるそれらの役割を研究するために、特定のシグナル伝達分子で処理しアフィゲルアガロースビーズの移植を行う。胚の後操作は、新鮮な培地中に戻さ、培養を継続することができる。 </li><li> 9月10日時間と文化の18〜19時間の培養を40時間継続した後に特定の間隔で完全に新鮮な培地で培養培地を交換してください。 注：培養は16〜18時間で停止した場合に培養培地の交換が必要とされない場合があります。 </li><li>文化の中での成功の尺度：培養での胚の成長は体の大きさの増加、体節の数や頭、手足、心臓や目の形態学的発達によって評価されるべきであるが、培養中の胚の生存率は、体内に表示心拍、血液の​​循環によって決定されるべきである。 </li><li> E11.0 DPC（〜40〜41秒）とE12.0 DPC（〜49-50 s）で子宮内発生した胚では 、それぞれ16〜18時間と38〜40時間、培養した胚を比較するためのコントロールとして使用する必要があります。 </li><li>培養中および子宮内段階で CAPTが可能のための種々の時点で胚発生解剖顕微鏡下ured。スポットイメージングソフトウェアは、画像をキャプチャするために利用され、それ以降の画像処理ソフトウェアを用いて処理した。 </li></ol>

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私たちはどんな競合する経済的利益を持っていません。

妊娠中期段階のマウス胚は、37℃でのローリングボトル培養装置で95％O 2/5％CO 2の雰囲気下で無血清培地中で培養した。胚発生の元の子宮は、子宮は培養終了します（ 図1）に安楽死させたマウスから単離した時点から手術中の各段階で複数の要因に決定的に依存していた。現像に影響を与えた最も重要な要因は、培養を開始するのに要する時間であった。最も注意が必要手順の間に他の重要な点は、このような完全な卵黄子宮から嚢と卵黄嚢からの胚の具象化した胚の分離などの工程を含む。げっ歯類は、円盤状の胎盤を持っているように、子宮の分節解剖は胎盤の脱落膜がやや角部に損傷を受けた場合であっても、胚への血液供給を損傷していませんでした。実際、これはEIに小さな開口部を残した鈍ピンセットでそっと開いて子宮とそのまま卵黄嚢と胚の容易な単離を可能に胎盤の脱落膜を引き裂くように挿入可能なT​​HERが終了。しかし、卵黄嚢からの胚の具象化の次のステップは、卵黄嚢における主要な血管の損傷は、潜在的に、培養中の胚の発達に影響を与えるだろうという点で非常に重要です。胚は卵黄嚢に血管系の完全性を維持した卵黄嚢から体外たときに適切な胚発生はサポートされていました。胚の段階E10を超えたマウス胚は、1、15、18、19を培養したとき、これまでの研究では、卵黄嚢の開口部を記載しております。したがって、我々は退行性変化を観察し、E10.5胚はそのまま卵黄嚢と培養した場合の胚を培養期間を生き残ることができませんでした。私たちは、胚の具象化が効果的な栄養Aを容易にするであろうと想定卵黄嚢と血管系の連続性を維持しながら、組織をbsorption。文化の中で、これらの胚は卵黄嚢なしで培養した胚に比べ胚の体の部分に効果的な心臓の鼓動、血液の循環を示した。 培養培地中で胚を維持する権利、それらが培養時に子宮から分離されている時間から37°Cに加温しを直ちに培養の後の開発のためのそれらの能力を維持するための最良の適切な環境を提供するであろう。これはまた、培地中に抗生物質の存在による汚染を防止し、文化に、PBS / DMEMであっても微量の混入を避けることができます。我々が利用している媒体は、先に定義されたWawersikに記載の他の確立された規定培地らと比較して優れた胚発生を生じた。20、21（データ示さず）。胚発生の違いは、主に原因である可能性がありこのようなノックアウト血清代替（KSR）とN-2サプリメント、など私たちの定義された培地中で、独自のコンポーネントを。 N-2サプリメントが有糸分裂後のニューロンの成長と発現を支持することが示されたが、KSRはウシ胎児血清22、23のための直接交換であることが示された。 KSRは、未分化の多能性幹細胞の増殖ならびに安定かつ生殖細胞系コンピテント23〜25であることが示されたヒトおよびマウスの胚性幹細胞を支持するために培養に使用した。離れて培養培地から、培養瓶中の酸素濃度は、胚発生において重要な役割を果たしている。胚は、従来のインキュベーター中5％CO 2の条件を生き残ることができなかった。我々は以前に示唆されるように5,9を他の酸素濃度および異なる流量をテストしていないにもかかわらず、95％O一定の流速で2/5％CO 2の使用は、培養中の胚の生存性を維持している。回転しながら培養ボトルは、胚は同じ条件下で、培養ボトルの回転なしで培養したときに目に見える心拍に胚のnonsurvivalをもたらし、必要である。私たちは、ローリングボトル培養装置では一定の回転（35回転）を含まない培地中で胚のサスペンションと同様に強化された胚組織を通して栄養と酸素の吸収を可能にしていることを前提としています。全体的な身体と頭の大きさ、形態、よくチャンバー心の形成、脳胞および眼の開発の面での文化の中でこれらの胚の成長が子宮内で発育する胚のそれに匹敵するものであった。私たちの手では、ムーア·スコットらが観察された胚発生を複製することができました。15 培養液中の胚は、複数の要因（; 表1、図3）に応じて、成長及び形態学的な開発の範囲を示した。定義された文化の下で28％が中間示し、14％が貧困層の開発を示した我々が使用される条件は、16〜18時間培養した胚は、胚の約58パーセントに子宮内で発生中の胚で観察されたものと同等の開発を示した。 38〜40時間までの文化の延長線はさらに培養し、全胚のわずか30から40パーセントに匹敵開発を表示する機能を低下させた。胚は、長期間長培養するとは別に、潜在的に胚発生の元の子宮に影響を与える固有の要因から、ある程度管理することができる多くの外部要因が重要な役割を果たし得る。制御することができる一つのこのような潜在的な要因は、培養開始に子宮から胚を単離からの時間である。これは、最初に分離された胚は、すべての胚が培養瓶に行くと最後に分離胚と比較した培養皿に少ない酸素にさらされていると解釈し、95％のO 2/5％CO 2を受けることができます同時に。しかし分節解剖後に胎盤に残っている血液中の利用可能な酸素が長期間にわたってサポートしていない場合があり、この理由のために培養機器·装置のほとんどは、マウスを安楽死前に使用される準備ができてセットアップする必要があります。私たちは通常、マウスを安楽死させた時点から25〜30分で文化に胚を得る。胚はゼエブで示唆されるように一つずつ処理されるならば、培養を開始するには、この短い時間では不可能であろう、M. ら、18胚を個々に処理される場合、胚のグループ化は不可能であり、各胚があるべきである体節の数をカウントした。この手順は、各胚が単離するために、少なくとも5〜6分かかり卵黄嚢から体外に出す、体節および培養ボトルへの転送を数えるでしょう。我々は通常、私たちのCD-1マウスから得る10月12日胚の産子数は、全体のプロセスは、Cに入るためにここ数胚について60-72分かかるだろうulture。これはかなり長い期間であり、我々はスローダウンし、胚体外と左PBSにし、文化に遅れが出たときはほぼ停止するようにハートビートを観察した。もう一つの潜在的な要因は、手術中の胚の取扱いや取扱いミスである可能性があります。取扱い中に、簡単に検出されない胚または卵黄嚢における身体や血管のある部分への偶発的な損傷を誘発する可能性がある。それがあっても十分に発達した胚が不十分な血液供給を示す肢芽とテールのような四肢の不足、開発の種類を示していることが観察されたので、これは身体や、時には全胚のその部分の開発に影響を与えることができる。これは、処置中に妥協や破損しているように見えるような胚を破棄することをお勧めします。通常の手順中に発生したその他の問題が、完全な卵黄嚢との胚の一部が子宮の分節解剖の際に脱落膜から急に出下支えした。これは時々、MOになり卵黄嚢と血管系が無傷のままであるが、胎盤からの分離点で​​の失血を再度。この血液の損失は、分離中に胚体内に保持血液量が少ないと胚の後の開発に影響を与えることができる。 別に上記の要因からの培養開始時の胚の段階で、のような特定の条件が文化の発展に影響を与えた。私たちは首尾よく培養された妊娠中期のマウス胚16〜40時間、28から37秒の範囲であったと開発にいくつかの違いを観察した段階で始まる。 34-36の段階での胚を後の段階で培養胚における培養条件への適応性の増大を示す30-33の段階の胚と比較して、培養物中で良好な現像性を示した。培養中に観察された他の驚くべき事実は、二つ以上の胚を共培養した胚の発生（ 図4）であった。共培養resulte共培養の45％の他の胚に比べて胚の1での開発が大幅に改善中のd。同じ子宮から胚が形態学的および体節数のようになりますが、本質的にどの2つの胚は、開発の同じ段階になることはできません、これは、共培養の他に比べて胚の1の発達の違いの理由のいずれかになりますシステム。 したがって、私たちは、に匹敵する37℃での展示の成長と形態的発展で圧延ボトル培養装置では、95％のO 2/5％CO 2の大気中で無血清培地中で、妊娠中期段階のマウス胚、その培養された元の子宮を表示それは子宮内で発生中の胚で観察。我々は、マウス胚培養システムのこの方法は、初期胚の器官形成における重要なシグナル伝達相互作用を研究するために、全体の胚を利用する必要が研究室に有用であると考えています。

全体の胚を用いた体外培養法では子宮内でアクセスしにくい胚の器官形成に関与するメカニズムのシグナリングの研究に非常に適しています。全胚組織の完全性を提供し、必要不可欠なシグナル伝達機構の適時発生に重要である組織の相互作用のための適切なサポート器官形成中に異なる細胞プロセスのため。全胚培養物は、移植研究、遺伝的および組織操作、ビード移植研究、毒物学的研究等のような用途の過多のためのプラットフォームを提供しているが、現在利用胚培養システムは、胚の適切な成長および維持のために血清に主に依存している文化1-9。 血清は、培養培地6-8、10、11 10〜100％の範囲の主要成分の一つとして利用されている。;しかし、血清の組成物は、明確なものではなく、動物に、動物異なり、血清が収集されるたびにすることができる。血清の実験室の準備は時間がかかり、厳しい手順が含まれますが、血清調達は、商業的に異なるロット間でかなりのばらつきを示し、実験的なコストを発生させます。これらに加え、血清は、潜在的に特定の実験の結果に影響を与えることができ、このような成長因子、ホルモン、または他のタンパク質などの未知の要因、組織の相互作用において重要なシグナル伝達分子の研究を含むことを特に含むことができる。研究は、培養物への血清の添加は潜在的にそのようなサイクリックアデノシン一リン酸（cAMP）および分裂促進シグナル伝達およびホスホイノシチド3に関与するタンパク質（PI 3） -キナーゼ経路の12-14シグナルのような特定のシグナル伝達分子の細胞内レベルを変化させることができることを示している。これらとは逆に、無血清培養系は、抗原を含まない環境の利点を提供する細胞プロセスを変化させ、実験間の一貫性を可能にすることができ、生物学的に活性な酵素から禁欲。 本研究では、37℃で圧延ボトル培養装置で95％O 2/5％CO 2の雰囲気中で培養妊娠中期段階の胚全体に市販されている幹細胞培地補充物から調製された無血清培地を利用したC 15,16°。これらの定義された条件の下で16から40時間培養したマウス胚は、細胞の増殖、遊走、分化および組織の相互作用の適切なレベルを示す全体的な胚の体と、心臓、手足、脳や目などの異なる構造の形態的発展の進行を示した。眼などの複雑な器官系の1のため、培養中の胚発生の分子解析はEMBRで眼組織で観察されたものと一致するように、眼の開発を明らかにした（準備中、Kalaskarとローダーデール）の子宮内での開発ヨーヨー。したがって、私たちは、妊娠中期段階で培養したマウス胚は、 子宮内で発生中の胚で観察されたものに匹敵する進歩的な成長と形態的発展を示すことを示している。

<table><tbody><tr><td>KnockOut DMEM</td><td>Invitrogen</td><td>10829-018</td><td></td></tr><tr><td>KnockOut Serum Replacement</td><td>Invitrogen</td><td>10828-028</td><td></td></tr><tr><td>N-2 Supplement</td><td>Invitrogen</td><td>17502-048</td><td>Stock: 100x</td></tr><tr><td>Albumin, from Bovine Serum</td><td>Sigma</td><td>A9418-50G</td><td>Stock: 100%</td></tr><tr><td>Antibiotic - Antimycotic Solution</td><td>Cellgro</td><td>30-004-Cl</td><td>Stock: Penicillin (10,000 IU/ml); Streptomycin (10,000 &amp;micro;g/ml; Amphotericin (250 &amp;micro;g/ml)&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>DMEM&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td>Cellgro</td><td>15-013-CV</td><td></td></tr><tr><td>Precision Incubator Unit</td><td>B.T.C. Engineering Milton Cambridge England</td><td>Id.No. 840-374</td><td></td></tr><tr><td>Glass Bottles for Rotating Unit</td><td>B.T.C. Engineering</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Silicone Rubber Cork</td><td>B.T.C. Engineering</td><td></td><td></td></tr><tr><td>95% O&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;/5% CO&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; Cylinder</td><td>AirGas Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stemi SV11 Apo Dissecting Microscope</td><td>Zeiss</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Stemi SV6 Microscope</td><td>Zeiss</td><td></td><td></td></tr><tr><td>CO&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; Water Jacketed Incubator</td><td>Forma Scientific</td><td>Model: 3110</td><td></td></tr><tr><td>Culture Hood</td><td>Nuaire Biological Safety Cabinets Class II TypeA2</td><td>Model: Nu-425-600</td><td></td></tr><tr><td>Water Bath</td><td>Fisher Scientific</td><td>IsoTemp205</td><td></td></tr><tr><td>Weigh Balance</td><td>Mettler Toledo</td><td>AG285</td><td></td></tr><tr><td>Centrifuge Tube, 50 ml</td><td>Corning</td><td>430291</td><td></td></tr><tr><td>Light Operating Scissors</td><td>Roboz</td><td>RS-6702</td><td></td></tr><tr><td>Operating Sharp-Blunt Scissors&amp;nbsp;</td><td>Roboz</td><td>RS-6812</td><td></td></tr><tr><td>Microdissecting Forceps, 4 in</td><td>Roboz</td><td>RS-5211</td><td></td></tr><tr><td>Microdissecting Forceps - Hudson (cWALD), 4-3/4 in</td><td>Roboz</td><td>RS-5237</td><td></td></tr><tr><td>Microdissecting Tweezers (5/45)</td><td>Roboz</td><td>RS-5005</td><td>Modified - Sharp ends were made blunt</td></tr><tr><td>Microdissecting Tweezers (5)</td><td>Roboz</td><td>RS-5060</td><td>Modified - Sharp ends were made blunt</td></tr><tr><td>Microdissecting Tweezers (55)</td><td>Roboz</td><td>RS-5063</td><td>Modified - Sharp ends were made blunt</td></tr><tr><td>Instrument Tray</td><td>Roboz</td><td>RT-1401S</td><td></td></tr><tr><td>Instrument Tray Lid</td><td>Roboz</td><td>RT-1401L</td><td></td></tr><tr><td>Petri Dish-100 mm</td><td>Fisher Scientific</td><td>087571Z</td><td></td></tr><tr><td>Petri Dish-60 mm</td><td>Fisher Scientific</td><td>0875713A</td><td></td></tr><tr><td>Petri Dish-35 mm</td><td>Fisher Scientific</td><td>0875711YZ</td><td></td></tr><tr><td>Filter System ( 0.22 &amp;micro;m Cellulose Acetate)-150 ml</td><td>Corning</td><td>431153</td><td></td></tr><tr><td>Filter System (0.22 &amp;micro;m Cellulose Acetate)-250 ml</td><td>Corning</td><td>430756</td><td></td></tr><tr><td>Filter System (0.22 &amp;micro;m Cellulose Acetate)-500 ml</td><td>Corning</td><td>430758</td><td></td></tr><tr><td>Pipet-aid Pipettor</td><td>Drummond Scientific Co.</td><td>D57849</td><td></td></tr><tr><td>Serological Pipette-10 ml</td><td>VWR</td><td>89130-898</td><td></td></tr><tr><td>Disposable Serological Pipette-25 ml</td><td>Corning</td><td>4251</td><td></td></tr><tr><td>Transfer Pipette - 7.7 ml</td><td>Thermo Scientific</td><td>202-20S</td><td></td></tr></tbody></table>

mouse embryonic development in a serum-free whole embryo culture system

妊娠中期段階のマウス胚の酸素圧延ボトル培養系で商業的に入手可能な幹細胞培地補充物から調製された無血清培地を用いて培養した。 E10.5でのマウス胚を慎重に無傷の卵黄嚢と子宮から単離し、卵黄嚢と胎児の血管の連続性を維持しながら、正確な外科的手技を含むプロセスにおいて胚をゆっくりと卵黄嚢から体外た。無傷の卵黄嚢または削除卵黄嚢を用いて調製した胚と比較して、これらの胚は、優れた生存率と同様の条件下で培養し、発生の進行を示した。我々は、これらのマウス胚は、ときに16〜40時間、37℃で95％O圧延ボトル培養装置での2/5％CO 2の雰囲気中で定義された培地で培養し、匹敵する形態学的成長と発展を示すことを示して胚は子宮内での開発。我々は目を信じるこの方法は、胚器官形成において重要なシグナル伝達相互作用を研究するために全胚培養を利用する必要が捜査のために有用である。

マウス胚の開発は子宮外子宮が受精卵を培養する時に、本 ​​体から分離された時点から開始して、複数の要因によって異なります。 図1に示されるように、手順は、身体から妊娠子宮の分離（ 図1A）、インタクトな卵黄嚢（ 図1B）を有する胚の単離、を含む一連の工程を含む、卵黄嚢からの胚の具象化（ 図1C）、および37℃でのローリングボトル培養装置で95％O 2/5％CO 2の雰囲気下で無血清培地中で胚を培養することすぐに子宮から分離した後、培養培地に移したときに胚を100％の生存率を示した。 16〜40時間培養して、 途上同等の段階の胚で観察されたものと成長と形態的発展が同程度の展示、これらの培養条件、マウス胚の下で子宮内（ 図2）。 E10.5（〜34〜35秒）（ 図2A）16〜40時間培養で生存し、十分に35秒の段階を超えて開発の先進的なときの胚。文化の中で16〜18時間（ 図2Dおよび図3B、表1）の後の胚培養液中のすべての2時間半1体節の成長率を示す約5〜6秒を追加し、E11.0に形態学的に同等であった（〜 子宮 （ 図2Bおよび3A） で開発40-41秒）の胚。開発は一時間遅れで表示されたが、培養液中のこれらの胚は、異なる脳の小胞と体の大きさと比例ヘッドの全体的な増加を示した。胚はまた、肢芽を開発する網膜色素上皮の色素沈着のウェルチャンバー心臓や外観の形成を示した。しかしながら、この種の開発は、EMBの約58％において観察された胚の28％が中間の開発（ 図3C）を示しながら、ryosを培養。彼らは同じような体節が子宮内で発生した胚に比べて数えていたが、これら後の胚は小さいボディサイズを示した。脳の小胞が区画されたが、それらは比較的小さい頭を持っていた。心臓の部屋は個別のなかった、いくつかの胚における肢芽は四肢で暗い部分を示した。スペクトルの他端では、胚の約14％が（ 図3D）培養物中で現像不良を示した。これらの胚は、短い身体と頭の大きさを持っていたし、退行性変化を示す身体の一部で暗い部分を示した。心臓が鼓動したが、それは病気に開発された、他の中で手足が暗いと成長の遅滞が登場しながら、いくつかの胚における室内への分化を欠いていた。 胚は38〜40時間培養を継続します（ 図2E;表1）SH約49-50秒を負っとE12.0胚子宮内で開発された（ 図2C）に匹敵した。 2〜3時間遅れで表示が、文化の中でこれらの胚は、体の大きさに比例した増加を示し、頭部領域ではよく区切ら鼻の網膜色素上皮および形成における色素沈着の開発に見られるように、適切な器官や組織分化を示した。肢芽とテールのような四肢の一部は低開発であるように見えますが、胚は子宮内の胚に匹敵する発展しているように見えた。しかし、それらの残りの部分は、体の一部で発育遅延またはアンダー開発分野での発達の進行の範囲を示したが、開発のこの種類は（ 表1）で培養した胚のわずか30から40パーセントで観察されたか全胚。 別に開発の上の違いから、我々は重要なのdiffereを観察<html>胚を同じ培養瓶の中に培養した開発中のNCE。他の胚（ 図4Aおよび4A &#39;）と比較すると共培養において、よく発達した胚（ 図4Bおよび図4（b）は、&#39;）、胚発生のすべての面で優れた成長を示した。主な違いは、全体的な体の大きさや頭の大きさで、時には心と四肢発生で観察された。共培養からのよく発達した胚が子宮内で発生中の胚を形態学的に同等であったが、共培養中の他の胚は常によく発達した胚に比べて発展途上であるように思われました。共培養物（N = 33）の残りの部分は共培養の両方の胚においてほぼ同様の開発を示した現像の差この種の、（N = 27）共培養の45％で観察された。 E 1 &quot;FO：コンテンツの幅=&quot; &quot;FO：SRC =&quot; 5インチ/ files/ftp_upload/50803/50803fig1highres.jpg &quot;SRC =&quot; / files/ftp_upload/50803/50803fig1.jpg &quot;/&gt; 母マウスから分離した胚と図1。マウスの胚培養プロトコールのステップ（A）、妊娠子宮。子宮の分節解剖後に脱落膜から分離し、無傷の卵黄嚢と（B）の胚。 （C）胚は卵黄嚢から体外に。 （D）37℃でボトル培養装置を圧延および培養マウス胚の95％のO 2/5％CO 2で供給される。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50803/50803fig1highres.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するには、こちらをクリックしてください。</a> <img alt="図2" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/50803/50803fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50803/50803fig2.jpg" /> &lt;BR /&gt; 図2。文化の中で胚を子宮内開発に複製します。 子宮内開発では 、E10.5、（A）、E11.0（B）およびE12.0（℃）で。 18時間（D）および40時間（e）の後、培養中の開発。 （E）の中のスケールバーは、すべてのパネルに適用されます。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50803/50803fig2highres.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するには、こちらをクリックしてください。</a> <img alt="図3" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/50803/50803fig3highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50803/50803fig3.jpg" /> 図3。培養液中の胚発生。胚をE11.0 dpcの培養物中の（A）。開発（B、C、D）での子宮内で開発された 。 （B文化の中での良い胚発生の）表現。総胚の約58％が子宮内発生した胚にまで展示同等の開発を培養した。文化の中で中間の開発（C）表現。胚培養されたショーの中間開発の約28％。 （D）は 、培養中の貧しい胚発生の表現。約14％の胚は、培養中の貧しい発展を示している。 （D）中のスケールバーは、すべてのパネルに適用されます。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50803/50803fig3highres.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するには、こちらをクリックしてください。</a> <img alt="図4" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/50803/50803fig4highres.jpg" src="/files/ftp_upload/50803/50803fig4.jpg" /> 図4。共培養（Aの開始時に、マウス胚の共培養システム。胚の発達の違い </st栄&gt; A、B）。共培養の16時間（A &#39;、B&#39;）の後胚発生。共培養（A &#39;）中の胚の一つは、共培養中の（他の胚B）に比べてアンダーサイズ表示&#39;。 （B &#39;）中のスケールバーは、すべてのパネルに適用されます。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50803/50803fig4highres.jpg" target="_blank">この図の拡大版を表示するには、こちらをクリックしてください。</a> <table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="559"><tbody><tr><td rowspan="2"> 16〜18時間培養した胚の合計</td><td colspan="3"> 16〜18時間培養した後、開発</td><td rowspan="2"> 38〜40時間培養した胚の合計</td><td colspan="2"> 38〜40時間培養した後、開発</td></tr><tr><td>良い</td><td>中間の</td><td>貧しい</td><td>良い</td><td>貧しい</td></tr><tr><td> 112 </td><td> 65 </td><td> 31 </td><td> 16 </td><td> 12 </td><td> 4 </td><td> 8 </td></tr></tbody></table> マウス胚培養系における胚の表1。開発。16〜18時間、または38〜40時間のどちらかのために培養した胚。 16〜18時間培養し、合計112の胚の65（58％）の胚が子宮内で発生中の胚に匹敵する開発を呈し、31（28％）が中間示し、16（14％）悪い開発を示した。残りは貧しい発展を示した39-40時間培養し、合計12の胚のうち、4（〜35％）の胚は適切な開発を示した。

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Mouse Embryonic Development in a Serum-free Whole Embryo Culture System

胚培養に利用される血清は、特にシグナル伝達の相互作用を含む研究での実験の結果に影響を与えることができ、未知のコンポーネントが含まれています。ここでは、無血清酸素化培養系を利用し、16〜40時間培養妊娠中期のマウス胚が子宮内で発生中の胚に匹敵する形態的発展を示すことを示している。

無血清全胚培養系で、マウス胚発生

Mid-gestation stage mouse embryos were cultured utilizing a serum-free culture medium prepared from commercially available stem cell media supplements in ...

mouse-embryonic-development-serum-free-whole-embryo-culture

Nanyang Technological University

Research

JoVE Journal

Biology

25.8K ビュー.  University of Georgia. 胚培養に利用される血清は、特にシグナル伝達の相互作用を含む研究での実験の結果に影響を与えることができ、未知のコンポーネントが含まれています。ここでは、無血清酸素化培養系を利用し、16〜40時間培養妊娠中期のマウス胚が子宮内で発生中の胚に匹敵する形態的発展を示すことを示している。 

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Neural Differentiation of Mouse Embryonic Stem Cells in Serum-free Monolayer Culture

The ability to differentiate mouse embryonic stem cells (ESC) to neural progenitors allows the study of the mechanisms controlling neural specification as well as the generation of mature neural cell types for further study. In this protocol we describe a method for the differentiation of ESC to neural progenitors using serum-free, monolayer culture. The method is scalable, efficient and results in production of ~70% neural progenitor cells within 4 - 6 days. It can be applied to ESC from various strains grown under a variety of conditions. Neural progenitors can be allowed to differentiate further into functional neurons and glia or analyzed by microscopy, flow cytometry or molecular techniques. The differentiation process is amenable to time-lapse microscopy and can be combined with the use of reporter lines to monitor the neural specification process. We provide detailed instructions on media preparation and cell density optimization to allow the process to be applied to most ESC lines and a variety of cell culture vessels.

This protocol describes in detail the method for generating neural progenitors from embryonic stem cells using a serum-free monolayer method. These progenitors can be used to derive mature neural cell types or to study the process of neural specification and is amenable to multiwell format scaling for compound screening.

無血清単層培養中のマウス胚性幹細胞の神経分化

The ability to differentiate mouse embryonic stem cells (ESC) to neural progenitors allows the study of the mechanisms controlling neural specification as ...

発生生物学

Neural Tube Closure in Mouse Whole Embryo Culture

Genetic mouse models are an important tool in the study of mammalian neural tube closure (Gray &amp; Ross, 2009; Ross, 2010). However, the study of mouse embryos in utero is limited by our inability to directly pharmacologically manipulate the embryos in isolation from the effects of maternal metabolism on the reagent of interest. Whether using a small molecule, recombinant protein, or siRNA, delivery of these substances to the mother, through the diet or by injection will subject these unstable compounds to a variety of bodily defenses that could prevent them from reaching the embryo. Investigations in cultures of whole embryos can be used to separate maternal from intrinsic fetal effects on development.
Here, we present a method for culturing mouse embryos using highly enriched media in a roller incubator apparatus that allows for normal neural tube closure after dissection (Crockett, 1990). Once in culture, embryos can be manipulated using conventional in vitro techniques that would not otherwise be possible if the embryos were still in utero. Embryo siblings can be collected at various time points to study different aspects of neurulation, occurring from E7-7.5 (neural plate formation, just prior to the initiation of neurulation) to E9.5-10 (at the conclusion of cranial fold and caudal neuropore closure, Kaufman, 1992). In this protocol, we demonstrate our method for dissecting embryos at timepoints that are optimal for the study of cranial neurulation. Embryos will be dissected at E8.5 (approx. 10-12 somities), after the initiation of neural tube closure but prior to embryo turning and cranial neural fold closure, and maintained in culture till E10 (26-28 somities), when cranial neurulation should be complete.

A method allowing for direct pharmacological manipulation of mouse embryos during neurulation that bypasses maternal metabolism is described. The technique can be adapted to study different aspects of neurulation by varying the time point and pharmacological agent.

マウス全胚培養における神経管閉鎖

Genetic mouse models are an important tool in the study of mammalian neural tube closure (Gray &amp; Ross, 2009; Ross, 2010).  However, the study of mouse ...

神経科学

Collection of Serum- and Feeder-free Mouse Embryonic Stem Cell-conditioned Medium for a Cell-free Approach

The capacity of embryonic stem cells (ESCs) and induced pluripotent stem cells (iPSCs) to generate various cell types has opened new avenues in the field of regenerative medicine. However, despite their benefits, the tumorigenic potential of ESCs and iPSCs has long been a barrier for clinical applications. Interestingly, it has been shown that ESCs produce several soluble factors that can promote tissue regeneration and delay cellular aging, suggesting that ESCs and iPSCs can also be utilized as a cell-free intervention method. Therefore, the method for harvesting mouse embryonic stem cell (mESC)-conditioned medium (mESC-CM) with minimal contamination of serum components (fetal bovine serum, FBS) and feeder cells (mouse embryonic fibroblasts, MEFs) has been highly demanded. Here, the present study demonstrates an optimized method for the collection of mESC-CM under serum- and feeder-free conditions and for the characterization of mESC-CM using senescence-associated multiple readouts. This protocol will provide a method to collect pure mESC-specific secretory factors without serum and feeder contamination.

This protocol provides a method for the collection of mouse embryonic stem cell (mESC)-conditioned medium (mESC-CM) derived from serum (fetal bovine serum, FBS)- and feeder (mouse embryonic fibroblasts, MEFs)-free conditions for a cell-free approach. It may be applicable for the treatment of aging and aging-associated diseases.

血清やフィーダーフリーのマウス胚のコレクションは、無細胞アプローチのための細胞馴化培地を幹

The capacity of embryonic stem cells (ESCs) and induced pluripotent stem cells (iPSCs) to generate various cell types has opened new avenues in the field ...

Method for Culture of Early Chick Embryos ex vivo (New Culture)

The chick embryo is a valuable tool in the study of early embryonic development. Its transparency, accessibility and ease of manipulation, make it an ideal tool for studying  the formation and patterning of brain, neural tube, somite and heart primordia. Applications of chick embryo culture include electroporation of DNA or RNA constructs in order to analyze gene function, grafts of growth factor coated beads such as FGFs and BMPs , as well as whole mount in situ hybridization and immunohistochemistry. This video demonstrates the different steps in chick embryo culture; First, the embryo is explanted in saline. Then, the embryo is centered on a glass ring. The membranes surrounding the embryo are lifted along the walls of the ring. The ring is then placed in a culture dish containing a pool of albumine. The culture dish is sealed and placed in a humid chamber, where the embryo is cultured for up to 24 hrs. Finally, the embryo is removed from the ring, fixed and processed for further applications. A troubleshooting guide is also presented.

Method for Culture of Early Chick Embryos ex vivo New Culture

This video demonstrates New culture, a method by which chick embryos are cultured outside the egg for up to 24 hr. This method enables one to study early development (primitive streak to 14 som.), a period corresponding to E7-9 in mouse. Applications of this technique include electroporation, in situ hybridization and immunohistochemistry.

初期のニワトリ胚をex vivo（新文化）の文化のための方法

The chick embryo is a valuable tool in the study of early embryonic development. Its transparency, accessibility and ease of manipulation, make it an ...

生物学

Microinjection-based System for In Vivo Implantation of Embryonic Cardiomyocytes in the Avian Embryo

Interpreting the relative impact of cell autonomous patterning versus extrinsic microenvironmental influence on cell lineage determination represents a general challenge in developmental biology research. In the embryonic heart, this can be particularly difficult as regional differences in the expression of transcriptional regulators, paracrine/juxtacrine signaling cues, and hemodynamic force are all known to influence cardiomyocyte maturation. A simplified method to alter a developing cardiomyocyte's molecular and biomechanical microenvironment would, therefore, serve as a powerful technique to examine how local conditions influence cell fate and function. To address this, we have optimized a method to physically transplant juvenile cardiomyocytes into ectopic locations in the heart or the surrounding embryonic tissue. This allows us to examine how microenvironmental conditions influence cardiomyocyte fate transitions at single cell resolution within the intact embryo. Here, we describe a protocol in which embryonic myocytes can be isolated from a variety of cardiac sub-domains, dissociated, fluorescently labeled, and microinjected into host embryos with high precision. Cells can then be directly analyzed in situ using a variety of imaging and histological techniques. This protocol is a powerful alternative to traditional grafting experiments that can be prohibitively difficult in a moving tissue such as the heart. The general outline of this method can also be adapted to a variety of donor tissues and host environments, and its ease of use, low cost, and speed make it a potentially useful application for a variety of developmental studies.

In this method, embryonic cardiac tissues are surgically microdissected, dissociated, fluorescently labeled, and implanted into host embryonic tissues. This provides a platform for studying the individual or tissue level developmental organization under ectopic hemodynamic conditions, and/or altered paracrine/juxtacrine environments.

鳥胚胚心筋細胞の生体内注入にマイクロインジェクション ベース システム

Interpreting the relative impact of cell autonomous patterning versus extrinsic microenvironmental influence on cell lineage determination represents a ...

An ex-ovo Chicken Embryo Culture System Suitable for Imaging and Microsurgery Applications

Understanding the relationships between genetic and microenvironmental factors that drive normal and malformed embryonic development is fundamental for discovering new therapeutic strategies. Advancements in imaging technology have enabled quantitative investigation of the organization and maturing of the body plan, but later stage embryonic morphogenesis is less clear. Chicken embryos are an attractive vertebrate animal model system for this application because of its ease of culture and surgical manipulation. Early embryos can be cultured for a short time on filter paper rings, which enables complete optical access for cell patterning and fate studies1,2. Studying advanced developmental processes such as cardiac morphogenesis are traditionally performed through a window of the eggshell3-5, but this technique limits optical access due to window size. We previously developed a simple method to culture whole embryos ex-ovo on hexagonal weigh boats for up to 10 days, which enabled high resolution imaging via ultrasonography6,7. These cultures were difficult to transport, limiting the types of imaging tools available for live experiments. We here present an improved shell-less culture system with a cost-effective, portable environmental chamber. Eggs were cracked onto a hammock created by a polyurethane membrane (cling wrap) affixed circumferentially to a plastic cup partially filled with sterile water. The dimensions of the circumference and depth of the hammock were both critical to maintain surface tension, while the mechanics of the hammock and water beneath helped dampen vibrations induced by transportation. A small footprint circulating water bath was also developed to enable continuous temperature control during experimentation. We demonstrate the ability to culture embryos in this way for at least 14 days without morphogenic defect or delay and employ this system in several microsurgical and imaging applications.

An ex-ovo Chicken Embryo Culture System Suitable for Imaging and Microsurgery Applications

In this article, we present a simple methodology to enable long-term ex-ovo avian embryo culture. This technique is ideal for longitudinal experimentation requiring complete optical accessibility and/or sterile transportation in avian embryos.

アン EX - OVO</emイメージングとマイクロサーアプリケーションに適して>ニワトリ胚培養システム

Understanding the relationships between genetic and microenvironmental factors that drive normal and malformed embryonic development is fundamental for ...

Ex Utero Culture of Mouse Embryos from Pregastrulation to Advanced Organogenesis

Postimplantation mammalian embryo culture methods have been generally inefficient and limited to brief periods after dissection out of the uterus. Platforms have been recently developed for highly robust and prolonged ex utero culture of mouse embryos from egg-cylinder stages until advanced organogenesis. These platforms enable appropriate and faithful development of pregastrulating embryos (E5.5) until the hind limb formation stage (E11). Late gastrulating embryos (E7.5) are grown in rotating bottles in these settings, while extended culture from pregastrulation stages (E5.5 or E6.5) requires a combination of static and rotating bottle cultures. In addition, sensitive regulation of O2 and CO2 concentration, gas pressure, glucose levels, and the use of a specific ex utero culture medium are critical for proper embryo development. Here, a detailed step-by-step protocol for extended ex utero mouse embryo culture is provided. The ability to grow normal mouse embryos ex utero from gastrulation to organogenesis represents a valuable tool for characterizing the effect of different experimental perturbations during embryonic development.

Ex Utero Culture of Mouse Embryos from Pregastrulation to Advanced Organogenesis

An enhanced platform for whole-embryo culture allows continuous and robust ex utero development of postimplantation mouse embryos for up to six days, from pregastrulation stages until advanced organogenesis. In this protocol, we detail the standard procedure for successful embryo culture using static plates and rotating bottle systems.

元ウテロ マウス胚の採虫前から高度器官形成までの培養

Postimplantation mammalian embryo culture methods have been generally inefficient and limited to brief periods after dissection out of the uterus. ...

Live Imaging of Early Cardiac Progenitors in the Mouse Embryo

The first steps of heart development imply drastic changes in cell behavior and differentiation. While analysis of fixed embryos allows studying in detail specific developmental stages in a still snapshot, live imaging captures dynamic morphogenetic events, such as cell migration, shape changes, and differentiation, by imaging the embryo as it develops. This complements fixed analysis and expands the understanding of how organs develop during embryogenesis. Despite its advantages, live imaging is rarely used in mouse models because of its technical challenges. Early mouse embryos are sensitive when cultured ex vivo and require efficient handling. To facilitate a broader use of live imaging in mouse developmental research, this paper presents a detailed protocol for two-photon live microscopy that allows long-term acquisition in mouse embryos. In addition to the protocol, tips are provided on embryo handling and culture optimization. This will help understand key events in early mouse organogenesis, enhancing the understanding of cardiovascular progenitor biology.

We present a detailed protocol for mouse embryo culture and imaging that enables 3D + time imaging of cardiac progenitor cells. This video-toolkit addresses the key skills required for successful live imaging otherwise hard to acquire from text-only publications.

マウス胚における初期心臓前駆細胞のライブイメージング

The first steps of heart development imply drastic changes in cell behavior and differentiation. While analysis of fixed embryos allows studying in detail ...

Preparation of Rat Serum Suitable for Mammalian Whole Embryo Culture

Mammalian whole embryo culture (WEC) is a widely used technique for examining pharmacological toxicity in developing mouse and rat embryos and for investigating the mechanisms of developmental processes. Immediately centrifuged (IC) rat serum is commonly used for WEC and is essential for the growth and development of cultured mouse and rat embryos ex vivo. For the culture of midgestation embryos (i.e., E8.0-12.5 for the mouse, and E10.0-14.5 for the rat), 100% rat serum is the best media for supporting the growth of the embryo ex vivo. To prepare rat serum suitable for WEC, the collected blood should be centrifuged immediately to separate the blood cells from the plasma fraction. After centrifugation, the fibrin clot forms in the upper layer; this clot should be squeezed gently using a pair of sterile forceps and subsequently centrifuged to completely separate the blood cells from the serum. In this video article, we demonstrate our standard protocol for the preparation of optimal IC rat serum, including blood collection from the abdominal aorta of male rats and extraction of the serum by centrifugation.

Mammalian whole embryo culture (WEC) is widely used in teratology and developmental biology. Immediately centrifuged rat serum is commonly provided as a medium for both mouse and rat WEC. In this video, we demonstrate our standard protocol for the preparation of high-quality rat serum suitable for mammalian WEC.

哺乳類の全胚培養に適したラット血清の調製

Mammalian whole embryo culture (WEC) is a widely used technique for examining pharmacological toxicity in developing mouse and rat embryos and for ...

石川細胞を用いたIn Vitro共培養モデルにおける胚接着の評価

Establishment of an Embryo Implantation Model In Vitro

Embryo implantation is the first step in the establishment of a successful pregnancy. An in vitro model for embryo implantation is critical for basic biological research, drug development, and screening. This paper presents a simple, rapid, and highly efficient in vitro model for embryo implantation. In this protocol, we first introduce mouse blastocyst acquisition and human endometrial adenocarcinoma cells (Ishikawa)&#160;preparation for implantation, followed by the co-culture method for mouse embryos and Ishikawa cells. Finally, we conducted a study to assess the impact of varying concentrations of 17-&#946;-estradiol (E2) and progesterone (P4) on embryo adhesion rates based on this model. Our findings revealed that high concentrations of E2 significantly reduced embryo adhesion, whereas the addition of progesterone could restore the adhesion rate. This model offers a simple and fast platform for evaluating and screening molecules involved in the adhesion process, such as cytokines, drugs, and transcription factors controlling implantation and endometrial receptivity.

著者スポットライト:胚と子宮内膜の相互作用を分析することにより、妊娠率を改善するための治療戦略の推進

This protocol describes methodologies to establish simple and efficient embryo implantation in vitro model for evaluating the relevant molecules affecting the embryo implantation process.

In Vitroでの胚着床モデルの確立

Embryo implantation is the first step in the establishment of a successful pregnancy. An in vitro model for embryo implantation is critical for basic ...

無血清全胚培養系で、マウス胚発生

要約

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無血清単層培養中のマウス胚性幹細胞の神経分化

マウス全胚培養における神経管閉鎖

血清やフィーダーフリーのマウス胚のコレクションは、無細胞アプローチのための細胞馴化培地を幹

初期のニワトリ胚をex vivo（新文化）の文化のための方法

鳥胚胚心筋細胞の生体内注入にマイクロインジェクションベースシステム

アン EX - OVOニワトリ胚培養システム

元ウテロマウス胚の採虫前から高度器官形成までの培養

マウス胚における初期心臓前駆細胞のライブイメージング

哺乳類の全胚培養に適したラット血清の調製

In Vitroでの胚着床モデルの確立

無血清全胚培養系で、マウス胚発生

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無血清単層培養中のマウス胚性幹細胞の神経分化

マウス全胚培養における神経管閉鎖

血清やフィーダーフリーのマウス胚のコレクションは、無細胞アプローチのための細胞馴化培地を幹

初期のニワトリ胚をex vivo（新文化）の文化のための方法

鳥胚胚心筋細胞の生体内注入にマイクロインジェクション ベース システム

アン EX - OVOニワトリ胚培養システム

元ウテロ マウス胚の採虫前から高度器官形成までの培養

マウス胚における初期心臓前駆細胞のライブイメージング

哺乳類の全胚培養に適したラット血清の調製

In Vitroでの胚着床モデルの確立

鳥胚胚心筋細胞の生体内注入にマイクロインジェクションベースシステム

元ウテロマウス胚の採虫前から高度器官形成までの培養