著者たちは、ジョージ・ファーとホーウィッチ・ラボのメンバーに有益な議論に感謝したいと考えています。 この作品はハワード・ヒューズ医学研究所によって支えられていました。

マウスの麻酔、安楽死、および心臓灌流に関してここに記載されている手順は、イェール大学の制度的動物ケアおよび使用委員会によって承認されたプロトコルの下で行われた。
1. RNaseフリーの機器およびソリューションの準備
<ol><li>RNaseはベンチの上、マイクロピペットおよび調査者を含むすべての実験室表面の共通の汚染物である。<ol>
<li>頻繁にまたは定期的にRNAE除染溶液で手袋を拭きます。</li>
		<li>ステンレス鋼解剖ツールとガラス製品は、>200°Cで1時間以上加熱することでRNaseを自由にすることができます。注:蒸気滅菌はRNaseを破壊しません。または、RNase除染溶液で拭き取り、次にRNaseフリーの70%エタノールと空気乾燥で拭きます。</li>
		<li>ベンチトップ、RNase除染液を用いた他のラボ表面およびマイクロピペレットを拭き取り、RNaseフリー70%エタノールで拭きます。RNAの回収および分析のために特定のラボベンチまたは作業領域を指定します。注: ピペットのシャフトを拭く前にチップ エジェクタを取り外し、可能であれば、チップ エジェクタを取り外します。</li>
		<li>メーカーがRNaseフリーであると認定したチューブ、マイクロ遠心チューブ、ピペット、マイクロピペットチップを使用してください。非常に低い結合の先端およびマイクロチューブの使用は推薦される。可能であれば、開けたばかりの箱や袋を使用し、一般的なラボの供給から分離してください。</li>
		<li>市販のソースからRNaseフリー溶液(Dulbeccoのカルシウム及びマグネシウムフリーPBS(PBS)、エタノール、RNaseフリー70%エタノール)を得る。実験ごとに新しく開いたボトルを使用します。</li>
	</ol>
</li>
	<li>Azure B 色素のソースは、無傷の RNA の正常な回復に不可欠です。染色と収集に貴重なサンプルをコミットする前に、色素の各バッチをテストします。非実験動物から数千個のニューロンを収集し、RNAを調製し、以下に説明するRNAの完全性を決定して、8.5を超えるRIN番号を一貫して生成するものを見つけます。<ol>
<li>アズールB染料(1%、wt/vol)をRNaseフリー70%エタノールに溶解し、通常は0.3gの30mlエタノールを50ml遠心管に溶解します。RTで一晩、またはすべての粒子が溶解するまでロッカーによく混ぜます。この溶液の1つの管は、染色強度に影響を与えることなく、複数のスライドを染色するために使用することができる。</li>
		<li>予防措置として、生物学的複製ごとに異なる染色管を使用してください。</li>
	</ol>
</li>
	<li>クリオマールとO.C T.を使用して、それ以上の治療を行わずにコードセクションを埋め込みます。</li>
	<li>クライオスタットを-20~-24 °Cに保ちます。 切り離し後、十分な数が準備されるまで、スライドを-80°Cの冷凍庫に入れる。スライドが作成された後、できるだけ早くRNAの準備を開始します。長期保管の場合は、スライドではなく、セクションを外すか部分的に切り離したOCTブロックを80°Cに保ちます。</li>
	<li>その指示に従ってRNA調製キットの製造業者によって提供される解決を使用して解剖された運動ニューロンからのRNAの準備のためのグアニジンチオシアネートの緩衝液を作る。</li>
</ol>マウスからの脊髄切片の作製(図1A)
<ol><li>RNase除染溶液で焼いたり拭いたりして、解剖ツール、ガラススライド、カミソリブレード、解剖プラットフォームをすべて洗浄し、RNaseフリーの70%エタノールを洗浄します。2分間乾燥させます。ラボワイプで覆うことで、ほこりのないすべてを保ちます。</li>
	<li>麻酔、心臓灌流、安楽死を含む動物の取り扱い手順は、脊髄解剖の時点に動物を迅速に持ち込むことを目的として、地元の制度的動物のケアおよび使用委員会(IACUC)の要件に従って行われるべきである。<ol>
<li>腹腔内(ip)ケタミン(450mg/kg)の致死量の注射によってマウスを麻酔する。</li>
		<li>深いレベルの麻酔が達成され、つま先ピンチ応答の欠如によって確認されたら、マウス腹側を解剖プラットフォーム(発泡スチロールボードなど)に上に置き、胸腔を開いて心臓を露出させ、左心室(調査官の右にある)に注入セットの27G針蝶を挿入します。鋭利な鉗子で右心房をニックし、蠕動ポンプを使用して約2分間5〜7 ml /分の速度でPBSと浸透させる。この時点で、心房から流れる液体はほとんど血液を含まないべきである。</li>
		<li>灌流針を取り外し、マウスの首を切り落とし、解剖板でひっくり返します。皮膚を開いて脊柱を露出させ、小さいはさみと鉗子を使って椎骨を取り除き、鋭い鉗子で神経根を切断しながら脊髄を持ち上げる。速度と練習は、コードの除去に灌流の開始から移動に不可欠です。これは7分以下でいてはならない。</li>
		<li>残りの血液を洗い流すために、RNaseフリーの水でコードを10秒間洗い流します。湾曲した鉗子を持つRNaseフリーのガラススライドの上に脊髄を置きますが、すぐに。きれいなカミソリの刃を使って脊髄を横に9~10個に分けます。</li>
		<li>同じ鉗子を使用してO.C.T.で満たされたクリオマールにピースを入れ、きれいな針を使用して垂直に整列します。液体窒素であらかじめ冷却した2-メチルブタンを含む浅いトレイに金型を入れ、そのトレイを液体窒素浴に入れて、RNAの分解を避けるために脊髄片を速く凍結します。</li>
		<li>OCT組み込みブロックは-80 °Cで、断離前に最大6ヶ月間保管してください。コードの取り出しから凍結までのプロセスは、RNAの完全性を維持するために5分以内に行われるべきです。</li>
	</ol>
</li>
	<li>O.C T.埋め込みブロックを-20°Cでクライオスタットで作製し、それぞれ9〜10個の脊髄切片を含む9-10の脊髄断面を含む、RNase-free PEN膜2 μmスライド上で、セクションがスライドに付着していることを確認するために最初は室温で保たれています。クライオスタット内の-20°C表面のセクションを直ちに再凍結します。スライドは使用するまで-80°Cに保ちます。</li>
</ol>3. 脊髄切片の染色(図1A)
<ol><li>クリーンラックに、50 mlの円錐チューブを6個配置します。25-30 mlのRNase-フリー70%エタノールですべてを充填し、スライドが浸漬されたときにスライド上のすべてのセクションを覆うのに深さが十分になるようにします。前述のとおり、1% の Azure B ソリューションを 30 ~35 ml にし、同じラックに保管して、洗浄または染色中にソリューションを変更する間の時間を最小限に抑えます。ラックの前に 3 つか 4 つのラボ ワイプを置いて、余分なソリューションを素早く排出します。</li>
	<li>80°Cの冷凍庫からドライアイスにスライドを取り出します。手袋をした手のひらの上に置いて1枚のスライドを解凍します。スライドの水分と結露の大部分をラボワイプで拭き取り、セクションに触れないように注意してください。ペトリ皿に新鮮なシリカゲル乾燥剤の上にスライドを30〜40秒間完全に乾燥させます。実験室の湿度が高い場合、真空デシケーターでの短い処理は、より迅速にスライドを乾燥させるために使用することができます。</li>
	<li>洗濯と染色。<ol>
<li>乾燥したスライドをRNaseフリー70%エタノールの第1チューブに浸します。スライドを30秒間浸し、スライドを洗ってOCTを上下に45~60秒間浸します。スライドを溶液から取り出し、ラボワイプで余分な液体を排出します。スライドを70%エタノールの第2チューブに浸漬して同じ工程を繰り返します。脊髄部の周りのOCTが完全になくなっている場合は、3番目のチューブで洗浄を繰り返します。</li>
		<li>余分な液体を排出した後、スライドを1%のAzure B溶液に70%RNaseフリーエタノールで30〜45秒間水没させます。ラボ ワイプで超過の Azure B を排出します。この時点で、スライド全体が青色になります。</li>
		<li>70%エタノールの次のチューブにスライドを沈め、3〜4倍の速さで上下に浸して過剰な染料を除去し、特定の運動ニューロン染色を目に見えるようにします。セクションが非常に暗く染色された場合は、70%エタノールの新鮮なチューブで脱染色ステップを繰り返します。染色が軽すぎると思われる場合は、スライドを Azure B ソリューションに 30 秒間戻して、削除を繰り返します。余分なエタノールを拭き取り、すべての液体がなくなるまでスライドを〜40秒間乾燥させます。灰色の物質は水色になり、運動ニューロンは深い青色に染まるのに対し、見やすくなります。すぐに解剖を開始します。</li>
	</ol>
</li>
</ol>4. レーザーキャプチャマイクロディスセクション(LMD)(図1B)
<ol><li>顕微鏡をオンにし、チューブホルダーをアンロードして、サンプル採取用に0.6 mlマイクロフュージチューブのキャップを取り付けます。0.6 ml マイクロフュージチューブのキャップに 30 μl グアニジンチオシアネートライシスバッファーを入れます。ピペットチップを使用して溶液を広げ、キャップの表面を液体で覆います。このようにして、収集されたすべてのニューロンは解剖される水溶性溶液に溶解される。キャップを穴に合わせ、目的を顕微鏡ソフトウェアに合わせます。レーザーキャプチャを開始するまで、キャップを覆われた位置に保ちます。</li>
	<li>空気乾燥スライドをLMD顕微鏡のステージ上に逆さまに置き、PENスライドの膜が下向きになるようにします。セクションを持つ膜は、その下にコレクションチューブである穴に面する必要があります。</li>
	<li>スライドの準備を始める前に、レーザーを10分オンにしてください。5Xの目的を持つ脊髄部に焦点を当てます。解剖のための20Xの目的に移動します。<ol>
<li>ライトペンで「ダミー」領域をマークし、レーザーがそれを収集せずにそれを切り取ることを可能にします。これによりPEN膜が弛緩し、連続して複数の領域をマークして切断することが可能になります。</li>
		<li>腹側ホーン領域の運動ニューロンを再び焦点を合わせ、識別します。これらのニューロンは、その位置、ピラミッド型、その大きなサイズ、および Azure B による濃い青色染色によって認識されます (図 2)。</li>
		<li>ライトペンを使用して描画ツールを選択し、モーターニューロンの端に沿ってマークを付け、完全なアウトラインを作成します。運動ニューロン以外の細胞からの汚染を避けるために、輪郭をできるだけ運動ニューロンに近づけるようにしてください。(レーザーカットラインの幅を確認するために事前にいくつかのセクションをテストし、必要に応じてクリアランスを調整します。切削する前に複数のセルをマークします。ソフトウェアは位置を記憶します。</li>
		<li>キャップ位置をクリックして、キャップを切断位置の下に移動します。開始ボタンをクリックして、レーザーで運動ニューロンの解剖を開始します。1つのマイクロフュージチューブのキャップに1スライド上のすべてのセクションからすべての運動ニューロンを収集します。</li>
		<li>収集が完了したら、トレイをアンロードし、チューブをそっと取り外してホルダーからマイクロフュージチューブを取り出します。溶液を上下にピペット処理して、運動ニューロンをバッファに完全に溶解します。4°Cで2分間14,000 x gで遠心してチューブの本体に溶液を移動させます。 試料を乾氷で直ちに冷凍し、-80°Cで保存してください。 このプロセスは、スライド染色から運動ニューロンの収集まで、RNAの分解を最小限に抑えるために1つのスライドで30分以内に行う必要があります。</li>
	</ol>
</li>
</ol>5. 運動ニューロンからのRNA調製
収集したニューロンをすべて1匹の動物から解凍し、それらを一緒にプールしてRNAを抽出します。サンプルは、その中の運動ニューロン (Azure B で染色) の数によっては淡い青色に見える場合があります。LMD組織に提供されるプロトコルに従って適切なキットを使用してRNAを抽出し、可能な限り最小体積で溶出する。1 μl を取ってサンプルの量と完全性を確認します。残りのRNAをドライアイスで速凍結し、-80°Cで保存します。
6. RNAの品質と量の決定
メーカーのプロトコルに従って、キャピラリー電気泳動マイクロ流体チップ上の1μlサンプルでRNA品質を決定します。8.5以上のRNAインテグリティ・ナンバー(RIN)を有するRNA製剤の合計は、RNA-seqおよびqRT-PCRに使用することができます。データ出力には、通常、サンプルの近似濃度も含まれます。

<ol>
	<li>Zhu, J., Nie, S., Wu, J., Lubman, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Target+proteomic+profiling+of+frozen+pancreatic+CD24++adenocarcinoma+tissues+by+immuno-laser+capture+microdissection+and+nano-LC-MS/MS.">Target proteomic profiling of frozen pancreatic CD24+ adenocarcinoma tissues by immuno-laser capture microdissection and nano-LC-MS/MS.</a> J. Proteome. Res. , (2013).</li><li>Bandyopadhyay, U., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=RNA-Seq+profiling+of+spinal+cord+motor+neurons+from+a+presymptomatic+SOD1+ALS+mouse..">RNA-Seq profiling of spinal cord motor neurons from a presymptomatic SOD1 ALS mouse..</a> PLoS ONE. 8 (1), 10-1371 (2013).</li><li>Shea, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+method+for+in+situ+cytophotometric+estimation+of+absolute+amount+of+ribonucleic+acid+using+azure+B1.">A method for in situ cytophotometric estimation of absolute amount of ribonucleic acid using azure B1.</a> J. Histochem. Cytochem. 18 (2), 143-152 (1970).</li><li>Bustin, S. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+MIQE+guidelines:+minimum+information+for+publication+of+quantitative+real-time+PCR+experiments.">The MIQE guidelines: minimum information for publication of quantitative real-time PCR experiments.</a> Clin. Chem. 55 (4), 611-622 (2009).</li><li>Schroeder, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+RIN:+an+RNA+integrity+number+for+assigning+integrity+values+to+RNA+measurements.">The RIN: an RNA integrity number for assigning integrity values to RNA measurements.</a> BMC Mol. Biol. 7, (2006).</li><li>Doebler, J. A., Rhoads, R. E., Anthony, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Neuronal+RNA+in+Pick's+and+Alzheimer's+diseases.+Comparison+of+disease-susceptible+and+disease-resistant+cortical+areas.">Neuronal RNA in Pick's and Alzheimer's diseases. Comparison of disease-susceptible and disease-resistant cortical areas.</a> Arch. Neurol. 46 (2), 134-137 (1989).</li><li>Lobsiger, C. S., Boill&#233;e, S., Cleveland, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Toxicity+from+different+SOD1+mutants+dysregulates+the+complement+system+and+the+neuronal+regenerative+response+in+ALS+motor+neurons.">Toxicity from different SOD1 mutants dysregulates the complement system and the neuronal regenerative response in ALS motor neurons.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 104 (18), (2007).</li><li>Ferraiuolo, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microarray+analysis+of+the+cellular+pathways+involved+in+the+adaptation+to+and+progression+of+motor+neuron+injury+in+the+SOD1+G93A+mouse+model+of+familial+ALS.">Microarray analysis of the cellular pathways involved in the adaptation to and progression of motor neuron injury in the SOD1 G93A mouse model of familial ALS.</a> J. Neurosci. 27 (34), 9201-9219 (2007).</li><li>Sturm, D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+protocol+for+laser+microdissection+of+human+pancreatic+islets+from+surgical+specimens.">Improved protocol for laser microdissection of human pancreatic islets from surgical specimens.</a> J. Vis. Exp. 6 (71), (2013).</li><li>Burbach, G. J., Dehn, D., Nagel, B., Del Turco, D., Deller, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Laser+microdissection+of+immunolabeled+astrocytes+allows+quantification+of+astrocytic+gene+expression.">Laser microdissection of immunolabeled astrocytes allows quantification of astrocytic gene expression.</a> J. Neurosci. Methods. 138 (1-2), 141-148 (2004).</li><li>Wang, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Progressive+aggregation+despite+chaperone+associations+of+a+mutant+SOD1-YFP+in+transgenic+mice+that+develop+ALS.">Progressive aggregation despite chaperone associations of a mutant SOD1-YFP in transgenic mice that develop ALS.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 106 (5), 1392-1397 (2009).</li></ol>

著者らは、競合する財政的利益はないと宣言している。

脊髄スライスのレーザーマイクロディシスセクションによって全RNAを産生するためのこのプロトコルの成功の最も重要な尺度はRIN値5である。高い真核生物からのRNAサンプルの場合、8.5を超える値は定期的に高品質のシーケンシングおよびqRT-PCRデータを得る。収量が低いが品質が高い場合は、準備を繰り返します。ただし、整合性が低い場合 (7.5-8 であっても) は、問題の原因を見つけて再試行することをおし、何かがうまくいかない多くのステップがありますが、実際には問題の2つの原因(内因性RNase汚染または外因性RNase汚染)しかありません。最初は、マウスの犠牲からO.C T埋め込みコードの凍結までの時間を最小限に抑えるように、練習によって対処することができます。内因性RNaseが悪い結果に寄与することができるプロトコルの他のポイントは、スライスの調製中です。各スライスは、室温のPENスライドに素早く付着する必要がありますが、溶けます(O.C.Tが明確になります)。スライスの再凍結が早いほど良い。私たちが使用するクライオスタットは、-20°Cにあるチャンバー内の平らな表面を持ち、スライスを素早く再凍結するために使用します。使用クライオスタットで同様のスポットを見つけ、スライスが再び急速に不透明になることを確認します。
外因性RNaseのソースを追跡することは、非常に多くの可能性があるので、困難な場合があります。RNaseフリーでない試薬はO.C.T.とAzure Bだけです。Azure B が以前に十分に実行されている場合は、O.C T.の新鮮なボトルを試してみてください。RNaseフリー試薬は、別のサプライヤーからも交換することができます。はるかに可能性の高い情報源は、調査官です.作業領域の完全なクリーンアップに加えて、別のラボ メンバーが従って、手順のすべての手順を観察することがしばしば役立ちます。これが日常的にこの手順を実行していない人であっても、目の新鮮なセットは、そうでなければ気付かれていない汚染源を拾う可能性があります。
このプロトコルを他の脊髄細胞からRNAを回収したり、他の種から脊髄細胞から、または他の器官の特定の細胞タイプからRNAを回収するためには、内因性RNaseの影響を排除しながら、または少なくとも最小限に抑えながら、目的の細胞の明確な同定を達成することに向けられたいくつかの領域での修正が必要です。ここでのプロトコルでは、コードの迅速な除去と凍結は、70%エタノールでのAzure B染色と相まって、RNA分解の最小化と運動ニューロン細胞体の容易な同定の両方を可能にした。Azure Bは、RNA3 に結合するように見えるニューロンの確立された組織化学的染色であり、神経変性疾患6の患者からの脳組織の検死サンプルにおけるニューロンのRNA含有量を評価するために使用されてきた。特に、Azure B 染色は、精製された RNA の完全性や、リバース転写および分析の能力に影響を及ぼさなかった。他の色素は、クレシルバイオレット7 およびトルイジンブルー8 のような類似のLMDプロトコルで使用されている。細胞体を解剖時に直接グアニジンチオシアネート溶液に集めることで、無傷のRNAの定期的な回復をもたらした最終ステップが得られた。
同様のアプローチは、他の細胞や臓器に対して構想することができ、関心のある細胞を最小限に抑えながら同定するか、好ましくは、内因性RNasesによるRNA分解を防ぐことが、分析を成功させるための重要な要件であることを認識することができる。膵臓などのRNaseのレベルが高い組織では、迅速な取り扱いと低温が組み合わされ、β細胞からのRNAの回収が可能になり、可視化9のために自然自家蛍光を利用している。同定のために抗体染色を用いた手順も10と報告されているが、我々の手では完全に成功していない。最後に、多くのマウスモデルが、LMD顕微鏡の組織切片で同定できる目的の細胞で蛍光融合タンパク質(GFP、YFP、RFPなど)を発現するモデルが数多く用意されています。実際、このプロトコルで分析したマウス株は、SOD1とYFP11の融合タンパク質を発現しており、脊髄運動ニューロンは蛍光性が高い。しかし、O.C T.を同時に除去し、RNase活性を阻害し、LMDによる運動ニューロンの視覚化とその回復を可能にする十分なYFP蛍光を一貫して維持するエタノールの一連の燃焼および/または脱水状態を見つけることができませんでした。おそらく、新しい蛍光タンパク質、または有機溶媒中の蛍光を維持する利用可能なものの変異体は、この限界を克服することを発見することができる。

複数の異なる細胞タイプで構成される哺乳類組織では、レーザー捕捉マイクロディション(LMD)計測器の出現により、RNAまたはタンパク質レベルで分析するために特定の細胞タイプを選択する可能性が生じています。現在、増幅および次世代シーケンシング技術は、数千個の細胞から総RNAのプールを使用して、RNAの相対的レベルの評価および様々なスプライシング形態の同定を含む、トランスクリプトームの比較的徹底的なインベントリを得ることを可能にする。現在までに、数千個の細胞のプロテオミクス分析は、より豊富な種を通してのみ到達します。例えば、我々は、3,000-4,000の運動ニューロン細胞体(図示せず)から最も豊富なタンパク質の<1,000を同定し、Zhuと同僚は最近、〜15,000個の腫瘍細胞から2,665個のタンパク質を同定したと報告している。しかし、質量分析のさらなる発展に伴い、このような分析ははるかに深さに及ぶ可能性が高い。
ここでは、マウスの脊髄から運動ニューロン細胞体のLMDに用いられる特定のプロトコルを提示し、続いてRNAを調製する。このプロトコルは、RNA-seqおよびqRT-PCR検証2の両方によって野生型SOD1トランスジェニック株から調製されたRNAを有する抗肥萎縮性側索硬化症(ALS)マウスを有する、前無症性トランスジェニック変異型ジスムターゼ(SOD)1マウスの運動ニューロンからのRNAを比較する文脈で使用された。特に、運動ニューロンは、脊髄の灰色物質の前角において、全細胞集団の<10%を含み、アストロサイトの海に囲まれており、したがって、それらの転写プロファイルはコード全体の研究から容易に減少することができない。レーザーキャプチャアプローチは、これらの細胞のRNA発現を分析するのに理想的であり、短い心臓内生理食糸灌流に続いてコードを迅速に切除して凍結することによって生理学が保存されます。運動ニューロンソマトンは大きく、したがって容易に検出可能であるが、ここではニューロン3に対して強い親和性を有する色素を用いる。加えて、このような大きさを有して、これらの細胞は、捕捉された細胞当たりの比較的大量のRNAを提供する。使用される手順は、以下に詳述するように、他の神経細胞タイプ、ならびに潜在的に他の細胞タイプを得るために容易に調整することができ、特に色素染色技術または抗体染色によって同定される。

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:268px;">Ketamine</td>
			<td style="width:195px;">Webster Veterinary</td>
			<td style="width:155px;">26637041101</td>
			<td style="width:339px;">Any source approved by the institutional veterinary service</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:268px;">Dissection tools (scissors, forceps,&#160;etc.)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td style="width:339px;">Any convenient source of high-quality dissection instruments</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:268px;">Cryostat&#160;</td>
			<td>Leica Microsystem</td>
			<td>CM3050S</td>
			<td style="width:339px;">Other cryostats should be suitable</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:268px;">LMD6000 B</td>
			<td>Leica Microsystem</td>
			<td></td>
			<td style="width:339px;">Other LMD systems have not been tested</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:268px;">RNase-free PEN-membrane 2 &#956;m slides&#160;</td>
			<td>Leica Microsystem</td>
			<td>11505189</td>
			<td style="width:339px;">Other slide types have been tested and do not perform well</td>
		</tr>
		<tr height="60">
			<td height="60" style="height:60px;width:268px;">RNeasy Micro kit (50)</td>
			<td>Qiagen</td>
			<td>74004</td>
			<td style="width:339px;">Any kit that uses guanidine thiocyanate lysis buffer and has been tested for recovering small quantities of RNA can be used</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:268px;">Agilent 2100 BioAnalyzer</td>
			<td>Agilent Technologies</td>
			<td>G2939A</td>
			<td style="width:339px;"></td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:268px;">Azure B Certified&#160;</td>
			<td>MP Biomedicals</td>
			<td>190520</td>
			<td style="width:339px;">Critical! Product from any source has to be tested before use for its ability to maintain RNA integrity</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:268px;">PBS</td>
			<td>Sigma Life Science</td>
			<td>D8537</td>
			<td style="width:339px;">Any reliable source of RNase-free PBS</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:268px;">RNA Ethanol 70% (made with DEPC treated water)</td>
			<td>American Bioanalytical</td>
			<td>AB04010-00500</td>
			<td style="width:339px;">Any reliable source, can be lab-made</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:268px;">Water, RNase-free, Endotoxin tested (treated with DEPC to eliminate RNase)</td>
			<td>American Bioanalytical</td>
			<td>AB02128-00500</td>
			<td style="width:339px;">Any reliable source, can be lab-made</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:268px;">RNase AWAY</td>
			<td>Invitrogen Life Technologies</td>
			<td>10328-011</td>
			<td style="width:339px;">Other similar RNase removal reagents, such as RNaseZAP (also from Invitrogen) can be used</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:268px;">2-Methylbutane&#160;</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>78-78-4</td>
			<td style="width:339px;">Any source</td>
		</tr>
		<tr height="40">
			<td height="40" style="height:40px;width:268px;">Maxymum Recovery microfuge tubes (0.6 and 1.5 ml) and pipette tips&#160;</td>
			<td>Axygen&#160;</td>
			<td>311-03-051 &#38; 311-09-051</td>
			<td style="width:339px;">Ultra-low retention, RNase free tubes and tips; test other manufacturer&#39;s products before using</td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:268px;">O.C.T. Compound</td>
			<td>Tissue-Tek</td>
			<td>4583</td>
			<td style="width:339px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:268px;">Cryomold Intermediate Size</td>
			<td>Tissue-Tek</td>
			<td>4566</td>
			<td style="width:339px;"></td>
		</tr>
		<tr height="20">
			<td height="20" style="height:20px;width:268px;">Lab wipes (Kimwipes)</td>
			<td>KIMTECH</td>
			<td>34155</td>
			<td style="width:339px;"></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

production of rna for transcriptomic analysis from mouse spinal cord motor neuron cell bodies by laser capture microdissection

目的の細胞から高品質のRNAを調製することは、細胞タイプ間の転写の違い、または健康と疾患の同じ細胞タイプ間の正確かつ有意義な分析、または薬理学的治療に続く重要です。脊髄において、運動ニューロンからのこのような調製は、多くの神経学的および神経変性疾患における関心の対象であり、運動ニューロンが全細胞集団の<10%を表すという事実によって複雑である。この問題に対処するために、レーザーキャプチャマイクロディション(LMD)が開発されました。ここでは、内因性および外因性RNasesによるRNA損傷を避けるためにマウス脊髄を迅速に回復、凍結、切除するプロトコルを説明し、続いてAzure Bを70%エタノールで染色して、内因性RNaseを阻害したまま運動ニューロンを同定するプロトコルについて説明する。LMDは、染色されたニューロンをグアニジンチオシアネートライシスバッファーに直接捕捉し、RNAの完全性を維持するために使用されます。標準的な技術は、RNA全体を回収し、その完全性を測定するために使用されます。この材料は、RNA-seqおよびqRT-PCRによる転写物の下流分析に使用することができます。

上記および 図1 で概説したプロトコルは、約20枚のPENスライド上の9-10 20 μmのスライスから解剖された3,000-4,000の脊髄運動ニューロン細胞体から>8.5のRINを有する50ng以上のRNAを生成するべきである。このスライド数はマウス脊髄のO.C T.埋め込みブロックの10%未満を表すため、-80°Cで保存されているブロックに戻り、より多くのスライスをカットしてRNA製剤の別のラウンドを通過することができます。解析に大量のRNAが必要な場合は、解剖とRNA調製を通じて数日間で処理できるスライドの数(例えば20枚)のみを数日で作り、2回目のラウンドのためにより多くのスライドを作り、製品を組み合わせる方が良いでしょう。良いものと悪いものを組み合わせることを避けるために、最初に各準備のRINをチェックしてください。RNA-seq法は感度が高まり、新しいPCR技術は現在のPCR技術よりも高感度を見込んでいます。したがって、より少ないニューロン細胞体からのRNAが少なくなり、より大きなシーケンシング深さと興味深いヒットのより包括的な検証が可能になります。一方、qRT-PCR分析および検証4 のためのMIQE勧告への完全な遵守は、低存在量のRNAに必要な制御反応を可能にするために、より多くの量を必要とするかもしれません。
図 2 は、Azure B 染色と解剖後の脊髄側腹孔ホーンセクションの一部の一般的な一連の画像を示しています。パネルAでは、大きく、暗く染色された細胞体は運動ニューロンであり、抗チャット抗体染色2によって確認され、より小さい隣接細胞から容易に分化される。パネルBは、個々の細胞体がライトペンで輪郭を描き、顕微鏡ソフトウェアによって番号付けされた同じ領域を示す。輪郭は、レーザーの切断幅に対する小さな許容量で、細胞体の余白に密接に従います。この間隔は、運動ニューロンサイトゾルの損失を避けながら、余分な材料の包含を最小限に抑えるために、各レーザーパワー設定について決定する必要があります。パネルCとDは、レーザーが切断され、個々の細胞体がコレクションキャップに落ちた後のセクションを示しています。カットマージンは、パネル C のライトペンのアウトラインに正確には従わないが、その外側に大きく残っていることに注意してください。この不規則性は、各カットの周りの暗い領域と同様に、レーザーによって引き起こされる組織への熱損傷を反映するパネルDで明らかである。このため、2つの細胞体が互いに非常に近い場合は、それらを別々に切断しようとし、ほぼ接触の領域で熱損傷を得るためにいくつかのRNAを失うよりも、単一のカットのためにそれらを概説することをおいせください。
図3 は、LMDによって収集された約4,000個のマウス運動ニューロン細胞体から調製されたRNAのサンプルのRNA完全性の電気泳動分析の典型的な結果を示す。上部パネルは、全RNAの1 μlによって生成されるエレクトロフェログラムです。右側のインセットはゲルの画像です。両方とも、顕著なリボソームRNAピークに注意してください。下パネルは、RNAサイズ規格を含むレーンのエレクトロフェログラムです。この分析ソフトウェアは、このサンプルのRINを4.9 ng/μlの濃度で計算しました。このソリューションの合計 13 μl は分析後に利用可能で、転写量の下流の qRT-PCR 検証に 64 ng の RNA を提供しました。適度に豊富な転写物の典型的なqRT-PCR分析では、全RNAの0.15〜0.20 ngは正確な定量2を生成するのに十分であり、この調製から得られたRNAの量は、推奨される4の複数のプライマーセットを有する多数の転写物を検証するのに十分である。もちろん、大量の入力RNAを使用して、希少な転写物の検証を可能にすることができます。この量はまた、ライブラリー調製および次世代RNA-seqを可能にするのに十分以上である。
<img alt="Figure 1" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51168/51168fig1highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51168/51168fig1.jpg"> 図 1. 脊髄の切片の生産およびレーザー捕獲の微細解剖の概観は、脊髄運動ニューロン細胞体の。)スライス生産と染色の主要なステップ。B)脊髄部とレーザー解剖の漫画図。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51168/51168fig1highres.jpg" target="_blank">ここをクリックすると、より大きな画像が表示されます。</a>
<img alt="Figure 2" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51168/51168fig2highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51168/51168fig2.jpg"> 図 2.Azure B 染色運動ニューロン細胞体のレーザー解剖の前後画像。A)染色されたセクションの腹側角の一部。4つの大きな、暗く染色された細胞に注意してください。また、軽く染色され、やや小さい細胞もあり、運動ニューロン(抗チャット抗体染色によって確認され、示されていないが、Bandyopadhyay2を参照)であり、解剖のために選択されない。多くの小さな暗い斑点は、おそらく神経細胞プロセス(樹状突起および軸索)であるが、これは確認されていない。B)ライトペンで囲んだ4つのセルボディ。アウトラインはセルの余白に近い範囲に沿って、セル間の距離が最小であることに注意してください。この間隔は、顕微鏡とレーザーごとに経験的に確立する必要があります。ソフトウェアは、収集された数を追跡することを簡素化する個々のニューロンを番号付けします。C と D)レーザーが切断され、細胞体を含む部分がコレクションキャップに落ちた後。残された穴は、アウトラインよりもやや大きく、不規則であることに注意してください。これは、レーザービームの幅と組織の局所的な組成に応じて、そのわずかに可変的な切断効率を反映しています。また、レーザーによる局所加熱損傷による各穴を囲む暗くなった組織の縁も明らかである。
<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51168/51168fig2highres.jpg" target="_blank">ここをクリックすると、より大きな画像が表示されます。</a>
<img alt="Figure 3" fo:content-width="5in" fo:src="/files/ftp_upload/51168/51168fig3highres.jpg" src="/files/ftp_upload/51168/51168fig3.jpg"> 図 3.LMDサンプルから調製したRNAの完全性の電気泳動分析。A)上記のプロトコルにより〜4,000個の運動ニューロン細胞体から調製したRNAの1μlアリコートを、マイクロ流体チップ上のマイクロキャピラリー電気泳動法で解析した。エレクトロフェログラムは、顕著なリボソームRNAピークを有する示されている。右側にはゲル自体の画像があります。B)サイズ規格の電解液を示し、対応するゲルレーンを右側に表示します。計測器ソフトウェアは、このサンプルのRINを9.8、濃度4.9 ng/μlを計算<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/51168/51168fig3highres.jpg" target="_blank">しました。</a>

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Production of RNA for Transcriptomic Analysis from Mouse Spinal Cord Motor Neuron Cell Bodies by Laser Capture Microdissection

高品質の総RNAは、70%エタノールでAzure Bで脊髄部を染色した後、レーザー捕捉マイクロ解剖によってマウス脊髄運動ニューロンの細胞体から調製された。3,000~4,000個の運動ニューロンから十分なRNA(約40~60 ng)を回収し、RNA-seqおよびqRT-PCRによるダウンストリームRNA解析を可能にします。

レーザー捕捉マイクロ解離によるマウス脊髄運動ニューロン細胞体からの転写解析のためのRNAの生成

Preparation of high-quality RNA from cells of interest is critical to precise and meaningful analysis of transcriptional differences among cell types or ...

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Research

JoVE Journal

Neuroscience

10.6K ビュー.  Yale School of Medicine. 高品質の総RNAは、70%エタノールでAzure Bで脊髄部を染色した後、レーザー捕捉マイクロ解剖によってマウス脊髄運動ニューロンの細胞体から調製された。3,000~4,000個の運動ニューロンから十分なRNA(約40~60 ng)を回収し、RNA-seqおよびqRT-PCRによるダウンストリームRNA解析を可能にします。

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Laser Capture Microdissection of Drosophila Peripheral Neurons

The dendritic arborization (da) neurons of the Drosophila peripheral nervous system (PNS) provide an excellent model system in which to investigate the molecular mechanisms underlying class-specific dendrite morphogenesis1,2. To facilitate molecular analyses of class-specific da neuron development, it is vital to obtain these cells in a pure population. Although a range of different cell, and tissue-specific RNA isolation techniques exist for Drosophila cells, including magnetic bead based cell purification3,4, Fluorescent Activated Cell Sorting (FACS)5-8, and RNA binding protein based strategies9, none of these methods can be readily utilized for isolating single or multiple class-specific Drosophila da neurons with a high degree of spatial precision. Laser Capture Microdissection (LCM) has emerged as an extremely powerful tool that can be used to isolate specific cell types from tissue sections with a high degree of spatial resolution and accuracy. RNA obtained from isolated cells can then be used for analyses including qRT-PCR and microarray expression profiling within a given cell type10-16. To date, LCM has not been widely applied in the analysis of Drosophila tissues and cells17,18, including da neurons at the third instar larval stage of development. 
Here we present our optimized protocol for isolation of Drosophila da neurons using the infrared (IR) class of LCM. This method allows for the capture of single, class-specific or multiple da neurons with high specificity and spatial resolution. Age-matched third instar larvae expressing a UAS-mCD8::GFP19 transgene under the control of either the class IV da neuron specific ppk-GAL420 driver or the pan-da neuron specific 21-7-GAL421 driver were used for these experiments. RNA obtained from the isolated da neurons is of very high quality and can be directly used for downstream applications, including qRT-PCR or microarray analyses. Furthermore, this LCM protocol can be readily adapted to capture other Drosophila cell types a various stages of development dependent upon the cell type specific, GAL4-driven expression pattern of GFP.

Laser Capture Microdissection of Drosophila Peripheral Neurons

In this video-article we present a method for isolating single or multiple Drosophila da neurons from third instar larvae using the infrared capture (IR) class of Laser Capture Microdissection (LCM). RNA obtained from the isolated neurons can be readily used for downstream applications including qRT-PCR or microarray analyses.

のレーザーキャプチャーマイクロダイセクションショウジョウバエ末梢ニューロン

The dendritic arborization (da) neurons of the Drosophila peripheral nervous system (PNS) provide an excellent model system in which to investigate the ...

神経科学

Non-Laser Capture Microscopy Approach for the Microdissection of Discrete Mouse Brain Regions for Total RNA Isolation and Downstream Next-Generation Sequencing and Gene Expression Profiling

As technological platforms, approaches such as next-generation sequencing, microarray, and qRT-PCR have great promise for expanding our understanding of the breadth of molecular regulation. Newer approaches such as high-resolution RNA sequencing (RNA-Seq)1 provides new and expansive information about tissue- or state-specific expression such as relative transcript levels, alternative splicing, and micro RNAs2-4. Prospects for employing the RNA-Seq method in comparative whole transcriptome profiling5 within discrete tissues or between phenotypically distinct groups of individuals affords new avenues for elucidating molecular mechanisms involved in both normal and abnormal physiological states. Recently, whole transcriptome profiling has been performed on human brain tissue, identifying gene expression differences associated with disease progression6. However, the use of next-generation sequencing has yet to be more widely integrated into mammalian studies.
Gene expression studies in mouse models have reported distinct profiles within various brain nuclei using laser capture microscopy (LCM) for sample excision7,8. While LCM affords sample collection with single-cell and discrete brain region precision, the relatively low total RNA yields from the LCM approach can be prohibitive to RNA-Seq and other profiling approaches in mouse brain tissues and may require sub-optimal sample amplification steps. Here, a protocol is presented for microdissection and total RNA extraction from discrete mouse brain regions. Set-diameter tissue corers are used to isolate 13 tissues from 750-&mu;m serial coronal sections of an individual mouse brain. Tissue micropunch samples are immediately frozen and archived. Total RNA is obtained from the samples using magnetic bead-enabled total RNA isolation technology. Resulting RNA samples have adequate yield and quality for use in downstream expression profiling. This microdissection strategy provides a viable option to existing sample collection strategies for obtaining total RNA from discrete brain regions, opening possibilities for new gene expression discoveries.

Non-Laser Capture Microscopy Approach for the Microdissection of Discrete Mouse Brain Regions for Total RNA Isolation and Downstream Next-Generation Sequencing and Gene Expression Profiling  |

RNA expression profiling of discrete mouse brain regions requires a precise and repeatable tissue collection strategy. A protocol that uses both coronal brain sectioning and tissue corer-assisted microdissection is described here. The yield and quality of total RNA obtained from the resulting samples confirms the utility of the outlined method.

トータルRNAの単離およびダウンストリーム次世代シーケンシングと遺伝子発現プロファイリングのための離散マウスの脳領域のマイクロダイセクションのための非レーザーキャプチャー顕微鏡のアプローチ

As technological platforms, approaches such as next-generation sequencing, microarray, and qRT-PCR have great promise for expanding our understanding of ...

Laser Capture Microdissection of Enriched Populations of Neurons or Single Neurons for Gene Expression Analysis After Traumatic Brain Injury

Long-term cognitive disability after TBI is associated with injury-induced neurodegeneration in the hippocampus-a region in the medial temporal lobe that is critical for learning, memory and executive function.1,2 Hence our studies focus on gene expression analysis of specific neuronal populations in distinct subregions of the hippocampus. The technique of laser capture microdissection (LCM), introduced in 1996 by Emmert-Buck, et al.,3 has allowed for significant advances in gene expression analysis of single cells and enriched populations of cells from heterogeneous tissues such as the mammalian brain that contains thousands of functional cell types.4 We use LCM and a well established rat model of traumatic brain injury (TBI) to investigate the molecular mechanisms that underlie the pathogenesis of TBI. Following fluid-percussion TBI, brains are removed at pre-determined times post-injury, immediately frozen on dry ice, and prepared for sectioning in a cryostat. The rat brains can be embedded in OCT and sectioned immediately, or stored several months at -80 &deg;C before sectioning for laser capture microdissection. Additionally, we use LCM to study the effects of TBI on circadian rhythms. For this, we capture neurons from the suprachiasmatic nuclei that contain the master clock of the mammalian brain. Here, we demonstrate the use of LCM to obtain single identified neurons (injured and degenerating, Fluoro-Jade-positive, or uninjured, Fluoro-Jade-negative) and enriched populations of hippocampal neurons for subsequent gene expression analysis by real time PCR and/or whole-genome microarrays. These LCM-enabled studies have revealed that the selective vulnerability of anatomically distinct regions of the rat hippocampus are reflected in the different gene expression profiles of different populations of neurons obtained by LCM from these distinct regions. The results from our single-cell studies, where we compare the transcriptional profiles of dying and adjacent surviving hippocampal neurons, suggest the existence of a cell survival rheostat that regulates cell death and survival after TBI.

We describe how to use laser capture microdissection (LCM) to obtain enriched populations of hippocampal neurons or single neurons from frozen sections of the injured rat brain for subsequent gene expression analysis using quantitative real time PCR and/or whole-genome microarrays.

外傷性脳損傷後の神経細胞や遺伝子発現解析のための単一ニューロンの濃縮された集団のレーザーキャプチャーマイクロダイセクション

Long-term cognitive disability after TBI is associated with injury-induced neurodegeneration in the hippocampus-a region in the medial temporal lobe that ...

Laser Capture Microdissection of Neurons from Differentiated Human Neuroprogenitor Cells in Culture

Neuroprogenitor cells (NPCs) isolated from the human fetal brain were expanded under proliferative conditions in the presence of epidermal growth factor (EGF) and fibroblast growth factor (FGF) to provide an abundant supply of cells. NPCs were differentiated in the presence of a new combination of nerve growth factor (NGF), brain-derived neurotrophic factor (BDNF), dibutyryl cAMP (DBC) and retinoic acid on dishes coated with poly-L-lysine and mouse laminin to obtain neuron-rich cultures. NPCs were also differentiated in the absence of neurotrophins, DBC and retinoic acid and in the presence of ciliary neurotrophic factor (CNTF) to yield astrocyte-rich cultures. Differentiated NPCs were characterized by immunofluorescence staining for a panel of neuronal markers including NeuN, synapsin, acetylcholinesterase, synaptophysin and GAP43. Glial fibrillary acidic protein (GFAP) and STAT3, astrocyte markers, were detected in 10-15% of differentiated NPCs. To facilitate cell-type specific molecular characterization, laser capture microdissection was performed to isolate neurons cultured on polyethylene naphthalate (PEN) membrane slides. The methods described in this study provide valuable tools to advance our understanding of the molecular mechanism of neurodegeneration.

Human neuroprogenitor cells (NPCs) were expanded under proliferating conditions. NPCs were differentiated into neuron-rich cultures in the presence of a combination of neurotrophins. Neuronal markers were detected by immunofluorescence staining. To isolate a pure population of neurons, NPCs were differentiated on PEN membrane slides and laser capture microdissection was performed.

文化における分化したヒト神経前駆細胞からの神経細胞のレーザーキャプチャーマイクロダイセクション

Neuroprogenitor cells (NPCs) isolated from the human fetal brain were expanded under proliferative conditions in the presence of epidermal growth factor ...

RNA-Seq Analysis of Differential Gene Expression in Electroporated Chick Embryonic Spinal Cord

In ovo electroporation of the chick neural tube is a fast and inexpensive method for identification of gene function during neural development. Genome wide analysis of differentially expressed transcripts after such an experimental manipulation has the potential to uncover an almost complete picture of the downstream effects caused by the transfected construct. This work describes a simple method for comparing transcriptomes from samples of transfected embryonic spinal cords comprising all steps between electroporation and identification of differentially expressed transcripts. The first stage consists of guidelines for electroporation and instructions for dissection of transfected spinal cord halves from HH23 embryos in ribonuclease-free environment and extraction of high-quality RNA samples suitable for transcriptome sequencing. The next stage is that of bioinformatic analysis with general guidelines for filtering and comparison of RNA-Seq datasets in the Galaxy public server, which eliminates the need of a local computational structure for small to medium scale experiments. The representative results show that the dissection methods generate high quality RNA samples and that the transcriptomes obtained from two control samples are essentially the same, an important requirement for detection of differential expression genes in experimental samples. Furthermore, one example is provided where experimental overexpression of a DNA construct can be visually verified after comparison with control samples. The application of this method may be a powerful tool to facilitate new discoveries on the function of neural factors involved in spinal cord early development.

This video shows the basic steps for performing whole transcriptome analysis on dissected chick embryonic spinal cord samples after transfection with in ovo electroporation.

エレクトロポひよこ胚脊髄における遺伝子発現差のRNA-配列解析

In ovo electroporation of the chick neural tube is a fast and inexpensive method for identification of gene function during neural development. Genome ...

Zebrafish In Situ Spinal Cord Preparation for Electrophysiological Recordings from Spinal Sensory and Motor Neurons

Zebrafish, first introduced as a developmental model, have gained popularity in many other fields. The ease of rearing large numbers of rapidly developing organisms, combined with the embryonic optical clarity, served as initial compelling attributes of this model. Over the past two decades, the success of this model has been further propelled by its amenability to large-scale mutagenesis screens and by the ease of transgenesis. More recently, gene-editing approaches have extended the power of the model.
For neurodevelopmental studies, the zebrafish embryo and larva provide a model to which multiple methods can be applied. Here, we focus on methods that allow the study of an essential property of neurons, electrical excitability. Our preparation for the electrophysiological study of zebrafish spinal neurons involves the use of veterinarian suture glue to secure the preparation to a recording chamber. Alternative methods for recording from zebrafish embryos and larvae involve the attachment of the preparation to the chamber using a fine tungsten pin1,2,3,4,5. A tungsten pin is most often used to mount the preparation in a lateral orientation, although it has been used to mount larvae dorsal-side up4. The suture glue has been used to mount embryos and larvae in both orientations. Using the glue, a minimal dissection can be performed, allowing access to spinal neurons without the use of an enzymatic treatment, thereby avoiding any resultant damage. However, for larvae, it is necessary to apply a brief enzyme treatment to remove the muscle tissue surrounding the spinal cord. The methods described here have been used to study the intrinsic electrical properties of motor neurons, interneurons, and sensory neurons at several developmental stages6,7,8,9.

Zebrafish In Situ Spinal Cord Preparation for Electrophysiological Recordings from Spinal Sensory and Motor Neurons

This manuscript describes methods for electrophysiological recordings from spinal neurons of zebrafish embryos and larvae. The preparation maintains neurons in situ and often involves minimum dissection. These methods allow for the electrophysiological study of a variety of spinal neurons, from the initial electrical excitability acquisition through the early larval stages.

ゼブラフィッシュ<em&gt;その場での</em&gt;脊髄脊髄感覚運動ニューロンからの電気生理学的記録のための準備

Zebrafish, first introduced as a developmental model, have gained popularity in many other fields. The ease of rearing large numbers of rapidly developing ...

Stereotactic Atlas-Guided Laser Capture Microdissection of Brain Regions Affected by Traumatic Injury

The ability to isolate specific brain regions of interest can be impeded in tissue disassociation techniques that do not preserve their spatial distribution. Such techniques also potentially skew gene expression analysis because the process itself can alter expression patterns in individual cells. Here we describe a laser capture microdissection (LCM) method to selectively collect specific brain regions affected by traumatic brain injury (TBI) by using a modified Nissl (cresyl violet) staining protocol and the guidance of a rat brain atlas. LCM provides access to brain regions in their native positions and the ability to use anatomical landmarks for identification of each specific region. To this end, LCM has been used previously to examine brain region specific gene expression in TBI. This protocol allows examination of TBI-induced alterations in gene and microRNA expression in distinct brain areas within the same animal. The principles of this protocol can be amended and applied to a wide range of studies examining genomic expression in other disease and/or animal models.

We describe the use of laser capture microdissection to obtain samples of distinct cell populations from different brain regions for gene and microRNA analysis. This technique allows the study of differential effects of traumatic brain injury in specific regions of the rat brain.

外傷によって影響を受ける脳のレーザーキャプチャーマイクロダイ セクション定位アトラス誘導レーザー

The ability to isolate specific brain regions of interest can be impeded in tissue disassociation techniques that do not preserve their spatial ...

Optimization of Laser-Capture Microdissection for the Isolation of Enteric Ganglia from Fresh-Frozen Human Tissue

The purpose of this method is to obtain high-integrity RNA samples from enteric ganglia collected from unfixed, freshly-resected human intestinal tissue using laser capture microdissection (LCM). We have identified five steps in the workflow that are crucial for obtaining RNA isolates from enteric ganglia with sufficiently high quality and quantity for RNA-seq. First, when preparing intestinal tissue, each sample must have all excess liquid removed by blotting prior to flattening the serosa as much as possible across the bottom of large base molds. Samples are then quickly frozen atop a slurry of dry ice and 2-methylbutane. Second, when sectioning the tissue, it is important to position cryomolds so that intestinal sections parallel the full plane of the myenteric plexus, thereby yielding the greatest surface area of enteric ganglia per slide. Third, during LCM, polyethylene napthalate (PEN)-membrane slides offer the greatest speed and flexibility in outlining the non-uniform shapes of enteric ganglia when collecting enteric ganglia. Fourth, for distinct visualization of enteric ganglia within sections, ethanol-compatible dyes, like Cresyl Violet, offer excellent preservation of RNA integrity relative to aqueous dyes. Finally, for the extraction of RNA from captured ganglia, we observed differences between commercial RNA extraction kits that yielded superior RNA quantity and quality, while eliminating DNA contamination. Optimization of these factors in the current protocol greatly accelerates the workflow and yields enteric ganglia samples with exceptional RNA quality and quantity.

The goal of this protocol is to obtain high-integrity RNA samples from enteric ganglia isolated from unfixed, freshly-resected human intestinal tissue using laser capture microdissection (LCM). This protocol involves preparing flash-frozen samples of human intestinal tissue, cryosectioning, ethanolic staining and dehydration, LCM, and RNA extraction.

新鮮凍結ひと組織から腸管神経節の隔離のためのレーザー キャプチャ レーザーマイクロダイ セクションの最適化

The purpose of this method is to obtain high-integrity RNA samples from enteric ganglia collected from unfixed, freshly-resected human intestinal tissue ...

Isolation of Adult Spinal Cord Nuclei for Massively Parallel Single-nucleus RNA Sequencing

Probing an individual cell&#39;s gene expression enables the identification of cell type and cell state. Single-cell RNA sequencing has emerged as a powerful tool for studying transcriptional profiles of cells, particularly in heterogeneous tissues such as the central nervous system. However, dissociation methods required for single cell sequencing can lead to experimental changes in the gene expression and cell death. Furthermore, these methods are generally restricted to fresh tissue, thus limiting studies on archival and bio-bank material. Single nucleus RNA sequencing (snRNA-Seq) is an appealing alternative for transcriptional studies, given that it accurately identifies cell types, permits the study of tissue that is frozen or difficult to dissociate, and reduces dissociation-induced transcription. Here, we present a high-throughput protocol for rapid isolation of nuclei for downstream snRNA-Seq. This method enables isolation of nuclei from fresh or frozen spinal cord samples and can be combined with two massively parallel droplet encapsulation platforms.

Here, we present a protocol to rapidly isolate high-quality nuclei from the fresh or frozen tissue for downstream massively parallel RNA sequencing. We include detergent-mechanical and hypotonic-mechanical tissue disruption and cell lysis options, both of which can be used for isolation of nuclei.

並列の単核 RNA 配列のため大人の脊髄核の分離

Probing an individual cell&#39;s gene expression enables the identification of cell type and cell state. Single-cell RNA sequencing has emerged as a ...

脊髄刺激に対する運動ニューロン応答の理解

The Ex vivo Preparation of Spinal Cord Slice for the Whole-Cell Patch-Clamp Recording in Motor Neurons During Spinal Cord Stimulation

Spinal cord stimulation (SCS) can effectively restore locomotor function after spinal cord injury (SCI). Because the motor neurons are the final unit to execute sensorimotor behaviors, directly studying the electrical responses of motor neurons with SCS can help us understand the underlying logic of spinal motor modulation. To simultaneously record diverse stimulus characteristics and cellular responses, a patch-clamp is a good method to study the electrophysiological characteristics at a single-cell scale. However, there are still some complex difficulties in achieving this goal, including maintaining cell viability, quickly separating the spinal cord from the bony structure, and using the SCS to successfully induce action potentials. Here, we present a detailed protocol using patch-clamp to study the electrical responses of motor neurons to SCS with high spatiotemporal resolution, which can help researcher improve their skills in separating the spinal cord and maintaining the cell viability at the same time to smoothly study the electrical mechanism of SCS on motor neuron and avoid unnecessary trial and mistake.

著者スポットライト:脊髄刺激の進歩 - パッチクランプ電気生理学による運動ニューロンの細胞応答の探索 

This protocol describes a method using a patch-clamp to study the electrical responses of motor neurons to spinal cord stimulation (SCS) with high spatiotemporal resolution, which can help researchers improve their skills in separating the spinal cord and maintaining cell viability simultaneously.

脊髄刺激時の運動ニューロンにおける全細胞パッチクランプ記録のための脊髄スライスの ex vivo 調製

Spinal cord stimulation (SCS) can effectively restore locomotor function after spinal cord injury (SCI). Because the motor neurons are the final unit to ...