この作品はR01 NS052532（HLHに）、ムーディーズ·財団、麻酔科によって運営されている。我々は、ローリー、太字、彼らの編集支援のためのクリスティンCourteauバトラーとクリスティペリー、レイアウト、すべての図、表、アートワークの優れた生産のためのクリスティーペリーに感謝します。

1。外科的処置とTBI流体パーカッション<ol><li>全ての動物実験は、まず動物実験（第8版、全米研究評議会）のお手入れと使用のためのテキサスメディカルブランチ、ガルベストン、テキサス州と健康ガイドの国立研究所の大学の施設内動物のケアと使用委員会によって承認されています。 </li><li>ラット（ベンダーチャールズ川から得られた成体雄Sprague-Dawleyラットに、400〜500グラム、ポートランド、メイン州）がケージあたり2を収容し、これらの一定の条件をビバリウム内に食品や水を自由に提供されています：1800への光サイクル（600時間使用する時間）、温度（21℃〜23℃）、湿度（40％〜50％）の1週間前。 </li><li> 4％、イソフルラン挿管、機械的換気でラットを麻酔（NEMI科学、ニューイングランドの医療機器、メドウェイ、マサチューセッツ州）は、酸素でイソフルラン1.5から2.0パーセントを有するラット：空気（70:30）と流体パーカッション矢のためにそれらを準備前述のように負傷。8、10 </li><li>実験デザインに応じて損傷後の適切な時点でラットを生け贄に捧げる。迅速に、脳を除去し、直ちにドライアイスで凍結し、-80℃で保存50mlチューブ内のCまたは凍結切片のため10月に埋め込む直ちに進みます。 </li></ol> 2。セクショニングとラット脳の染色<ol><li>一定の温度に保たれた場合は、直ちに使用されていない脳組織は、1月までのために-80℃に保つことができる。 -80℃で凍結されている脳は、その後°その後切片は、-20°Cに解凍し、C、および再凍結融解後の第二品質のRNAが得られない。脳は、解凍された10月に搭載され、区分されたされた後、スライドは24時間以内に染色し、染色の1時間〜30分以内にLCMを使用する必要があります。これは、良い品質のRNAを確実にするでしょう。 LCM後、LCMのキャップに捕捉された細胞は、最大一週間、-80℃での溶解バッファーに格納することができますが、RNAは、最高の品質を確保するために、適時に隔離されるべきである。&lt;は/ LI&gt; <li>前に脳を区画には、RNase-ZAPとクライオスタットを拭くとEtOH（それぞれの脳の間に使い捨ての刃を交換して）でブラシを清掃してください。 </li><li> -80℃の冷凍庫から50 mlチューブで脳を取り出し、-22℃で約10分間、チューブ内の雪解けの温度でクライオスタット内に配置します。ガーゼでステージ上にチューブと場所、アップ腹側から脳を取り出します。 </li><li>カミソリの刃を用いて、小脳と視交叉における前方部分にちょうど吻側脳の後方部分を削除するために脳をスライス。 10月取付媒体（ティッシュテック）とcryomoldをご記入のうえ、前方側に金型に脳を下に置きます。それが白に変わったら（約10分）まで、脳組織がマウント培地で凍結することができます。 </li><li> 10月と脳に試料ディスク（ティッシュテック）を凍結します。金型から脳を取り出します。試料ヘッドに脳を挿入して、ネジを締めます。 </li><li> disposaを挿入BLE、ロープロファイルナイフホルダーにブレード（フィッシャーサイエンティフィック）とレバーを締めます。 </li><li> 10月の外側の層を除去するために、20μm以下で脳をスライスし始める。海馬領域に達すると、10ミクロンにダイヤルを設定してください。組織切片（フィッシャー·サイエンティフィック）の上にガラススライドまたはプラススラ​​イドガラスを配置することにより、冠状連続切片を収集します。セクショニングが完了するまで、スライドはRNaseフリーの染色ラックに-20℃で保存されている。 </li><li>組織切片が処理されるガラス製品からすべてのRNaseを除去するには、すべての染色コンテナを拭うとエリミナーゼ（フィッシャーサイエンティフィック）とシリンダーを卒業し、ミリQ水ですすいでください。 RNaseフリー水ですべてのソリューションを用意し、クレシルバイオレット（Sigma-Aldrich社）とフルオロジェイド（ヒスト-CHEM）を使用する前に0.2μmのフィルターで染色をフィルタリングします。 </li><li> 30秒RTで脳切片を解凍し、75％エタノール（1分）で固定します。 </li><li>定着後のシングル負傷したニューロンのLCMは、RNaseフリーの水（1分）で、スライドをすすぎ、1％クレシルバイオレット（15-20秒）で対比染色、RNaseフリー水（2×30秒）ですすぎ、フルオロジェイド（4分）で染色し、RNaseフリー水（3×1分）ですすぎRNaseフリー水（30秒）、100％EtOHを（30秒）、キシレン（2×3分）から作られた95％エタノールで脱水する。 </li><li>定着後のニューロンのスワスのLCMは、RNaseフリー水（1分）で、スライドをすすぎ、1％クレシルバイオレット（1分）で染色し、（3×1分）のためにRNaseフリー水ですすぎ、95％の脱水をEtOH（2×30秒）、100％EtOHを（2×30秒）、キシレン（2×3分）。 </li><li>空気は、LCMに先立って15分間換気フード内のすべてのセクションを乾燥させてください。彼らは部屋から部屋へと転送することが必要な場合は、スライドセクション側は、乾燥剤が並んでスライドボックスには、最大保存することができます。のセクションでは、乾燥している後に、LCMがすぐに実行された場合は、最適な結果が得られる。 LCMは、30分〜1時間に制限すべきである。次のセクションでは、EAである細胞の連続帯状の領域をキャプチャする方法について説明します第一このテクニックを学んでいる人のためにマスターするsiest。その後、我々は正確に単一ニューロンをキャプチャする方法について説明します。私たちの手順では、変性ニューロンのフルオロジェイド·マーカーに対するその親和性によって瀕死のニューロンを特定します。フルオロジェイド陰性細胞は、ニューロンを存続されるものとみなされます。 </li></ol> 3。レーザーキャプチャーマイクロダイセクション（LCM） 海馬神経細胞の濃縮された集団のスワスのLCM <ol><li> LCMは、赤外ダイオードレーザー（Life Technologies社）でPixCell IIE顕微鏡を使用して実行されます。 </li><li>垂直位置に中央のジョイスティックを調整します。回転させ、所定の位置に4X目標をロックします。 </li><li>海馬の領域が表示されているまで、顕微鏡ステージの中心にスライドを入れて、手動で調整してください。焦点にイメージを持って来るために粗調整と微フォーカス調整を使用しています。 </li><li>コントローラ上の真空ボタンを押すことによって、真空チャックをアクティブにします。 PLに10X対物レンズを回転させ、ロックエース。粗調整と微調整を再び焦点を当てる。 </li><li>負荷線の位置にキャップがポイカセットモジュールと位置にポイカプセルマクロLCMキャップ（Life Technologies）をロードします。キャップの周りにキャップの配置アームと位置を回転させます。カセットモジュールからポイカプセルのキャップを除去するためにキャップの配置アームを持ち上げます。 </li><li>スライド上にキャップの配置アームを回転させて、スライド上に腕を下げる、これはスライド上にキャップを置きます。ファインフォーカスを調整し、細胞がキャップに黒の円の内側にあるかどうかを確認するジョイスティックを動かします。すべてのセルのキャプチャはこの黒丸内にある必要があります。 </li><li>レーザパラメータを設定します。まず、コントローラ上のレーザー有効ボタンを押してください。レーザーターゲットスポットはコンピュータのモニター上視野内のピンクのドットのように見えるようになります。 </li><li> 75 mWで、1.0から2.0ミリ秒のための最適な細胞捕獲の必要に応じて - レーザーの焦点を合わせると65〜パワーと持続時間を調整するために小さなレーザスポットサイズ（7.5μm）を設定します。 </li><li> TEにレーザーST、ピックアップする細胞が存在しない領域にレーザスポットを移動するためにジョイスティックを使用しています。親指スイッチを使用してレーザーを発射。目に見えるダークリングは、レーザーが発射された明確な領域を囲むかどうかを確認するために離れて溶融ポリマースポットからレーザスポットを移動し、チェックするためにジョイスティックを使用しています。 </li><li>細胞を捕捉するには、キャプチャするために、細胞の領域の上にレーザスポットを移動するためにジョイスティックを使用しています。親指スイッチを使用してレーザーを発射。細胞の大きな領域をキャプチャするためにレーザーを発射しながらジョイスティックを動かします。レーザーが発射されるとき、それは標的細胞の表面にキャップに熱可塑性ポリマーフィルムを溶融する。ポリマーは、このように将来の分子アプリケーションのためのサンプルの整合性を確保したRNA、DNAやタンパク質を変更しない、レーザー放射を吸収する。 </li><li>興味のあるすべてのセルを焼成した後、キャップの配置アームを持ち上げる。捕捉された細胞は、組織切片から分離してポイカプセルのキャップに付着する。残りの組織および欠損セルが可視になります視野内ible。キャップ上の細胞はまた、スライドの空の部分にキャップを配置することにより閲覧することができます。 </li><li>キャップの配置アームを持ち上げ、キャップStationをアンロードするためにそれを回転させます。駅にキャップを下げて元の位置に戻してキャップの配置アームを回転させます。 </li><li>プラットフォームに沿って、キャップの上にポイカプセル挿入工具をスライドさせます。プラットフォームからツールを持ち上げます。キャップが取り付けられたままになります。軽く不要な組織を離れてきれいにポイカプセルクリーンパッドにキャップを触れないでください。 </li><li> RNAqueousマイクロアイソレーションキットから得られた溶解バッファー100μlで満たさ0.5ミリリットルRNaseフリーのチューブにキャップを置きます。細胞を溶解するために30秒間ボルテックス直ちにキャップ。 42℃でインキュベートする-80℃で30分間、そして凍結用のC°CのRNA分離まで。 </li></ol>海馬における単一FJ +ニューロンのLCM <ol start="15"><li>単一細胞を捕捉するには、ポイカセットモジュールとpositiにポイカプセルHS LCMキャップを読み込む負荷線の位置でキャップに。キャップの配置アームを回転させ、キャップの周りに配置します。カセットモジュールからポイカプセルのキャップを除去するためにキャップの配置アームを持ち上げます。 </li><li>レーザーの焦点を合わせると、単一細胞の最適な細胞捕獲用の0.45から0.50ミリ秒のために65 -75 mWまでレーザパワーと持続時間を調整するために小さなレーザスポットサイズ（7.5μm）を設定します。 </li><li>スライド上にキャップの配置アームを回転させて、スライドに向かって腕を下げる。これは、スライド上にキャップを置きます。ポイカプセルのHSキャップ面は、LCM中のサンプルから高架に座っている。 </li><li>シングルFJ +細胞にレーザを移動するジョイスティックを使用しています。キャプチャされてすべての細胞は、キャップに小さな黒いリングの内側になければなりません。親指スイッチを使用してレーザーを発射。 </li><li>黒丸区域内のすべての細胞がレーザーを発射されたとき、キャップの配置アームを持ち上げる。捕捉された細胞は、組織切片から分離してポイカプセルHSキャップに付着する。 </li><li>マイクロ上の別のスライドを入れステージに対応したHSキャップがいっぱいになるまでのFJ +細胞を収集します。溶解バッファーの40〜50μlで埋め0.5ミリリットルRNaseフリーのチューブにキャップを置きます。細胞を溶解するために30秒間ボルテックス直ちにキャップ。 42℃でインキュベートする-80℃で30分間、そして凍結用のC°CのRNA分離まで。 </li></ol> 4。 LCMサンプルからトータルRNAの分離（このセクションは、単にビデオのプレゼンテーションで説明されます） <ol><li>細胞からの全RNAを、製造業者のプロトコールに従ってRNAqueous-Micro社キット（Ambion）を用いて単離される。全ての試薬および洗浄溶液は、このキットで提供されています。フィルタに溶解液バッファー30μlを添加することにより、プリウェットミクロフィルターカートリッジアセンブリ。 5分後、10,000×gで30秒間遠心フィルターを。 </li><li>サンプル溶解液にLCM添加剤の3μlを加え、ピペットで混合し、遠心分離する。 </li><li>サンプル溶解液に100％EtOHを（1/2量）52μlを加え、ピペットで混合し、フィルターにライセートを転送するコラム。 </li><li>カラムにRNAに結合するには、1分間10,000×gでフィルターカラムを遠心します。 1サンプルに対して複数のキャップがある場合は、別々に同じカラムを通して各ライセートをスピン。 </li><li> RNAqueousマイクロキットに記載されているようRNA分離手順を完了します。 </li><li>キットに記載されているようLCM RNAサンプルのDNase処理およびDNase不活化を実行し、-80℃でRNaseフリーのチューブや店舗にRNAを転送℃に</li></ol> 5。 RNA定量と下流のアプリケーション RNAの品質と定量化の評価は、製造業者のプロトコルに従ってピコ·キット（Agilent Technologies社、サンタクララ、カリフォルニア州）からの試薬を使用してAgilentバイオアナライザを用いて行われる。 <ol><li>全RNAをAgilentバイオアナライザー2100（アジレント·テクノロジー）で分析されています。ソフトウェアは、各サンプルの範囲のfにRNAの完全数（RIN）を割り当てることによって、濃度およびRNAサンプルの完全性を評価するromは1から10まで。 1-5は、分解されたRNAを示し、7月10日は、良い品質のRNAを示しています。 </li><li> SYBR-グリーンケミストリーを使用して、個々のTaqmanアッセイまたはRT2プロファイラアレイ、劣化していない無傷のRNAは、リアルタイムPCRに使用されます。 RNAは、mRNAのマイクロアレイ解析とmicroRNAのマイクロアレイ解析に使用することができます。 </li></ol>

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著者らは、利害の対立がないことを宣言します。

このLCM手法は、TBIの分子機構を理解する上で重要な進歩を遂げることができるようになりました。8,10,11,12,13我々は、ラット海馬の異なるサブ領域は、その遺伝子発現プロファイルを持っていることを実証するために、この技術を利用した最初の研究者であったけがへの選択的脆弱性と相関する。我々の研究は、我々は、わずか10などのレーザー捕捉された細胞から、定量PCRによって、遺伝子発現を定量化し、我々は600捕獲された細胞としていくつかのゲノムワイドマイクロアレイ解析を行うことができることができることを示した。 LCMは、多様な神経学的および神経疾患に関与することが知られている他の脳領域の類似の研究の貴重なツールとなります。たとえば、LCMを用いた研究では、黒質のドーパミンニューロンにおけるパーキンソン病の病因、14とsに関与報酬回路に関与している側坐核の支援ゲノムワイドプロファイリング研究、に光を当てるたubstance乱用障害15 ニューロンの異質性はゲノムレベル16で反射され、臨床試験ではTBIのための実験的な治療の成功の不足に貢献するかもしれない。したがって、我々の目標は、TBIの後ニューロンの生存に影響を与える重要な要素を調査するために、この手法を利用することである。死にかけていると隣接TBIの後に海馬ニューロンの生存我々の最近のゲノムワイドプロファイリング研究は、細胞死遺伝子と細胞生存の発現レベルの比を反映して、携帯レオスタットはTBI後の細胞運命を調節することが示唆された。これらの継続的な研究が積極的に細胞生存加減抵抗器に影響を与えることができる薬物療法戦略の設計と開発に貢献していきます。さらに、我々は現在、TBI後の海馬神経細胞の潜在的な治療の薬物治療の効果を追跡し、監視するために、LCM使用。したがって、我々の研究は慎重にRNaseフリー処理テクニックを与えられたことを示しているといくつかの既存のプロトコルの変更は、それが正確な定量的遺伝子発現解析のためのLCMから高品質のRNAサンプルを得ることが可能である。 しかし、LCM技術に関連するいくつかの落とし穴があります。たとえば、任意のミクログリア汚染なしのみ神経細胞を収集することはほとんど不可能になる場合があります。海馬の錐体細胞層では、細胞の95％はグリアおよび他の細胞型の小さな割合を残して、錐体細胞と10％のニューロンであるために、この人口の90％を持つニューロン。8,17であることが推定されている私たちの研究では18我々 はフルオロヒスイ特に脳組織内だけ傷ついた神経細胞を標識する蛍光色素を使用しています。 GFAPのマーカーであることが異なる汚れは、ミクログリアを染色することが必要であろう。のみフルオロヒスイステンド単一ニューロンの遺体を収集19は、ニューロンのより均一な集団を確実にします。トラブルシューティングが必要な場合があり、別の一般的な問題は、サークルがないということですレーザーが発射されたときtが定義されている。この問題が発生した場合、それはレーザーの設定を確認し、必要に応じてパワーと持続時間を調整することが必要である。また、キャップが組織の上に平らに置き、アームに正しく装着されていることを確認することが重要です。 LCMのテクニカルマニュアルを参照するか、テクニカルサポートを呼び出すことは、時には必要であろう。 LCMおよびRNAを単離した後、RNAの品質は、常に任意の遺伝子発現解析に先立ってバイオアナライザを用いて評価されるべきである。 レーザー切断（Life Technologies社、ライカマイクロシステムズ）と（ツァイス）の楽器を突入させたレーザーを含む現在市場に出回っているレーザーキャプチャー機器のいくつかの種類があります。私たちのLCMシステムは少数細胞を捕捉するために適しています。他の高スループット、より自動化されたシステムは、ゲノム、特にプロテオーム解析のための細胞の大きい数値を得るために、より適している場合があります。実際、これらの自動化システムを使用してLCMはprの分析のための大きな可能性を秘めている同定された細胞または細胞の濃縮された集団でotein式20は、さらに、LCMは、私たちは関係なく、最も異質の組織における複雑性の定義された種類の細胞における遺伝子発現を調査することができる21の免疫標識細胞の遺伝子発現解析を容易にすることができる。したがって、LCMは細胞の単一または濃縮された集団の最先端の分子生物学的研究のための優れたツールです。

異種組織の遺伝子発現解析は、常に問題となっているが、これは約5,000の異なる細胞型を有する哺乳動物の脳では特にそうです先立ちレーザーキャプチャーマイクロダイセクション（LCM）技術の開発〜4は 、TBIの効果のゲノム研究。 in vivoでの異なる神経細胞の種類だけでなく、グリア細胞および免疫細胞をサポートするだけでなく、構成の脳細胞の混合集団における遺伝子発現の解析に基づいていた。これらの異種の組織から得られた結果の複雑な遺伝子発現プロファイル、および損傷によって誘発された細胞シグナルの相反するパターンは、TBIの前臨床試験で有効性が証明さ治療戦略のヒト臨床試験での失敗の1つの説明かもしれません。5 ラット腰から神経細胞の脆弱な集団に傷害誘導性遺伝子発現の明確な理解を得るためにpocampus、我々は最初のエメルト-昇らによって報告されたLCMの手法は、図3続いて、我々は、定量的リアルタイムPCRやマイクロアレイ解析を用いたニューロンとmRNAプロファイリングのための単一ニューロンの濃縮された集団の効率的な捕捉のために、この顕微解剖法を変更し、最適化を採用。ゲノム解析のための脳組織の凍結切片でのmRNAの整合性を維持するために、我々は固定、染色、冷凍ラットの脳切片からニューロンの急速な捕獲のための既存のプロトコルを変更しました。負傷して死にかけている海馬ニューロンの同定および単離のために、我々はまた、LCM用フルオロジェイド染色技術を最適化しました。フルオロジェイドはアポトーシスとネクローシス細胞死を区別しません。したがって、変性ニューロンのすべての種類は、この汚れ。6,7によって検出することができここでは、単一の瀕死または生き残った神経細胞のプールだけでなく、濃縮populatiの帯状の領域を取得するために、我々の研究室で使用されるプロトコルを記述する異なる神経細胞の種類（TBI後の遺伝子発現解析のためのすなわち CA1-CA3ニューロン）のアドオン。当研究室で行っている流体パーカッション脳損傷のための手順は、島村ら 、8で詳細に説明し、アルダーら JOVEに公表したマウスの横方向の流体-パーカッション傷害プロトコルに非常に似ています。9 LCM技術は持っているので組織中のDNA、RNAおよびタンパク質のインテグリティに最小限、あるいはまったく影響を有することが示され、これは、定義された種類の細胞の分子とタンパク質解析のための優れたツールです。

<table border="1">
 <tbody>
 <tr>
 <td>Name of the reagent</td>
 <td>Company</td>
 <td>Catalogue number</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>PixCell IIe Laser Capture Microscope</td>
 <td>Life Technologies (Arcturus)</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Agilent 2100 Bioanalyzer</td>
 <td>Agilent Technologies</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>RNAqueous Micro- Kit</td>
 <td>Life Technologies (Ambion)</td>
 <td>AM1931 </td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Agilent 6000 Pico Kit</td>
 <td>Agilent Technologies</td>
 <td>5067-1513</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Capsure LCM caps</td>
 <td>Applied Biosystems</td>
 <td>LCM0211/LCM0214</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Fluoro-Jade</td>
 <td>Histo-chem Inc.</td>
 <td>#1FJ</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Cresyl Violet Acetate</td>
 <td>Sigma-aldrich</td>
 <td>C5042-10G</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Xylene (Histological grade)</td>
 <td>Fisher Scientific</td>
 <td>X3P-1GAL</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Ethanol 200 proof (Histological grade)</td>
 <td>UTMB pharmacy</td>
 <td></td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>RNase free barrier pipette tips</td>
 <td>Fisher Scientific</td>
 <td>2123635, 212364, 212361, 21-236-2A</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td></td>
 <td></td>
 <td></td>
 <td><a href="http://tools.invitrogen.com/content/sfs/brochures/cms_086283.pdf" target="_blank">Arcturus Laser Capture Microdissection system (Life Technologies)</a> 
 <a href="http://microscopy.zeiss.com/microscopy/en_de/downloads/brochure-downloads.html?catalog=laser_microdissection" target="_blank">Zeiss Laser Microdissection The PALM family </a> 
 <a href="http://www.leica-microsystems.com/fileadmin/downloads/Leica DM6000 B/Brochures/Leica_DM4000-6000_B-Brochure_en.pdf" target="_blank">Leica Microsystems</a></td>
 </tr>
 </tbody>
</table>

laser capture microdissection of enriched populations of neurons or single neurons for gene expression analysis after traumatic brain injury

TBI後の長期的な認知障害は、学習、記憶と執行機能のために重要である内側側頭葉の海馬領域における傷害誘導性の神経変性に関連付けられています。1,2したがって、我々の研究は、特定の神経細胞の遺伝子発現解析に焦点を当てる海馬の異なるサブ領域における集団。エメルト-バック、 らによって1996年に導入されたレーザーキャプチャーマイクロダイセクション（LCM）の技術、。、3は、単一細胞などが含まれ哺乳類の脳のような不均一な組織からの細胞の濃縮された集団の遺伝子発現解析で大きな進歩を可能にした機能的な細胞型の何千もの。4私たちは、TBIの病因の根底分子メカニズムを調べるためにLCMおよび外傷性脳損傷の十分に確立されたラットモデルを（TBI）を使用します。流体パーカッションTBIの後、脳を、直ちにドライアイスで凍結し、予め決められた時間、損傷後に削除されますとクライオスタットで切片化のために準備した。ラットの脳はすぐに10月、切片に埋め込まれた、または-80℃で数ヶ月保存することができ℃のレーザーキャプチャーマイクロダイセクション用セクショニング前。さらに、当社は、概日リズムに、TBIの効果を研究するため、LCMを使用しています。このため、我々は哺乳類の脳のマスタークロックを含む視交叉上核からニューロンをキャプチャします。ここでは、リアルタイムPCRによって、および/シングル同定ニューロン（負傷し、変性、フルオロジェイド陽性、または無傷、フルオロジェイド陰性）とその後の遺伝子発現解析のための海馬神経細胞の濃縮された集団を得るためのLCMの使用を実証または全ゲノムマイクロアレイ。これらのLCMの対応の研究はラット海馬の解剖学的に別個の領域の選択的脆弱性は、これらの異なる領域からLCMによって得られたニューロンの異なる集団の異なった遺伝子発現プロファイルに反映されていることを明らかにした。私達の単一セルの研究からの結果、どこに私たちは死にかけていると隣接存続海馬ニューロンの転写プロファイルを比較し、TBI後の細胞死と生存を調節する細胞生存レオスタットの存在を示唆している。

私たちの最初の研究のLCMにおいて、我々はラット海馬の機能的に異なるサブ領域（CA1およびCA3）がTBIに対する脆弱性を反映した遺伝子発現プロファイルを持っていることを示すことができた。8 図1A〜1Cは、海馬錐体細胞のレーザーキャプチャー（CA1を示していますCA3）、前、およびLCM後の歯状回ニューロンとSCNニューロン。ピラミッド形のきれいなキャプチャ、顆粒またはSCNのニューロンは、それぞれが、マクロ·キャップに示されています。 図2A-2Bは、LCMの前と後死んで、フルオロジェイド正錐体ニューロンと存続、フルオロジェイド負の錐体細胞を示しています。瀕死または生き残ったニューロンのクリーンキャプチャはLCMのキャップに捕捉された細胞を表示することによって示されている。 LCMの後、全RNAをTaqManまたはSYBRグリーン化学（ 図3A）、小さなfocuを用いた遺伝子発現の定量的リアルタイムPCR解析を含む分子研究の多様な配列を使用することができますSYBRグリーンプローブ（ 図3B）、または全ゲノムマイクロアレイ研究（ 図3C）を用いてPCRアレイをセッド。 <img alt="図1" fo:content-width="3in" fo:src="/files/ftp_upload/50308/50308fig1large.jpg" src="/files/ftp_upload/50308/50308fig1.jpg" /> 図1。ラット脳から定義されている細胞集団のスワスのレーザーキャプチャーマイクロダイセクション。ラット脳の冷凍10μmの冠状切片をエタノールで固定ニッスル染色（クレシルバイオレット）で染色し、LCMのために準備されます。示され、ラットの海馬と視交叉上核の絵海馬歯状回におけるラット海馬のCA1-CA3サブフィールドからLCMおよびマクロキャップ上で可視化として捕捉された細胞。A.錐体ニューロンの前と後にBの顆粒細胞である。第三脳室の両側に位置する二国間で視交叉上核と視神経十字の上方に位置する。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50308/50308fig1large.jpg" target="_blank">拡大図を表示するには、ここをクリックしてください</a> 。 <img alt="図2" fo:content-width="3in" fo:src="/files/ftp_upload/50308/50308fig2large.jpg" src="/files/ftp_upload/50308/50308fig2.jpg" /> 図2。ラット海馬からの単一ニューロンのレーザーキャプチャーマイクロダイセクション。示さCA3ニューロンLCMの前と後のAの退化、フルオロジェイド陽性（染色）海馬CA3ニューロンA と Bの存続、フルオロジェイド陰性（非染色）されています。捕捉された細胞は、可視化されます。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50308/50308fig2large.jpg" target="_blank">拡大図を表示するにはここをクリック</a> 。 <img alt="図3" fo:content-width="6.5in" fo:src="/files/ftp_upload/50308/50308fig3large.jpg" src=&quot;/ files/ftp_upload/50308/50308fig3.jpg&quot; /&gt; 図3。レーザー捕捉ニューロンから単離した全RNAの遺伝子発現解析。SCNにおける概日時計遺伝子発現のAの定量的リアルタイムPCRのデータが。焦点のPCRアレイを用いてアポトーシス関連遺伝子の発現を示す海馬神経細胞を死に、生存における遺伝子発現のB.ヒートマップ℃、アジレントのTBIまたはTBI偽傷害を受けたラットに加え、脳損傷（神経型一酸化窒素によって誘導される遺伝子のノックダウン式に設計された組換えアデノ随伴siRNAのウイルスから海馬CA1-CA3ニューロンにおける遺伝子発現の全ゲノムマイクロアレイ解析酵素とグルタチオンペルオキシダーゼ-1）。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50308/50308fig3large.jpg" target="_blank">拡大図を表示するにはここをクリック</a> 。

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Laser Capture Microdissection of Enriched Populations of Neurons or Single Neurons for Gene Expression Analysis After Traumatic Brain Injury

我々は、海馬ニューロンまたは定量的リアルタイムPCRおよび/または全ゲノムマイクロアレイを用いてその後の遺伝子発現解析のために負傷したラット脳の凍結切片からの単一ニューロンの濃縮された集団を得るためにレーザーキャプチャーマイクロダイセクション（LCM）を使用する方法について説明します。

外傷性脳損傷後の神経細胞や遺伝子発現解析のための単一ニューロンの濃縮された集団のレーザーキャプチャーマイクロダイセクション

Long-term cognitive disability after TBI is associated with injury-induced neurodegeneration in the hippocampus-a region in the medial temporal lobe that ...

laser-capture-microdissection-enriched-populations-neurons-or-single

Research

JoVE Journal

Neuroscience

21.1K ビュー.  University of Texas Medical Branch. 我々は、海馬ニューロンまたは定量的リアルタイムPCRおよび/または全ゲノムマイクロアレイを用いてその後の遺伝子発現解析のために負傷したラット脳の凍結切片からの単一ニューロンの濃縮された集団を得るためにレーザーキャプチャーマイクロダイセクション（LCM）を使用する方法について説明します。

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Laser Capture Microdissection of Drosophila Peripheral Neurons

The dendritic arborization (da) neurons of the Drosophila peripheral nervous system (PNS) provide an excellent model system in which to investigate the molecular mechanisms underlying class-specific dendrite morphogenesis1,2. To facilitate molecular analyses of class-specific da neuron development, it is vital to obtain these cells in a pure population. Although a range of different cell, and tissue-specific RNA isolation techniques exist for Drosophila cells, including magnetic bead based cell purification3,4, Fluorescent Activated Cell Sorting (FACS)5-8, and RNA binding protein based strategies9, none of these methods can be readily utilized for isolating single or multiple class-specific Drosophila da neurons with a high degree of spatial precision. Laser Capture Microdissection (LCM) has emerged as an extremely powerful tool that can be used to isolate specific cell types from tissue sections with a high degree of spatial resolution and accuracy. RNA obtained from isolated cells can then be used for analyses including qRT-PCR and microarray expression profiling within a given cell type10-16. To date, LCM has not been widely applied in the analysis of Drosophila tissues and cells17,18, including da neurons at the third instar larval stage of development. 
Here we present our optimized protocol for isolation of Drosophila da neurons using the infrared (IR) class of LCM. This method allows for the capture of single, class-specific or multiple da neurons with high specificity and spatial resolution. Age-matched third instar larvae expressing a UAS-mCD8::GFP19 transgene under the control of either the class IV da neuron specific ppk-GAL420 driver or the pan-da neuron specific 21-7-GAL421 driver were used for these experiments. RNA obtained from the isolated da neurons is of very high quality and can be directly used for downstream applications, including qRT-PCR or microarray analyses. Furthermore, this LCM protocol can be readily adapted to capture other Drosophila cell types a various stages of development dependent upon the cell type specific, GAL4-driven expression pattern of GFP.

Laser Capture Microdissection of Drosophila Peripheral Neurons

In this video-article we present a method for isolating single or multiple Drosophila da neurons from third instar larvae using the infrared capture (IR) class of Laser Capture Microdissection (LCM). RNA obtained from the isolated neurons can be readily used for downstream applications including qRT-PCR or microarray analyses.

のレーザーキャプチャーマイクロダイセクションショウジョウバエ末梢ニューロン

The dendritic arborization (da) neurons of the Drosophila peripheral nervous system (PNS) provide an excellent model system in which to investigate the ...

神経科学

Isolating Nasal Olfactory Stem Cells from Rodents or Humans

The olfactory mucosa, located in the nasal cavity, is in charge of detecting odours. It is also the only nervous tissue that is exposed to the external environment and easily accessible in every living individual. As a result, this tissue is unique for anyone aiming to identify molecular anomalies in the pathological brain or isolate adult stem cells for cell therapy. 
Molecular abnormalities in brain diseases are often studied using nervous tissue samples collected post-mortem. However, this material has numerous limitations. In contrast, the olfactory mucosa is readily accessible and can be biopsied safely without any loss of sense of smell1. Accordingly, the olfactory mucosa provides an "open window" in the adult human through which one can study developmental (e.g. autism, schizophrenia)2-4 or neurodegenerative (e.g. Parkinson, Alzheimer) diseases4,5. Olfactory mucosa can be used for either comparative molecular studies4,6 or in vitro experiments on neurogenesis3,7.
The olfactory epithelium is also a nervous tissue that produces new neurons every day to replace those that are damaged by pollution, bacterial of viral infections. This permanent neurogenesis is sustained by progenitors but also stem cells residing within both compartments of the mucosa, namely the neuroepithelium and the underlying lamina propria8-10. We recently developed a method to purify the adult stem cells located in the lamina propria and, after having demonstrated that they are closely related to bone marrow mesenchymal stem cells (BM-MSC), we named them olfactory ecto-mesenchymal stem cells (OE-MSC)11.
Interestingly, when compared to BM-MSCs, OE-MSCs display a high proliferation rate, an elevated clonogenicity and an inclination to differentiate into neural cells. We took advantage of these characteristics to perform studies dedicated to unveil new candidate genes in schizophrenia and Parkinson's disease4. We and others have also shown that OE-MSCs are promising candidates for cell therapy, after a spinal cord trauma12,13, a cochlear damage14 or in an animal models of Parkinson's disease15 or amnesia16.
In this study, we present methods to biopsy olfactory mucosa in rats and humans. After collection, the lamina propria is enzymatically separated from the epithelium and stem cells are purified using an enzymatic or a non-enzymatic method. Purified olfactory stem cells can then be either grown in large numbers and banked in liquid nitrogen or induced to form spheres or differentiated into neural cells. These stem cells can also be used for comparative omics (genomic, transcriptomic, epigenomic, proteomic) studies.

We describe here a method for biopsying olfactory mucosa from rat and human nasal cavities. These biopsies can be used for either identifying molecular anomalies in brain diseases or isolating multipotent adult stem cells that can be utilized for cell transplantation in animal models of brain trauma/disease.

げっ歯類やヒトから鼻嗅覚幹細胞を単離する

The olfactory mucosa, located in the nasal cavity, is in charge of detecting odours. It is also the only nervous tissue that is exposed to the external ...

Non-Laser Capture Microscopy Approach for the Microdissection of Discrete Mouse Brain Regions for Total RNA Isolation and Downstream Next-Generation Sequencing and Gene Expression Profiling

As technological platforms, approaches such as next-generation sequencing, microarray, and qRT-PCR have great promise for expanding our understanding of the breadth of molecular regulation. Newer approaches such as high-resolution RNA sequencing (RNA-Seq)1 provides new and expansive information about tissue- or state-specific expression such as relative transcript levels, alternative splicing, and micro RNAs2-4. Prospects for employing the RNA-Seq method in comparative whole transcriptome profiling5 within discrete tissues or between phenotypically distinct groups of individuals affords new avenues for elucidating molecular mechanisms involved in both normal and abnormal physiological states. Recently, whole transcriptome profiling has been performed on human brain tissue, identifying gene expression differences associated with disease progression6. However, the use of next-generation sequencing has yet to be more widely integrated into mammalian studies.
Gene expression studies in mouse models have reported distinct profiles within various brain nuclei using laser capture microscopy (LCM) for sample excision7,8. While LCM affords sample collection with single-cell and discrete brain region precision, the relatively low total RNA yields from the LCM approach can be prohibitive to RNA-Seq and other profiling approaches in mouse brain tissues and may require sub-optimal sample amplification steps. Here, a protocol is presented for microdissection and total RNA extraction from discrete mouse brain regions. Set-diameter tissue corers are used to isolate 13 tissues from 750-&mu;m serial coronal sections of an individual mouse brain. Tissue micropunch samples are immediately frozen and archived. Total RNA is obtained from the samples using magnetic bead-enabled total RNA isolation technology. Resulting RNA samples have adequate yield and quality for use in downstream expression profiling. This microdissection strategy provides a viable option to existing sample collection strategies for obtaining total RNA from discrete brain regions, opening possibilities for new gene expression discoveries.

Non-Laser Capture Microscopy Approach for the Microdissection of Discrete Mouse Brain Regions for Total RNA Isolation and Downstream Next-Generation Sequencing and Gene Expression Profiling  |

RNA expression profiling of discrete mouse brain regions requires a precise and repeatable tissue collection strategy. A protocol that uses both coronal brain sectioning and tissue corer-assisted microdissection is described here. The yield and quality of total RNA obtained from the resulting samples confirms the utility of the outlined method.

トータルRNAの単離およびダウンストリーム次世代シーケンシングと遺伝子発現プロファイリングのための離散マウスの脳領域のマイクロダイセクションのための非レーザーキャプチャー顕微鏡のアプローチ

As technological platforms, approaches such as next-generation sequencing, microarray, and qRT-PCR have great promise for expanding our understanding of ...

Laser Capture Microdissection of Neurons from Differentiated Human Neuroprogenitor Cells in Culture

Neuroprogenitor cells (NPCs) isolated from the human fetal brain were expanded under proliferative conditions in the presence of epidermal growth factor (EGF) and fibroblast growth factor (FGF) to provide an abundant supply of cells. NPCs were differentiated in the presence of a new combination of nerve growth factor (NGF), brain-derived neurotrophic factor (BDNF), dibutyryl cAMP (DBC) and retinoic acid on dishes coated with poly-L-lysine and mouse laminin to obtain neuron-rich cultures. NPCs were also differentiated in the absence of neurotrophins, DBC and retinoic acid and in the presence of ciliary neurotrophic factor (CNTF) to yield astrocyte-rich cultures. Differentiated NPCs were characterized by immunofluorescence staining for a panel of neuronal markers including NeuN, synapsin, acetylcholinesterase, synaptophysin and GAP43. Glial fibrillary acidic protein (GFAP) and STAT3, astrocyte markers, were detected in 10-15% of differentiated NPCs. To facilitate cell-type specific molecular characterization, laser capture microdissection was performed to isolate neurons cultured on polyethylene naphthalate (PEN) membrane slides. The methods described in this study provide valuable tools to advance our understanding of the molecular mechanism of neurodegeneration.

Human neuroprogenitor cells (NPCs) were expanded under proliferating conditions. NPCs were differentiated into neuron-rich cultures in the presence of a combination of neurotrophins. Neuronal markers were detected by immunofluorescence staining. To isolate a pure population of neurons, NPCs were differentiated on PEN membrane slides and laser capture microdissection was performed.

文化における分化したヒト神経前駆細胞からの神経細胞のレーザーキャプチャーマイクロダイセクション

Neuroprogenitor cells (NPCs) isolated from the human fetal brain were expanded under proliferative conditions in the presence of epidermal growth factor ...

Production of RNA for Transcriptomic Analysis from Mouse Spinal Cord Motor Neuron Cell Bodies by Laser Capture Microdissection

Preparation of high-quality RNA from cells of interest is critical to precise and meaningful analysis of transcriptional differences among cell types or between the same cell type in health and disease or following pharmacologic treatments.&#160;In the spinal cord, such preparation from motor neurons, the target of interest in many neurologic and neurodegenerative diseases, is complicated by the fact that motor neurons represent &#60;10% of the total cell population.&#160;Laser capture microdissection (LMD) has been developed to address this problem.&#160;Here, we describe a protocol to quickly recover, freeze, and section mouse spinal cord to avoid RNA damage by endogenous and exogenous RNases, followed by staining with Azure B in 70% ethanol to identify the motor neurons while keeping endogenous RNase inhibited.&#160;LMD is then used to capture the stained neurons directly into guanidine thiocyanate lysis buffer, maintaining RNA integrity.&#160;Standard techniques are used to recover the total RNA and measure its integrity.&#160;This material can then be used for downstream analysis of the transcripts by RNA-seq and qRT-PCR.

High-quality total RNA has been prepared from cell bodies of mouse spinal cord motor neurons by laser capture microdissection after staining spinal cord sections with Azure B in 70% ethanol.&#160;Sufficient RNA (~40-60 ng) is recovered from 3,000-4,000 motor neurons to allow downstream RNA analysis by RNA-seq and qRT-PCR.

レーザー捕捉マイクロ解離によるマウス脊髄運動ニューロン細胞体からの転写解析のためのRNAの生成

Preparation of high-quality RNA from cells of interest is critical to precise and meaningful analysis of transcriptional differences among cell types or ...

Olfactory Neurons Obtained through Nasal Biopsy Combined with Laser-Capture Microdissection: A Potential Approach to Study Treatment Response in Mental Disorders

Bipolar disorder (BD) is a severe neuropsychiatric disorder with poorly understood pathophysiology and typically treated with the mood stabilizer, lithium carbonate. Animal studies as well as human genetic studies indicate that lithium affects molecular targets that are involved in neuronal growth, survival and maturation, and notably molecules involved in Wnt signaling. Given the ethical challenge to obtaining brain biopsies for investigating dynamic molecular changes associated with lithium-response in the central nervous system (CNS), one may consider the use of neurons obtained from olfactory tissues to achieve this goal.The olfactory epithelium contains olfactory receptor neurons at different stages of development and glial-like supporting cells. This provides a unique opportunity to study dynamic changes in the CNS of patients with neuropsychiatric diseases, using olfactory tissue safely obtained from nasal biopsies. To overcome the drawback posed by substantial contamination of biopsied olfactory tissue with non-neuronal cells, a novel approach to obtain enriched neuronal cell populations was developed by combining nasal biopsies with laser-capture microdissection. In this study, a system for investigating treatment-associated dynamic molecular changes in neuronal tissue was developed and validated, using a small pilot sample of BD patients recruited for the study of the molecular mechanisms of lithium treatment response.

In this study, a novel platform to investigate intraneuronal molecular signatures of treatment response in bipolar disorder (BD) was developed and validated. Olfactory epithelium from BD patients was obtained through nasal biopsies. Then laser-capture microdissection was combined with Real Time RT PCR to investigate the molecular signature of lithium response in BD.

レーザーキャプチャーマイクロダイセクションで鼻生検併用して得られた嗅覚ニューロン：精神疾患における治療応答を研究するために潜在的なアプローチ

Bipolar disorder (BD) is a severe neuropsychiatric disorder with poorly understood pathophysiology and typically treated with the mood stabilizer, lithium ...

Laser Capture Microdissection - A Demonstration of the Isolation of Individual Dopamine Neurons and the Entire Ventral Tegmental Area

Laser capture microdissection (LCM) is used to isolate a concentrated population of individual cells or precise anatomical regions of tissue from tissue sections on a microscope slide. When combined with immunohistochemistry, LCM can be used to isolate individual cells types based on a specific protein marker. Here, the LCM technique is described for collecting a specific population of dopamine neurons directly labeled with&#160;tyrosine hydroxylase immunohistochemistry and for isolation of the dopamine neuron containing region of the ventral tegmental area using indirect tyrosine hydroxylase immunohistochemistry on a section adjacent to those used for LCM. An infrared (IR) capture laser is used to both dissect individual neurons as well as the ventral tegmental area off glass slides and onto an LCM cap for analysis. Complete dehydration of the tissue with 100% ethanol and xylene is critical. The combination of the IR capture laser and the ultraviolet (UV) cutting laser is used to isolate individual dopamine neurons or the ventral tegmental area when using PEN membrane slides. A PEN membrane slide has significant advantages over a glass slide as it offers better consistency in capturing and collecting cells, is faster collecting large pieces of tissue, is less reliant on dehydration and results in complete removal of the tissue from the slide. Although removal of large areas of tissue from a glass slide is feasible, it is considerably more time consuming and frequently leaves some residual tissue behind. Data shown here demonstrate that RNA of sufficient quantity and quality can be obtained using these procedures for quantitative PCR measurements. Although RNA and DNA are the most commonly isolated molecules from tissue and cells collected with LCM, isolation and measurement of microRNA, protein and epigenetic changes in DNA can also benefit from the enhanced anatomical and cellular resolution obtained using LCM.

The isolation of individual dopamine neurons or the ventral tegmental area with direct or indirect immunohistochemistry is demonstrated using laser capture microdissection. Parameters for isolation of tissue from a glass slide using an infrared laser and from membrane slides using the combination of an infrared and ultraviolet laser are discussed.

レーザーキャプチャーマイクロダイセクション - 個々のドーパミンニューロンの単離と全体の腹側被蓋領域の実証

Laser capture microdissection (LCM) is used to isolate a concentrated population of individual cells or precise anatomical regions of tissue from tissue ...

Analysis of Gene Expression Changes in the Rat Hippocampus After Deep Brain Stimulation of the Anterior Thalamic Nucleus

Deep brain stimulation (DBS) surgery, targeting various regions of the brain such as the basal ganglia, thalamus, and subthalamic regions, is an effective treatment for several movement disorders that have failed to respond to medication. Recent progress in the field of DBS surgery has begun to extend the application of this surgical technique to other conditions as diverse as morbid obesity, depression and obsessive compulsive disorder. Despite these expanding indications, little is known about the underlying physiological mechanisms that facilitate the beneficial effects of DBS surgery. One approach to this question is to perform gene expression analysis in neurons that receive the electrical stimulation. Previous studies have shown that neurogenesis in the rat dentate gyrus is elicited in DBS targeting of the anterior nucleus of the thalamus1. DBS surgery targeting the ATN is used widely for treatment refractory epilepsy. It is thus of much interest for us to explore the transcriptional changes induced by electrically stimulating the ATN. In this manuscript, we describe our methodologies for stereotactically-guided DBS surgery targeting the ATN in adult male Wistar rats. We also discuss the subsequent steps for tissue dissection, RNA isolation, cDNA preparation and quantitative RT-PCR for measuring gene expression changes. This method could be applied and modified for stimulating the basal ganglia and other regions of the brain commonly clinically targeted. The gene expression study described here assumes a candidate target gene approach for discovering molecular players that could be directing the mechanism for DBS.

The mechanism underlying the therapeutic effects of Deep Brain Stimulation (DBS) surgery needs investigation. The methods presented in this manuscript describe an experimental approach to examine the cellular events triggered by DBS by analyzing the gene expression profile of candidate genes that can facilitate neurogenesis post DBS surgery.

視床前核の脳深部刺激後のラット海馬における遺伝子発現の変化の解析

Deep brain stimulation (DBS) surgery, targeting various regions of the brain such as the basal ganglia, thalamus, and subthalamic regions, is an effective ...

Fluorescence Activated Cell Sorting (FACS) and Gene Expression Analysis of Fos-expressing Neurons from Fresh and Frozen Rat Brain Tissue

The study of neuroplasticity and molecular alterations in learned behaviors is switching from the study of whole brain regions to the study of specific sets of sparsely distributed activated neurons called neuronal ensembles that mediate learned associations. Fluorescence Activated Cell Sorting (FACS) has recently been optimized for adult rat brain tissue and allowed isolation of activated neurons using antibodies against the neuronal marker NeuN and Fos protein, a marker of strongly activated neurons. Until now, Fos-expressing neurons and other cell types were isolated from fresh tissue, which entailed long processing days and allowed very limited numbers of brain samples to be assessed after lengthy and complex behavioral procedures. Here we found that yields of Fos-expressing neurons and Fos mRNA from dorsal striatum were similar between freshly dissected tissue and tissue frozen at -80 &#186;C for 3 - 21 days. In addition, we confirmed the phenotype of the NeuN-positive and NeuN-negative sorted cells by assessing gene expression of neuronal (NeuN), astrocytic (GFAP), oligodendrocytic (Oligo2) and microgial (Iba1) markers, which indicates that frozen tissue can also be used for FACS isolation of glial cell types. Overall, it is possible to collect, dissect and freeze brain tissue for multiple FACS sessions. This maximizes the amount of data obtained from valuable animal subjects that have often undergone long and complex behavioral procedures.

Fluorescence Activated Cell Sorting FACS and Gene Expression Analysis of Fos-expressing Neurons from Fresh and Frozen Rat Brain Tissue

Here we present a Fluorescence Activated Cell Sorting (FACS) protocol to study molecular alterations in Fos-expressing neuronal ensembles from both fresh and frozen brain tissue. The use of frozen tissue allows FACS isolation of many brain areas over multiple sessions to maximize the use of valuable animal subjects.

蛍光活性化細胞ソーティング（FACS）と生鮮・冷凍ラット脳組織からのFos発現ニューロンの遺伝子発現解析

The study of neuroplasticity and molecular alterations in learned behaviors is switching from the study of whole brain regions to the study of specific ...

Stereotactic Atlas-Guided Laser Capture Microdissection of Brain Regions Affected by Traumatic Injury

The ability to isolate specific brain regions of interest can be impeded in tissue disassociation techniques that do not preserve their spatial distribution. Such techniques also potentially skew gene expression analysis because the process itself can alter expression patterns in individual cells. Here we describe a laser capture microdissection (LCM) method to selectively collect specific brain regions affected by traumatic brain injury (TBI) by using a modified Nissl (cresyl violet) staining protocol and the guidance of a rat brain atlas. LCM provides access to brain regions in their native positions and the ability to use anatomical landmarks for identification of each specific region. To this end, LCM has been used previously to examine brain region specific gene expression in TBI. This protocol allows examination of TBI-induced alterations in gene and microRNA expression in distinct brain areas within the same animal. The principles of this protocol can be amended and applied to a wide range of studies examining genomic expression in other disease and/or animal models.

We describe the use of laser capture microdissection to obtain samples of distinct cell populations from different brain regions for gene and microRNA analysis. This technique allows the study of differential effects of traumatic brain injury in specific regions of the rat brain.