Name: preparation of mica supported lipid bilayers for high resolution optical microscopy imaging
Uploaded: 2014-06-07T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 48 s
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著者は全く確認応答がありません。

1。マイカやスライドの準備<ol><li>場所番号1.5（0.17ミリメートル）は、染色ラックにカバースリップ。 </li><li> 60℃で2％の洗剤中の30分間の超音波処理</li><li>脱イオン水で20回洗浄する。 </li><li>ピンセットを用いてスライドを削除して、圧縮空気や窒素を用いたドライ吹く。 </li><li>マイカシートをハサミやカミソリの刃を使用して10×10ミリメートル角に切る。 </li><li>カミソリの刃を使用して、2月3日より薄いリーフレットに各マイカピースをカット。 注：このステップでは、鋭い刃を使用する必要があります。 </li></ol> 2。マイカ組み立てと装着室<ol><li>エタノールで、顕微鏡ガラススライドを清掃してください。 </li><li>光学接着剤を用いてガラススライドに、ステップ1.6に切断した雲母の接着剤リーフレット。低粘度の接着剤は、より良いドロップを広げて、雲母を接着することをお勧めします。 </li><li> 、UVランプ下で10分間硬化させる。 NOTE：接着剤は、380nmから350の範囲の最大吸収とのrequ推奨されるエネルギーでUV光によって硬化される完全硬化のための赤外発光ダイオードは、4.5 J / cm 2である。しかしながら、異なる光源は、（接着剤供給業者によって提供される資料を参照）は、この工程のために使用することができる。 </li><li>スコッチテープで最初の数層を除去することにより、クリーンな雲母表面を露出。 </li><li>雲母表面上に光学接着剤の小滴（〜20μm）を配置します。 注：このステップでは、低自家蛍光のレベルの高粘度の接着剤をお勧めします。我々の経験は、低（ステップ2.2）の組み合わせを用いて、高粘度の接着剤は著しくマイカ分割（ステップ2.7）の有効性を増加させることを示した。 </li><li>ゆっくりと1分間沈降させ、気泡を避けて、接着剤のドロップにしたばかりのきれいにカバースリップを配置。 </li><li> 、UVランプ下で10分間硬化させる。 注：このステップの後、スライドガラス、マイカ、カバースリップのサンドイッチは、（数週間まで）比較的長期間保存することができる。雲母表面が新鮮であることを確認するために、単に実際のSLBの準備の前に次のステップに進みます。 注：接着剤は、380nmから350の範囲の最大吸収をUV光で硬化させ、完全な硬化に必要なエネルギーが推奨さ4.5J/cm 2である。しかしながら、異なる光源は、（接着剤供給業者によって提供される資料を参照）は、この工程のために使用することができる。 </li><li> exactoナイフを使用して、ビデオのように優しく側のガラススライドからカバースリップをマウント解除。ほとんどの場合、マイカの薄くて平らな層がカバーガラスに付着したままになります。スライドガラスに付着雲母（ステップ2.4​​から繰り返す）再利用することができる。 </li><li>マイカ層がまだカバーグラスに接着され、ステップ2.8での分裂の際に、完全に除去されなかったことを確認するために、肉眼で、または解剖顕微鏡で表面品質を確認してください。ピンセットで細かい傷を作ったり、針を解剖すると、マイカとは検出異なる一貫性を持っている接着剤を区別するのに役立ちます。 </li><li> 1.5ミリリットルからゴム製のシールを取り外しバイアルキャップと光を用いて表面に逆さまにキャップを接着接着剤やマニキュア、UVランプで硬化、または空気が、それぞれ、10分を乾燥させます。 注：サンプルはAFMイメージングとの同時光学（TIRFMまたは共焦点）のために準備されている場合は、1.5ミリリットルバイアルキャップは、顕微鏡のステージ上でのAFMヘッドをマウントするには小さすぎる可能性があります。その場合、キャップは、AFMヘッドを取り付けるのに適した大きい直径を有する任意のプラスチック製のO-リングによって置換され得る。実験は、雲母表面を損傷することなく、キャップを除去する必要が場合には、シリコーングリースではなく、接着剤またはマニキュアを用いることもできる。 </li></ol> 3。支持された脂質二重層（SLB）の形成<ol><li>表面室に新たに調製したリポソーム溶液を配置します。 SLBの形成に必要な最小量は、約30μlのである。 注：リポソームおよびSLBの形成の詳細については、このようなバッグらなどのような公開されたプロトコルを参照してください、2014 15。 </li><li>目的のプロトコルを使用して、SLBの形成を進める。インキュベーション中とイメージングは​​、チャンバは、熱ブロックまたはそれらの溶融温度以上使用されている脂質を維持するために必要な温度を維持するために加熱された顕微鏡ステージに配置することができる。 </li></ol>

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	<li>Giocondi, M. -. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Surface+topography+of+membrane+domains.">Surface topography of membrane domains.</a> Biochimica et Biophysica Acta (BBA) - Biomembranes. 1798, 703-718 (2010).</li><li>Garcia-Saez, A. 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A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microcontact+printing+for+creation+of+patterned+lipid+bilayers+on+tetraethylene+glycol+self-assembled+monolayers.">Microcontact printing for creation of patterned lipid bilayers on tetraethylene glycol self-assembled monolayers.</a> Langmuir. 27, 12052-12057 (2011).</li><li>Satriano, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Plasma+oxidized+polyhydroxymethylsiloxane--a+new+smooth+surface+for+supported+lipid+bilayer+formation.">Plasma oxidized polyhydroxymethylsiloxane--a new smooth surface for supported lipid bilayer formation.</a> Langmuir. 26, 5715-5725 (2010).</li><li>Bag, N., Sankaran, J., Paul, A., Kraut, R. S., Wohland, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Calibration+and+limits+of+camera-based+fluorescence+correlation+spectroscopy:+a+supported+lipid+bilayer+study.">Calibration and limits of camera-based fluorescence correlation spectroscopy: a supported lipid bilayer study.</a> Chemphyschem: a European Journal of Chemical Physics and Physical Chemistry. 13, 2784-2794 (2012).</li><li>Singh, S., Keller, D. 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M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Combined+scanning+probe+and+total+internal+reflection+fluorescence+microscopy.">Combined scanning probe and total internal reflection fluorescence microscopy.</a> Methods. 46, 2-10 (2008).</li><li>Shaw, J. E., Slade, A., Yip, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simultaneous+in+situ+total+internal+reflectance+fluorescence/atomic+force+microscopy+studies+of+DPPC/dPOPC+microdomains+in+supported+planar+lipid+bilayers.">Simultaneous in situ total internal reflectance fluorescence/atomic force microscopy studies of DPPC/dPOPC microdomains in supported planar lipid bilayers.</a> J Am Chem Soc. 125, 11838-11839 (2003).</li><li>Skaug, M. J., Faller, R., Longo, M. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Correlating+anomalous+diffusion+with+lipid+bilayer+membrane+structure+using+single+molecule+tracking+and+atomic+force+microscopy.">Correlating anomalous diffusion with lipid bilayer membrane structure using single molecule tracking and atomic force microscopy.</a> J Chem Phys. 134, (2011).</li><li>Bag, N., Yap, D. H., Wohland, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Temperature+dependence+of+diffusion+in+model+and+live+cell+membranes+characterized+by+imaging+fluorescence+correlation+spectroscopy.">Temperature dependence of diffusion in model and live cell membranes characterized by imaging fluorescence correlation spectroscopy.</a> Biochimica et Biophysica Acta. , (2013).</li><li>Sbalzarini, I. F., Koumoutsakos, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Feature+point+tracking+and+trajectory+analysis+for+video+imaging+in+cell+biology.">Feature point tracking and trajectory analysis for video imaging in cell biology.</a> J Struct Biol. 151, 182-195 (2005).</li><li>Linkert, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Metadata+matters:+access+to+image+data+in+the+real+world.">Metadata matters: access to image data in the real world.</a> J Cell Biol. 189, 777-782 (2010).</li><li>Schutz, G. J., Schindler, H., Schmidt, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Single-molecule+microscopy+on+model+membranes+reveals+anomalous+diffusion.">Single-molecule microscopy on model membranes reveals anomalous diffusion.</a> Biophys J. 73, 1073-1080 (1997).</li><li>Matysik, A., Kraut, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=TrackArt:+the+user+friendly+interface+for+single+molecule+tracking+data+analysis+and+simulation+applied+to+complex+diffusion+in+mica+supported+lipid+bilayers.">TrackArt: the user friendly interface for single molecule tracking data analysis and simulation applied to complex diffusion in mica supported lipid bilayers.</a> BMC Research Notes. 7, (2014).</li></ol>

著者らは、開示することは何もありません。

このプロトコルは、脂質二重層の沈着及び高分解能イメージングのための滑らかで薄い雲母表面を調製するための方法が記載されている。技術は、主に高品質の雲母表面を得るために重要であるガラスマイカ - ガラスのサンドイッチ（ステップ2.8）、慎重に解体に限定最小限の手動スキルを必要とします。マイカは、切断せずに光学接着剤から剥離することが可能であるので、新たに切断さ?...

本プロトコルの全体的な目標は、また原子間力と組み合わせることができる光全反射蛍光顕微鏡（TIRFM）または共焦点顕微鏡を用いて雲母支持された脂質二重層（のSLB）の高分解能イメージングのために雲母表面を調製する方法を示すことである顕微鏡（AFM）。 のSLBは、脂質クラスタリング、相分離、ペプチド、タンパク質または他の化合物1-5との二重層成分またはそれらの相互作用の動力学の多くの研究のために広く使用されるモデルである。異なる基質は、研究4,6-8の性質に応じてSLB形成（ すなわち 、ガラス、雲母、二酸化ケイ素、ポリマー）のために使用され得る。典型的な膜の研究では、このようなTIRFMおよびAFMなどの顕微鏡ベースのイメージング技術に依存している。ガラスは透明であるので、従って、TIRFMイメージングのために、ガラス表面は、典型的な選択である。ガラスの製造は比較的容易であり、結果の質は、主に前脂質小胞の沈着に清掃の徹底面で決定。その高距離分解能によるAFMは、雲母表面を必要とします。マイカは完璧な基礎の切断に近いと、ケイ酸塩鉱物である。これにより、新たに切断された雲母が偶数サブナノメートルスケールで膜9の高さの差の観察を可能にする、原子的に平坦である。 （FRAP）の光退色後の、蛍光相関分光法（FCS）、（SMT）を追跡する単一分子、および蛍光回復などの方法を用いて拡散研究は、それによって、ガラス、脂質膜のダイナミクスは、それらが堆積される表面の種類に大きく依存することが示されたマイカは、広くさまざまな結果を10,11を与えることができます。これらの違いは、膜プローブの拡散係数でなく、異なる速度で拡散粒子の別個の集団の検出、およびおそらく異なる状態間の切り替えのみならず挙げられる。 このように、同じ表面（この場合マイカで）使用されない限り、TIRFMおよびAFM技術を用いて得られた結果の直接比較は、しばしば問題となる。 TIRFMおよびAFM二層イメージングは同じ雲母表面12,13上で実施されたいくつかの研究がありますが、マイカはほとんど主な原因の取り扱いの問題により、光学顕微鏡のために使用されていません。マイカの準備をして、光学接着剤12を使用してカバースリップに接着された薄いリーフレットの中に手で切断する必要があります。しかしながら、この方法は満足な結果を達成するために、いくつかの練習を必要とする。また、得られた表面は、それらが困難な低ワーキングディスタンス、高開口数レンズを使用すること、およびしばしば波状の厚さである。 このプロトコルに記載のように調製した雲母表面が成功した高分解能イメージングのため重要となる、「うねり」を避け、非常に薄い（〜220ミクロン、170ミクロンのカバーガラスの厚さを含む）と、非常に平坦である。それらを使用することができるTIRFMまたは共焦点セットアップ用。さらに、同じサンプルを、AFMに転送することができ、さらにはTIRFM /共焦点及びAFMと同時に画像化した。これら2つの手法を組み合わせることにより、二分子膜構造14との拡散挙動の直接的な相関関係が可能になります。雲母表面が新たに切断されるので、清潔で、（ガラス洗浄プロトコルは、通常、ピラニア溶液、硫酸ナトリウム/水酸化カリウムなどの化学物質を含む）時間がかかり、再現性に乏しい、潜在的に危険な清掃手順を必要としない。また、プロトコルに記載小室、の装着未満、50μlに効果的な二重層形成に必要な小胞の体積を減少させる。最後に、表面アセンブリの全体のプロセスは時間がかかるでない（調製物は、30分未満を要する）、および従来の、雲母切断および接着が行うように、操作の熟練度が高い必要としない。

<table><tbody><tr><td>Bath Sonicator</td><td>Fisher Scientific</td><td>FB15051</td><td></td></tr><tr><td>Coverslips 24 x 50 mm - No H1.5</td><td>Marienfeld</td><td>102222</td><td></td></tr><tr><td>DOPC</td><td>Avanti Polar Lipids</td><td>850357</td><td></td></tr><tr><td>Hellmanex III (detergent)</td><td>Hellma Analytics</td><td>320.003</td><td></td></tr><tr><td>Mica V-1 Grade</td><td>SPI Suppliers</td><td>1872-CA</td><td></td></tr><tr><td>Optical Adhesive (high viscosity)</td><td>Norland Products</td><td>NOA63</td><td></td></tr><tr><td>Optical Adhesive (low viscosity)</td><td>Norland Products</td><td>NOA60</td><td></td></tr><tr><td>Sphingomyelin-ATTO647N</td><td>AttoTec</td><td>AD 647N-171</td><td></td></tr><tr><td>UV lamp</td><td>Synoptics Ltd.</td><td>GelVue GVM20</td><td>The lamp was set to 100% power</td></tr></tbody></table>

preparation of mica supported lipid bilayers for high resolution optical microscopy imaging

サポートされている脂質二重層（のSLB）が広く膜特性（相分離、クラスタリング、ダイナミクス）およびこのような薬物またはペプチドなどの他の化合物との相互作用を研究するためのモデルとして使用される。しかしSLB特性は使用される支持によって異なります。 SLB画像化および測定のための一般的に使用される技術は、単一分子蛍光顕微鏡法、FCSおよび原子間力顕微鏡（AFM）である。 AFMは極めて平坦面（一般に雲母）を必要とするほとんどの光イメージング研究は、ガラス支持体上で実施されるため、これらの材料の電荷と平滑特性が強く拡散に影響を与えるので、これらの技術からの結果は、直接比較することはできない。残念ながら、スライドガラスに切断し、雲母の薄いスライスを接着するために必要な手先の器用さの高レベルは、SLBの準備のためのマイカの日常的な使用にハードルを提示します。これは選択の方法、そのような準備マイカになりますが表面は、多くの場合、特に小さなワーキングディスタンス、高開口数レンズを、凹凸（波線）と画像が困難になってしまう。ここでは、脂質小胞沈着およびSLBの準備のために、薄く平らな雲母表面を調製するためのシンプルかつ再現可能な方法を提示する。さらに、当社のカスタムメイドのチャンバーは、SLBの形成のための小胞の非常に小さなボリュームを必要とします。 AFM研究において使用されるものと直接比較され、高品質の脂質二重層表面の、効率的な簡単で安価な製造の全体的な手順をもたらす。

のSLBにおける蛍光脂質プローブの拡散挙動は、基質に応じて異なる。 SMT技術と組み合わせたTIRFMは、粒子の動きを可視化し、それらの拡散係数を抽出するための有益な方法である。ガラスと雲母上に支持DOPC（1,2 -ジオレオイル-sn-グリセロ-3 -ホスホコリン）二重層中に拡散するスフィンゴ-Atto647Nからプローブの単一分子信号が取り付けアニメーションの図に示されている。雲母表面は?...

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Preparation of Mica Supported Lipid Bilayers for High Resolution Optical Microscopy Imaging

我々は、高解像度の顕微鏡検査のために雲母支持された脂質二重層を調製する方法を提供する。マイカは、原子スケールで透明で平坦であるが、まれに、取り扱いの困難の撮影で使用されていません。我々の調製マイカシートの偶数堆積をもたらし、二層の調製に使用される材料を減少させる。

マイカの製造は、高分解能光学顕微鏡イメージングのための脂質二重層をサポート

Supported lipid bilayers (SLBs) are widely used as a model for studying membrane properties (phase separation, clustering, dynamics) and its interaction ...

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Research

JoVE Journal

Bioengineering

13.3K ビュー.  Nanyang Technological University. 我々は、高解像度の顕微鏡検査のために雲母支持された脂質二重層を調製する方法を提供する。マイカは、原子スケールで透明で平坦であるが、まれに、取り扱いの困難の撮影で使用されていません。我々の調製マイカシートの偶数堆積をもたらし、二層の調製に使用される材料を減少させる。 

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Supported Planar Bilayers for the Formation of Study of Immunological Synapses and Kinapse

Supported planar bilayers are powerful tools that can be used to model the molecular interactions in an immunological synapse.   To mimic the interactions between lymphocytes and antigen presenting cells, we use Ni2+-chelating lipids to anchor recombinant cell adhesion and MHC proteins to the upper leaflet of a bilayer with poly-histidine tags. Planar bilayers are generated by preparing lipid, treating the glass surfaces where the bilayer will form, and then forming the bilayer in a specialized chamber containing a flow-cell where the lymphocytes will be added.  Then, bilayers are charged with Ni and his-tagged recombinant proteins are added.  Finally,  lymphocytes are injected into the flow cell and TIRF microscopy can be used to image synapse formation and the mechanisms that control T cell locomotion, sites of receptor sorting,  and sites of receptor degradation.

Supported planar bilayers are powerful tools that can be used to model the molecular interactions in an immunological synapse. Here, we show methods for anchoring cell adhesion proteins known to modulate synapse formation to the upper leaflet of the lipid bilyer and visualize synapse formation using TIRF microscopy.

免疫シナプスとKinapseの研究の形成のためのサポートされている平面二重層

Supported planar bilayers are powerful tools that can be used to model the molecular interactions in an immunological synapse.   To mimic the interactions ...

生物学

Formation of Biomembrane Microarrays with a Squeegee-based Assembly Method

Lipid bilayer membranes form the plasma membranes of cells and define the boundaries of subcellular organelles. In nature, these membranes are heterogeneous mixtures of many types of lipids, contain membrane-bound proteins and are decorated with carbohydrates. In some experiments, it is desirable to decouple the biophysical or biochemical properties of the lipid bilayer from those of the natural membrane. Such cases call for the use of model systems such as giant vesicles, liposomes or supported lipid bilayers (SLBs). Arrays of SLBs are particularly attractive for sensing applications and mimicking cell-cell interactions. Here we describe a new method for forming SLB arrays. Submicron-diameter SiO2 beads are first coated with lipid bilayers to form spherical SLBs (SSLBs). The beads are then deposited into an array of micro-fabricated submicron-diameter microwells. The preparation technique uses a "squeegee" to clean the substrate surface, while leaving behind SSLBs that have settled into microwells. This method requires no chemical modification of the microwell substrate, nor any particular targeting ligands on the SSLB. Microwells are occupied by single beads because the well diameter is tuned to be just larger than the bead diameter. Typically, more 75% of the wells are occupied, while the rest remain empty. In buffer SSLB arrays display long-term stability of greater than one week. Multiple types of SSLBs can be placed in a single array by serial deposition, and the arrays can be used for sensing, which we demonstrate by characterizing the interaction of cholera toxin with ganglioside GM1. We also show that phospholipid vesicles without the bead supports and biomembranes from cellular sources can be arrayed with the same method and cell-specific membrane lipids can be identified.

Supported lipid bilayers and natural membrane particles are convenient systems that can approximate the properties of cell membranes and be incorporated in a variety of analytical strategies. Here we demonstrate a method for preparing microarrays composed of supported lipid bilayer-coated SiO2 beads, phospholipid vesicles or natural membrane particles.

スキージベースアセンブリ法による生体膜マイクロアレイの形成

Lipid bilayer membranes form the plasma membranes of cells and define the boundaries of subcellular organelles. In nature, these membranes are ...

生物工学

Atomic Force Microscopy Imaging and Force Spectroscopy of Supported Lipid Bilayers

Atomic force microscopy (AFM) is a versatile, high-resolution imaging technique that allows visualization of biological membranes. It has sufficient magnification to examine membrane substructures and even individual molecules. AFM can act as a force probe to measure interactions and mechanical properties of membranes. Supported lipid bilayers are conventionally used as membrane models in AFM studies. In this protocol, we demonstrate how to prepare supported bilayers and characterize their structure and mechanical properties using AFM. These include bilayer thickness and breakthrough force. 
The information provided by AFM imaging and force spectroscopy help define mechanical and chemical properties of membranes. These properties play an important role in cellular processes such as maintaining cell hemostasis from environmental stress, bringing membrane proteins together, and stabilizing protein complexes.

We describe a protocol for preparation of supported lipid bilayers and its characterization using atomic force microscopy and force spectroscopy.

原子間力顕微鏡イメージングおよびサポートされている脂質二重層のフォーススペクトロスコピー

Atomic force microscopy (AFM) is a versatile, high-resolution imaging technique that allows visualization of biological membranes. It has sufficient ...

Biomembrane Fabrication by the Solvent-assisted Lipid Bilayer (SALB) Method

In order to mimic cell membranes, the supported lipid bilayer (SLB) is an attractive platform which enables in vitro investigation of membrane-related processes while conferring biocompatibility and biofunctionality to solid substrates. The spontaneous adsorption and rupture of phospholipid vesicles is the most commonly used method to form SLBs. However, under physiological conditions, vesicle fusion (VF) is limited to only a subset of lipid compositions and solid supports. Here, we describe a one-step general procedure called the solvent-assisted lipid bilayer (SALB) formation method in order to form SLBs which does not require vesicles. The SALB method involves the deposition of lipid molecules onto a solid surface in the presence of water-miscible organic solvents (e.g., isopropanol) and subsequent solvent-exchange with aqueous buffer solution in order to trigger SLB formation. The continuous solvent exchange step enables application of the method in a flow-through configuration suitable for monitoring bilayer formation and subsequent alterations using a wide range of surface-sensitive biosensors. The SALB method can be used to fabricate SLBs on a wide range of hydrophilic solid surfaces, including those which are intractable to vesicle fusion. In addition, it enables fabrication of SLBs composed of lipid compositions which cannot be prepared using the vesicle fusion method. Herein, we compare results obtained with the SALB and conventional vesicle fusion methods on two illustrative hydrophilic surfaces, silicon dioxide and gold. To optimize the experimental conditions for preparation of high quality bilayers prepared via the SALB method, the effect of various parameters, including the type of organic solvent in the deposition step, the rate of solvent exchange, and the lipid concentration is discussed along with troubleshooting tips. Formation of supported membranes containing high fractions of cholesterol is also demonstrated with the SALB method, highlighting the technical capabilities of the SALB technique for a wide range of membrane configurations.

Biomembrane Fabrication by the Solvent-assisted Lipid Bilayer SALB Method

We present an experimental protocol to form a supported lipid bilayer on solid substrates without using lipid vesicles. We demonstrate a one-step method to form a lipid bilayer on silicon dioxide and gold as well as supported membranes with cholesterol-enriched domain for various biological applications.

溶剤アシスト脂質二重（SALB）法による生体膜の作製

In order to mimic cell membranes, the supported lipid bilayer (SLB) is an attractive platform which enables in vitro investigation of membrane-related ...

Single Molecule Fluorescence Microscopy on Planar Supported Bilayers

In the course of a single decade single molecule microscopy has changed from being a secluded domain shared merely by physicists with a strong background in optics and laser physics to a discipline that is now enjoying vivid attention by life-scientists of all venues 1. This is because single molecule imaging has the unique potential to reveal protein behavior in situ in living cells and uncover cellular organization with unprecedented resolution below the diffraction limit of visible light 2. Glass-supported planar lipid bilayers (SLBs) are a powerful tool to bring cells otherwise growing in suspension in close enough proximity to the glass slide so that they can be readily imaged in noise-reduced Total Internal Reflection illumination mode 3,4. They are very useful to study the protein dynamics in plasma membrane-associated events as diverse as cell-cell contact formation, endocytosis, exocytosis and immune recognition. Simple procedures are presented how to generate highly mobile protein-functionalized SLBs in a reproducible manner, how to determine protein mobility within and how to measure protein densities with the use of single molecule detection. It is shown how to construct a cost-efficient single molecule microscopy system with TIRF illumination capabilities and how to operate it in the experiment.

Preparation of protein-functionalized planar glass-supported lipid bilayers, determination of protein mobility within and measurement of protein densities is shown here. A roadmap to building a noise-reduced Total Internal Reflection microscope is outlined, which allows visualizing single bilayer-resident fluorochromes with high spatiotemporal resolution.

平面支持された二分子層​​上の単一分子蛍光顕微鏡

In the course of a single decade single molecule microscopy has changed from being a secluded domain shared merely by physicists with a strong background ...

Super-resolution Imaging of the Natural Killer Cell Immunological Synapse on a Glass-supported Planar Lipid Bilayer

The glass-supported planar lipid bilayer system has been utilized in a variety of disciplines. One of the most useful applications of this technique has been in the study of immunological synapse formation, due to the ability of the glass-supported planar lipid bilayers to mimic the surface of a target cell while forming a horizontal interface. The recent advances in super-resolution imaging have further allowed scientists to better view the fine details of synapse structure. In this study, one of these advanced techniques, stimulated emission depletion (STED), is utilized to study the structure of natural killer (NK) cell synapses on the supported lipid bilayer. Provided herein is an easy-to-follow protocol detailing: how to prepare raw synthetic phospholipids for use in synthesizing glass-supported bilayers; how to determine how densely protein of a given concentration occupies the bilayer's attachment sites; how to construct a supported lipid bilayer containing antibodies against NK cell activating receptor CD16; and finally, how to image human NK cells on this bilayer using STED super-resolution microscopy, with a focus on distribution of perforin positive lytic granules and filamentous actin at NK synapses. Thus, combining the glass-supported planar lipid bilayer system with STED technique, we demonstrate the feasibility and application of this combined technique, as well as intracellular structures at NK immunological synapse with super-resolution.

We describe here a combination of the glass-supported lipid bilayer technique of forming immunological synapses with the super-resolution imaging technique of stimulated emission depletion (STED) microscopy. The goal of this protocol is to provide users with the instructions necessary to successfully carry out these two techniques.

グラスサポート平面脂質二重層上のナチュラルキラー細胞免疫シナプスの超解像イメージング

The glass-supported planar lipid bilayer system has been utilized in a variety of disciplines. One of the most useful applications of this technique has ...

免疫・感染学

Single-Molecule Diffusion and Assembly on Polymer-Crowded Lipid Membranes

Cellular membranes are highly crowded environments for biomolecular reactions and signaling. Yet, most in vitro experiments probing protein interaction with lipids employ naked bilayer membranes. Such systems lack the complexities of crowding by membrane-embedded proteins and glycans and exclude the associated volume effects encountered on cellular membrane surfaces. Also, the negatively charged glass surface onto which the lipid bilayers are formed prevents the free diffusion of transmembrane biomolecules. Here, we present a well-characterized polymer-lipid membrane as a mimic for crowded lipid membranes. This protocol utilizes polyethylene glycol (PEG)-conjugated lipids as a generalized approach for incorporating crowders into the supported lipid bilayer&#160;(SLB). First, a cleaning procedure of the microscopic slides and coverslips for performing single-molecule experiments is presented. Next, methods for characterizing the PEG-SLBs and performing single-molecule experiments of the binding, diffusion, and assembly of biomolecules using single-molecule tracking and photobleaching are discussed. Finally, this protocol demonstrates how to monitor the nanopore assembly of bacterial pore-forming toxin Cytolysin A (ClyA) on crowded lipid membranes with single-molecule photobleaching analysis. MATLAB codes with example datasets are also included to perform some of the common analyses such as particle tracking, extracting diffusive behavior, and subunit counting.

Here, a protocol to perform and analyze the binding, mobility, and assembly of single molecules on artificial crowded lipid membranes using single-molecule total internal reflection fluorescence (smTIRF) microscopy is presented.

高分子密集脂質膜上での1分子拡散と集合

Cellular membranes are highly crowded environments for biomolecular reactions and signaling. Yet, most in vitro experiments probing protein interaction ...

生化学

Assembly of Cell Mimicking Supported and Suspended Lipid Bilayer Models for the Study of Molecular Interactions

Model cell membranes are a useful screening tool with applications ranging from early drug discovery to toxicity studies. The cell membrane is a crucial protective barrier for all cell types, separating the internal cellular components from the extracellular environment. These membranes are composed largely of a lipid bilayer, which contains outer hydrophilic head groups and inner hydrophobic tail groups, along with various proteins and cholesterol. The composition and structure of the lipids themselves play a crucial role in regulating biological function, including interactions between cells and the cellular microenvironment, which may contain pharmaceuticals, biological toxins, and environmental toxicants. In this study, methods to formulate uni-lipid and multi-lipid supported and suspended cell mimicking lipid bilayers are described. Previously, uni-lipid phosphatidylcholine (PC) lipid bilayers as well as multi-lipid placental trophoblast-inspired lipid bilayers were developed for use in understanding molecular interactions. Here, methods for achieving both types of bilayer models will be presented. For cell mimicking multi-lipid bilayers, the desired lipid composition is first determined via lipid extraction from primary cells or cell lines followed by liquid chromatography-mass spectrometry (LC-MS). Using this composition, lipid vesicles are fabricated using a thin-film hydration and extrusion method and their hydrodynamic diameter and zeta potential are characterized. Supported and suspended lipid bilayers can then be formed using quartz crystal microbalance with dissipation monitoring (QCM-D) and on a porous membrane for use in a parallel artificial membrane permeability assay (PAMPA), respectively. The representative results highlight the reproducibility and versatility of in vitro cell membrane lipid bilayer models. The methods presented can aid in rapid, facile assessment of the interaction mechanisms, such as permeation, adsorption, and embedment, of various molecules and macromolecules with a cell membrane, helping in the screening of drug candidates and prediction of potential cellular toxicity.

This protocol describes the formation of cell mimicking uni-lipid and multi-lipid vesicles, supported lipid bilayers, and suspended lipid bilayers. These in vitro models can be adapted to incorporate a variety of lipid types and can be used to investigate various molecule and macromolecule interactions.

分子相互作用研究のための細胞模倣支援及び懸濁脂質二重層モデルの組み立て

Model cell membranes are a useful screening tool with applications ranging from early drug discovery to toxicity studies. The cell membrane is a crucial ...

Reconstitution of Membrane-Tethered Minimal Actin Cortices on Supported Lipid Bilayers

The surface of a living cell provides a versatile active platform for numerous cellular processes, which arise from the interplay of the plasma membrane with the underlying actin cortex. In the past decades, reconstituted, minimal systems based on supported lipid bilayers in combination with actin filament networks have proven to be very instrumental in unraveling basic mechanisms and consequences of membrane-tethered actin networks, as well as in studying the functions of individual membrane-associated proteins. Here, we describe how to reconstitute such active composite systems in vitro that consist of fluid supported lipid bilayers coupled via membrane-associated actin-binding proteins to dynamic actin filaments and myosin motors that can be readily observed via total internal reflection fluorescence microscopy. An open-chamber design allows one to assemble the system in a step-by-step manner and to systematically control many parameters such as linker protein concentration, actin concentration, actin filament length, actin/myosin ratio, as well as ATP levels. Finally, we discuss how to control the quality of the system, how to detect and troubleshoot commonly occurring problems, and some limitations of this system in comparison with the living cell surface.

This protocol describes the formation of supported lipid bilayers and the addition of cytoskeletal filaments and motor proteins to study the dynamics of reconstituted, membrane-tethered cytoskeletal networks using fluorescence microscopy.

支持脂質二重層上の膜テザー最小アクチン皮質の再構成

The surface of a living cell provides a versatile active platform for numerous cellular processes, which arise from the interplay of the plasma membrane ...

Planar Supported Lipid Bilayer Assay: A Microscopy-Based In Vitro Technique to Investigate Septin Assembly on Biological Membrane Mimics

Source: Curtis, B. N. et al. <a href="https://www.jove.com/v/64090">Reconstitution of Septin Assembly at Membranes to Study Biophysical Properties and Functions.</a> J. Vis. Exp. (2022)
In this video, we demonstrate a procedure to investigate septin organization on a glass-supported lipid bilayer in vitro using total internal reflection fluorescence microscopy.

Planar Supported Lipid Bilayer Assay:生体膜模倣体上のセプチンアセンブリを調査するための顕微鏡ベースのIn Vitro技術

Source: Curtis, B. N. et al. Reconstitution of Septin Assembly at Membranes to Study Biophysical Properties and Functions. J. Vis. Exp. (2022)
In this ...

マイカの製造は、高分解能光学顕微鏡イメージングのための脂質二重層をサポート

要約

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この動画の章

免疫シナプスとKinapseの研究の形成のためのサポートされている平面二重層

スキージベースアセンブリ法による生体膜マイクロアレイの形成

原子間力顕微鏡イメージングおよびサポートされている脂質二重層のフォーススペクトロスコピー

溶剤アシスト脂質二重（SALB）法による生体膜の作製

平面支持された二分子層上の単一分子蛍光顕微鏡

グラスサポート平面脂質二重層上のナチュラルキラー細胞免疫シナプスの超解像イメージング

高分子密集脂質膜上での1分子拡散と集合

分子相互作用研究のための細胞模倣支援及び懸濁脂質二重層モデルの組み立て

支持脂質二重層上の膜テザー最小アクチン皮質の再構成

Planar Supported Lipid Bilayer Assay:生体膜模倣体上のセプチンアセンブリを調査するための顕微鏡ベースのIn Vitro技術

マイカの製造は、高分解能光学顕微鏡イメージングのための脂質二重層をサポート

要約

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免疫シナプスとKinapseの研究の形成のためのサポートされている平面二重層

スキージベースアセンブリ法による生体膜マイクロアレイの形成

原子間力顕微鏡イメージングおよびサポートされている脂質二重層のフォーススペクトロスコピー

溶剤アシスト脂質二重（SALB）法による生体膜の作製

平面支持された二分子層​​上の単一分子蛍光顕微鏡

グラスサポート平面脂質二重層上のナチュラルキラー細胞免疫シナプスの超解像イメージング

高分子密集脂質膜上での1分子拡散と集合

分子相互作用研究のための細胞模倣支援及び懸濁脂質二重層モデルの組み立て

支持脂質二重層上の膜テザー最小アクチン皮質の再構成

Planar Supported Lipid Bilayer Assay:生体膜模倣体上のセプチンアセンブリを調査するための顕微鏡ベースのIn Vitro技術

平面支持された二分子層上の単一分子蛍光顕微鏡