私たちは、HL-1細胞および詳細な保守プロトコルを提供するための博士Claycombに感謝したいと思います。また、当社のデュアルチャネル光学マッピングシステムのためにいくつかのアクセサリーを作るとの彼の援助のための細胞の映画氏とピートキャロンを生成するとの支援のため女史エレナカリージョと博士セスRobiaに感謝したいと思います。 この作品は、（XAに10GRNT3770030＆12GRNT12050478）米国心臓協会、国立衛生研究所（XAにHL113640）、及び（XA）のロヨラ大学の研究開発基金によってサポートされていました。

1.溶液の調製<ol><li>ノルエピネフリン（NP）溶液<ol><li>精製されたミリQ（MQ）の水25ミリリットルで30 mMのアスコルビン酸（0.1475グラムのアスコルビン酸の25ミリリットルにNPの40 mgの溶かす。ノルエピネフリン（NP）は、光に敏感であるため、この解決策の準備中に直接光暴露を避ける。 </li><li> 0.22μmのシリンジフィルターとNPソリューションをフィルタリングします。 -20℃で1ミリリットルの滅菌マイクロチューブやストアにソリューションをアリコート。凍結したら、NPは1ヶ月安定である。 </li></ol></li><li>増補ウォッシュと決勝Claycombメディア<ol><li>最終補充しClaycomb培地50mlを作るために100希釈L-グルタミン：ウシ胎児血清（FBS）を5 mlのClaycomb培地および補充43.5 mlのペニシリン/ストレプトマイシン、0.5 mlのNP 1を0.5mlを開始する。 Claycomb媒体は光に敏感であるため、この解決策の準備中に直接光暴露を避ける。 </li><li> SUPと同じレシピを使用しウォッシュClaycomb媒体を準備除くplemented Claycomb培地は、5％FBSを追加し、NPおよびL-グルタミンのコンポーネントを省略します。 注：直接光露出せずに4℃で保存した場合補足決勝とウォッシュClaycombメディアは二週間のために良いです。 </li></ol></li><li>大豆トリプシン抑制性ソリューション<ol><li>カルシウムフリー及びMgフリーのDulbeccoのリン酸緩衝生理食塩水（PBS）100ml中の大豆トリプシン阻害剤25mgを溶解する。 </li><li> 0.22μmのシリンジフィルターを用いて溶液を濾過する。 注：4℃で保存したときに滅菌溶液1ヶ月間安定である。 </li></ol></li><li>ゼラチン/フィブロネクチンディッシュコーティング溶液<ol><li> 0.02％ゼラチンを作るためにMQ水500ml中にゼラチンを0.1g溶解する。 </li><li>オートクレーブを、その後0.02％ゼラチン199ミリリットルにフィブロネクチンの1ミリリットルを希釈し、穏やかに混合する。 </li><li>アリコートを-20℃でゼラチン別々のチューブへの溶液と店の6ミリリットル。 </li></ol></li><li>ハンクス塩溶液<ol><li>波紋を使用してプレート、MQ水（ミリモル/ L）で、次の塩を溶解、塩化ナトリウム（136.9）、塩化カリウム（5.366）、KH 2 PO 4（0.4409）、のNaH 2 PO 4（0.4000）し、MgSO 4（0.8142）、D-Glcを（5.051）、 炭酸水素ナトリウム（4.162）、HEPES（5.042）、 塩化カルシウム（1.261）。 </li></ol></li><li>カルシウム感受性色素（Rhod2）ソリューション<ol><li> -20℃でRhod2色素ストック溶液およびストアを作るために、DMSO中の20％プルロニックF-127400μlのRhod2乾燥粉末1mgを希釈する。 </li><li>実験を開始する前に、最後の作業溶液を作るためにハンクス塩溶液で千：この原液1を希釈する。 </li></ol></li><li>電位感受性色素（Rh237）ソリューション<ol><li> -20℃のストック溶液およびストアを作成するDMSO 2mlのRh237 5mgを希釈する。実験を開始する前に、最後の作業溶液を作るために千ハンクス塩溶液：原液1を希釈する。 </li></ol></li></ol> ＆＃160。 NOTE：1-4溶液はわずかな変更とClaycomb HL-1細胞培養プロトコルに基づいている。 2.継代培養HL-1心房筋細胞カバースリップ上に注：HL-1細胞は、Dr Claycomb（ルイジアナ州立大学）から入手することができます。 <ol><li> T25フラスコ中のHL-1細胞を増殖し、毎日補充しClaycomb培地5mlを養う。継代T25中の細胞（後述）Claycomb HL-1細胞培養プロトコール10に従って5日毎フラスコ。 </li><li> T25フラスコ中の細胞を前に12ウェル培養プレートに置き、ラウンドカバースリップ（直径20mm）の24時間は完全にコンフルエントで継代される準備ができて、その後37℃で一晩、ゼラチン/フィブロネクチンでカバースリップをカバーする。 </li><li>翌日、吸引と培養プレートからゼラチン/フィブロネクチンを破棄して、各ウェルの補足最終Claycomb培地の1.5ミリリットルと交換してください。 </li><li> T25のculturからセルの分割コンフルエント文化を含むT25フラスコから5日目を吸引除去で培地を完全合流に達した後、37℃でPBSで簡単に文化をすすぎ、電子フラスコ。 </li><li> PBSを吸引除去し、細胞との直接接触を避けるために、T25フラスコの底部に、トリプシン/ EDTAをピペッティングすることにより、37℃で、0.05％トリプシン/ EDTAを3mlを加える。 1分間37℃でインキュベートする。 </li><li>吸引により、トリプシン/ EDTAを外し、T25フラスコあたりのトリプシン/ EDTAの別の1.3ミリリットルを追加。 1分間、室温でインキュベートする。顕微鏡下で調べ、細胞がまだフラスコに接続されている場合、完全に残っている細胞を取り除くために、タップします。 </li><li> 15mlの遠心管にフラスコからの細胞を、転送細胞に大豆トリプシンインヒビター1.3 mlを加え。ウォッシュClaycomb培地5mlで空のフラスコをすすぐ。を15ml遠心管中の細胞にリンスを追加する。 5分間500×gで遠心分離する。 </li><li>遠心分離後、上清を静かに再懸濁細胞ペレットを吸引補充した最終Claycomb培地6mlの中。 </li><li>細胞継代からの細胞懸濁液0.5mlを12ウェルプレートの各ウェルに播種する。毎日新鮮な増補最終Claycomb培地で細胞を養う。 注：密接細胞の成長を監視する、一般的に、細胞単層を、4日目にコンフルエント状態に達し、自発的な活動が表示されたまま。その後、培養された単分子層は、一日4-5に光学マッピングのための準備が整います。 </li></ol>細胞へ3.ローディングカルシウムと電位感受性色素<ol><li>光学的マッピング研究のために、穏やかに12ウェル細胞培養プレートからカバースリップを除去し、ハンクス塩溶液ですすぐ。 </li><li>カルシウム感受性色素Rhod2で細胞を染色し、3mlのカバースリップ上の細胞単層をインキュベート酸素で30分間水浴中で37℃でRhod2ワーキング溶液（5％CO 2/95％O 2ガスでバブリング） 。 </li><li> V mの感受性色素で細胞を染色するために、Rh237は、さらに15分間、水浴中で37℃で酸素Rh237ワーキング溶液3mlにRhod2負荷細胞単層を浸す。 </li></ol> 4.デュアルチャネル光マッピング<ol><li>倒立蛍光顕微鏡上で循環チャンバ内に、V mおよびカルシウム色素を用いて二重染色で細胞単層を配置する。 35±1℃で細胞チャンバの温度を維持するために加熱された循環システムを使用する。注意深くチャンバーを横切って0.3°Cの勾配を避けるために、チャンバを通って循環流の速度を調整することにより、灌流液の温度を制御する。 <ol><li> V mは / Caの信号を記録する前に、前の染色工程から残存する色素を除去し、約5分間、新鮮なハンクス溶液で細胞単層を洗浄する。 </li></ol></li><li>ハンクス塩溶液とSILVを充填したガラスピペットで構成される双極電極を使用してペース健全な細胞単層以前に12,17を説明したように、ピペットチップの周りにコイル状のERワイヤー。 </li><li>約1 Mvでペーシング閾値を期待して2ミリ秒の200〜500ミリ秒とパルス幅のサイクル長でのペース健全な細胞単層、。 注：単層培養の各バッチについて、少なくとも2つの非処理単層細胞バッチの状態をテストするために使用されるべきである。健常対照単層は200〜500ミリ秒のサイクル長で電気的ペーシングによって捕獲することができるはずです。コントロール単層を電気的にペーシングすることができない場合、これは、セル全体のバッチは、光学マッピング実験には適していないことを示唆している。 </li><li> V m及びカルシウム感受性色素の両方を励起するため、励起フィルター（510ナノメートル/ 40）と、ダイクロイックミラー（561 nm）を用いて結合されたLED光源（波長520nm）を使用する。 <ol><li> VのM成分とCa成分にダイクロイックミラー（594 nm）を持つ40Xの目的とスプリットを介して細胞によって放出される蛍光シグナルを収集します。バンドパスフィルタ（40分の585 nm）を用いてCaチャネルでロングパスフィルター（700 nm）で放出された光とV mのチャネルで放射された光をフィルタリングする。 </li><li> 2台のCCDカメラ使用して濾過した蛍光光を集める（80×80ピクセル、千FPSを、留年選手イメージング）。 </li><li>色素の光退色を避けるために、露光時間を制限するために各視野で2秒未満のための記録を行う。ここでは、典型的には、画像各単層のための4つの異なる領域。 </li></ol></li></ol> 5. V mのデータ処理またはCaレコーディング<ol><li> V mとCaの信号（80×80ピクセル）の両方について25枚（5×5）の強度値は、バックグラウンドノイズを低減するために、異なる記録時点に一つの強度値に画素を隣接平均。 NOTE：データ平均化した後、個々の活動電位またはカルシウムトランジェントの各記録時点が16×16を含むデータ行列は強度値を平均化し得（平均化50μmの空間分解能を持つデータ·チャネル）。 </li><li>記録されたV mまたはCaの信号の活性化時間（AT）を定義する。 <ol><li>前述のように、個々の活動電位またはカルシウムトランジェントの起動時間（AT）を定義するために、V mまたはカスタムメイドのMATLABベースのアルゴリズムを使用してCaの信号のピーク振幅の50％の時間を決定する。12 </li><li>手動でプログラム解析中に発生する可能性のあるエラーを排除するために分析のATを校正。 </li><li>マトリックスATに定義店は使用されるソフトウェアで、それぞれ記録活動電位およびカルシウムトランジェントの（16×16は、データチャネルの平均）。 </li></ol></li><li>以前に軽微な変更12,18で説明したようにベクトル場解析法を用いたAT行列に活動電位またはカルシウムトランジェント伝導速度（CV）のベクトルを計算する。 <ol><li>そのデータポイントAT周囲のデータチャネルに対するCVベクトルを算出する（5×。 5隣接）は、MATLABプログラム12,18内で、最小二乗アルゴリズムを使用して）表面AT（活性化時間の滑らかな多項式表面をシミュレートするために、データ·チャネルを平均した。 </li><li>以下の式を使用して伝導ベクトルを計算する 式1： <img alt="式1" fo:content-width="1.5in" src="/files/ftp_upload/52542/52542eq1.jpg" /> 式2： θ=逆正接[（dyは/ dTの）/（dxの/ dTの）] NOTE：Veのは、x軸とy軸に投影されたCVベクトルである。 dxは/ dTが、x軸におけるCVベクトルの投影である。 dyは/ dTがy軸におけるCVベクトルの投影である。 Tは、AT面である。 xは、yが2-D座標を指す。 T X =∂T/∂Xxに関するTの部分的な誘導体である。 TのY =∂T/∂Yはyに関するTの部分的な誘導体である。 θは、CVベクトルの最後の方向である。 </li><li>グループコンパス上の10度のセクターをカバーしてそれぞれが36の経路にAT行列のすべてのベクトル、。&lt;/ LI&gt; <li> 36伝導経路間のCVベクトルの最大の人口を含む経路を選択します。単分子層のCVを表すために、この経路の平均CVを計算します。 </li></ol></li></ol>ウェーブフロント伝播の6.可視化<ol><li> MATLABソフトウェアを使用して、そのピーク値に対して異なる記録の時点で、個々の活動電位またはカルシウムトランジェントの信号強度を正規化する。 </li><li>一時的に使用MATLABソフトウェアでは16×16強度マトリックスにすべての記録された時点の正規化強度データを格納します。 </li><li> surf.m関数を使用して各記録時点の記憶された強度マトリックスからの色分けされた強度マップを構築する。 NOTE：強度マップでは、赤V mまたはCaの信号の高強度を表し、そして青色の蛍光信号の低強度を反映する。 </li><li> avifile.m機能を使用して.aviファイルを作成します。 </li><li>すべてのIを保存するaddframe.m関数を使用して活動電位またはカルシウムトランジェントの異なる記録の時点でntensityマップ。 注：この時点で、V m及びCaの伝播の二つの別々のAVIファイルが生成される。 </li></ol>

<ol>
	<li>Efimov, I. R., Nikolski, V. P., Salama, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+imaging+of+the+heart.">Optical imaging of the heart.</a> Circ Res. 95 (1), 21-33 (2004).</li><li>Salama, G., Hwang, S. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simultaneous+optical+mapping+of+intracellular+free+calcium+and+action+potentials+from+Langendorff+perfused+hearts.">Simultaneous optical mapping of intracellular free calcium and action potentials from Langendorff perfused hearts.</a> Current protocols in cytometry / editorial board, J. Paul Robinson, managing editor ... [et al.]. 12 (Unit 12 17), (2009).</li><li>Laurita, K. R., Singal, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mapping+action+potentials+and+calcium+transients+simultaneously+from+the+intact+heart.">Mapping action potentials and calcium transients simultaneously from the intact heart.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 280 (5), H2053-H2060 (2001).</li><li>Fast, V. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Simultaneous+optical+imaging+of+membrane+potential+and+intracellular+calcium.">Simultaneous optical imaging of membrane potential and intracellular calcium.</a> J Electrocardiol. 38 (4 Suppl), 107-112 (2005).</li><li>Sowell, B., Fast, V. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ionic+mechanism+of+shock-induced+arrhythmias:+role+of+intracellular+calcium.">Ionic mechanism of shock-induced arrhythmias: role of intracellular calcium.</a> Heart Rhythm. 9 (1), 96-104 (2012).</li><li>Fast, V. G., Kleber, A. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microscopic+conduction+in+cultured+strands+of+neonatal+rat+heart+cells+measured+with+voltage-sensitive+dyes.">Microscopic conduction in cultured strands of neonatal rat heart cells measured with voltage-sensitive dyes.</a> Circ Res. 73 (5), 914-925 (1993).</li><li>Hou, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+major+role+for+HERG+in+determining+frequency+of+reentry+in+neonatal+rat+ventricular+myocyte+monolayer.">A major role for HERG in determining frequency of reentry in neonatal rat ventricular myocyte monolayer.</a> Circ Res. 107 (12), 1503-1511 (2010).</li><li>Beauchamp, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Relative+contributions+of+connexins+40+and+43+to+atrial+impulse+propagation+in+synthetic+strands+of+neonatal+and+fetal+murine+cardiomyocytes.">Relative contributions of connexins 40 and 43 to atrial impulse propagation in synthetic strands of neonatal and fetal murine cardiomyocytes.</a> Circ Res. 99 (11), 1216-1224 (2006).</li><li>Xia, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Functional+expression+of+L-+and+T-type+Ca2++channels+in+murine+HL-1+cells.">Functional expression of L- and T-type Ca2+ channels in murine HL-1 cells.</a> J Mol Cell Cardiol. 36 (1), 111-119 (2004).</li><li>Claycomb, W. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=HL-1+cells:+a+cardiac+muscle+cell+line+that+contracts+and+retains+phenotypic+characteristics+of+the+adult+cardiomyocyte.">HL-1 cells: a cardiac muscle cell line that contracts and retains phenotypic characteristics of the adult cardiomyocyte.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 95 (6), 2979-2984 (1998).</li><li>Fahrenbach, J. P., Ai, X., Banach, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Decreased+intercellular+coupling+improves+the+function+of+cardiac+pacemakers+derived+from+mouse+embryonic+stem+cells.">Decreased intercellular coupling improves the function of cardiac pacemakers derived from mouse embryonic stem cells.</a> J Mol Cell Cardiol. 45 (5), 642-649 (2008).</li><li>Yan, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=c-Jun+N-terminal+kinase+activation+contributes+to+reduced+connexin43+and+development+of+atrial+arrhythmias.">c-Jun N-terminal kinase activation contributes to reduced connexin43 and development of atrial arrhythmias.</a> Cardiovasc Res. 97 (3), 589-597 (2013).</li><li>White, S. M., Constantin, P. E., Claycomb, W. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cardiac+physiology+at+the+cellular+level:+use+of+cultured+HL-1+cardiomyocytes+for+studies+of+cardiac+muscle+cell+structure+and+function.">Cardiac physiology at the cellular level: use of cultured HL-1 cardiomyocytes for studies of cardiac muscle cell structure and function.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 286 (3), H823-H829 (2004).</li><li>Yang, Z., Shen, W., Rottman, J. N., Wikswo, J. P., Murray, K. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rapid+stimulation+causes+electrical+remodeling+in+cultured+atrial+myocytes.">Rapid stimulation causes electrical remodeling in cultured atrial myocytes.</a> J Mol Cell Cardiol. 38 (2), 299-308 (2005).</li><li>Brundel, B. J., Kampinga, H. H., Henning, R. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Calpain+inhibition+prevents+pacing-induced+cellular+remodeling+in+a+HL-1+myocyte+model+for+atrial+fibrillation.">Calpain inhibition prevents pacing-induced cellular remodeling in a HL-1 myocyte model for atrial fibrillation.</a> Cardiovasc Res. 62 (3), 521-528 (2004).</li><li>Umapathy, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Electrogram+fractionation+in+murine+HL-1+atrial+monolayer+model.">Electrogram fractionation in murine HL-1 atrial monolayer model.</a> Heart Rhythm. 5 (7), 1029-1035 (2008).</li><li>Fast, V. G., Cheek, E. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+mapping+of+arrhythmias+induced+by+strong+electrical+shocks+in+myocyte+cultures.">Optical mapping of arrhythmias induced by strong electrical shocks in myocyte cultures.</a> Circ Res. 90 (6), 664-670 (2002).</li><li>Bayly, P. V., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Estimation+of+conduction+velocity+vector+fields+from+epicardial+mapping+data.">Estimation of conduction velocity vector fields from epicardial mapping data.</a> IEEE Trans Biomed Eng. 45 (5), 563-571 (1998).</li></ol>

No conflicts of interest declared.

この記事では、カルシウムや電位感受性蛍光色素で染色した培養されたHL-1心房筋細胞の単層で光学マッピングの重要な側面を説明しています。これは、最適なHL-1細胞単層、マッピング装置のセットアップを培養し、培養単層をマッピングし、データ分析を含む。 成功した培養細胞をマップするには、キーが均一に分布細胞単層を準備することです。カバーガラスの上に...

ユニークなカルシウム（Ca）と電圧（V m）のデュアルチャネル光マッピング技術1-5は、同時に完全な心と、培養細胞単層の両方でV mとCaの信号を記録するための効率的なツールとして浮上している。この技術は、より良好な心不整脈の基礎となる電気生理学的メカニズムを理解するために、カルシウムトランジェントと活動電位との間の関係についての強力な情報を得ることができる。 培養された細胞単層は、心臓電気生理学および不整脈の基礎となるメカニズムを研究するための有用な細胞モデルであることが判明している。4,6-8 HL-1細胞を、十分に特徴付けられた心房筋細胞培養株である。 HL-1細胞は、成人の心房筋細胞の形態学、電気生理学的、および薬理学的特性を備えて独自に差別化遺伝子型と表現型を維持する。これらの細胞は、importa含む心臓遺伝子やタンパク質を発現心臓のイオンチャネル（ すなわち 、L-およびT型カルシウムチャネル）9と、通常、他の成人心房筋細胞に見出され、我々が以前に報告したサルコメアの収縮タンパク質の成熟アイソフォームのnt 10〜13に加えて、HL-1細胞とすることができる2次元（2-D）筋細胞の単層を形成するために培養。従って、培養されたHL-1を使用することの利点は、単分子層は、1）比較的低いコストと一次新生筋細胞を単離し、培養するよりも、筋細胞培養株を維持しやすくする。 2）細胞のコンフルエントな単層は、心臓の3次元構造に起因する構造の複雑さを低減する。 3）細胞単層は、無傷の中心部に発生した間質性線維症の干渉を排除することができます。これは、線維芽細胞および間質マトリックスの干渉を受けることなく筋のグループの特定の電気生理学的機能を分析するために使用することができる。 CULにおける薬理学的または遺伝子操作から機能的な結果の4）評価tured細胞単層を効果的に達成することができる。したがって、HL-1細胞は筋細胞生理学の多様な側面だけでなく、ペーシング誘発性の異常な電気的活動を研究するために広く使用されている細胞モデルとなっている。外部に反応する13〜16ただし、特別な取り扱いやケアは文化に必要とされる健康的な細胞単層光学マッピング研究のための電気的ペーシング。また、二重の蛍光色素染色手順は、簡単に培養されたコンフルエント細胞単層の完全性を破損する恐れがあります。このように、培養されたHL-1単層で行うのV M / CAデュアルチャネル光学マッピングは、大きな課題となっている。 この方法の目的は、成功して培養されたHL-1単層においてデュアルチャネル光学マッピングを実行するための重要なステップを提供することです。ここでは、HL-1細胞単層の調製、培養細胞単層のデュアルチャネル光学マッピング、マッピングデータ処理のために最適化されたプロトコルに広範囲の詳細を提供している。

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="756">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:367px;">Name of Material/ Equipment</td>
			<td style="width:103px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:167px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Rhod2 dry powder</td>
			<td style="width:103px;">&#160;AAT Bioquest</td>
			<td style="width:119px;">21062</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">pluronic</td>
			<td style="width:103px;">AAT Bioquest</td>
			<td style="width:119px;">20050</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:367px;">DMSO</td>
			<td style="width:103px;">sigma</td>
			<td style="width:119px;">276855</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Rh237</td>
			<td style="width:103px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:119px;">&#160;S-1109</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">NaCl</td>
			<td style="width:103px;">sigma</td>
			<td style="width:119px;">S7653</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">KCl</td>
			<td style="width:103px;">sigma</td>
			<td style="width:119px;">P3911</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">KH2PO4&#160;</td>
			<td style="width:103px;">sigma</td>
			<td style="width:119px;">P0662</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">NaH2PO4</td>
			<td style="width:103px;">sigma</td>
			<td style="width:119px;">S9638</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">MgSO4&#160;</td>
			<td style="width:103px;">sigma</td>
			<td style="width:119px;">M7506</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">D-Glucose</td>
			<td style="width:103px;">sigma</td>
			<td style="width:119px;">G8270</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">NaHCO3</td>
			<td style="width:103px;">sigma</td>
			<td style="width:119px;">S6014</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="25">
			<td height="25" style="height:25px;">CaCl2</td>
			<td style="width:103px;">sigma</td>
			<td style="width:119px;">C3881</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">HEPEs</td>
			<td style="width:103px;">sigma</td>
			<td style="width:119px;">H3375</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

voltage and calcium dual channel optical mapping of cultured hl-1 atrial myocyte monolayer

光学的マッピングは、心臓をエクスビボ無傷で培養筋細胞単層の心臓の電気的活動を検出するための有益な手法であることが証明された。 HL-1細胞は、広く、心臓生理機能の多様な側面を研究するための2次元細胞モデルとして使用されてきた。しかし、それは培養されたHL-1心房細胞単層において同じ視野から同時に光学的にマップカルシウム（Ca）過渡と活動電位に大きな課題となっている。特別な取り扱いや注意が電気的捕獲および光学マッピングすることができる健康な細胞を調製するために必要とされるためである。したがって、我々は、デュアルチャネル光学マッピングのための最適な作業プロトコルを開発した。この原稿では、デュアルチャネル光学マッピング実験を実行する方法を詳細に説明してきた。このプロトコルは、不整脈の開発における活動電位の伝播およびCa動態の理解を高めるための便利なツールです。

ムービー1で示したように培養し、コンフルエントな単層は、通常の本質的なリズムを発揮する。私たちは、その後、完全にコンフルエントHL-1単層でのV M / Caのデュアルチャネル光学マッピングを行った。 図1（a）は、記録されたシングルからV mとCaの信号の例のトレースを示しているビート。デュアルチャネル光学マッピングシステムを使用して均?...

Watch this Scientific Journal Video about Voltage and Calcium Dual Channel Optical Mapping of Cultured HL-1 Atrial Myocyte Monolayer at JoVE.com

Voltage and Calcium Dual Channel Optical Mapping of Cultured HL-1 Atrial Myocyte Monolayer

This article describes the technique used to perform dual channel optical mapping in cultured HL-1 atrial cell monolayers. This unique protocol allows the simultaneous visualization of both calcium (Ca) and voltage (Vm) activity in the same area for the detailed detection and analysis of electrophysiological properties of culture monolayers.

培養HL-1心房筋細胞単層の電圧とカルシウムデュアルチャネル光学マッピング

Optical mapping has proven to be a valuable technique to detect cardiac electrical activity on both intact ex vivo hearts and in cultured myocyte ...

voltage-calcium-dual-channel-optical-mapping-cultured-hl-1-atrial

Research

JoVE Journal

Biology

10.1K ビュー.  Loyola University Chicago. This article describes the technique used to perform dual channel optical mapping in cultured HL-1 atrial cell monolayers. This unique protocol allows the simultaneous visualization of both calcium (Ca) and voltage (Vm) activity in the same area for the detailed detection and analysis of electrophysiological properties of culture monolayers.

ビデオ: Voltage and Calcium Dual Channel Optical Mapping of Cultured HL-1 Atrial Myocyte Monolayer

Proper Care and Cleaning of the Microscope

Keeping the microscope optics clean is important for high-quality imaging. Dust, fingerprints, excess immersion oil, or mounting medium on or in a microscope causes reduction in contrast and resolution. DIC is especially sensitive to contamination and scratches on the lens surfaces. This protocol details the procedure for keeping the microscope clean.

Keeping the microscope optics clean is important for high-quality imaging. Dust, fingerprints, excess immersion oil, or mounting medium on or in a microscope causes reduction in contrast and resolution. DIC is especially sensitive to contamination and scratches on the lens surfaces. This protocol details the procedure for keeping the microscope clean.

顕微鏡の適切な手入れとクリーニング

Keeping the microscope optics clean is important for high-quality imaging. Dust, fingerprints, excess immersion oil, or mounting medium on or in a ...

生物学

Phase Contrast and Differential Interference Contrast (DIC) Microscopy

Phase-contrast microscopy is often used to produce contrast for transparent, non light-absorbing, biological specimens. The technique was discovered by Zernike, in 1942, who received the Nobel prize for his achievement. DIC microscopy, introduced in the late 1960s, has been popular in biomedical research because it highlights edges of specimen structural detail, provides high-resolution optical sections of thick specimens including tissue cells, eggs, and embryos and does not suffer from the  phase halos  typical of phase-contrast images. This protocol highlights the principles and practical applications of these microscopy techniques.

Phase Contrast and Differential Interference Contrast DIC Microscopy

This protocol highlights the principles and practical applications of Phase and Differential Interference Contrast (DIC) Microscopy

位相コントラストおよび微分干渉コントラスト（DIC）顕微鏡

Phase-contrast microscopy is often used to produce contrast for transparent, non light-absorbing, biological specimens. The technique was discovered by ...

Optical Mapping of Langendorff-perfused Rat Hearts

Optical mapping of the cardiac surface with voltage-sensitive fluorescent dyes has become an important tool to investigate electrical excitation in experimental models that range in scale from cell cultures to whole-organs[1, 2]. Using state-of-the-art optical imaging systems, generation and propagation of action potentials during normal cardiac rhythm or throughout initiation and maintenance of arrhythmias can be visualized almost instantly[1]. The latest commercially-available systems can provide information at exceedingly high spatiotemporal resolutions and were based on custom-built equipment initially developed to overcome the obstacles imposed by more conventional electrophysiological methods[1]. Advancements in high-resolution and high-speed complementary metal-oxide-semiconductor (CMOS) cameras and intensely-bright, light-emitting diodes (LEDs) as well as voltage-sensitive dyes, optics, and filters have begun to make electrical signal acquisition practical for cardiovascular cell biologists who are more accustomed to working with microscopes. Although the newest generation of CMOS cameras can acquire 10,000 frames per second on a 16,384 pixel array, depending on the type of sample preparation, long-established fluorescence acquisition technologies such as photodiode arrays, laser scanning systems, and cooled charged-coupled device (CCD) cameras still have some distinct advantages with respect to dynamic range, signal-to-noise ratio, and quantum efficiency[1, 3]. In the present study, Lewis rat hearts were perfused ex vivo with a crystalloid perfusate (Krebs-Henseleit solution) at 37&deg;C on a modified Langendorff apparatus. After a 20 minute stabilization period, the hearts were intermittently perfused with 11 mMol/L 2,3-butanedione monoxime to eliminate contraction-associated motion during image acquisition. For optical mapping, we loaded hearts with the fast-response potentiometric probe di-8-ANEPPS[4] (5 &mu;Mol/L) and briefly illuminated the preparation with 475&plusmn;15 nm excitation light. During a typical 2 second period of illumination, &gt;605 nm light emitted from the cardiac preparation was imaged with a high-speed CMOS camera connected to a horizontal macroscope. For this demonstration, hearts were paced at 300 beats per minute with a coaxial electrode connected to an isolated electrical stimulation unit. Simultaneous bipolar electrographic recordings were acquired and analyzed along with the voltage signals using readily-available software. In this manner, action potentials on the surface of Langendorff-perfused rat hearts can be visualized and registered with electrographic signals.

This article describes a high temporal and spatial resolution technique to optically image action potential movement on the surface of Langendorff-perfused rat hearts using a potentiometric dye (di-8-ANEPPS).

ランゲンドルフ灌流ラット心臓の光学的マッピング

Optical mapping of the cardiac surface with voltage-sensitive fluorescent dyes has become an important tool to investigate electrical excitation in ...

Optical Recording of Electrical Activity in Guinea-pig Enteric Networks using Voltage-sensitive Dyes

The enteric nervous system (ENS) is a self-contained network with identified functions, capable of performing complex behaviors in isolation. Its neurons (10 to 25 &mu;m in diameter) are arranged in plexuses that are confined to distinct planes of the gut wall 1; the myenteric plexus can be found between the longitudinal and circular muscle layers, and the submucous plexus between the circular muscle layer and the mucosa. Since the effector systems for these plexuses (transporting epithelium, endocrine cells, immune elements, blood vessels and smooth muscle) are also contained within the gut wall, semi-intact preparations can be dissected that preserve individual components of different reflex pathways. The behavior of the effector systems is controlled by the submucous and myenteric plexuses acting in concert. Therefore, detailed knowledge of synaptic interactions within and between ganglia, and of communication between the plexuses, is essential for understanding normal gastrointestinal function. The ENS, as an intact nervous system, is a unique experimental model in which one can correlate molecular and cellular events with the electrical behavior of the neuronal network and its physiological outputs. Because of the quasi-two-dimensional organization of its plexuses, the ENS is particularly well suited for the study of neural networks using multiple site optical recording techniques that employ voltage-sensitive dyes 2,7,8,9. We will illustrate here the use of a relatively new naphthylstyryl-pyridinium dye (di-4-ANEPPDHQ) 3 that offers multiple advantages over its predecessors, including very low phototoxicity, slow rate of internalization, and remarkable chemical stability. When used in conjunction with a camera that permits sub-millisecond time resolution, this dye allows us to monitor the electrical activity of all the neurons in the field of view with a maximal spatial resolution of ~ 2.5 &mu;m at 100X magnification. At lower magnification (10X or 20X), the sacrifice of single-cell resolution is compensated by a gain in perspective, revealing the intricacies of the inter-ganglionic circuitry.

This protocol illustrates how voltage-sensitive dyes enable optical recording of electrical activity from intact neural networks such as the plexuses of the guinea-pig enteric nervous system, with an adjustable resolution that ranges from single-cells to multi-ganglionic circuitry.

電位感受性色素を用いてモルモット腸ネットワークにおける電気活動の光学的記録

The enteric nervous system (ENS) is a self-contained network with identified functions, capable of performing complex behaviors in isolation. Its neurons ...

Photoconversion of Purified Fluorescent Proteins and Dual-probe Optical Highlighting in Live Cells

Photoconvertible fluorescent proteins (pc-FPs) are a class of fluorescent proteins with "optical highlighter" capability, meaning that the color of fluorescence can be changed by exposure to light of a specific wavelength. Optical highlighting allows noninvasive marking of a subpopulation of fluorescent molecules, and is therefore ideal for tracking single cells or organelles.
Critical parameters for efficient photoconversion are the intensity and the exposure time of the photoconversion light. If the intensity is too low, photoconversion will be slow or not occur at all. On the other hand, too much intensity or too long exposure can photobleach the protein and thereby reduce the efficiency of photoconversion.
This protocol describes a general approach how to set up a confocal laser scanning microscope for pc-FP photoconversion applications. First, we describe a procedure for preparing purified protein droplet samples. This sample format is very convenient for studying the photophysical behavior of fluorescent proteins under the microscope. Second, we will use the protein droplet sample to show how to configure the microscope for photoconversion. And finally, we will show how to perform optical highlighting in live cells, including dual-probe optical highlighting with mOrange2 and Dronpa.

This protocol describes a general approach to perform photoconversion of fluorescent proteins on a confocal laser scanning microscope. We describe procedures for the photoconversion of puried protein samples, as well as for dual-probe optical highlighting in live cells with mOrange2 and Dronpa.

生細胞で蛍光タンパク質とのデュアルプローブ光の強調表示を精製の光変換

Photoconvertible fluorescent proteins (pc-FPs) are a class of fluorescent proteins with "optical highlighter" capability, meaning that the color of ...

Fluorescence-based Measurement of Store-operated Calcium Entry in Live Cells: from Cultured Cancer Cell to Skeletal Muscle Fiber

Store operated Ca2+ entry (SOCE), earlier termed capacitative Ca2+ entry, is a tightly regulated mechanism for influx of extracellular Ca2+ into cells to replenish depleted endoplasmic reticulum (ER) or sarcoplasmic reticulum (SR) Ca2+ stores1,2. Since Ca2+ is a ubiquitous second messenger, it is not surprising to see that SOCE plays important roles in a variety of cellular processes, including proliferation, apoptosis, gene transcription and motility. Due to its wide occurrence in nearly all cell types, including epithelial cells and skeletal muscles, this pathway has received great interest3,4. However, the heterogeneity of SOCE characteristics in different cell types and the physiological function are still not clear5-7.
The functional channel properties of SOCE can be revealed by patch-clamp studies, whereas a large body of knowledge about this pathway has been gained by fluorescence-based intracellular Ca2+ measurements because of its convenience and feasibility for high-throughput screening. The objective of this report is to summarize a few fluorescence-based methods to measure the activation of SOCE in monolayer cells, suspended cells and muscle fibers5,8-10. The most commonly used of these fluorescence methods is to directly monitor the dynamics of intracellular Ca2+ using the ratio of F340nm and F380nm (510 nm for emission wavelength) of the ratiometric Ca2+ indicator Fura-2. To isolate the activity of unidirectional SOCE from intracellular Ca2+ release and Ca2+ extrusion, a Mn2+ quenching assay is frequently used. Mn2+ is known to be able to permeate into cells via SOCE while it is impervious to the surface membrane extrusion processes or to ER uptake by Ca2+ pumps due to its very high affinity with Fura-2. As a result, the quenching of Fura-2 fluorescence induced by the entry of extracellular Mn2+ into the cells represents a measurement of activity of SOCE9. Ratiometric measurement and the Mn+2 quenching assays can be performed on a cuvette-based spectrofluorometer in a cell population mode or in a microscope-based system to visualize single cells. The advantage of single cell measurements is that individual cells subjected to gene manipulations can be selected using GFP or RFP reporters, allowing studies in genetically modified or mutated cells. The spatiotemporal characteristics of SOCE in structurally specialized skeletal muscle can be achieved in skinned muscle fibers by simultaneously monitoring the fluorescence of two low affinity Ca2+ indicators targeted to specific compartments of the muscle fiber, such as Fluo-5N in the SR and Rhod-5N in the transverse tubules9,11,12.

The extent of store-operated Ca2+ entry (SOCE) can be monitored using fluorescent Ca2+ indicators. Mn2+ quenching of such indicators assays SOCE in cultured cells and skeletal muscle fibers. A technique allowing spatial and temporal resolution of SOCE by confocal imaging of mechanically skinned muscle fibers is also described.

生細胞におけるストア作動性カルシウムエントリの蛍光ベースの測定：培養癌細胞から骨格筋線維に

Store operated Ca2+ entry (SOCE), earlier termed capacitative Ca2+ entry, is a tightly regulated mechanism for influx of extracellular Ca2+ into cells to ...

Isolation and Kv Channel Recordings in Murine Atrial and Ventricular Cardiomyocytes

KCNE genes encode for a small family of Kv channel ancillary subunits that form heteromeric complexes with Kv channel alpha subunits to modify their functional properties. Mutations in KCNE genes have been found in patients with cardiac arrhythmias such as the long QT syndrome and/or atrial fibrillation. However, the precise molecular pathophysiology that leads to these diseases remains elusive. In previous studies the electrophysiological properties of the disease causing mutations in these genes have mostly been studied in heterologous expression systems and we cannot be sure if the reported effects can directly be translated into native cardiomyocytes. In our laboratory we therefore use a different approach. We directly study the effects of KCNE gene deletion in isolated cardiomyocytes from knockout mice by cellular electrophysiology - a unique technique that we describe in this issue of the Journal of Visualized Experiments. The hearts from genetically engineered KCNE mice are rapidly excised and mounted onto a Langendorff apparatus by aortic cannulation. Free Ca2+ in the myocardium is bound by EGTA, and dissociation of cardiac myocytes is then achieved by retrograde perfusion of the coronary arteries with a specialized low Ca2+ buffer containing collagenase. Atria, free right ventricular wall and the left ventricle can then be separated by microsurgical techniques. Calcium is then slowly added back to isolated cardiomyocytes in a multiple step comprising washing procedure. Atrial and ventricular cardiomyocytes of healthy appearance with no spontaneous contractions are then immediately subjected to electrophysiological analyses by patch clamp technique or other biochemical analyses within the first 6 hours following isolation.

Kv channel dysfunction is associated with cardiac arrhythmias. In order to study the molecular mechanisms that lead to such arrhythmias we utilize a systematic protocol for isolation of atrial and ventricular cardiomyocytes from Kv channel ancillary subunit knockout mice. Isolated cardiomyocytes can then immediately be used for cellular electrophysiological studies, biochemical or immunofluorescence (IF) assays.

マウス心房と心室の心筋細胞における分離とKvチャンネル録音

KCNE genes encode for a small family of Kv channel ancillary subunits that form heteromeric complexes with Kv channel alpha subunits to modify their ...

Reconstitution of a Transmembrane Protein, the Voltage-gated Ion Channel, KvAP, into Giant Unilamellar Vesicles for Microscopy and Patch Clamp Studies

Giant Unilamellar Vesicles (GUVs) are a popular biomimetic system for studying membrane associated phenomena. However, commonly used protocols to grow GUVs must be modified in order to form GUVs containing functional transmembrane proteins. This article describes two dehydration-rehydration methods &#8212; electroformation and gel-assisted swelling &#8212; to form GUVs containing the voltage-gated potassium channel, KvAP. In both methods, a solution of protein-containing small unilamellar vesicles is partially dehydrated to form a stack of membranes, which is then allowed to swell in a rehydration buffer. For the electroformation method, the film is deposited on platinum electrodes so that an AC field can be applied during film rehydration. In contrast, the gel-assisted swelling method uses an agarose gel substrate to enhance film rehydration. Both methods can produce GUVs in low (e.g., 5 mM) and physiological (e.g., 100 mM) salt concentrations. The resulting GUVs are characterized via fluorescence microscopy, and the function of reconstituted channels measured using the inside-out patch-clamp configuration. While swelling in the presence of an alternating electric field (electroformation) gives a high yield of defect-free GUVs, the gel-assisted swelling method produces a more homogeneous protein distribution and requires no special equipment.

The reconstitution of the transmembrane protein, KvAP, into giant unilamellar vesicles (GUVs) is demonstrated for two dehydration-rehydration methods &#8212; electroformation, and gel-assisted swelling. In both methods, small unilamellar vesicles containing the protein are fused together to form GUVs that can then be studied by fluorescence microscopy and patch-clamp electrophysiology.

膜貫通タンパク質の再構成、顕微鏡およびパッチクランプ研究のための巨大単膜小胞への電位依存性イオンチャネル、KvAP、

Giant Unilamellar Vesicles (GUVs) are a popular biomimetic system for studying membrane associated phenomena. However, commonly used protocols to grow ...

Single-channel Analysis and Calcium Imaging in the Podocytes of the Freshly Isolated Glomeruli

Podocytes (renal glomerular epithelial cells) are known to regulate glomerular permeability and maintain glomerular structure; a key role for these cells in the pathogenesis of various renal diseases has been established since podocyte injury leads to proteinuria and foot process effacement. It was previously reported that various endogenous agents may cause a dramatic overload in intracellular Ca2+ concentration in podocytes, presumably leading to albuminuria, and this likely occurs via calcium-conducting ion channels. Therefore, it appeared important to study calcium handling in the podocytes both under normal conditions and in various pathological states. However, available experimental approaches have remained somewhat limited to cultured and transfected cells. Although they represent a good basic model for such studies, they are essentially extracted from the native environment of the glomerulus. Here we describe the methodology of studying podocytes as a part of the freshly isolated whole glomerulus. This preparation retains the functional potential of the podocytes, which are still attached to the capillaries; therefore, podocytes remain in the environment that conserves the major parts of the glomeruli filtration apparatus. The present manuscript elaborates on two experimental approaches that allow 1) real-time detection of calcium concentration changes with the help of ratiometric confocal fluorescence microscopy, and 2) the recording of the single ion channels activity in the podocytes of the freshly isolated glomeruli. These methodologies utilize the advantages of the native environment of the glomerulus that enable researchers to resolve acute changes in the intracellular calcium handling in response to applications of various agents, measure basal concentration of calcium within the cells (for instance, to evaluate disease progression), and assess and manipulate calcium conductance at the level of single ion channels.

Changes in the intracellular calcium levels in the podocytes are one of the most important means to control the filtration function of glomeruli. Here we explain a high-throughput approach that allows detection of real-time calcium handling and single ion channels activity in the podocytes of the freshly isolated glomeruli.

新たに単離した糸球体の足細胞における単一チャネル分析とカルシウムイメージング

Podocytes (renal glomerular epithelial cells) are known to regulate glomerular permeability and maintain glomerular structure; a key role for these cells ...

Optical Mapping of Intra-Sarcoplasmic Reticulum Ca2+ and Transmembrane Potential in the Langendorff-perfused Rabbit Heart

Sarcoplasmic reticulum (SR) Ca2+ handling plays a key role in normal excitation-contraction coupling and aberrant SR Ca2+ handling is known to play a significant role in certain types of arrhythmia. Because arrhythmias are spatially distinct, emergent phenomena, they must be investigated at the tissue level. However, methods for directly probing SR Ca2+ in the intact heart remain limited. This article describes the protocol for dual optical mapping of transmembrane potential (Vm) and free intra-SR [Ca2+] ([Ca2+]SR) in the Langendorff-perfused rabbit heart. This approach takes advantage of the low-affinity Ca2+ indicator Fluo-5N, which has minimal fluorescence in the cytosol where intracellular [Ca2+] ([Ca2+]i) is relatively low but exhibits significant fluorescence in the SR lumen where [Ca2+]SR is in the millimolar range. In addition to revealing SR Ca2+ characteristics spatially across the epicardial surface of the heart, this approach has the distinct advantage of simultaneous monitoring of Vm, allowing for investigations into the bidirectional relationship between Vm and SR Ca2+ and the role of SR Ca2+ in arrhythmogenic phenomena.

Optical Mapping of Intra-Sarcoplasmic Reticulum Ca2+ and Transmembrane Potential in the Langendorff-perfused Rabbit Heart

This article describes the detailed protocol and equipment necessary for dual optical mapping of transmembrane potential (Vm) and free intra-sarcoplasmic reticulum (SR) Ca2+ in the Langendorff-perfused rabbit heart. This method allows for direct observation and quantification of Vm and SR Ca2+ dynamics in the intact heart.

イントラ小胞体のCaの光学マッピング<sup&gt; 2+</sup&gt;とランゲンドルフ灌流ウサギの心臓における膜電位

Sarcoplasmic reticulum (SR) Ca2+ handling plays a key role in normal excitation-contraction coupling and aberrant SR Ca2+ handling is known to play a ...