The syngeneic rat mesothelioma II-45 cell line was a kind gift from A/Prof. Emanuela Felley-Bosco, Zurich University.

動物に関わるすべての手順は、科学的な目的のための動物の管理と使用に関する実践オーストラリアの規範の勧告に従って実施しました。この研究のためのプロトコルは、ロイヤル・ノースショア病院動物実験倫理委員会によって承認されました。女性のフィッシャー344ラット（F344、150〜200グラム）を標準条件（12時間の明/暗サイクルと食料と水を自由に）下カーンズ施設、Kolling研究所で維持しました。 注：すべての実験手順のフローチャートを図1に示されています。 移植用の細胞の調製<ol><li> RPMI 1640（RPMI）培地は、10％ウシ胎児血清（FBS）を補充し、標準的な条件で増殖（37°、培養（クロシドライトアスベストの腹膜導入することによって誘導される、またIL-45としても知られる）は、ラット中皮腫II-45細胞株を5％CO 2でC加湿インキュベーター）。 Mainta75cm 2のフラスコに週二回、約1時50分で継代およびサブ培養することによってインチ</li><li> 37℃で細胞培養と暖かいアリコートための試薬を準備します。必要な試薬は、10％のFBS、リン酸緩衝生理食塩水（PBS）および0.5％トリプシン-EDTAを用いて無血清RPMI培地（SFM）、RPMIが含まれます。 </li><li>約70〜80％コンフルエンスに移植のための培養細胞。これは、線形成長段階にある保証します。 </li><li> 、培地を捨て、滅菌PBS 5mlで1回洗浄した後、3 mlの0.5％のトリプシン-EDTAを添加することにより、収穫細胞。 </li><li>すべての細胞が非接着性になるまで約5分間インキュベーターにフラスコを返します。 </li><li>細胞は非付着したら、トリプシンを不活性化するために10％FBSを含むRPMIの3ミリリットルを追加します。 3分間300×gで細胞を収集し、遠心します。 </li><li> 3分間300×gで再びSFMと遠心の10mlに細胞ペレットを洗浄します。 </li><li>上記のようにSFMと遠心の10mlで再び洗浄細胞ペレット。 </li><li> SFM 10mlに細胞を再懸濁し、血球計または類似の機器を用いて細胞数を実行します。 </li><li> 100μlを注入する細胞の量を含むように細胞を希釈します。 注：腫瘍の成長は、100μlの100個の細胞という低用量で実証されているが、標準用量は100μl中500,000個の細胞です。 </li><li>プライミングおよび針のデッドボリュームによる損失を補償するために余分に移植されるように、ラットの数（ すなわち、100μL/ラット）、プラス少なくとも0.5ミリリットルのメディアで十分な細胞を準備します。 </li><li>余分なコントロールラット（ すなわち、100μL/ラット）、プラス少なくとも0.5ミリリットルに移植する（細胞なし）十分なSFMを準備します。 注：細胞とSFMが今移植のための準備ができています。彼らは、37 O℃に維持し、生存を維持するために、収穫の2時間内に移植されるべきです。 </li></ol>細胞の生体移植2.<ol><li>誘導室へのF344ラット（&gt; 13週齢）を配置し、1.4％イソフルラン吸入（または施設で使用されている方法）を使用して麻酔。ラットは（流れて1.4％イソフルランで）ノーズコーンに室から眠って動きそれであることが表示されたら、（腹ビュー）を上に向け、胸と背中の上に置きます。これは、内部​​の臓器が胸腔から離れて決済することができます。ラットが完全に麻酔をかけていることを確認するために制度的プロトコルに従って反射神経をチェックしてください。 </li><li>毛皮を除去する権利レジオの肋骨（胸）の領域を剃ります。 </li><li> 80％（v / v）のエタノールで剃っエリアを清掃してください。 </li><li>注射部位を特定します。右側に、頭蓋を開始する2番目の腺を見つけます。注射部位は、胸郭の尾の端から3番目と4番目の肋骨の間に、この0.5〜センチ近位です。 （ 図2A）。 </li><li>静かに再懸濁し、II-45細胞を混ぜます。ゆっくりと1 mlの＆に（対照ラットまたはSFM）細胞懸濁液を描きます＃160;取り付けられた針のない注射器。針が細胞の描画アップに接続されている場合は、細胞が、針注入ラインに沿って成長するための可能性があります。 23Gのx 1.25針を取り付けます。プライム針と任意の気泡を除去。 </li><li>注射器と針がプライミングされると、針軸の上に長さ20mmと直径5mmのスペーサーを配置します。これは、注入中の胸腔内に深く浸透する針を防ぐために使用されます。露出した針の約5mm、12 mmの任意の器官に損傷を与えることなく、リブを貫通するのに十分です。 </li><li>ゆっくりと、リブの間に針を挿入して血管が（何の血液が注射器に表示されないはずです）、その後、100μlの細胞やSFMを注入パンクチャーされていない保証するために、注射器に戻って描画します。 （ 図2B）。 </li><li>針を外し、ゆっくりと胸腔内のセルを広めるために左右にラットをロールバックします。 </li><li>ケージにラットを置き、回復のために確認してください。目Eラットは、1分以内に起きてもよく、周りに移動を開始する必要があります。 </li><li>新しい針を用いて各ラットについて、この手順を繰り返します。同じ針を再利用すると、針の注入ラインに沿って細胞の成長になります。 </li><li>毎日の動物の幸福を監視します。 </li><li>制度的動物倫理委員会によって支配されるよう倫理的に定義されたエンドポイントで、動物を安楽死させます。これらの実験におけるラットについての倫理的エンドポイントは、10％以上、又は呼吸困難の体重減少でした。 </li></ol> 3.尾静脈採血<ol><li>血液はすぐに後細胞移植を収集する場合は、麻酔したラットを保ちます。別の時点で血液をサンプリングした場合、1.4％イソフルラン吸入を用いてラットを麻酔。ラットが完全に麻酔をかけていることを確認するために制度的プロトコルに従って反射神経をチェックしてください。 </li><li>その側にラットを置き、外側尾静脈を探します。 </li><li> 80％エタノールで尾部を消毒し、0.5 mlのEDTA cをラベル付けollectionチューブ。 </li><li>血液を収集するには、常に（沿った道の約3分の1）、尾の尾方端から始まります。これは最初の試みが失敗した場合の尾の頭蓋最後にさらに試み近づくことができます。これは血液凝固を引き起こすことができるように尾側にリサンプリングすることはありません。 </li><li>横静脈に23Gのx 1.25針を平行に配置し、それが約10mm（ 図3A）を貫通するように浅い角度で静脈の中にスライドさせます。 </li><li>注意：静脈が正常にパンクしてきた場合、血液が針（ 図3B）の取り付け端に表示されます。 </li><li>一滴の血液は、針穿刺部位の尾に形成することになります。ラベル0.5ミリリットル（以下）のEDTA収集チューブにピペットと転送を使用して、この血液を収集します。免疫細胞アッセイ25μlのに十分です。出血が止まるまでサイトを穿刺する圧力とガーゼを適用します。 </li><li> PRするために、血液およびEDTAを混合するために血液チューブをフリックイベント凝固。採血と血液凝固を防ぐためにできる限り短く、EDTAと混合の間の時間をおいてください。 </li><li>複数のラットから血液を収集する場合、分析まで室温でラックにEDTA-血液サンプルを保存します。コレクションの2時間内のプロセスの血液。 </li></ol>ビーズベースの方法を使用した免疫細胞のプロファイリング4.サンプル調製注：この単一プラットフォーム方法は、各サンプルのビーズの既知の数を持っている市販の絶対計数管を使用することに依存しています。これらの管は、ビーズを放出する、サンプル調製中に溶解し、凍結乾燥ペレットを含みます。ビーズは、蛍光標識されたビーズ集団に対してゲーティングすることによって、絶対数を算出することができます。 <ol><li> EDTA全血試料は、数分間ゆっくりとロータリーミキサー上に配置することにより十分に混合することを確認します。各サンプルごとに1絶対計数管にラベルを付けます。ビーズを含むペレットは、Tの下に表示されるはずですチューブの底にある彼は、金属製のビーズホルダー。 </li><li>ラベル絶対計数管にEDTA全血25μlのを転送します。ビーズペレットは、血液の添加時に溶解します。 </li><li>各チューブに抗ラットT / B /ナチュラルキラー（NK）細胞カクテル20μlの、抗ラットCD8a PE10μlの、抗ラットCD4（ドメイン1）FITC及び抗ラット10μlの10μlのを追加CD45 PE / Cy7の（ 図4A）。フルオロフォアは 、表1に定義されています。 </li><li>抗体および細胞がチューブの底にあり、チューブの側面に貼り付けていない確実にするために遠心チューブに簡単に（300 XG）。渦は、混合し、室温で15分間インキュベートします。 </li><li>赤血球を溶解するには、10 mMトリス、0.15Mの塩化アンモニウム緩衝液（pH 7.5）と混合する渦の400μlを添加します。サンプルは半透明で曇りのない（ 図4BおよびC）が表示されたときに溶解は完了です。サンプルを溶解しないと、完全な増加につながりますDの背景とフローサイトメトリーで分析するときに誤ってカウントを上昇。 </li></ol>サンプルの5フローサイトメトリーの処理注意：フローサイトメーター4色に実行します。 <ol><li>取得モードと、図5に示すように8プロットで新しいテンプレートのソフトウェアを開きます。 </li><li>表1に記載されているものに機器の設定を調整し、蛍光ビーズをカウントするゲートR1（APC [FL-4] 対 FITC [FL-1]）、 図5Ai）を設定 。他のゲートは、この買収段階で同様に重要ではありませんが、分析のために必要とされます。このプロトコルで使用される絶対計数ビーズは蛍光色素を含み、青のチャネルで最も弱いもののいずれかのチャネルで検出することができます。 </li><li>調製した対照血液サンプル、渦を使用して、フローサイトメーター上にロードして、データ収集ゲートを調整することができるので、セットアップモードの低速（12μL/分）で動作します。 </li><li>買収に設定しますR1ビーズゲート10,000イベントを収集。 </li><li>データを記録するフォルダを設定し、取得メニューのファイル番号とラベルサンプルファイルを設定します。 </li><li>サイトメーター上で分析されるべきサンプルをロードし、メディアに流量を設定します（35μL/分）。同じ流速で各サンプルを実行します。流量が低い（12μL/分）または高（60μL/分）に変化させることが必要になることがありますが、中には、一般的に適切です。このレートでは、各サンプルを10,000ビーズイベントを取得するために、約90〜120秒かかります。 </li><li>サンプルがロードされるとすると、必ずイベントをR1ビーズゲートに登場されていることを確認するために散布図を見ます。最初は散布図にドリフトを引き起こすサンプル圧力のいくつかの不安定性がある場合もあります。これが安定するのを待ちます。 </li><li>安定したら、取得をクリックして、サンプルを実行することができます。サイトメーターサイトメーターを取得停止し、すべてのデータが保存され、R1 10,000ビーズイベントを取得完了したら。 </li><li>サンプルを削除し、TUを流す捨てますこと。サイトメーターは現在、次のサンプルの準備ができています。すべてのサンプルを実行してから、分析モードに進みます。 </li></ol>前記免疫細胞分析注：ゲーティング戦略とブール代数は、各細胞集団を定義するために使用されます。ブール代数は、単一の定義に複数の操作を可能にするロジックベースの分析方法です。フローサイトメーター（例えば、BD CellQuestソフト）の解析ソフトウェアは、ブール代数の使用を可能にします。方程式は、より具体的に各細胞集団を同定するために、セルを定義するのに役立つ重要な負の反応のために積極的に考慮するために使用されます。 「領域」は「ゲート」を定義するために使用されます。 （ - 、 表2に定義された+、*、）ゲートは代数演算子で接続多数の領域から構成することができ、一方の領域は、2次元空間を定義します。 <ol><li>分析モードにソフトウェアを切り替えます。分析テンプレートが一致するように生成されるべきです<strオング&gt;プロットとゲートを有する図5に示します。 </li><li>個別に個々のファイル（ すなわち、それぞれの個々のサンプル）を分析します。 表2で定義されるように設定し、ゲートR1 R9を介して、その後に（また、図5に示されている）は、各細胞型のためのアルゴリズムを設定します。 </li><li>ゲートとアルゴリズム（ 表2および図5）で定義された個々の細胞集団を計算するために、セルの統計カウンタを使用してください。アルゴリズムは、セル統計カウンタに自動的に細胞数を調整します。 </li><li>以下の式を使用して、細胞サブセットを計算します。 <img alt="式（1）" src="/files/ftp_upload/53019/53019eq1.jpg" /> 注：細胞計数事象の数（例えば、CD4 T細胞のイベント）は、血液1μl当たりの細胞数を得るために上記の式を使用して列挙されています。例としては、 図5に示されています。 </li></ol>

<ol>
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C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Validation+of+prognostic+factors+in+malignant+pleural+mesothelioma:+a+retrospective+analysis+of+data+from+patients+seeking+compensation+from+the+New+South+Wales+dust+diseases+board.">Validation of prognostic factors in malignant pleural mesothelioma: a retrospective analysis of data from patients seeking compensation from the New South Wales dust diseases board.</a> Clin Lung Cancer. 14 (1), 70-77 (2013).</li><li>Burt, B. 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The authors have nothing to disclose.

本論文では、胸膜中皮腫のラット同系同所モデルと縦採血を介して疾患の進行をモニタリングするための簡単​​な方法を生成するための方法を詳述します。 II-45モデルは、アスベスト繊維13にフィッシャー344ラットを暴露することによって開発されました。この暴露は、中皮腫の病因のためのホスト - アスベストの免疫系の相互作用の真のダイナミクスを表し?...

悪性中皮腫（MM）は、膜（中皮）で形質転換された細胞から生じる攻撃的な悪性腫瘍であることライン肺や腹腔、心と内部生殖器官、および肺の空洞または胸膜1,2の最も一般的な原発腫瘍であります。アスベスト繊維への暴露は、全てのMMの80％を占め、およびアスベスト使用の禁止は、ほとんどの西洋諸国で数十年前に導入された一方で、地域社会での広範な使用は、致命的な遺産を残しています。世界保健機関（WHO）は、107,000人が世界的に死亡率が増加し続けると、アスベスト関連疾患から毎年死亡していると推定しています。新しい非職業入射波も浮上している、これは3のピークを迎えたとき、どのようなレベルでのほとんど理解があります。 全身化学療法が唯一の現実的な選択肢4のいずれかを表したとき、MMを持つ人々の大多数は遅く診断されています。最もeffecti化学療法と（シスプラチン5とともにペメトレキセド）現在の「標準治療」をVEのは、10年以上前に同定されました。しかし、この治療の失敗は避けられないと何の実績のある二行目のオプションは、12ヶ月の2の厳しい予後や生存期間の中央値の患者を残して、ありません。したがって、より効果的な治療が緊急に満たされていない必要性が存在します。臨床試験なしでの新しい治療法の数の検査にもかかわらず、実際に変化をもたらしました。これは、一般に、臨床的設定6-8に、異種移植マウスモデルにおいて行わ前臨床結果の低い（5％）転移に一部起因します。このようなモデルを忠実にしばしば機能する免疫系9の非存在下で、非生理的な場所で発生する腫瘍微小環境の複雑な側面を再現しません。 同系同所モデルはCよりもかなり現実的な腫瘍環境を作成します腫瘍が無傷の免疫系10,11で正しい生理場所で起こるようommonly皮下異種移植モデルを使用していました。ラットの大きなサイズは、特にシリアル血液は治療応答および毒性12を評価するために必要とされる描画薬物研究において、齧歯類疾患モデルとしての使用を強化します。さらに、疾患の進行をモニタリングすることにより（例えば、胸腔のように）腫瘍の場所に困難であるモデルにおいて、循環中に見出さ因子を用いて疾患の進行をモニターする能力は、非常に魅力的です。免疫コンピテントラットを用いた胸膜中皮腫の同系同所性モデルの生成について説明します。加えて、循環する免疫細胞を測定することにより、胸膜疾患の進行をモニタリングするための簡単​​で、比較的非侵襲性の方法も記載されています。

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>EDTA Collection tube (0.5ml)</td>
			<td>Greiner Bio One GmbH</td>
			<td>450480</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Rat T/B/NK Cell cocktail</td>
			<td>BD Pharmingen</td>
			<td>558509</td>
			<td>anti-Rat CD3&#160; APC (IgM clone 1F4), anti-Rat CD45RA Fitc (IgG1 clone OX-33), anti-Rat CD161a PE (IgG1 Clone 10/78)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>anti-RAT CD8a PE&#160;</td>
			<td>Biolegend</td>
			<td>200608</td>
			<td>(IgG1vClone G28)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>anti-Rat CD4 FITC (Domain 1)&#160;</td>
			<td>Biolegend</td>
			<td>203406</td>
			<td>(IgG1 Clone OX-38)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>anti-Rat CD45 PE/Cy7&#160;</td>
			<td>Biolegend</td>
			<td>202214</td>
			<td>(IgG1 Clone OX-1)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TruCount&#8482; Tubes</td>
			<td>Becton Dickinson</td>
			<td>340334</td>
			<td>Box of 50 absolute counting tubes</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RPMI 1640 media</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>11875-119</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>foetal bovine serum (FBS)</td>
			<td>Scientifix</td>
			<td>FBS500-S (lot# 010101-1)</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>trypsin-EDTA</td>
			<td>Life Technologies</td>
			<td>15400-054</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PBS tablets</td>
			<td>Medicago AB</td>
			<td>09-9400-100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>23Gx1&#188; Needle</td>
			<td>Becton Dickinson</td>
			<td>302008</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1mL Syringe</td>
			<td>Becton Dickinson</td>
			<td>302 100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fischer 344 Rat</td>
			<td>Animal Resources Centre, Perth Australia</td>
			<td>F344</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>I.S.O (Isoflurane USP)</td>
			<td>Veterinary Companys Australia (VCA)&#160;</td>
			<td>B7058</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>II-45 Rat Mesothelioma line</td>
			<td>Zurich University</td>
			<td></td>
			<td>Note: The cell line was given as a gift and is not commercially available at the ATCC</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>FACSCalibur&#8482; 4 colour</td>
			<td>Becton Dickinson</td>
			<td>342975</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>TRIS-HCL</td>
			<td>SIGMA</td>
			<td>T3253</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ammonium Chloride</td>
			<td>SIGMA</td>
			<td>9718</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Anaesthetic Machine (The stinger)</td>
			<td>Advanced Anaesthesia specialists</td>
			<td>#00449</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

orthotopic implantation and peripheral immune cell monitoring in the ii-45 syngeneic rat mesothelioma model

このようなワクチンおよび免疫チェックポイント阻害剤として癌の免疫ベースの治療に関心の巨大な盛り上がり、一括前臨床試験のための免疫適格同所モデルの必要性を指し、治療応答における腫瘍微小環境の役割の理解を増加これらの新しい治療法の。本論文では、胸膜悪性中皮腫の同所性免疫能のラットモデルを確立する方法を示しています。同所性モデルで監視疾患の進行は、腫瘍の内部の位置によって混乱されます。縦方向に疾患の進行およびこれと他の癌のラットモデルにおける免疫細胞の循環に及ぼす影響を監視するために、単一のチューブは、全血が記載されているだけで25μLを必要とするフローサイトメトリーアッセイ。総リンパ球、単球および好中球、ならびにT細胞サブセット、CD4およびCD8、B細胞およびナチュラルキラー細胞：これは7免疫パラメータの正確な定量化を提供します。別の潜水艦これらのパラメータのETSは、中皮腫モデルにおける疾患の進行をモニタリングするための最大の有用性を有するリンパ球の比率に好中球で、異なる状況やモデルにも有用です。この単一チューブ法を用いて、免疫細胞の循環レベルの分析はまた、免疫系の治療に対する応答をモニターし、治療の成功または失敗を引き起こす根底にあるメカニズムを理解することを助けることができます。

II-45細胞を用いた胸膜中皮腫の同所性モデルを生成するために、本論文で使用した方法には、ラットは、注入法のために死んでいないで、再現性と迅速な時間枠内で中皮腫に屈した動物をもたらしました。 1×10 3個の細胞が完全に浸透モデル（100％生着）に必要な最小数であると判断した移植細胞の数の滴定。ラットに移植された細胞の異なる数は、疾患の重症度に影響を与えるよう...

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Orthotopic Implantation and Peripheral Immune Cell Monitoring in the II-45 Syngeneic Rat Mesothelioma Model | Medicine | Video

Orthotopic Implantation and Peripheral Immune Cell Monitoring in the II-45 Syngeneic Rat Mesothelioma Model

免疫適格ラットの胸膜腔にII-45中皮腫細胞の移植による胸膜悪性中皮腫の同所性ラットモデルの生成が示されています。 25μlの血液試料から、これらの動物において7の免疫細胞サブセットを分析するためのフローサイトメトリー方法も記載されています。

II-45同系ラット中皮腫モデルにおける同所移植と末梢免疫細胞の監視

The enormous upsurge of interest in immune-based treatments for cancer such as vaccines and immune checkpoint inhibitors, and increased understanding of ...

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9.1K ビュー.  Royal North Shore Hospital, University of Sydney. 免疫適格ラットの胸膜腔にII-45中皮腫細胞の移植による胸膜悪性中皮腫の同所性ラットモデルの生成が示されています。 25μlの血液試料から、これらの動物において7の免疫細胞サブセットを分析するためのフローサイトメトリー方法も記載されています。 

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Orthotopic Aortic Transplantation: A Rat Model to Study the Development of Chronic Vasculopathy

Research models of chronic rejection are essential to investigate pathobiological and pathophysiological processes during the development of transplant vasculopathy (TVP).
The commonly used animal model for cardiovascular chronic rejection studies is the heterotopic heart transplant model performed in laboratory rodents. This model is used widely in experiments since Ono and Lindsey (3) published their technique. To analyze the findings in the blood vessels, the heart has to be sectioned and all vessels have to be measured.
Another method to investigate chronic rejection in cardiovascular questionings is the aortic transplant model (1, 2). In the orthotopic aortic transplant model, the aorta can easily be histologically evaluated (2). The PVG-to-ACI model is especially useful for CAV studies, since acute vascular rejection is not a major confounding factor and Cyclosporin A (CsA) treatment does not prevent the development of CAV, similar to what we find in the clinical setting (4). A7-day period of CsA is required in this model to prevent acute rejection and to achieve long-term survival with the development of TVP.
This model can also be used to investigate acute cellular rejection and media necrosis in xenogeneic models (5).

This video demonstrates the orthotopic aortic transplant model as a simple model to study the development of transplant vasculopathy (TVP) in rats.

同所性大動脈移植：慢性血管障害の発生研究のラットモデル

Research models of chronic rejection are essential to investigate pathobiological and pathophysiological processes during the development of transplant ...

医学

Orthotopic Xenografting of Human Luciferase-Tagged Malignant Peripheral Nerve Sheath Tumor Cells for in vivo Testing of Candidate Therapeutic Agents

Although in vitro screens are essential for the initial identification of candidate therapeutic agents, a rigorous assessment of the drug's ability to inhibit tumor growth must be performed in a suitable animal model. The type of animal model that is best for this purpose is a topic of intense discussion. Some evidence indicates that preclinical trials examining drug effects on tumors arising in transgenic mice are more predictive of clinical outcome1and so candidate therapeutic agents are often tested in these models. Unfortunately, transgenic models are not available for many tumor types. Further, transgenic models often have other limitations such as concerns as to how well the mouse tumor models its human counterpart, incomplete penetrance of the tumor phenotype and an inability to predict when tumors will develop.
Consequently, many investigators use xenograft models (human tumor cells grafted into immunodeficient mice) for preclinical trials if appropriate transgenic tumor models are not available. Even if transgenic models are available, they are often partnered with xenograft models as the latter facilitate rapid determination of therapeutic ranges. Further, this partnership allows a comparison of the effectiveness of the agent in transgenic tumors and genuine human tumor cells. Historically, xenografting has often been performed by injecting tumor cells subcutaneously (ectopic xenografts). This technique is rapid and reproducible, relatively inexpensive and allows continuous quantitation of tumor growth during the therapeutic period2. However, the subcutaneous space is not the normal microenvironment for most neoplasms and so results obtained with ectopic xenografting can be misleading due to factors such as an absence of organ-specific expression of host tissue and tumor genes. It has thus been strongly recommended that ectopic grafting studies be replaced or complemented by studies in which human tumor cells are grafted into their tissue of origin (orthotopic xenografting)2. Unfortunately, implementation of this recommendation is often thwarted by the fact that orthotopic xenografting methodologies have not yet been developed for many tumor types.
Malignant peripheral nerve sheath tumors (MPNSTs) are highly aggressive sarcomas that occur sporadically or in association with neurofibromatosis type 13and most commonly arise in the sciatic nerve4. Here we describe a technically straightforward method in which firefly luciferase-tagged human MPNST cells are orthopically xenografted into the sciatic nerve of immunodeficient mice. Our approach to assessing the success of the grafting procedure in individual animals and subsequent non-biased randomization into study groups is also discussed.

Orthotopic Xenografting of Human Luciferase-Tagged Malignant Peripheral Nerve Sheath Tumor Cells for in vivo Testing of Candidate Therapeutic Agents

A method for reliably grafting luciferase-tagged human malignant peripheral nerve sheath tumor cells into the sciatic nerve of immunodeficient mice is described. The use of bioluminescence imaging to demonstrate proper establishment of tumor grafts and criteria for random segregation of animals into study groups are also discussed.

のために人間のルシフェラーゼ-タグ付き悪性末梢神経鞘腫瘍細胞の同所Xenografting in vivoで</em候補治療薬の>テスト

Although in vitro screens are essential for the initial identification of candidate therapeutic agents, a rigorous assessment of the drug's ability to ...

Establishment and Propagation of Human Retinoblastoma Tumors in Immune Deficient Mice

Culturing retinoblastoma tumor cells in defined stem cell media gives rise to primary tumorspheres that can be grown and maintained for only a limited time. These cultured tumorspheres may exhibit markedly different cellular phenotypes when compared to the original tumors. Demonstration that cultured cells have the capability of forming new tumors is important to ensure that cultured cells model the biology of the original tumor. 
Here we present a protocol for propagating human retinoblastoma tumors in vivo using Rag2-/- immune deficient mice. Cultured human retinoblastoma tumorspheres of low passage or cells obtained from freshly harvested human retinoblastoma tumors injected directly into the vitreous cavity of murine eyes form tumors within 2-4 weeks. These tumors can be harvested and either further passaged into murine eyes in vivo or grown as tumorspheres in vitro. Propagation has been successfully carried out for at least three passages thus establishing a continuing source of human retinoblastoma tissue for further experimentation. 
Wesley S. Bond and Lalita Wadhwa are co-first authors.

A method is described to propagate human retinoblastoma tumors in mice. Tumor cells are directly injected into the eyes of immune deficient mice. Secondary tumors have been successfully established using both cells directly harvested from human tumors and cultured tumorspheres.

免疫不全マウスにおけるヒト網膜芽細胞腫の腫瘍の確立と伝播

Culturing retinoblastoma tumor cells in defined stem cell media gives rise to primary tumorspheres that can be grown and maintained for only a limited ...

Multi-photon Imaging of Tumor Cell Invasion in an Orthotopic Mouse Model of Oral Squamous Cell Carcinoma

Loco-regional invasion of head and neck cancer is linked to metastatic risk and presents a difficult challenge in designing and implementing patient management strategies. Orthotopic mouse models of oral cancer have been developed to facilitate the study of factors that impact invasion and serve as model system for evaluating anti-tumor therapeutics. In these systems, visualization of disseminated tumor cells within oral cavity tissues has typically been conducted by either conventional histology or with in vivo bioluminescent methods. A primary drawback of these techniques is the inherent inability to accurately visualize and quantify early tumor cell invasion arising from the primary site in three dimensions. Here we describe a protocol that combines an established model for squamous cell carcinoma of the tongue (SCOT) with two-photon imaging to allow multi-vectorial visualization of lingual tumor spread. The OSC-19 head and neck tumor cell line was stably engineered to express the F-actin binding peptide LifeAct fused to the mCherry fluorescent protein (LifeAct-mCherry). Fox1nu/nu mice injected with these cells reliably form tumors that allow the tongue to be visualized by ex-vivo application of two-photon microscopy. This technique allows for the orthotopic visualization of the tumor mass and locally invading cells in excised tongues without disruption of the regional tumor microenvironment. In addition, this system allows for the quantification of tumor cell invasion by calculating distances that invaded cells move from the primary tumor site. Overall this procedure provides an enhanced model system for analyzing factors that contribute to SCOT invasion and therapeutic treatments tailored to prevent local invasion and distant metastatic spread. This method also has the potential to be ultimately combined with other imaging modalities in an in vivo setting.

A comprehensive overview of the techniques involved in generating a mouse model of oral cancer and quantitative monitoring of tumor invasion within the tongue through multi-photon microscopy of labeled cells is presented. This system can serve as a useful platform for the molecular assessment and drug efficacy of anti-invasive compounds.

口腔扁平上皮癌の同所性マウスモデルにおける腫瘍細胞の浸潤の多光子イメージング

Loco-regional invasion of head and neck cancer is linked to metastatic risk and presents a difficult challenge in designing and implementing patient ...

The Polyvinyl Alcohol Sponge Model Implantation

Wound healing is a complicated, multistep process involving many cell types, growth factors and compounds1-3. Because of this complexity, wound healing studies are most comprehensive when carried out in vivo. There are many in vivo models available to study acute wound healing, including incisional, excisional, dead space, and burns. Dead space models are artificial, porous implants which are used to study tissue formation and the effects of substances on the wound. Some of the commonly used dead space models include polyvinyl alcohol (PVA) sponges, steel wire mesh cylinders, expanded polytetrafluoroethylene (ePTFE) material, and the Cellstick1,2.
Each dead space model has its own limitations based on its material's composition and implantation methods. The steel wire mesh cylinder model has a lag phase of infiltration after implantation and requires a long amount of time before granulation tissue formation begins1. Later stages of wound healing are best analyzed using the ePTFE model1,4. The Cellstick is a cellulose sponge inside a silicon tube model which is typically used for studying human surgery wounds and wound fluid2. The PVA sponge is limited to acute studies because with time it begins to provoke a foreign body response which causes a giant cell reaction in the animal5. Unlike other materials, PVA sponges are easy to insert and remove, made of inert and non-biodegradable materials and yet are soft enough to be sectioned for histological analysis2,5.
In wound healing the PVA sponge is very useful for analyzing granulation tissue formation, collagen deposition, wound fluid composition, and the effects of substances on the healing process1,2,5. In addition to its use in studying a wide array of attributes of wound healing, the PVA sponge has also been used in many other types of studies. It has been utilized to investigate tumor angiogenesis, drug delivery and stem cell survival and engraftment1,2,6,7. With its great alterability, prior extensive use, and reproducible results, the PVA sponge is an ideal model for many studies1,2.
Here, we will describe the preparation, implantation and retrieval of PVA sponge disks (Figure 1) in a mouse model of wound healing.

A useful tool to analyze the effects of drugs, growth factors, and/or manipulated cells in an animal model of wound repair is described. This technique utilizes the properties of a polyvinyl alcohol (PVA) sponge to deliver and contain the desired treatment and also provide a platform to be excised and analyzed.

ポリビニルアルコールスポンジモデル注入

Wound healing is a complicated, multistep process involving many cell types, growth factors and compounds1-3. Because of this complexity, wound healing ...

Surgical Procedures for a Rat Model of Partial Orthotopic Liver Transplantation with Hepatic Arterial Reconstruction

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats using a whole or partial graft is an indispensable experimental model for transplantation research, such as studies on graft preservation and ischemia-reperfusion injury 1,2, immunological responses 3,4, hemodynamics 5,6, and small-for-size syndrome 7. The rat OLT is among the most difficult animal models in experimental surgery and demands advanced microsurgical skills that take a long time to learn. Consequently, the use of this model has been limited. Since the reliability and reproducibility of results are key components of the experiments in which such complex animal models are used, it is essential for surgeons who are involved in rat OLT to be trained in well-standardized and sophisticated procedures for this model.
While various techniques and modifications of OLT in rats have been reported 8 since the first model was described by Lee et al. 9 in 1973, the elimination of the hepatic arterial reconstruction 10 and the introduction of the cuff anastomosis technique by Kamada et al. 11 were a major advancement in this model, because they simplified the reconstruction procedures to a great degree. In the model by Kamada et al., the hepatic rearterialization was also eliminated. Since rats could survive without hepatic arterial flow after liver transplantation, there was considerable controversy over the value of hepatic arterialization. However, the physiological superiority of the arterialized model has been increasingly acknowledged, especially in terms of preserving the bile duct system 8,12 and the liver integrity 8,13,14.
In this article, we present detailed surgical procedures for a rat model of OLT with hepatic arterial reconstruction using a 50% partial graft after ex vivo liver resection. The reconstruction procedures for each vessel and the bile duct are performed by the following methods: a 7-0 polypropylene continuous suture for the supra- and infrahepatic vena cava; a cuff technique for the portal vein; and a stent technique for the hepatic artery and the bile duct.

Orthotopic liver transplantation in rats is an indispensable experimental model for biomedical research. Here we present our surgical procedures for orthotopic rat liver transplantation with hepatic arterial reconstruction using a 50% partial graft.

肝動脈再建を用いた部分同所性肝移植のラットモデルのための外科的処置

Orthotopic liver transplantation (OLT) in rats using a whole or partial graft is an indispensable experimental model for transplantation research, such as ...

Optimized System for Cerebral Perfusion Monitoring in the Rat Stroke Model of Intraluminal Middle Cerebral Artery Occlusion

The translational potential of pre-clinical stroke research depends on the accuracy of experimental modeling. Cerebral perfusion monitoring in animal models of acute ischemic stroke allows to confirm successful arterial occlusion and exclude subarachnoid hemorrhage. Cerebral perfusion monitoring can also be used to study intracranial collateral circulation, which is emerging as a powerful determinant of stroke outcome and a possible therapeutic target. Despite a recognized role of Laser Doppler perfusion monitoring as part of the current guidelines for experimental cerebral ischemia, a number of technical difficulties exist that limit its widespread use. One of the major issues is obtaining a secure and prolonged attachment of a deep-penetration Laser Doppler probe to the animal skull. In this video, we show our optimized system for cerebral perfusion monitoring during transient middle cerebral artery occlusion by intraluminal filament in the rat. We developed in-house a simple method to obtain a custom made holder for twin-fibre (deep-penetration) Laser Doppler probes, which allow multi-site monitoring if needed. A continuous and prolonged monitoring of cerebral perfusion could easily be obtained over the intact skull.

Cerebral perfusion monitoring has been demonstrated to improve accuracy in ischemic stroke models. Technical difficulties often limit the use of this essential tool for cerebrovascular research. In this video, an optimized system is shown to obtain a single or multi-site hemodynamic monitoring during intraluminal middle cerebral artery occlusion in rats.

腔内中大脳動脈閉塞のラット脳卒中モデルにおける脳血流モニタリングのための最適化されたシステム

The translational potential of pre-clinical stroke research depends on the accuracy of experimental modeling. Cerebral perfusion monitoring in animal ...

A "Patient-Like" Orthotopic Syngeneic Mouse Model of Hepatocellular Carcinoma Metastasis

The majority of cancer-related deaths are caused by the metastasis of the cancer rather than the primary tumor itself. Yet, the underlying mechanisms of cancer metastasis are still unclear. Animal models are essential for elucidating the mechanisms and for evaluating novel strategies for the treatment of metastatic cancers. Here, an in-depth description of a &#8220;patient-like&#8221; orthotopic syngeneic mouse model for exploring the mechanisms of metastasis of solid organ tumors is provided. The survival surgical implantation of BNL 1ME A.7R.1 mouse hepatocellular carcinoma cells directly into the liver (the organ of origin) of the inbred wild-type immune competent laboratory mouse strain, BALB/c is described. The success and reproducibility of this methodology recommends it for widespread use in elucidating the biological mechanisms of solid organ cancer metastasis.

A &quot;Patient-Like&quot; Orthotopic Syngeneic Mouse Model of Hepatocellular Carcinoma Metastasis

The metastatic spread of cancer is the major cause of cancer-related deaths. We provide an in-depth description of our survival surgery methodology for establishing a &#8220;patient-like&#8221; orthotopic syngeneic mouse model system for studying the mechanisms of metastasis in solid organ tumors.

肝細胞癌転移の「患者様」同所同系マウスモデル

The majority of cancer-related deaths are caused by the metastasis of the cancer rather than the primary tumor itself. Yet, the underlying mechanisms of ...

Isometric Contractility Measurement of the Mouse Mesenteric Artery Using Wire Myography

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and drugs. It is widely used in many studies on the physiological functions of vascular smooth muscle, the pathogenesis of vascular diseases such as hypertension, and the development of smooth muscle relaxant drugs. The mouse is a widely used model animal with a large pool of disease models and genetically modified strains. We introduced this method to measure the isometric contraction of mouse mesenteric artery in detail. A 1.4-mm segment of mouse mesenteric resistance artery was isolated and mounted on a myograph chamber by passing two steel wires through its lumen. After equilibration and normalization steps, the vessel segment was potentiated by a high-K+ solution twice prior to the contraction assay. As an example of the application of this method in drug development, we measured the relaxant effect of a novel natural substance, neoliensinine, isolated from a Chinese herb, embryos of the lotus seed (Nelumbo nucifera Gaertn.) on mouse mesenteric arteries. The vessel segments mounted on the myograph chamber were stimulated with a high-K+ solution. When the force tension reached a stable sustained phase, cumulative doses of neoliensinine were added to the chamber. We found that neoliensinine had a dose-dependent relaxant effect on smooth muscle contraction, thus suggesting that it bears potential activity against hypertension. In addition, as the vessel segment can survive at least 4 hours after mounting and maintain contractility induced by the high-K+ solution for many times, we suggest that the wire myograph system may be used for the time-consuming process of drug screening.

The wire myograph technique is used to investigate vascular smooth muscle functions and screen new drugs. We report a detailed protocol for measuring the isometric contractility of the mouse mesenteric artery and for screening new relaxants of vascular smooth muscle.

ワイヤー図法を使用してマウスの腸間膜動脈の等尺性収縮力測定

The wire myograph technique is used to assess the contractility of vascular smooth muscles in response to depolarization, GPCR agonists/inhibitors and ...

Reduced Complications after Arterial Reconnection in a Rat Model of Orthotopic Liver Transplantation

The rat orthotopic liver transplantation (OLT) model is a powerful tool to study acute and chronic rejection. However, it is not a complete representation of human liver transplantation due to the absence of arterial reconnection. Described here is a modified transplantation procedure that includes the incorporation of hepatic artery (HA) reconnection, leading to a marked improvement in transplant outcomes. With a mean anhepatic time of 12 min and 14 s, HA reconnection results in improved perfusion of the transplanted liver and an increase in long-term recipient survival from 37.5% to 88.2%. This protocol includes the use of 3D-printed cuffs and holders to connect the portal vein and infrahepatic inferior vena cava. It can be implemented for studying multiple aspects of liver transplantation, from immune response and infection to technical aspects of the procedure. By incorporating a simple and practical method for arterial reconnection using a microvascular technique, this modified rat OLT protocol closely mimics aspects of human liver transplantation and will serve as a valuable and clinically relevant research model.

The goal of this study is to modify the rat orthotopic liver transplant model to better represent human liver transplantation and improve recipient survival. The presented method reestablishes hepatic arterial inflow by connecting the donor liver&#39;s common hepatic artery to the recipient liver&#39;s proper hepatic artery.

ラット型異形肝移植モデルにおける動脈リコネクション後の合併症の減少

The rat orthotopic liver transplantation (OLT) model is a powerful tool to study acute and chronic rejection. However, it is not a complete representation ...