The authors would like to acknowledge Alexandra Quackenbush for assisting with surgical procedures during filming of the video protocol, Hadley Holden for histological support, Sonali Jindal for input on tumor and liver pathology during method development, and Breanna Caruso for critical review of the manuscript. The D2A1 and D2.OR mammary tumor cells were a gift from Dr. Ann Chambers, the D2A1-GFP tumor cells were a gift from Dr. Jeffrey Green, and the 4T1 tumor cells were a gift from Dr. Heide Ford. The OHSU Advanced Light Microscopy Core at the Jungers Center was utilized for imaging. The work included in this manuscript includes funding from NIH/NCI NRSA F31CA186524 (to ETG) and NIH/NCI 5R01CA169175 (to PS).

この記事のすべての動物の手順を見直し、オレゴン健康科学大学施設内動物管理使用委員会によって承認されました。 手術領域と楽器の作製<ol><li> 30分間124℃でオートクレーブではさみ、ピンセット、および止血剤を準備し、1 - 計画された手術の2日前。手術後の回復のためのオートクレーブ滅菌または滅菌寝具、ケージ、および食料へのアクセスを確認してください。 </li><li>好ましくは、層流フードで、無菌手術領域を準備します。 <ol><li> 10％の加熱パッド、光源、麻酔チューブとノーズコーンを含む漂白剤、及びそれが実行されている間に外科手術に近接なり手術室の他の部分と手術領域の全ての表面を拭います。 </li><li>無菌手術領域では、滅菌ドレープ、光源、麻酔チューブおよびノー​​ズコーン、インスリン注射器で洗浄、加熱パッドを配置1cm 2の小片、はさみ、鉗子、止血剤、4-0ビクリル縫合糸- 0.5にカットし、1ミリリットル注射器、ブピバカイン、人工涙液、滅菌生理食塩水、2×2」、滅菌ガーゼスポンジ、4×4 &quot;滅菌ガーゼ、止血ガーゼオートクレーブ処理容器内のテーパー針、および50ミリリットルの2％グルコン酸クロルヘキシジンと。 </li><li>氷の上に保存されている準備された腫瘍細胞のために、このスペースに余裕があることを確認してください。 </li><li>手術領域に隣接したベンチに、第二の加​​熱パッドと滅菌寝具付きの清潔なケージでリカバリ領域を準備します。 注：このエリアには、例えばビーズ滅菌器などの項目を収容することができます。 </li></ol></li></ol> 2.ポータル静脈注射<ol><li>疼痛管理のために皮下0.015 mg / mlでブプレノルフィン、100μlのと15週、 - 計画された注射への一時間前、8高齢者のBalb / c雌マウスを扱います。 注：この注入プロトコルは、適切なを使用して、任意の年齢で女性または男性マウスの任意の株にも適用することができます株への変更のための細胞株。 </li><li>選択した細胞株または腫瘍外植片のためのプロトコルに基づいて、注射のための腫瘍細胞を準備します。動物コロニーに、そのような病原体を導入するリスクを低減するために、マウスの病原体の存在のために、投与前に、すべての腫瘍細胞株をテストします。 <ol><li> 3日間注射前に10cmの組織培養プレートにD2A1、D2.OR、および4T1腫瘍細胞、解凍細胞を含む同系のBalb / cの腫瘍細胞株のためのそのような翌日、細胞は約90であることを - 100％コンフルエント。 </li><li> 1日1×リン酸緩衝生理食塩水（PBS）で1回、腫瘍細胞融解洗浄細胞を次の5分間、37℃で、0.05％トリプシンを2mlを用いて、コンフルエント腫瘍細胞をトリプシン処理。完全培地10mlの新鮮な10cmディッシュに8の完全培地ミリリットル（DMEM高グルコース、10％ウシ胎児血清、2mM L-グルタミン、および1×ペニシリン/ストレプトマイシン）および通路1:10加えます。 </li><li>注射の日に、1×PBSおよびトンで細胞を1回洗浄上記のようにrypsinize。 </li><li>再懸濁し、5mlの1×PBS中にメディアを再懸濁を削除し、1500×gで5分間スピン、完全培地8mlに細胞をトリプシン処理しました。 </li><li>生存能力評価のためのトリパンブルー排除を使用して、血球計数器上の細胞を数えます。事前に決定された濃度と体積で1×PBSでの注射のために細胞を再懸濁します。 注：5 - 小さい注入量は、肝臓への不要な損傷を防ぐように10μlを推奨します。 </li><li>注射の期間中、氷上で細胞を保管してください。注射の完了後、生存能力を確保するために、1日の完全培地中で培養中の研究室への細胞のサンプルを返して置きます。 </li></ol></li><li>酸素で配信2.5％イソフルラン（2-クロロ-2-（ジフルオロメトキシ）-1,1,1-トリフルオロ - エタン） - 2で麻酔下にマウスを置きます。加熱パッドを使用して体温を維持。つま先のピンチに反応するために評価することにより、完全な麻酔を確認し、anestheを維持2.5％のイソフルラン - 2でSIA。 注：呼吸数の動物を監視し、手順全体応じイソフルラン流量を調整することが重要です。 </li><li>外科手術中に目の過度の乾燥を避けるために、それぞれの目の上に人工涙液または獣医軟膏の少量を置きます。 </li><li>露出した腹部とその背中に、仰臥位でマウスを置きます。 </li><li>化学脱毛の領域を拭いて4 番目の鼠径部乳腺の乳首まで第2リブ空間から齧歯類の腹左側に髪を削除します。 2分した後、この手順は1行うことができガーゼとH 2 Oで完全に削除- -数多くの手術が予定されている場合は、時間を節約するために、事前に2日間脱毛は1のために座ってできるようにします。 </li><li> （2％クロルヘキシジンに浸した）1 2×2 &quot;滅菌ガーゼスポンジを取り、脱毛部位にマウスを拭いてください。全体の周囲を滅菌、尾を含め、細菌続きを最小限にするために楽器のアミノ化。 </li><li>脱毛の部位とアルコールの準備パッドとダウン周辺エリアを拭いてください。 </li><li>もう一度2％クロルヘキシジンとアルコールの手順を繰り返し、最終的なクロルヘキシジンで仕上げ3 2％クロルヘキシジンおよび2アルコールプレップパッドの洗浄の合計のために拭いてください。最終クロルヘキシジンは、化学物質が内臓にクロルヘキシジンとなることを避けるために、手術部位の周りに滴下しないように拭いてください。注：クロルヘキシジンアルコール皮膚および周囲の毛の大量のアプリケーションの体温の有意な低下をもたらし得ます。ステップ2.7から2.9の間に過剰量で拭かないでください。加熱パッドで体温を維持。 </li><li>滅菌手袋、滅菌刃で滅菌メスを用いて、マウスの左側の中央値と矢状面との間の皮膚への単一の1インチの切開を行い、ちょうど肋骨の下から始まり、ちょうど第四鼠径部の平面の上に終わります乳腺乳頭。 </li><li>オートクレーブ処理またはビーズ滅菌ハサミやピンセットを使用して、腹腔に類似した1インチの切開を行います。乳房脂肪パッドに切断避け、腸、肝臓、または横隔膜をカットしないように確認してください。 </li><li>切開は、内部器官をガーゼの上に置き、周囲の皮膚または手術部位に接触しないことができるようになされた、マウスの左側の滅菌生理食塩水に浸漬した4×4 &quot;ガーゼパッドを置きます。 </li><li>腫瘍細胞は、マウスの準備中に沈降するように上下に数回ピペッティングにより腫瘍細胞を準備します。腫瘍細胞を25μlの取り外し可能な針注射器および32ゲージの針を準備します。腫瘍細胞が針の先端にあり、プランジャが注射のための適切な音量になるまで注射器に押し込みます。気泡の注入を避けます。 </li><li>任意の外部腫瘍細胞を除去するために、無菌のアルコールパッドで針の外側を拭いてください。針刺しを回避するために、十分に注意してください。 </li><li>中央値SIDを保持しますさておき鉗子で皮膚および腹膜ライニングを含む切開の電子と、慎重に滅菌生理食塩水に浸した滅菌ガーゼ上に置く、大腸及び小腸を引き出すために滅菌綿棒を使用しています。門脈が可視化されるまで、大腸及び小腸を引き出します。 </li><li>内部の水分や無菌性を維持するために生理食塩水に浸したガーゼで臓器をカバーしています。 </li><li>また、滅菌手袋を着用し、アシスタントを持って、静かに滅菌綿が完全に門脈を明らかにするために綿棒をひっくり返して邪魔にならないように生理食塩水に浸したガーゼに包まれた腸を保持します。さらに、切開部の中央側の脇に組織を保持するために、オートクレーブ止血鉗子または鉗子を使用する必要があるかもしれません。 </li><li>傘を上に向けて、静脈に5°&lt;角度で肝臓下の10ミリメートル〜門脈に5ミリメートル - 〜3腫瘍細胞を装填した針を挿入します。ゆっくりと腫瘍細胞を含むフル・ボリュームを注入します。血液が針の時間を過ぎて流れることを可能にします静脈からの腫瘍細胞の逆流を避けるために数秒間EAD。注入中の静脈に針を動かす最小限に抑えます。ここでも、針刺しを回避するために注意してください。 注：好ましい場合、門脈の可視化倍率なしで行われ、ただし、立体顕微鏡を使用してもよいです。 </li><li>同時に圧力で静脈に滅菌綿棒を配置しながら、針を外します。静脈に注射部位の上に1cm 2の止血ガーゼ-アシスタントがまだわき腸を保持して0.5の1枚を配置します。 注：止血粉は、プロトコルのこのステップのためにしようとしましたが、注射後の静脈血の損失を止めるのに効果的ではなかったです。 </li><li> 5分間の滅菌綿棒からの圧力で、注射部位での止血ガーゼを保持します。 </li><li>ガーゼは、周囲の組織にsteril少量のスティック場合は、慎重に止血ガーゼを持ち上げて静脈の閉鎖を評価しますE生理食塩水を浸漬し、ガーゼを持ち上げるために使用することができます。 </li><li>血液の損失がこの時点で発生した場合は、さらに5分間圧力を持つサイトでの止血ガーゼの追加部分を配置します。血流が完全に停止したときに、マウスからガーゼを除去します。 注：外科的処置中の血液損失は慎重にマウスがしばらく心臓灌流によって、麻酔下で安楽死させなければなりません評価し、合計許可血液損失量に達するか超えた場合（研究者の治験審査委員会の規制標準操作手順に基づいて）する必要があります。 </li><li>注射部位は、注射部位を残していない血液で、そのままと判断すると、静かに戻って腹腔内に内臓を配置します。 </li><li>腹膜ライニングと、単純な連続または結節縫合パターンを用いて、滅菌4-0ビクリル縫合糸とテーパー針で皮膚を縫合。一般的に、切開部を閉鎖することは10-15縫合が必要です。 </li><li> bupiの100μLを注入しますインスリン注射器を用いて局所疼痛管理のための切開部位に沿ってvacaine（5 mg / mlで）。滅菌生理食塩水を皮下水和26ゲージ針を有する1mLの注射器を用いて0.5mlのを注入します。完了するまでに25分 - 手術は15を取ります。 </li><li>手術全体の無菌状態を維持するために、手袋をはめた手を含め、すべてのツールや材料をマウスに接触していることを確認し、接触する前に適切に洗浄されます。可能な場合は使用無菌材料と手袋、または最小限にきれいにする70％エタノール溶液または10％の漂白剤溶液を利用します。 </li><li>複数の手術は、単一のセッションのために計画されている場合は0.5に、新しい滅菌ドレープ、インスリン注射器で1ミリリットル注射器、滅菌生理食塩水、2×2」、滅菌ガーゼスポンジ、4×4 &quot;滅菌ガーゼ、止血ガーゼカットを最初の手術領域をリメイク - 1cm 2の個、テーパー針で4-0ビクリル縫合糸、および2％のクロルヘキシジン。手術の間にはさみ、鉗子、止血剤をビーズ滅菌および許可適切に再利用する前に冷却します。 </li></ol> 3.げっ歯類の健康を監視回復、およびエンドポイント分析<ol><li>手術手順が完了した後、20分の最小のための寝具のない、きれいなケージに回復のための加熱パッド上でマウスを維持します。麻酔から覚ますために4分 - マウスは、通常、2を取ります。 </li><li>それは完全に麻酔から回復するまで他の動物との共同居住に手術を受けた動物を返さないでください。動物は胸骨横臥位で自分自身を維持する能力を回復するまで、それは意識を取り戻している間に無人の動物を離れて監視しないでください。 </li><li>疼痛管理のために最大72時間毎に6-12時間後に手術を、0.1ミリグラム/キログラムブプレノルフィン - マウスに0.05を与えます。 </li><li>彼らは治癒中に無傷のまま確実にするために毎日の縫合糸を確認してください。縫合糸がほどけてくる場合には、残りの縫合糸を取り外し、交換し、麻酔下にマウスを置きます。感染またはinflammの場合ationが獣医スタッフに相談してください。 注：感染または炎症は、このプロトコルに遭遇していません。 </li><li>転移研究のために、転移性疾患の外向きの兆候を含めて観察されたが、これらに限定されないまで、毎日の健康チェックを実行：&gt; 10％の重量損失/利得、だらしなさ、周囲への注意の喪失、腹部浮腫/腹水、淡い目と耳、または猫背の姿勢。 注：転移のタイムラインが十分に理解されるまで、新たな細胞株または細胞濃度で使用するためのモデルを開発する際デイリーヘルスチェックは特に重要です。 </li><li>研究のエンドポイントで、頸椎脱臼に続いてCO 2吸入によりマウスを安楽死させます。 注：研究者」監督委員会によって承認された安楽死の別の方法は、麻酔下にある間、1×PBSで灌流を含め、使用することができます。肝臓の灌流は、門脈をカニューレ挿入下大静脈をつむ、および1×PBS番目を押すことによって行われます循環血液と白血球を除去するために2分 - 1分間4ミリリットル/の速度でラフな肝血管系。 注：研究では、細胞株、および使用される濃度のエンドポイントに応じて、顕性肝転移がまたは剖検で明らかであってもなくてもよいです。微小転移病変は、肝臓の組織学的分析で明らかにすることができます。エンドポイントは、研究デザインによって異なります。 </li><li>最初の胆嚢を除去することにより、ハサミやピンセットで肝臓を抽出し、その後肝臓に優れた下大静脈を切断。大静脈、門脈、および肝臓に劣る肝動脈を切断。 </li><li>優しく肝臓全体を削除し、1×PBSで5回洗浄します。 </li><li>左、右、中央値、および尾状葉に肝臓を分離します。 </li><li> 48時間、10％中性緩衝ホルマリン中にホルマリン固定肝室温で振とうしながら。プロセスが集中し、キシレンを増加させるのにアルコールの一連の組織します。パラフィンは、固定された組織71を埋め込みます</s&gt;アップ。 注：別の方法として、肝臓は最適切断温度（OCT）式とcryomoldに組織を配置し、95％エタノール中に沈め、ドライアイスペレットに凍結することによって急速冷凍することができます。 <ol><li>ミクロトームを使用して、組織のマッチヘッドサイズが明らかにされるように、パラフィン包埋組織ブロックにカット。 </li><li> 5 4ミクロンの連続切片をカットし、これは、分析のための最初のレベルを構成しています。 </li><li>組織の250ミクロンを切って、廃棄物中のこれらのセクションを投げます。 </li><li> 250ミクロンで、5 4ミクロンの連続切片の第二のレベルをカット。 </li><li>肝臓全体を通してセクションに、必要に応じて繰り返します。ヘマトキシリンおよびエオシン染色あらゆるレベルの最初のセクションでは、転移72のために評価しました。 注：スナップ凍結組織についてのセクションをカットするクライオスタットを使用しています。 注：微小転移疾患の検出は、腫瘍細胞特異的染色が必要になります。 </li></ol></li><li>切開シットでの腫瘍の成長がある場合、調査からマウスを削除しますE、これは注射後腹膜腔への腫瘍細胞の漏出を示しました。 注：この問題は観察されませんでした。 </li></ol>

The authors have nothing to disclose and declare no competing financial interests.

BALB / cマウスポータル静脈注射モデルは、交絡多臓器転移の不在下で、完全に免疫適格宿主に肝臓での乳腺癌病変の研究が可能になります。私たちのプロトコルは、直接肝臓16,55,56への腫瘍細胞の注射のための門脈へのアクセスを許可する以前に公開された外科的手技の進歩です。我々が行った一つの進歩は著しく/注入万の腫瘍細胞を≤する≥1×10 5細胞/ダウン注射16,55,56から注入された腫瘍細胞の数を減少させることです。また、肝臓への乳癌転移の研究のためのモデルを拡大しています。このプロトコルを使用して、既知の転移の可能性を有する2つの乳癌細胞株は、より静止乳腺腫瘍細胞株よりも短い待ち時間で肝転移を発症します。また、初期の時点で、腫瘍細胞は、単一のCEの単一または小グループとして肝実質全体に分散されています腫瘍細胞注射後LLS。肝臓でのマイクロ転移性と明白な転移性疾患の発展に貢献し、すべての表現型 - モデルは、腫瘍細胞の血管外漏出、細胞の生存、休眠、および増殖などの転移効率の問題に対処する態勢を整えています。 研究を開始する前に門脈注入プロトコルの多くの側面を考慮することが重要です。慎重細胞株、細胞濃度、総細胞数、およびより小さな探索研究に基づいて関心のエンドポイントを決定することを強くお勧めします。さらに、免疫コンピテント宿主と同系の細胞株の使用は、宿主 - 腫瘍細胞の相互作用を理解するために最も重要です。脳下垂体前葉から新たに開発した「光るヘッド」のeGFPを発現するマウスとルシフェラーゼが、外因性のeGFP、ルシフェラーゼに対する宿主応答を排除するための重要なツールである、タンパク質は、しばしば乳腺腫瘍株75をタグ付けするために使用します</sup&gt;。 「光る頭 &quot;マウスと同系の使用は、腫瘍細胞がeGFPをまたはルシフェラーゼに対する炎症反応の心配なしIHCによって、単一の播種された細胞の容易な同定および微小転移巣を容易にするタグ付けされました。同様に、最小限の抗または薬物治療計画からプロ腫瘍への影響を確実にするために慎重に疼痛管理戦略を選択することを強くお勧めします。このプロトコルでの重要なステップは、これは任意の結果を混乱させるだろうとして、感染症が発生しないことを確実にするために手術を通じて無菌状態を維持することが含まれます。腫瘍細胞が肝臓に送達されることを保証するために、針が適切に門脈内に配置されていることも重要です。このような墨汁などの染料とのプロトコルを練習すると、この問題に役立ちます。皮膚切開部位での腫瘍の増殖は、不適切な針の配置が発生したことを最良の指標です。最後に、門脈からの血液損失を適切に制御し、suturiに完全に前に停止していることが重要です動物ngの。止血ガーゼの使用が大幅に注射後の門脈から制御されていない血液損失のリスクを減少させます。私たちの手で、手続きに関連する死亡による失血に門脈から次の注入は、止血ガーゼを使用したマウスの2％に30％から低下しました。 ポータル静脈注射モデルは完全な転移カスケードを複製しないことに注意することが重要であるが、腫瘍細胞の血管外漏出、血管外漏出および腫瘍の成長を以下の腫瘍細胞ニッチの相互作用の研究に限定されています。患者に起こるような正確に肝臓への完全な転移カスケードを複製するモデルは、緊急に必要とされています。門脈注射モデルの追加の制約は、それが疾患の進行76,77に影響することが知られている創傷治癒と、ホスト上の手術の影響によって混乱されることです。 門脈注入モデルは、他の注射の改善を示します心臓内および脾臓内モデルを含む肝転移を研究するためのモデル、。具体的には、門脈注入モデルは、多くの場合、他の組織の同時転移によって制限されている心臓内モデル、より疾患進行のより広い範囲の研究を可能にします。脾臓内モデルで行われているように、さらに、門脈モデルは、脾臓の除去によって複雑化されていません。 門脈注入モデルは、一般的には肝転移の研究のための有用なツールを証明することができます。肝転移は、特に高い膵臓癌料金（転移の85％が肝臓にある）、結腸および直腸腺癌（&gt; 70％）、ならびに胃と食道（&gt; 30で、全体の腺癌における転移の最も頻度の高いサイトです％）1。膵臓癌および結腸腺癌の自発的および同所性原発腫瘍モデルはより容易に肝臓78,79に転移するが、門脈静脈注射モデルはPROVあり腫瘍細胞の制御された送達として、これらの癌の転移過程を理解するための有用なeは、腫瘍細胞の到着後、指定した時間に、生化学的分子および組織学的評価を可能にします。要約すると、門脈注射モデルは、乳癌の利用可能な肝転移モデルの重要な改善を示し、また、一般に、肝転移の分野にも適用可能です。

肝臓への乳癌転移 肝臓、骨および肺1-3とともに、乳癌転移の一般的な部位です。乳癌患者における肝転移は4.8から15ヶ月6-9に肝転移範囲を有する乳癌患者の生存期間の中央値として、非常に予後不良4,5のための独立した予後因子です。これとは対照的に、肺または骨転移を有する乳癌患者は9 27.4ヶ月8,9及び16.3〜56ヶ月それぞれ8,10-12、メジアン生存率を有します。転移は、原発腫瘍における腫瘍細胞の播種で始まりによる遠隔臓器13-15内の循環腫瘍細胞の播種および成長に患者の死亡率で終わる転移カスケードと呼ばれる多段階プロセスです。 10％ - 転移のげっ歯類モデルは、転移カスケードのみが0.02で、著しく非効率的であることを明らかにしました顕性転移16,17を確立する腫瘍細胞を循環させます。転移性の非効率性の1つの主要なボトルネックを理解部位特異的転移の重要性を強調し、転移性ニッチ18と呼ばれる、セカンダリサイトでのユニークな組織微小環境によって決定されます。転移性のニッチの再発部位に特有であり、かつ、部分的には、別個の細胞外マトリックスタンパク質19,20の堆積、種々の免疫細胞集団21-23の浸潤、および多数のサイトカインの調節不全の生産を含む改変された組織の恒常性によって特徴付けられます、ケモカイン、および成長因子15,18,24,25。このように、組織特異的転移性のニッチを理解することは、転移性疾患を対象とする方法の理解を先行します。しかし、肝転移の堅牢なモデルが欠けています。さらに、肝転移の改善されたモデルは、乳癌患者ののwiのための新たな標的と効果的な治療を識別するために不可欠となります第肝臓転移。 肝臓への乳癌転移を研究するためのモデルを確立 現在、肝臓に乳癌転移を研究するための利用可能なモデルは、免疫不全マウスにおけるヒト癌細胞の異種移植片を含みます。 - / - 、またはSCID免疫低下マウスホスト26〜29これらのモデルは、典型的には、MCF-7及びMDA-MB-231およびヌード、RAG1としてよく研究ヒト乳癌細胞株を使用します。異種移植モデルは、ヒト由来の癌細胞株を含むことの利点を提供し、しかし、転移30-32および治療抵抗33-35で免疫細胞のための最近の感謝を与え、完全に免疫適格宿主における転移の研究は非常に重要です。または外科手術せずに、乳房脂肪パッドに同系の腫瘍細胞（ 例えば 、4T1とD2A1細胞株）の同所性注入を含む免疫有能なホストで肝臓に乳癌転移を研究するためのモデル原発腫瘍の切除、および転移36-38のその後の評価。注目すべきは、同所移植モデルからの肝転移の速度は、肺39,40のような他の転移部位に比べて非常に低いか、存在しない、または肺転移が確立された後に発生し、肝臓特異的転移37,39の研究を複雑。 自発的な遺伝子操作された乳癌モデル由来の腫瘍外植片が同系の腫瘍細胞としてナイーブ宿主の乳房脂肪パッドに再注入することができます。例えば、それは最近、同所野生型宿主に注入した場合、K14 のCre ECAD F / Fの P53のF / Fマウスからの自発的な腫瘍がどのモデル浸潤性小葉乳癌、腫瘍を発症することが報告されました。それらが15mm 2に達すると、これらの腫瘍の外科的切除に続いて、マウスの18％は、肝転移40,41に進行しました。肝転移の利用をモデル化するための第三のアプローチ遺伝子操作されたマウスにおける自然転移。現在までに、容易に肝臓に広がっ乳癌転移の自発的なマウスモデルの報告はまれです。例外は、H19-IGF2、p53のfpの/ FP MMTV-CreをWAPベースのCre、およびK14 のCre ECAD F / Fの P53を含むF肝転移がマウスの低い割合で発症遺伝子操作されたマウスモデルで、f / 38,41- 43。遺伝子操作したマウスモデルは、転移カスケード、強力かつ臨床的に関連するモデルを提供するのすべての段階の研究を促進しつつ、それらが原因で肝転移38の低い速度に制限されています。 いくつかの転移モデルは、原発腫瘍と血管内からの腫瘍細胞の播種を含む転移カスケードの初期段階をバイパスします。これらのモデルは、血管外漏出からセカンダリサイトでの腫瘍の確立に、転移カスケードの後のステップへの調査を可能にします。 int型racardiac注入モデルは、大動脈を介して循環系に腫瘍細胞を分配する左心室の中に腫瘍細胞を送達します。心臓内注射は、注射部位の超音波ガイド付きイメージングまたはそのようなルシフェラーゼの生物発光などの他の画像診断法は、細胞が成功した注射を確認するためにタグ付けさが必要です。左心室を介した腫瘍細胞の注射は、他の器官44-48の間、骨、脳、肺、および/または肝転移をもたらすことができます。そのため、多臓器転移のため、これらのマウスは頻繁に完全に肝内転移性増殖を調査する能力を否定、前顕性肝転移の発展に安楽死させる必要があります。大幅マルチサイト転移の発生を最小限に別のアプローチは、脾臓内注射モデルです。脾臓内注射は門脈49,50になるために上腸間膜静脈と合流脾静脈を介して腫瘍細胞を提供します。動物はoutgrのために監視することができます肝臓での転移病巣のowth他の部位の転移の形成は稀であるため、結果として、動物の全体的な健康状態は49,50を維持されています。しかし、脾臓内モデルは、脾臓腫瘍49,50、衝撃免疫機能の手順を避けるために、脾臓摘出を必要とすることに留意することが重要です。例えば、心筋虚血再灌流障害は、脾臓に由来し、虚血51,52以下の創傷治癒中の貪食およびタンパク質分解活性を担当しているLy6C +単球サブセットの浸潤を特徴とします。脾臓摘出により、52創傷治癒に役立つ単球集団で観察された減少があります。さらに、脾臓摘出は、具体的に循環し、腫瘍内CCR2 +のCD11b + Ly6C +単球骨髄の数の減少を介して、非小細胞肺癌モデルにおける原発性腫瘍増殖および肺転移を減少させることが示されていますID細胞53。さらに、結腸癌細胞の脾臓内注射後の脾臓摘出は、腸間膜リンパ節および高い肝転移54における抗腫瘍NK細胞のレベルの低下をもたらしました。要するに、これらの知見は、脾臓摘出術は、転移性細胞の運命に対するその後の影響で免疫システムの役割を損なうことを示唆しています。 肝転移のポータル静脈注射モデル マウスによる多臓器転移に損なわれない条件下で完全に免疫コンピテント宿主における肝臓への乳癌転移を調べるために、門脈注射モデルを開発しました。門脈内注入モデルは、結腸直腸55,56およびメラノーマ16細胞株の肝転移を研究するために以前に使用されてきました。ここでは、同系の乳腺腫瘍細胞の転移をモデル化するために門脈内注入の適用を説明します。このモデルは、研究するために使用することができます明白な病変に死/増殖/休眠、および成長に関する乳癌細胞溢出と播種、腫瘍細胞の運命決定を含む、転移カスケードの後期。このモデルでは、同系の乳腺腫瘍細胞株は、免疫適格のBalb / c雌マウスの門脈、脾臓を除去することなく、肝臓に最初に直接腫瘍細胞に送達する方法を介して注入されます。 D2.OR、D2A1、および4T1を、とに緑色蛍光タンパク質（D2A1-GFP）でタグ付けD2A1を採用している：このモデルを、ローからハイへの転移能力の範囲で4乳腺腫瘍細胞株の使用は、使用した開発するために、腫瘍細胞注射後の早い時点を調べます。 4T1は自発的にMMTV +のBalb / c雌マウス36,37で発生したと乳房脂肪パッド原発腫瘍39,57,58から肺、肝臓、脳、および骨に転移410.4腫瘍由来高転移性細胞株です。 D2A1腫瘍細胞WEReはまた、元々 D2過形成肺胞結節細胞の移植後のBalb / c系ホストで発生する自発的な乳腺腫瘍に由来し、そして肺59,60に原発腫瘍からの転移であることが確認されています。彼らは原発腫瘍を脱出し、セカンダリサイトに到着したもののD2.OR腫瘍細胞は、それらがめったに遠隔転移60,61を確立していない、D2A1ラインに非転移性の姉妹ラインであると。 加えて、非ステロイド性抗炎症薬（NSAID）の間、または外科的処置の後などの一般的に用いられる疼痛管理薬の使用を回避することが重要です。 NSAIDは、特定の乳癌において62-65の抗腫瘍活性を有し、NSAIDのいくつかのクラスは、潜在的に肝転移、肝臓転移性ニッチの研究を損なう、肝毒性66,67のリスクを高めます。さらに、研究は、NSAIDが直接プロ転移性の内線を削減、組織微小環境に影響を与えることを示唆していますracellularマトリックスタンパク質テネイシンC 68および繊維状コラーゲン62,65。代替的に、オピオイド誘導体、ブプレノルフィンの使用は、オピオイド、抗腫瘍活性70を有しているという証拠の欠如に起因するげっ歯類疼痛管理69とで、その有効性を使用しました。肝臓への不要な損傷を避けるために、10μlの - このポータル静脈注射モデルは5のより小さな注入量のために最適化しました。モデルはまた、小さい直径（≥32ゲージ）とすぐに処置中の血液損失を最小限に抑えるために、注入後の止血ガーゼを使用して針を含むように最適化されました。これらの最適化された注入パラメータとは対照的に、細胞数は、細胞株の腫瘍形成能に基づいて、個別に決定されるべきです。しかし、10,000細胞/長期試験のための注射が推奨さ≤から始まります。短いエンドポイント（ 例えば、24時間後の注射）のために、かなり多くの腫瘍細胞（ 例えば 、1×10 5 -保証される場合、1×10 6）を用いることができます。要約すると、ここでは詳述し門脈注入モデルは、肝臓への乳癌転移の研究のための有用なツールを表し、他の肝転移モデルの多くの制限を回避します。このモデルは、腫瘍細胞の血管外漏出、播種、免疫適格マウス宿主中で生存、増殖、および休眠、および転移性成長の初期の運命決定の研究を促進します。

<table><tbody><tr><td>1 ml Syringe w/ 26-gauge Needle</td><td>BD Syringe</td><td>309597</td><td>For subcutaneous buprenorphine injection; use caution, sharp</td></tr><tr><td>Alcohol Prep Pads</td><td>Fisher Scientific</td><td>06-669-62</td><td>For cleaning of abdomen prior to surgical incision</td></tr><tr><td>All Purpose Sponges, Sterile</td><td>Kendall</td><td>8044</td><td>4&quot; x 4&quot;, use dipped in sterile saline to keep large and small intestines protected and hydrated during surgery</td></tr><tr><td>Artificial Tears</td><td>Rugby</td><td>370114</td><td>Mineral oil 15%, white petrolatum 83%; use to protect eyes during surgery</td></tr><tr><td>Buprenorphine HCl, 0.3 mg/ml</td><td>Mfg. by Reckitt Benckiser</td><td>NDC-12496-0757-1</td><td>Use at 0.05 - 0.1 mg/kg body weight, 1 - 2x daily for 72 hr, injected subcutaneously</td></tr><tr><td>Bupivacaine HCl, 0.5% (5 mg/ml)</td><td>Mfg. by Humira Inc</td><td>NDC-04091163-01</td><td>Use at 0.5%, 1x immediately after surgery, 10 &amp;mu;l injected subcutaneously at incision site&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>anti-CD45 antibody</td><td>BD Pharmingen</td><td>550539</td><td>Use in multiplex immunofluorescence to exclude leukocytes in identification of metastatic foci</td></tr><tr><td>Celox&amp;trade; Rapid Hemostatic Gauze</td><td>Medtrade Products Ltd.</td><td>FG08839011</td><td>Cut into 5 mm&amp;sup2; pieces, use to stop blood flow out of the portal vein with pressure following injection</td></tr><tr><td>Chemical Depilatory</td><td></td><td></td><td>Use to remove hair from surgical area; multiple suppliers</td></tr><tr><td>Chlorhexidine, 2% Solution</td><td>Vet One</td><td>1CHL008</td><td>Use caution, do not get chlorhexidine in mucous membranes or ears of the mouse</td></tr><tr><td>anti-CK18 antibody</td><td>Abcam</td><td>ab53118</td><td>Use in multiplex immunofluorescence to identify metastatic foci</td></tr><tr><td>Cotton Tipped Applicators, Sterile</td><td>Fisher Scientific</td><td>23-400-114</td><td>6&quot; Wooden Shaft 2 pc/envelope</td></tr><tr><td>DMEM, High-Glucose</td><td>HyClone</td><td>SH30243.01</td><td>Cell culture media base for use with D2A1, D2.OR, and 4T1 mammary tumor cell lines</td></tr><tr><td>Dry Glass Bead Sterilizer</td><td></td><td></td><td>Use between surgeries to sterilize stainless steel tools, use caution, extremely hot; multiple suppliers</td></tr><tr><td>Ethanol, 70% solution</td><td></td><td></td><td>Use caution flammable; use to clean surgical area as needed; multiple suppliers</td></tr><tr><td>Fetal Bovine Serum</td><td>HyClone</td><td>SH30071.03</td><td>Cell culture media additive for use with D2A1, D2.OR, and 4T1 mammary tumor cell lines, use at 10% in DMEM high glucose</td></tr><tr><td>Gauze, Sterile</td><td>Kendall</td><td>2146</td><td>2&quot; x 2&quot;, use dipped in chlorhexidine 2% solution for cleaning of abdomen prior to surgical incision</td></tr><tr><td>anti-Green Fluorescent Protein antibody</td><td>Vector Laboratories</td><td>BA0702</td><td>Use to stain for GFP tagged D2A1 or other mammary tumor cell lines</td></tr><tr><td>L-Glutamine 200 mM (100x)</td><td>Gibco</td><td>25030-081</td><td>Cell culture media additive for use with D2A1, D2.OR, and 4T1 mammary tumor cell lines, use at 2 mM (1x) in DMEM high glucose</td></tr><tr><td>Heating Pad, x 2 - 3</td><td></td><td></td><td>Use to maintain body heat during surgery and recovery; multiple suppliers</td></tr><tr><td>Hemocytometer</td><td>Hausser Scientific</td><td>1483</td><td>For use in cell culture to count cells</td></tr><tr><td>Hemostatic Forceps</td><td></td><td></td><td>Stainless steel; multiple suppliers</td></tr><tr><td>anti-Heppar-1 antibody</td><td>Dako</td><td>M7158</td><td>Use in multiplex immunofluorescence to exclude hepatocytes in identification of metastatic foci</td></tr><tr><td>Insulin Syringe, 0.3 ml, 29-gauge</td><td>BD&amp;nbsp;&amp;nbsp;</td><td>324702</td><td>For bupivacaine injection at suture site; use caution, sharp</td></tr><tr><td>Isoflurane</td><td>Piramal</td><td>NDC-66794-017-25</td><td>Administered at 2.5%</td></tr><tr><td>Isoflurane Vaporizer</td><td>VetEquip</td><td>911103</td><td>Use caution, vaporizes anesthetic gases</td></tr><tr><td>Light Source</td><td></td><td></td><td>Use for visualizing the surgical field; multiple suppliers</td></tr><tr><td>Neutral buffered formalin, 10%</td><td>Anatech Ltd.</td><td>135</td><td>Use caution, toxic; use as a tissue fixative for metastasis endpoints and assesment of metastatic burden by histology</td></tr><tr><td>Opal&amp;trade; 4-color fIHC kit</td><td>PerkinElmer, Inc.</td><td>NEL794001KT</td><td>Use for multiplex immunofluorescence of Heppar-1/CD45/CK18 to detect metastases in murine liver</td></tr><tr><td>Operating Scissors</td><td></td><td></td><td>Stainless steel; use caution, sharp; multiple suppliers</td></tr><tr><td>Penicillin/Streptomycin, 100x</td><td>Corning</td><td>30-002-Cl</td><td>Cell culture media additive for use with D2A1, D2.OR, and 4T1 mammary tumor cell lines, use at 1x in DMEM high glucose</td></tr><tr><td>Phosphate-buffered Saline</td><td></td><td></td><td>Use at 1x for resuspending tumor cells prior to injection, multiple suppliers</td></tr><tr><td>Removable Needle Syringe, 25 &amp;mu;l, Model 1702</td><td>Hamilton</td><td>7654-01</td><td>For portal vein injection; use caution, paricularly while working with tumor cell-loaded needles, sharp when needle is attached</td></tr><tr><td>Scalpel handle</td><td></td><td></td><td>Stainless steel; multiple suppliers</td></tr><tr><td>Scalpel blade, #15</td><td></td><td></td><td>Carbon steel, sterile, size 15; multiple suppliers</td></tr><tr><td>Small Hub Removable Needles, 32-gauge</td><td>Hamilton</td><td>7803-04</td><td>For portal vein injection, 1&quot; length, point style 4, 12&amp;deg; angle, 33- to 34-gauge reusable needles can also be used; use caution, paricularly while working with tumor cell loaded needles, sharp</td></tr><tr><td>Sodium Hypochlorite</td><td></td><td></td><td>Use caution, corrosive; use at 10% to disinfect workspace and surfaces, multiple suppliers</td></tr><tr><td>Sterile Saline</td><td>Fisher Scientific</td><td>BP358-212</td><td>0.9% NaCl solution; alternatively, can be homemade and sterile filtered</td></tr><tr><td>Surgical Gloves, Sterile</td><td></td><td></td><td>Multiple suppliers</td></tr><tr><td>Sutures, Sterile&amp;nbsp;</td><td>Ethicon</td><td>J310H</td><td>4-0 27&quot; coated vicryl w/ 22 mm 1/2c taper ethalloy needle; use caution, sharp</td></tr><tr><td>Table Top Portable Anesthesia Machine</td><td>VetEquip</td><td>901801</td><td>Use with isoflurane vaporizer for mouse anesthesia</td></tr><tr><td>Thumb Dressing Forceps</td><td></td><td></td><td>Stainless steel, serrated, blunted; multiple suppliers</td></tr><tr><td>Towel Drapes, Sterile&amp;nbsp;</td><td>Dynarex</td><td>4410</td><td>18&quot; x 26&quot;, to cover heating pad and provide a sterile workspace during surgery</td></tr><tr><td>Trypan Blue</td><td>Life Technologies</td><td>T10282</td><td>For use in cell culture to assess viability, use 1:1 with cells in 1x PBS</td></tr><tr><td>Trypsin/EDTA, 0.05% (1x)</td><td>Gibco</td><td>25300-054</td><td>Use in cell culture to detach tumor cells from tissue culture plates</td></tr></tbody></table>

a portal vein injection model to study liver metastasis of breast cancer

乳癌は、世界中の女性の癌関連死亡の主要な原因です。 15ヶ月 - 肝転移のみ4.8の平均生存率と予後不良の乳癌の転移を有する例30％の上向きにし、その結果に関与しています。原発腫瘍細胞異種移植片と自発腫瘍モデルを含む、乳癌転移の現在のげっ歯類モデルは、まれに肝臓に転移しません。心臓内および脾臓内注射モデル肝転移を生じないが、しかし、これらのモデルは、注射部位での腫瘍の成長を回避するために起因する脾臓の除去に付随する二次部位への転移によって、または妥協免疫によって混乱することができます。改良された肝転移モデルの必要性、開発された肝臓に最初に直接腫瘍細胞に送達するマウス門脈注入法に対処します。このモデルは、他の臓器や脾臓の除去における同時転移の合併症なしで肝臓に腫瘍細胞を提供します。オプト血液損失を制御するために、注射部位を10μl、≥32ゲージの針、および止血ガーゼ - imized門脈プロトコルは、5の小さな注入量を採用しています。様々な転移の可能性の3同系乳腺腫瘍株を使用したBalb / c雌マウスにおける門脈注入アプローチを試験しました。高転移性4T1細胞、中程度の転移性D2A1細胞、および低転移性D2.OR細胞。あまり積極的なD2.ORラインのためのより高い転移性4T1とD2A1線で肝転移の開発のための40日間、および&gt; 55日 - 20〜の待ち時間で≤10,000細胞/注入結果の濃度。このモデルは、肝臓への乳癌転移を研究するための重要なツールであり、しばしば、結腸直腸および膵臓腺癌を含む肝臓に転移する他の癌にも適用可能です。

腫瘍細胞は、外科的処置を介して肝臓に直接送達する門脈注入モデルは、門脈に腫瘍細胞の注射を可能にします。消毒条件下で、麻酔したマウスに、A〜1インチの外科的切開がちょうど第鼠径乳腺乳頭の面上に始まり、中央値と矢状面との間に、マウスの左側に形成されているだけ肋骨下に終了します。大腸及び小腸を穏やかに門脈（ 図1A）の可視化を提供するために切開部を通して引っ張られます。門脈と成功イントラポータル注射の正確な解剖学的同定は、墨又は類似の染料で注入プロトコルを実施することによって確認することができます。門脈を経由して、正しい注射は肝臓に即座にかつ特異的に送達されるインクになりますし、肺に墨汁の広がりにはなりません（Figu）1B再。さらに、GFPでタグ付けD2A1マウス乳腺腫瘍細胞を用いて、肝臓全体、腫瘍細胞の分散は、肝臓（ 図1C）の門脈注射送達を確認する、90分後注射は明らかです。高い倍率では、それは90分注射後に、腫瘍細胞は正弦波の中だけでなく、門脈血液が肝臓（ 図1C）に入るポータル三和音に近接し、中肝実質内で発見されていることが明らかになりました。これらのデータは、活性腫瘍細胞の血管外遊出を90分後に腫瘍細胞注入で発生していることを示唆しています。まとめると、これらのデータは、門脈注射モデルは肝臓および肺への注入量のないかなりの輸送全体に分散したインクまたは腫瘍細胞を、肝臓に直接注入量を送達することを確認します。 門脈注射モデルの頑健性を評価するために、3つのSEPAR同系マウス乳腺腫瘍細胞株は、成体の雌のBalb / cマウスで試験した食べました。これらの乳腺腫瘍株は、乳房脂肪パッドモデルでその特徴の行動に基づいており、非常に攻撃的かつ転移性4T1細胞株、あまり積極的な転移性D2A1ライン、および低/非転移性D2.ORラインを含む選択した37,61,73 、74。注射当たり2,000と10,000個の細胞は、これらの低細胞濃度で明白な転移の発生までの時間でno顕著な違いを用いて試験しました。肝転移の有無をイントラポータル配信を確認するため、肝臓および他の器官の視覚的評価によって確認された際に、これらの研究のために、転移の代理マーカーは、剖検を正当化するために、このようなグルーミングの欠如、蒼白、および体重減少として使用しました。これらのデータは、より短い無転移生存率が観察される4T1とD2A1細胞株を注射したマウスと比較して、より積極的な乳腺腫瘍株を表すという以前の報告を確認しますあまり積極的なD2.ORライン（ 図2A）で。マウス〜30による明白な肝転移開発4T1またはD2A1腫瘍細胞を注射- D2.OR細胞を注射した1匹のマウスだけが持っていたのに対し、早ければ18日後、注射（ 図2A）として40日後、注射、およびいくつかの先進転移をポスト腫瘍細胞注射65日 - 60だった、試験終了により顕性肝転移を開発しました。転移は、その後、250ミクロンレベルの肝臓を通して切片ヘマトキシリンおよびエオシン（H＆E）染色した切片（ 図2B-D）を分析することにより確認しました。 マウス肝臓における明白な転移病変の検出に加えて、門脈モデルは、溢出次単一細胞/細胞クラスターの検出、および微小転移病巣の形成を含む、転移カスケードの以前の事象を研究するために利用することができます。多重免疫蛍光染色を使用しましたH＆Eは、小さな病変の存在を確認するのに十分ではないとして、彼らは、単一細胞またはマイクロ転移病巣として存在しているときに、肝臓で4T1、D2A1、およびD2.OR乳腺腫瘍細胞を検出します。 図3Aは、肝細胞マーカーHeppar-1のための汎免疫マーカーCD45について陰性、上皮ケラチンCK18用正、負でありD2A1腫瘍細胞の推定上の微小転移巣を持つ代表的なBALB / cマウスの肝臓を示しています。肝細胞はまた、この染色パネルでHeppar-1の使用を必要とする、CK18に陽性染色します。一つの重要な注意事項は、胆管上皮と肝臓前駆細胞は門脈周囲領域（ 図3A）を評価する場合は特に、腫瘍細胞および胆管の間慎重に差別を必要とする、CK18のための陽性に染色することです。単一の播種細胞および微小転移巣を同定するために免疫蛍光を多重化する代わりに、強化緑色蛍光でタグ付けされた同系の乳腺腫瘍株を利用することですタンパク質（EGFP）および/またはルシフェラーゼとタグ（ 図1C）のためのIHCを行います。原因のeGFP、ルシフェラーゼ、および他のタンパク質の免疫原性のために、それは、脳下垂体前葉75における新規免疫有能な「光る頭&quot;のeGFPを発現するマウスとルシフェラーゼのようなこれらのタンパク質に対して寛容化されたマウスモデルを、使用することが不可欠です。このようなD2A1腫瘍株としてタグなし同系ラインのmacrometastatic病変の同定のために、CK18 / Heppar-1 / CD45多重免疫蛍光（ 図3B）に最適です。 <img alt="図1" src="/files/ftp_upload/54903/54903fig1.jpg" /> 図1： ポータル静脈注射は、肝臓に腫瘍細胞を直接提供します。 A）ポータル静脈注射。切開は第四鼠径乳腺乳頭の平面の上、ちょうど里の下に終わるから、中央値と左矢状面との間に形成されていますBケージ。 PBS注射（左）とB）のBalb / cの肝臓。門脈を経由してインドのインク注入後、肝臓（中央）ではなく、肺（右）のインクを占めます。 C）門脈を介して1×10 6個の腫瘍細胞の90分後注射でBALB / cマウスの肝臓におけるGFPでタグ付けD2A1マウス乳腺腫瘍細胞の代表的な薄切片像。肝臓のホルマリン固定パラフィン包埋、切片、及び腫瘍細胞の検出のために、抗GFP抗体で染色しました。上部パネルは、アスタリスクは、中心静脈周囲に非特異的な肝細胞の染色を示し、肝臓全体に分散し、暗褐色の染色された腫瘍細胞（矢印）を示します。スケールバー=300μmの。下のパネルは依然として密接に血管系に関連した90分後注射での腫瘍細胞の代表的な画像を示します。 =50μmのスケールバー。 <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54903/54903fig1large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> <pキープtogether.withinページ= &quot;1&quot;&gt;：FOクラス= &quot;jove_content&quot; <img alt="図2" src="/files/ftp_upload/54903/54903fig2.jpg" /> 図2： ポータルの静脈注射後の肝臓におけるマウス乳癌細胞株の伸長。 2,000〜10,000 4T1、D2A1、またはD2.ORマウス乳腺腫瘍細胞を注射したマウスでは無転移生存率を示すA）カプランマイヤー曲線。マウスは、腫瘍細胞を注射し、グルーミングの欠如、淡い目、および体重変化などの転移の徴候をモニターしました。転移は、肝臓の組織切片に剖検時およびH＆Eで確認しました。 N = 2 4T1 2000細胞; 2 4T1細胞10,000個。 N = 2 D2A1 2000細胞; 3 D2A1 10,000細胞。 N = 3 D2.OR 2000細胞; 3 D2.OR 10,000細胞。 26日目での代表的なBのH＆E画像）4T1病変21日で10,000細胞の注射後、C）D2A1病変万腫瘍細胞の注射後、およびD）D2.OR病変で59日10,000個の細胞の注射後、スケールバー=75μmです。 2,000 4T1またはD2A1腫瘍細胞を注入した場合にも同様の病変が観察されます。いいえ病変は2,000 D2.OR細胞で検出されませんでした。他の臓器または外科的切開部位での転移の証拠は、これらの研究上の任意のマウスでは見られませんでした。 <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54903/54903fig2large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a> <img alt="図3" src="/files/ftp_upload/54903/54903fig3.jpg" /> 図3：マルチプレックス免疫蛍光を用いて、マウス肝臓での単一細胞および転移性病変の検出。門脈注射モデルを使用して90分後注射でBALB / cマウスの肝臓におけるD2A1腫瘍細胞のA）代表的なマルチプレックス免疫蛍光。染色は、マルチプレックスキットを用いて行きました。左から右に、DAPIを示す図です。 CD45は、白血球をマークします。 Heppar-3月1日にk個の肝細胞;そしてCK18は、腫瘍細胞、肝細胞、胆管上皮をマークします。 CD45 - -密接ポータルトライアドに関連付けられているD2A1腫瘍細胞マージされた画像は、CK18 + Heppar-1の推定上のクラスタを示しています。アロー= D2A1腫瘍細胞、アスタリスク=胆管上皮; =25μmのスケールバー。隣接する肝細胞はCK18 + Heppar-1 +であるのに対し、B）A.腫瘍細胞と同じ染色パネルを使用した代表的な明白なD2A1転移病巣は+ CK18です。 =25μmのスケールバー。画像は、顕微鏡ソフトウェアを使用して、×0.8 20で顕微鏡で40×1.3、および60×1.4目標とCCDカメラを捕獲しました。 <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54903/54903fig3large.jpg" target="_blank">この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。</a>

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A Portal Vein Injection Model to Study Liver Metastasis of Breast Cancer

A surgical procedure was developed to deliver mammary tumor cells to the murine liver via portal vein injection. This model permits investigation of late stages of liver metastasis in a fully immune competent host, including tumor cell extravasation, seeding, survival, and metastatic outgrowth in the liver.

乳癌の肝転移を研究するためのポータル静脈注射モデル

Breast cancer is the leading cause of cancer-related mortality in women worldwide. Liver metastasis is involved in upwards of 30% of cases with breast ...

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Research

JoVE Journal

Cancer Research

40.3K ビュー.  Oregon Health and Science University. A surgical procedure was developed to deliver mammary tumor cells to the murine liver via portal vein injection. This model permits investigation of late stages of liver metastasis in a fully immune competent host, including tumor cell extravasation, seeding, survival, and metastatic outgrowth in the liver. 

ビデオ: A Portal Vein Injection Model to Study Liver Metastasis of Breast Cancer

Murine Bioluminescent Hepatic Tumour Model

This video describes the establishment of liver metastases in a mouse model that can be subsequently analysed by bioluminescent imaging. Tumour cells are administered specifically to the liver to induce a localised liver tumour, via mobilisation of the spleen and splitting into two, leaving intact the vascular pedicle for each half of the spleen. Lewis lung carcinoma cells that constitutively express the firefly luciferase gene (luc1) are inoculated into one hemi-spleen which is then resected 10 minutes later. The other hemi-spleen is left intact and returned to the abdomen. Liver tumour growth can be monitored by bioluminescence imaging using the IVIS whole body imaging system. Quantitative imaging of tumour growth using IVIS provides precise quantitation of viable tumour cells. Tumour cell death and necrosis due to drug treatment is indicated early by a reduction in the bioluminescent signal. This mouse model allows for investigating the mechanisms underlying metastatic tumour-cell survival and growth and can be used for the evaluation of therapeutics of liver metastasis. 

This article describes a procedure for the induction of orthotopic bioluminescent liver tumours in mice, and subsequent analysis of tumour growth confined to the liver using live whole body luminescence imaging.

マウス生物発光肝腫瘤モデル

This video describes the establishment of liver metastases in a mouse model that can be subsequently analysed by bioluminescent imaging. Tumour cells are ...

医学

Advanced Animal Model of Colorectal Metastasis in Liver: Imaging Techniques and Properties of Metastatic Clones

Patients with a limited number of hepatic metastases and slow rates of progression can be successfully treated with local treatment approaches1,2. However, little is known about the heterogeneity of liver metastases, and animal models capable of evaluating the development of individual metastatic colonies are needed. Here, we present an advanced model of hepatic metastases that provides the ability to quantitatively visualize the development of individual tumor clones in the liver and estimate their growth kinetics and colonization efficiency. We generated a panel of monoclonal derivatives of HCT116 human colorectal cancer cells stably labeled with luciferase and tdTomato and possessing different growth properties. With a splenic injection followed by a splenectomy, the majority of these clones are able to generate hepatic metastases, but with different frequencies of colonization and varying growth rates. Using the In Vivo&#160;Imaging System (IVIS), it is possible to visualize and quantify metastasis development with in vivo luminescent and ex vivo fluorescent imaging. In addition, Diffuse Luminescent Imaging Tomography (DLIT) provides a 3D distribution of liver metastases in vivo. Ex vivo fluorescent imaging of harvested livers provides quantitative measurements of individual hepatic metastatic colonies, allowing for the evaluation of the frequency of liver colonization and the growth kinetics of metastases. Since the model is similar to clinically observed liver metastases, it can serve as a modality for detecting genes associated with liver metastasis and for testing potential ablative or adjuvant treatments for liver metastatic disease.

The ability of metastatic clones to colonize distant sites depends on their proliferation capacity and/or their ability to survive in the host microenvironment without significant proliferation. Here, we present an animal model that allows quantitative visualization of both types of liver colonization by metastatic clones.

肝臓における大腸転移の高度な動物モデル：イメージング技術および転移性クローンのプロパティ

Patients with a limited number of hepatic metastases and slow rates of progression can be successfully treated with local treatment approaches1,2. ...

がん研究

Murine Model of Metastatic Liver Tumors in the Setting of Ischemia Reperfusion Injury

Liver ischemia and reperfusion (I/R) injury, a common clinical challenge, remains an inevitable pathophysiological process that has been shown to induce multiple tissue and organ damage. Despite recent advances and therapeutic approaches, the overall morbidity has remained unsatisfactory especially in patients with underlying parenchymal abnormalities. In the context of aggressive cancer growth and metastasis, surgical I/R is suspected to be the promoter regulating tumor recurrence. This article aims to describe a clinically relevant murine model of liver I/R and colorectal liver metastasis. In doing so, we aim to assist other investigators in establishing and perfecting this model for their routine research practice to better understand the effects of liver I/R on promoting liver metastases.

We describe in detail a clinically relevant colorectal cancer liver metastases (CRLM) tumor model and the influence of liver ischemia reperfusion (I/R) in tumor growth and metastasis. This model can help to better understand the mechanisms underlying surgery-induced promotion of liver metastatic growth.

虚血多灌流損傷の設定における転移性肝腫瘍のマウスモデル

Liver ischemia and reperfusion (I/R) injury, a common clinical challenge, remains an inevitable pathophysiological process that has been shown to induce ...

Combined Use of Tail Vein Metastasis Assays and Real-Time In Vivo Imaging to Quantify Breast Cancer Metastatic Colonization and Burden in the Lungs

Metastasis is the main cause of cancer-related deaths and there are limited therapeutic options for patients with metastatic disease. The identification and testing of novel therapeutic targets that will facilitate the development of better treatments for metastatic disease requires preclinical in vivo models. Demonstrated here is a syngeneic mouse model for assaying breast cancer metastatic colonization and subsequent growth. Metastatic cancer cells are stably transduced with viral vectors encoding firefly luciferase and ZsGreen proteins. Candidate genes are then stably manipulated in luciferase/ZsGreen-expressing cancer cells and then the cells are injected into mice via the lateral tail vein to assay metastatic colonization and growth. An in vivo imaging device is then used to measure the bioluminescence or fluorescence of the tumor cells in the living animals to quantify changes in metastatic burden over time. The expression of the fluorescent protein allows the number and size of metastases in the lungs to be quantified at the end of the experiment without the need for sectioning or histological staining. This approach offers a relatively quick and easy way to test the role of candidate genes in metastatic colonization and growth, and provides a great deal more information than traditional tail vein metastasis assays. Using this approach, we show that simultaneous knockdown of Yes associated protein (YAP) and transcriptional co-activator with a PDZ-binding motif (TAZ) in breast cancer cells leads to reduced metastatic burden in the lungs and that this reduced burden is the result of significantly impaired metastatic colonization and reduced growth of metastases.

The described approach combines experimental tail vein metastasis assays with in vivo live animal imaging to allow real-time monitoring of breast cancer metastasis formation and growth in addition to the quantification of metastasis number and size in the lungs.

尾静脈転移アッセイとリアルタイムインビボイメージングの併用による乳癌転移性コロニー形成と肺の負担の定量化

Metastasis is the main cause of cancer-related deaths and there are limited therapeutic options for patients with metastatic disease. The identification ...

Pathological Analysis of Lung Metastasis Following Lateral Tail-Vein Injection of Tumor Cells

Metastasis, the primary cause of morbidity and mortality for most cancer patients, can be challenging to model preclinically in mice. Few spontaneous metastasis models are available. Thus, the experimental metastasis model involving tail-vein injection of suitable cell lines is a mainstay of metastasis research. When cancer cells are injected into the lateral tail-vein, the lung is their preferred site of colonization. A potential limitation of this technique is the accurate quantification of the metastatic lung tumor burden. While some investigators count macrometastases of a pre-defined size and/or include micrometastases following sectioning of tissue, others determine the area of metastatic lesions relative to normal tissue area. Both of these quantification methods can be exceedingly difficult when the metastatic burden is high. Herein, we demonstrate an intravenous injection model of lung metastasis followed by an advanced method for quantifying metastatic tumor burden using image analysis software. This process allows for investigation of multiple end-point parameters, including average metastasis size, total number of metastases, and total metastasis area, to provide a comprehensive analysis. Furthermore, this method has been reviewed by a veterinary pathologist board-certified by the American College of Veterinary Pathologists (SEK) to ensure accuracy.

Intravenous injection of cancer cells is often used in metastasis research, but the metastatic tumor burden can be difficult to analyze. Herein, we demonstrate a tail-vein injection model of metastasis and include a novel approach to analyze the resulting metastatic lung tumor burden.

腫瘍細胞の横尾静脈注入後の肺転移の病理学的解析

Metastasis, the primary cause of morbidity and mortality for most cancer patients, can be challenging to model preclinically in mice. Few spontaneous ...

Modeling Brain Metastasis Via Tail-Vein Injection of Inflammatory Breast Cancer Cells

Metastatic spread to the brain is a common and devastating manifestation of many types of cancer. In the United States alone, about 200,000 patients are diagnosed with brain metastases each year. Significant progress has been made in improving survival outcomes for patients with primary breast cancer and systemic malignancies; however, the dismal prognosis for patients with clinical brain metastases highlights the urgent need to develop novel therapeutic agents and strategies against this deadly disease. The lack of suitable experimental models has been one of the major hurdles impeding advancement of our understanding of brain metastasis biology and treatment. Herein, we describe a xenograft mouse model of brain metastasis generated via tail-vein injection of an endogenously HER2-amplified cell line derived from inflammatory breast cancer (IBC), a rare and aggressive form of breast cancer. Cells were labeled with firefly luciferase and green fluorescence protein to monitor brain metastasis, and quantified metastatic burden by bioluminescence imaging, fluorescent stereomicroscopy, and histologic evaluation. Mice robustly and consistently develop brain metastases, allowing investigation of key mediators in the metastatic process and the development of preclinical testing of new treatment strategies.

We describe a xenograft mouse model of breast cancer brain metastasis generated via tail-vein injection of an endogenously HER2-amplified inflammatory breast cancer cell line.

炎症性乳癌細胞の尾静脈注射による脳転移のモデル化

Metastatic spread to the brain is a common and devastating manifestation of many types of cancer. In the United States alone, about 200,000 patients are ...

Portal Vein Injection of Colorectal Cancer Organoids to Study the Liver Metastasis Stroma

Hepatic metastasis of colorectal cancer (CRC) is a leading cause of cancer-related death. Cancer-associated fibroblasts (CAFs), a major component of the tumor microenvironment, play a crucial role in metastatic CRC progression and predict poor patient prognosis. However, there is a lack of satisfactory mouse models to study the crosstalk between metastatic cancer cells and CAFs. Here, we present a method to investigate how liver metastasis progression is regulated by the metastatic niche and possibly could be restrained by stroma-directed therapy. Portal vein injection of CRC organoids generated a desmoplastic reaction, which faithfully recapitulated the fibroblast-rich histology of human CRC liver metastases. This model was tissue-specific with a higher tumor burden in the liver when compared to an intra-splenic injection model, simplifying mouse survival analyses. By injecting luciferase-expressing tumor organoids, tumor growth kinetics could be monitored by in vivo imaging. Moreover, this preclinical model provides a useful platform to assess the efficacy of therapeutics targeting the tumor mesenchyme. We describe methods to examine whether adeno-associated virus-mediated delivery of a tumor-inhibiting stromal gene to hepatocytes could remodel the tumor microenvironment and improve mouse survival. This approach enables the development and assessment of novel therapeutic strategies to inhibit hepatic metastasis of CRC.

Portal vein injection of colorectal cancer (CRC) organoids generates stroma-rich liver metastasis. This mouse model of CRC hepatic metastasis represents a useful tool to study tumor-stroma interactions and develop novel stroma-directed therapeutics such as adeno-associated virus-mediated gene therapies.

肝転移間質を研究するための結腸直腸癌オルガノイドの門脈注入

Hepatic metastasis of colorectal cancer (CRC) is a leading cause of cancer-related death. Cancer-associated fibroblasts (CAFs), a major component of the ...

In Vivo Imaging to Measure Spontaneous Lung Metastasis of Orthotopically-injected Breast Tumor Cells

Metastasis remains the primary cause of cancer-related death. The succession of events that characterize the metastatic cascade presents multiple opportunities for therapeutic intervention, and the ability to accurately model them in mice is critical to evaluate their effects. Here, a step-by-step protocol is presented for the establishment of orthotopic primary breast tumors and the subsequent monitoring of the establishment and growth of metastatic lesions in the lung using in vivo bioluminescence imaging. This methodology allows for the evaluation of treatment or its biological effects along the entire range of metastatic development, from primary tumor escape to outgrowth in the lungs. Breast orthotopic tumors are generated in mice via injection of a luciferase-labeled cell suspension in the 4th mammary gland. Tumors are allowed to grow and disseminate for a specific amount of time and are then surgically resected. Upon resection, spontaneous lung metastasis is detected, and the growth over time is monitored using in vivo bioluminescence imaging. At the desired experimental endpoint, lung tissue can be collected for downstream analysis. The treatment of established, clinically evident metastasis is critical to improve outcomes for stage IV cancer patients, and it can be evaluated through tail vein models of experimental lung metastasis. However, metastatic dissemination occurs early in breast cancer, and many patients have latent, subclinical disseminated disease after surgery. Utilization of spontaneous models such as this one provides the opportunity to study the whole spectrum of the disease, especially the systemic effects driven by treatment of the primary tumor such as pre-metastatic niche priming, and evaluate treatments on dormant and subclinical disease after surgery.

<meta charset="utf8"></head><body>同所性注射された乳房腫瘍細胞の自発的な肺転移を測定するためのin vivoイメージング

The manuscript describes a methodology for the establishment as well as longitudinal growth monitoring of spontaneous lung metastasis from orthotopically-injected breast tumors, amenable to intervention at all stages of the metastatic cascade.

インビボ 同所注射された乳房腫瘍細胞の自然肺転移を測定するためのイメージング

Metastasis remains the primary cause of cancer-related death. The succession of events that characterize the metastatic cascade presents multiple ...

A Preclinical Murine Model of Hepatic Metastases

Numerous murine models have been developed to study human cancers and advance the understanding of cancer treatment and development. Here, a preclinical, murine pancreatic tumor model of hepatic metastases via a hemispleen injection of syngeneic murine pancreatic tumor cells is described. This model mimics many of the clinical conditions in patients with metastatic disease to the liver. Mice consistently develop metastases in the liver allowing for investigation of the metastatic process, experimental therapy testing, and tumor immunology research.

A preclinical, murine model of hepatic metastases performed via a hemispleen injection technique.

肝転移の前臨床マウスモデル

Numerous murine models have been developed to study human cancers and advance the understanding of cancer treatment and development. Here, a preclinical, ...

乳癌の肝転移を研究するためのポータル静脈注射モデル

要約

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マウス生物発光肝腫瘤モデル

肝臓における大腸転移の高度な動物モデル：イメージング技術および転移性クローンのプロパティ

虚血多灌流損傷の設定における転移性肝腫瘍のマウスモデル

尾静脈転移アッセイとリアルタイムインビボイメージングの併用による乳癌転移性コロニー形成と肺の負担の定量化

腫瘍細胞の横尾静脈注入後の肺転移の病理学的解析

炎症性乳癌細胞の尾静脈注射による脳転移のモデル化

肝転移間質を研究するための結腸直腸癌オルガノイドの門脈注入

インビボ同所注射された乳房腫瘍細胞の自然肺転移を測定するためのイメージング

インビボ同所注射された乳房腫瘍細胞の自然肺転移を測定するためのイメージング

肝転移の前臨床マウスモデル

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インビボ 同所注射された乳房腫瘍細胞の自然肺転移を測定するためのイメージング

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インビボ同所注射された乳房腫瘍細胞の自然肺転移を測定するためのイメージング

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