The authors would like to acknowledge Alexandra Quackenbush for assisting with surgical procedures during filming of the video protocol, Hadley Holden for histological support, Sonali Jindal for input on tumor and liver pathology during method development, and Breanna Caruso for critical review of the manuscript. The D2A1 and D2.OR mammary tumor cells were a gift from Dr. Ann Chambers, the D2A1-GFP tumor cells were a gift from Dr. Jeffrey Green, and the 4T1 tumor cells were a gift from Dr. Heide Ford. The OHSU Advanced Light Microscopy Core at the Jungers Center was utilized for imaging. The work included in this manuscript includes funding from NIH/NCI NRSA F31CA186524 (to ETG) and NIH/NCI 5R01CA169175 (to PS).

Todos os procedimentos com animais neste artigo foram revistos e aprovados pela Oregon Health &amp; Science University Institutional Animal Care e do Comitê Use. 1. Preparação da área cirúrgica e Instrumentos <ol><li> Preparar as tesouras, fórceps, e hemostato em autoclave a 124 ° C durante 30 min, 1 - 2 dias antes das cirurgias planeadas. Garantir o acesso à roupa de cama autoclavado ou estéreis, gaiolas e alimentos para recuperação pós-cirúrgica. </li><li> Prepara-se uma área cirúrgica asséptica, de preferência, numa câmara de fluxo laminar. <ol><li> Limpar todas as superfícies da área cirúrgica com lixívia a 10%, incluindo a almofada de aquecimento, fonte de luz, tubos de anestesia e o cone de nariz, bem como qualquer outra parte do conjunto cirúrgico que vai estar em estreita proximidade com o procedimento cirúrgico ao mesmo tempo que está a ser executada . </li><li> Na área cirúrgica asséptica, coloque a almofada de aquecimento limpo com cortina estéril, fonte de luz, tubos de anestesia e nosecone, seringas de insulina, 1 ml seringas, bupivacaína, lágrimas artificiais, solução salina estéril, 2 x 2 &quot;esponjas de gaze estéril, 4 x 4&quot; de gaze estéril, corte gaze hemostático em 0,5-1 cm2 peças, tesouras, fórceps, pinça hemostática, 4-0 Vicryl com agulha de cone, e 50 ml de 2% gluconato de clorexidina em um recipiente autoclavado. </li><li> Certifique-se de que não há espaço neste espaço para as células tumorais preparados armazenados em gelo. </li><li> No banco adjacente à zona cirúrgica, preparar a área de recuperação com uma segunda almofada de aquecimento e gaiolas limpas com roupa de cama esterilizada. NOTA: Esta área também pode itens de casa como um esterilizador talão. </li></ol></li></ol> Injeção 2. Portal Vein <ol><li> Uma hora antes das injeções planejadas, tratar ratos Balb / c do sexo feminino com idade entre 8 - 15 semanas, com 100 l de 0,015 mg / ml de buprenorfina, por via subcutânea, para controle da dor. NOTA: Este protocolo de injecção pode ser aplicado a qualquer estirpe de rato fêmea ou macho em qualquer idade, usando a apropriadalinhas celulares de alteração da estirpe. </li><li> Preparar as células tumorais para injecção com base em protocolos para a linha de células de tumor ou explante de escolha. Testar todas as linhas de células tumorais antes da administração para a presença de agentes patogénicos de murino para reduzir o risco de introdução de tais agentes patogénicos na colónia animal. <ol><li> Para as linhas de células de tumor Balb / c singeneicos, incluindo D2A1, D2.OR, e células de tumor 4T1, células de descongelamento para uma placa de cultura de tecidos de 10 cm3 dias antes da injecção de tal modo que as seguintes células em dia são ~ 90 - 100% de confluência. </li><li> Lavar as células descongelar células de tumor seguindo um dia, uma vez com solução salina tamponada com fosfato 1x (PBS) e as células tumorais trypsinize confluentes utilizando 2 ml de tripsina a 0,05% a 37 ° C durante 5 min. Adiciona-se 8 ml de meio completo (MEMD rico em glicose, soro de bovino fetal a 10%, 2 mM de L-glutamina, e 1x penicilina / estreptomicina) e passagem 1:10 em uma placa de 10 cm fresco com 10 ml de meio completo. </li><li> No dia das injecções, lave as células uma vez com PBS 1x e trypsinize como descrito acima. </li><li> Ressuspender as células tripsinizadas em 8 ml de mídia completo, rotação durante 5 min a 1500 xg, remova a mídia e ressuspender em 5 ml de 1x PBS. </li><li> Contagem de células em um hemocitómetro utilizando exclusão de azul tripano para avaliação de viabilidade. Ressuspender as células para injecção em 1x PBS a uma concentração e volume pré-determinado. NOTA: 5-10 uL é recomendado como menores volumes de injecção evitar danos desnecessários ao fígado. </li><li> Manter as células em gelo durante a duração das injecções. Após a conclusão das injecções, o retorno de uma amostra de células para o laboratório e colocar em cultura em meio completo durante 1 dia para assegurar a viabilidade. </li></ol></li><li> Colocar o rato sob anestesia com 2-2,5% de isoflurano (2-cloro-2- (difluorometoxi) -1,1,1-trifluoro-etano) entregues em oxigénio. Manter a temperatura corporal usando a almofada de aquecimento. Certifique-se de anestesia completo através da avaliação de uma reação a uma pitada dedo do pé, e depois manter a anestesiasia a 2 - 2,5% de isoflurano. NOTA: É importante para monitorar os animais taxa de respiração e ajustar a taxa de fluxo de isoflurano em conformidade durante todo o procedimento. </li><li> Coloque uma pequena quantidade de lágrimas artificiais ou pomada vet sobre cada olho para evitar a secagem excessiva dos olhos durante o procedimento cirúrgico. </li><li> Posicione o mouse em decúbito dorsal, em sua parte traseira com abdômen exposto. </li><li> Remover o cabelo no lado esquerdo ventral do roedor a partir do segundo espaço nervura para baixo para o 4 th inguinal mamilo da glândula mamária, limpando a área com creme depilatório. Permitir que o creme depilatório para se sentar por 1-2 minutos e depois remover completamente com gaze e H 2 O. Este passo pode ser feito 1 - 2 dias de antecedência para economizar tempo, se inúmeras cirurgias são planejadas. </li><li> Tome um 2 x 2 &quot;gaze estéril (embebido em clorexidina 2%) e limpe o mouse no local da remoção do cabelo. Esterilizar toda a área circundante, incluindo a cauda, ​​para minimizar cont bacterianaaminação de instrumentos. </li><li> Limpar o local de depilação e área circundante para baixo com uma compressa embebida em álcool prep. </li><li> Repita clorexidina 2% e os passos de álcool mais uma vez e terminar com um clorexidina final de limpar para um total de três clorexidina 2% e duas lavagens de álcool prep pad. Faça o clorexidina final, limpe tal que o produto químico não está pingando em torno do local da cirurgia para evitar clorexidina em órgãos internos. Nota: A aplicação de grandes quantidades de clorexidina e álcool para a pele e a pele circundante pode resultar numa queda significativa na temperatura do corpo. Não limpe com excesso de volume durante os passos 2,7-2,9. Manter a temperatura do corpo com uma almofada de aquecimento. </li><li> Usando luvas esterilizadas e um bisturi esterilizado com lâmina estéril, fazer uma única incisão de 1 polegada na pele entre os planos médios e sagital no lado esquerdo do rato, começando logo abaixo das nervuras e que termina um pouco acima do plano do quarto inguinal tetina glândula mamária. </li><li> Com uma tesoura e uma pinça autoclavado ou talão esterilizados, fazer uma incisão semelhante de 1 polegada no peritônio. Evitar o corte na almofada de gordura mamaria e assegurar a não cortar o intestino, o fígado, ou diafragma. </li><li> Coloque um 4 x 4 &quot;almofada de gaze embebida em soro fisiológico estéril, no lado esquerdo do rato, em que a incisão foi feito, de modo a que os órgãos internos podem ser colocados sobre a gaze e não entrar em contacto com a pele circundante ou área cirúrgica. </li><li> Prepare células tumorais por pipetagem cima e para baixo várias vezes como células tumorais vai resolver durante a preparação do mouse. Prepare a 25 ul a seringa da agulha removível e agulha de 32-gauge com células tumorais. Empurrar a seringa até que as células tumorais estão na ponta da agulha e o êmbolo está no volume apropriado para injecção; evitar a injecção de bolhas de ar. </li><li> Passe o exterior da agulha com uma almofada de álcool estéril para remover quaisquer células tumorais externos. Tenha cuidado para evitar picadas de agulha. </li><li> Segure o sid médioe da incisão, incluindo a pele e revestimento peritoneal, de lado com os fórceps e usar uma mecha de algodão estéril para puxar cuidadosamente os intestinos grosso e delgado para fora, colocando-os sobre a gaze estéril embebida em soro fisiológico estéril. Retire intestinos grosso e delgado até que a veia porta é visualizado. </li><li> Cubra os órgãos internos do gaze embebida salina para manter a umidade interna e esterilidade. </li><li> Peça a um assistente, também o uso de luvas estéreis, mantenha os intestinos envolto em gaze embebida salina suavemente para fora do caminho com um algodão esterilizado com ponta cotonete para revelar completamente a veia portal. Além disso, pode ser necessário o uso da pinça hemostática ou pinça autoclavado para segurar o tecido de lado no lado mediano da incisão. </li><li> Inserir a agulha carregada com células de tumor ~ 3-5 mm para dentro da veia portal de ~ 10 mm abaixo do fígado num ângulo &lt;5 ° com a veia, com chanfro virado para cima. Injecte lentamente o volume completo contendo células tumorais. Permitir que o sangue flua da agulha hEAD durante vários segundos para evitar o retorno do fluxo de células tumorais para fora da veia. Reduzir o movimento da agulha na veia durante a injecção. Mais uma vez, tome cuidado para evitar picadas de agulha. NOTA: Visualização da veia portal é feito sem ampliação, no entanto um microscópio estéreo podem ser utilizados, se preferir. </li><li> Remova a agulha ao colocar simultaneamente um aplicador de ponta de algodão estéril na veia com pressão. Com o assistente ainda segurando os intestinos lado coloque um pedaço de 0,5-1 cm2 gaze hemostática sobre o local de injeção na veia. NOTA: pó hemostático também foi tentada para esta etapa do protocolo, mas não foi eficaz em parar a perda de sangue venoso após a injecção. </li><li> Segurar a gaze hemostático no local da injecção, com a pressão a partir de um aplicador de ponta de algodão esterilizado durante 5 min. </li><li> Avaliar encerramento da veia levantando cuidadosamente a gaze hemostático, se as varas de gaze para o tecido envolvente, uma pequena quantidade de Sterile solução salina pode ser utilizada para absorver e levantar a gaze. </li><li> Se a perda de sangue ocorre neste momento, colocar uma peça adicional de gaze hemostático no local com pressão por um adicional de 5 min. Quando o fluxo sanguíneo cessou completamente, remova a gaze do mouse. NOTA: A perda de sangue durante o procedimento cirúrgico deve ser cuidadosamente avaliada e, se o volume total permitido a perda de sangue é atingidos ou ultrapassados ​​(com base em procedimentos operacionais padrão regulamentares para conselhos de revisão institucionais do investigador) o mouse devem ser sacrificados sob anestesia por perfusão cardíaca. </li><li> Uma vez que o local da injecção é considerada intacta, sem sangue sair do local de injecção, colocar os órgãos internos suavemente para trás para dentro da cavidade abdominal. </li><li> Suturar o revestimento peritoneal e, em seguida, a pele com sutura estéril 4-0 vicryl e agulha estreitamento utilizando um padrão de sutura contínua ou simples interrompido. Tipicamente, o fechamento da incisão requer 10-15 suturas. </li><li> Injectar 100 ul de Bupicaína (5 mg / ml) ao longo do local de incisão para a gestão de dor local, utilizando uma seringa de insulina. Injectar 0,5 ml de solução salina estéril por via subcutânea utilizando uma seringa de 1 ml, com agulha de calibre 26 para a hidratação. Cirurgias demorar 15 - 25 min para completar. </li><li> Para manter condições estéreis durante toda a cirurgia, certifique-se de que todas as ferramentas e materiais que entram em contacto com o mouse, incluindo as mãos enluvadas, são limpos adequadamente antes do contato. Sempre que possível o uso de materiais e luvas estéreis, ou minimamente utilizar uma solução de etanol a 70% ou solução de lixívia a 10% de limpar. </li><li> Se múltiplas cirurgias estão previstas para uma única sessão refazer a área cirúrgica inicial com cortina fresco estéril, seringas de insulina, seringas de 1 ml, solução salina estéril &quot;, esponjas de gaze estéril, 4 x 4&quot; 2 x 2 gaze estéril, gaze hemostática cortado em 0,5 - 1 cm 2 peças, 4-0 Vicryl com agulha de cone, e 2% de clorexidina. Bead-esterilizar a tesoura, pinça e pinça hemostática em entre cirurgias e permitirpara resfriar adequadamente antes de voltar a usar. </li></ol> 3. Recuperação, Monitorização de roedores Saúde e Análises ponto final <ol><li> Após o procedimento cirúrgico é completa, manter ratos sobre uma almofada de aquecimento para a recuperação em free-cama, gaiolas limpas para um mínimo de 20 min. Ratos normalmente demoram 2 - 4 min de acordar da anestesia. </li><li> Não devolva um animal que foi submetido a cirurgia para co-habitação com outros animais até que ele está totalmente recuperado da anestesia. Não deixe um animal sem vigilância enquanto ele está recuperando a consciência e monitorar até que o animal recuperou a capacidade de manter-se em decúbito esternal. </li><li> Dê ratos 0,05-0,1 mg / kg de buprenorfina no tratamento da dor a cada 6-12 horas após a cirurgia, para até 72 horas. </li><li> Verificar suturas diariamente para assegurar que permanecem intactos durante a cicatrização. No caso em que as suturas ser desfeito, coloque o mouse sob anestesia, remover suturas restantes, e substituir. No caso da infecção ou Inflammção consultar o pessoal veterinário. NOTA: A infecção ou inflamação não foi encontrado com este protocolo. </li><li> Para estudos de metástase, realizar exames de saúde diárias até que os sinais exteriores de doença metastática são observados incluindo, mas não limitados a:&gt; 10% perda de peso / ganho, scruffiness, perda de atenção ao entorno, abdominais edema / ascite, olhos claros e ouvidos, ou uma posição curvada. NOTA: As verificações diárias de saúde são particularmente importantes ao desenvolver o modelo para uso com uma nova linha celular ou concentração de células até que o cronograma de metástase é bem compreendida. </li><li> No ponto final do estudo, os ratinhos eutanásia por inalação de CO 2, seguida por deslocação cervical. NOTA: Os métodos alternativos de eutanásia aprovado pela comissão de supervisão dos investigadores pode ser usado, incluindo perfusão com 1x PBS, enquanto sob anestesia. Perfusão do fígado é realizada por canulação da veia porta, cortando a veia cava inferior, e empurrando th 1x PBSáspera da vasculatura hepática a uma velocidade de 4 mL / min durante 1-2 min para remover o sangue e os leucócitos circulantes. NOTA: Dependendo do ponto de extremidade para o estudo, a linha celular, e a concentração utilizados, a metástase do fígado evidente pode ou não ser evidente na necropsia. lesões micrometastáticas podem ser reveladas com a análise histológica do fígado. Endpoints irá variar de acordo com o desenho do estudo. </li><li> Extrair o fígado com tesouras e pinças removendo primeiro a vesícula biliar, em seguida, cortado por meio da veia cava inferior superior ao fígado. Cortar através da veia cava, veia portal, e a artéria hepática inferior ao fígado. </li><li> Remover todo o fígado suavemente e lavar 5x em PBS 1x. </li><li> Separar o fígado em lobos, direito, mediana e caudado à esquerda. </li><li> correcção fígado Formalina em 10% de formalina tamponada neutra por 48 h sob agitação à temperatura ambiente. Processo de tecidos por meio de uma série de álcoois em concentração crescente e xileno; parafina incorporar o tecido fixo 71 </s-se&gt;. NOTA: Como alternativa, o fígado pode ser snap-congelados através da colocação do tecido numa cryomold com a temperatura de corte óptima (OCT) e fórmula congelação em pastilhas de gelo seco submersas em 95% de etanol. <ol><li> Usando um micrótomo, cortado no bloco de tecido embebido em parafina de tal forma que um tamanho match-chefe do tecido é revelado. </li><li> Corte cinco cortes seriados de 4 micron, este constitui o primeiro nível para análise. </li><li> Corte através de 250 microns de tecido, jogar essas seções no lixo. </li><li> A 250 microns cortar um segundo nível de cinco cortes seriados de 4 mícrons. </li><li> Repita conforme necessário para a seção por todo o fígado. Hematoxilina e eosina a primeira seção de cada nível para avaliar a metástase 72. NOTA: Para o tecido snap-congelados usar um criostato para cortar seções. NOTA: Detecção de doença micrometastática exigirá coloração específica de células tumorais. </li></ol></li><li> Remover ratos de estudo se não houver crescimento do tumor na incisão sentare, como isso indica vazamento de células do tumor para dentro da cavidade peritoneal após injecção. NOTA: Este problema não foi observado. </li></ol>

The authors have nothing to disclose and declare no competing financial interests.

O portal do rato modelo de injecção na veia Balb / c permite o estudo de lesões mamarias cancerosas no fígado na ausência de metástases de vários órgãos de confusão e num hospedeiro competente totalmente imune. Nosso protocolo é um avanço de procedimentos cirúrgicos anteriormente publicados que permitam o acesso à veia porta para a injecção de células tumorais directamente para o fígado 16,55,56. Um avanço fizemos é para reduzir significativamente o número de células tumorais injectadas a partir da @ 1 x 10 5 células / injecção 16,55,56 até 10.000 Â células tumorais / injecção. Nós também se expandiram o modelo para o estudo do cancro da mama metástase para o fígado. Usando este protocolo, duas linhas celulares de cancro mamário com potencial metastático conhecido desenvolvem metástases hepáticas com latência menor do que uma linha de células de tumor mamário mais repouso. Além disso, nos pontos de tempo iniciais, as células tumorais são distribuídos por todo o parênquima do fígado, como grupos simples ou pequenos de única cells após a injecção de células tumorais. O modelo está preparada para responder a questões de eficiência metastático incluindo extravasamento tumor de células, a sobrevivência das células, dormência, e proliferação - todos os fenótipos que contribuem para o desenvolvimento da doença metastática e micro-evidente metastático no fígado. É importante ter em conta vários aspectos do protocolo de injeco na veia porta antes de iniciar estudos. Cuidadosamente decidir sobre linhas celulares, concentração celular, número total de células e pontos finais de interesse com base em estudos exploratórios menores é altamente recomendado. Além disso, o uso de hospedeiros imunocompetentes singénicos e linhas celulares é de extrema importância para a compreensão de interacções de células de tumor do hospedeiro. O rato recém-desenvolvido &quot;brilhante cabeça&quot; que expressa eGFP e luciferase a partir da glândula pituitária anterior é uma ferramenta importante para a eliminação de respostas do hospedeiro para exógena eGFP e luciferase, proteínas, muitas vezes usado para identificar linhas de tumor mamário 75 </sup&gt;. Uso do mouse &quot;brilhante cabeça&quot; e singênica marcado células tumorais irá facilitar a fácil identificação de células disseminadas individuais e focos micrometastática por IHC sem a preocupação de respostas inflamatórias para eGFP ou luciferase. Da mesma forma, a escolha de estratégias de gestão de dor cuidadosamente para garantir anti-mínimo ou impacto pró-tumoral do regime de tratamento de drogas é fortemente recomendado. passos críticos neste protocolo incluem a manutenção de condições estéreis por todo cirurgias para garantir que a infecção não ocorre, como isso vai confundir qualquer resultado. Também é importante que a agulha está correctamente colocado na veia portal para assegurar que as células tumorais são entregues para o fígado. Praticando o protocolo com corantes como a Índia tinta vai ajudar com esta questão. O crescimento do tumor no local da incisão na pele é o melhor indicador de que a colocação da agulha imprópria ocorreu. Finalmente, é essencial que a perda de sangue a partir da veia porta é adequadamente controlada e deixa inteiramente antes de suturing do animal. O uso de gaze hemostático diminui grandemente o risco de perda de sangue incontrolada a partir da veia portal a seguir à injecção. Nas nossas mãos, a mortalidade relacionada processual devido a perda de sangue a partir da veia porta a seguir à injecção foi reduzida de 30% para 2% de ratinhos com o uso de gaze hemostático. É importante notar que o modelo de injeco na veia porta não replica da cascata metastática completa, mas se limita ao estudo de extravasão de células de tumor, as interacções célula-nichos do tumor após o extravasamento e o crescimento do tumor. Modelos que se replicam com precisão a cascata metastática completo para o fígado, tal como ocorre em pacientes, são urgentemente necessários. Uma limitação adicional do modelo de injecção na veia portal é que se confunde com o impacto de uma cirurgia no hospedeiro, em que a cicatrização de feridas conhecido para influenciar a progressão da doença 76,77. O modelo de injecção na veia portal representa uma melhoria em relação a outra injecçãomodelos para estudar a metástase do fígado, incluindo modelos e intracardíaca interna do baço. Especificamente, o modelo de injecção na veia portal permite o estudo de uma gama maior de progressão da doença do que o modelo intracardíaca, que é muitas vezes limitada por metástases concomitantes em outros tecidos. Além disso, o modelo da veia porta não é complicada por remoção do baço, tal como é feito no modelo interna do baço. O modelo de injecção na veia portal pode ser uma ferramenta útil para o estudo das metástases do fígado em geral. metástase hepática é o local mais comum de metástase em adenocarcinomas em geral, com taxas particularmente elevadas em cânceres de pâncreas (85% de metástases são para o fígado), cólon e adenocarcinomas retais (&gt; 70%), bem como o estômago e do esôfago (&gt; 30 %) 1. Embora os modelos de tumores primários e espontâneas ortotópicos de adenocarcinomas do cólon e pancreáticos mais prontamente metastizar para o fígado 78,79, o modelo de injecção na veia portal pode prove útil para a compreensão do processo metastático destes cancros como a entrega controlada de células tumorais permite avaliações bioquímicas, moleculares e histológicas em horários especificados após a chegada de células tumorais. Em resumo, o modelo de injecção na veia portal representa uma melhoria importante em modelos de metástases hepáticas disponíveis de cancro da mama, e podem também ser aplicável ao campo de metástases do fígado em geral.

Câncer de mama metastático para o fígado O fígado é um local comum de metástase do câncer de mama, juntamente com o osso e pulmão 1-3. Metástase hepática em doentes com cancro da mama é um fator prognóstico independente para resultados muito pobres 4,5, como médio de sobrevivência de pacientes com câncer de mama com metástase hepática faixas de 4,8 a 15 meses 6-9. Em contraste, pacientes com câncer de mama com pulmão ou metástases ósseas têm taxas de sobrevida média de 9 a 27,4 meses 8,9 e 16,3 para 56 meses 8,10-12, respectivamente. A metástase é um processo de múltiplos passos, referido como a cascata metastática, que começa com disseminação de células tumorais no tumor primário e termina com a mortalidade do paciente devido à sementeira e crescimento de células tumorais em circulação dentro de um órgão distante 13-15. modelos de roedores de metástases revelaram que a cascata metastática é extraordinariamente ineficiente, com apenas 0,02 - 10%de circulação de células tumorais que estabelecem metástase evidente 16,17. Uma grande gargalo da ineficiência metastático é ditada pelas microambientes tecidos originais em sites secundários, chamados nichos metastáticos 18, destacando a importância da compreensão metástase site-specific. O nicho metastático é único para o local de recorrência, e é, em parte, caracterizado por a deposição das proteínas da matriz extracelular distintos 19,20, infiltração de várias populações de células imunes 21-23, e a homeostase do tecido alterada, incluindo a produção desregulada de numerosas citocinas, quimiocinas, factores de crescimento e 15,18,24,25. Deste modo, um entendimento do nicho metastático específica de tecido precede uma compreensão de como alvo a doença metastática. No entanto, os modelos robustos de metástases hepáticas são escassos. Além disso, a melhoria dos modelos de metástase hepática será essencial para a identificação de novos alvos e tratamentos eficazes para pacientes com câncer de mama wimetástases hepáticas th. Modelos de estudo de câncer de mama metástase para o fígado estabelecida Atualmente modelos disponíveis para estudar a metástase do cancro da mama para o fígado incluem xenoenxertos de células de cancro humano em ratinhos imunocomprometidos. Estes modelos utilizam tipicamente linhas celulares bem estudadas humanas de cancro da mama, tais como MCF-7 e MDA-MB-231 e nu, RAG1 - / -, ou SCID imunes comprometidos hospedeiros murinos 26-29. Modelos de xenotransplante de proporcionar a vantagem de envolver derivado humanos linhas celulares de cancro, no entanto, tendo em conta a valorização recente para as células imunitárias em metástase 30-32 e 33-35 na resistência terapêutica, o estudo de metástases num hospedeiro competente totalmente imune é primordial. Modelos para estudar a metástase do cancro da mama para o fígado em hospedeiros imunocompetentes incluem injecção ortotópico de células singeneicas de tumor (por exemplo, 4T1 e linhas de células D2A1) na almofada de gordura mamaria, com ou sem cirúrgicaressecção do tumor primário, e posterior avaliação de metástase 36-38. De nota, a taxa de metástases do fígado a partir de modelos de transplante ortotópico é muito baixa ou inexistente comparada a outras áreas, tais como metastáticos do pulmão 39,40, ou ocorre depois de metástases do pulmão é estabelecida, o que complica o estudo de metástases específico do fígado 37,39 . explantes de tumores de modelos de cancro da mama espontâneos geneticamente modificadas podem ser re-injectado nas almofadas de gordura mamária de anfitriões ingênuas como as células tumorais singï¿½icos. Por exemplo, foi relatado recentemente que os tumores espontâneos de K14 Cre Ecad f / f P53 camundongos f / F, qual o modelo invasivo carcinoma de mama lobular, desenvolver tumores quando ortotopicamente injetado em hospedeiros de tipo selvagem. Após a ressecção cirúrgica destes tumores, uma vez que chegar a 15 mm2, 18% dos ratinhos progrediu para metástases hepáticas 40,41. Uma terceira abordagem para modelar utiliza metástase hepáticametástase espontânea em ratos geneticamente modificados. Até o momento, relatos de modelos murinos espontâneas de metástase de câncer de mama que prontamente se espalhou para o fígado são incomuns. As exceções incluem o H19-IGF2, o p53 fp / fp MMTV-Cre Wap-Cre, eo f / f P53 K14 Cre Ecad f / f modelos de ratos geneticamente modificados, onde metástase hepática desenvolve em uma pequena percentagem de ratos 38,41- 43. Assim, enquanto que os modelos de rato geneticamente modificadas facilitar o estudo de todas as fases da cascata metastática, fornecendo modelos poderosos e clinicamente relevantes, que são limitadas devido a baixas taxas de metástases do fígado 38. Vários modelos de metástase ignorar os passos iniciais da cascata metastática incluindo disseminação de células tumorais a partir do tumor primário e intravasamento. Estes modelos permitem investigação sobre as etapas posteriores da cascata metastática, de extravasamento para estabelecimento de tumores em locais secundários. o intmodelo de injecção racardiac proporciona células tumorais para o ventrículo esquerdo, o que distribui as células tumorais no sistema circulatório através da aorta. injeção intracardíaca requer ultra-som guiada por imagem do local da injecção ou outras modalidades de imagem, tais como bioluminescência de luciferase com a etiqueta células para confirmar a injeção de sucesso. Injecção das células tumorais através do ventrículo esquerdo, pode resultar em osso, cérebro, pulmão, e / ou metástases do fígado, entre outros órgãos 44-48. Por causa de metástases multi-órgãos, estes ratos frequentemente precisam ser sacrificados antes do desenvolvimento de metástases hepáticas ostensiva, negando a capacidade de investigar plenamente o crescimento metastático no fígado. Uma abordagem alternativa que minimiza significativamente o desenvolvimento de múltiplos locais de metástases é o modelo de injecção interna do baço. Injecção interna do baço proporciona células tumorais através da veia esplénica que se une com a veia mesentérica superior a tornar-se a veia portal 49,50. Os animais podem ser monitorizados relativamente a outgrowth de lesões metastáticas no fígado, pois a formação de metástases em outros locais é raro, e, como resultado, a saúde em geral do animal é mantido 49,50. No entanto, é importante notar que o modelo requer a esplenectomia interna do baço para evitar tumores esplénicos 49,50, um procedimento que impactos função imune. Por exemplo, lesão de reperfusão de isquemia do miocárdio é caracterizada pela infiltração de monócitos Ly6C + subconjuntos que se originam a partir do baço e são responsáveis pela fagocitose e a actividade proteolítica durante a cicatrização de feridas após isquemia 51,52. Com esplenectomia, não é observada uma redução nas populações de monócitos que auxiliam na cicatrização de feridas 52. Além disso, esplenectomia foi mostrado para reduzir o crescimento do tumor primário e as metástases pulmonares em um modelo de cancro do pulmão de não pequenas células, especificamente através de uma redução no número de circular e intra-tumoral CCR2 + CD11b + + Ly6C mielo monocíticacélulas id 53. Além disso, a esplenectomia após a injecção interna do baço de células cancerígenas do cólon resultou na redução dos níveis de células natural killer anti-tumorais nos linfonodos mesentéricos e elevada metástase hepática 54. Em suma, estes resultados sugerem que a esplenectomia compromete a função do sistema imunológico com consequências posteriores para o destino de células metastático. Portal Veia modelo de injeção de fígado Metástase Para investigar a metástase do cancro da mama para o fígado num hospedeiro competente totalmente imune, sob condições em que os ratinhos não estão comprometidos devido a metástases multi-órgãos, um modelo de injecção na veia portal foi desenvolvido. Modelos de injecção intraportal têm sido usados anteriormente para estudar a metástase do fígado de 55,56 colorrectal e melanoma 16 linhas celulares; Aqui nós descrevemos a aplicação da injeção intraportal para modelar metástase das células do tumor mamário singênica. Este modelo pode ser usado para estudaras fases posteriores da cascata metastática, incluindo o extravasamento do cancro da mama celular e semeadura, as decisões do destino da célula de tumor em relação a morte / proliferação / dormência, e crescimento em lesões evidentes. Neste modelo, as linhas de células de tumor mamário de singeneicas são injectados através da veia portal de ratos imuno-competentes Balb / C fêmeas, um método que proporciona células tumorais, em primeiro lugar e directamente para o fígado, sem a remoção do baço. Para desenvolver este modelo, a utilização de quatro linhas de células de tumor mamário que variam na sua capacidade metastática de baixa para alta foram utilizadas: D2.OR, D2A1, e 4T1, e empregaram D2A1 marcado com proteína verde fluorescente (GFP-D2A1) para investigar cedo pontos de tempo após a injecção das células tumorais. 4T1 é uma linha de células altamente metastáticas derivado do tumor 410.4 que surgiu espontaneamente num MMTV + Balb ratinho / c fêmea 36,37 e metástases para pulmão, fígado, cérebro e ossos de gordura mamária almofada tumores primários 39,57,58. células tumorais D2A1 were também originalmente derivada de um tumor mamário espontâneo provenientes de um ratinho BALB / c hospedeiro após o transplante de células de nódulos alveolares hiperplásicas D2, e está confirmado ser metastático do tumor primário para o pulmão 59,60. As células tumorais são uma linha D2.OR irmã não metastático à linha D2A1 e, apesar de escapar ao tumor primário e chegar a locais secundários, eles raramente estabelecer metástases distantes 60,61. Além disso, é importante evitar a utilização de drogas de gestão de dor vulgarmente empregues, incluindo drogas não esteróides anti-inflamatórias (NSAIDs), durante ou após o procedimento cirúrgico. NSAIDs têm actividade anti-tumoral em certos cancros da mama 62-65, e algumas classes de AINEs aumentar o risco de hepatotoxicidade 66,67, potencialmente, comprometer o estudo de metástase do fígado e do nicho metastático do fígado. Além disso, estudos sugerem que os AINEs influenciar diretamente o microambiente do tecido, reduzindo ext pró-metastáticoproteínas da matriz racellular tenascina-C 68 e colágeno fibrilar 62,65. Alternativamente, a utilização de um derivado de opióides, a buprenorfina, foi utilizado devido à sua eficácia no tratamento da dor de roedor e 69 devido à falta de provas de que os opióides têm actividade anti-tumor de 70. Este modelo de injecção na veia portal foi optimizado para menores volumes de injecção de 5 - 10 ul, para evitar danos desnecessários ao fígado. O modelo também foi optimizada para incluir agulhas com diâmetro menor (≥ calibre 32) e a utilização de gaze hemostático imediatamente após a injecção para minimizar a perda de sangue durante o procedimento. Em contraste com estes parâmetros optimizados injecção, o número de células deve ser determinada numa base individual, com base no potencial tumorigénico da linha celular. No entanto, a partir de ≤ 10.000 células / injecção para estudos de longo prazo é recomendado. Para terminais mais curtos (por exemplo, 24 horas após a injecção) consideravelmente mais células tumorais (por exemplo,1 x 05-1 outubro x 10 6) pode ser utilizado se tal se justificar. Em resumo, o modelo de injecção na veia portal detalhado aqui representa uma ferramenta útil para o estudo do cancro da mama de metástase para o fígado e evita um número de limitações de outros modelos de metástases hepáticas. Este modelo facilita o estudo da extravasão de células de tumor, a semeadura, as decisões iniciais fate de sobrevivência, a proliferação, e a dormência, e crescimento metastático de murino em hospedeiros imunocompetentes.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="1001">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:257px;">1 ml Syringe w/ 26-gauge Needle</td>
			<td style="width:159px;">BD Syringe</td>
			<td style="width:152px;">309597</td>
			<td style="width:435px;">For subcutaneous buprenorphine injection; use caution, sharp</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:257px;">Alcohol Prep Pads</td>
			<td style="width:159px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:152px;">06-669-62</td>
			<td style="width:435px;">For cleaning of abdomen prior to surgical incision</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">All Purpose Sponges, Sterile</td>
			<td style="width:159px;">Kendall</td>
			<td style="width:152px;">8044</td>
			<td style="width:435px;">4&#34; x 4&#34;, use dipped in sterile saline to keep large and small intestines protected and hydrated during surgery</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">Artificial Tears</td>
			<td style="width:159px;">Rugby</td>
			<td style="width:152px;">370114</td>
			<td style="width:435px;">Mineral oil 15%, white petrolatum 83%; use to protect eyes during surgery</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">Buprenorphine HCl, 0.3 mg/ml</td>
			<td style="width:159px;">Mfg. by Reckitt Benckiser</td>
			<td style="width:152px;">NDC-12496-0757-1</td>
			<td style="width:435px;">Use at 0.05 - 0.1 mg/kg body weight, 1-2x daily for 72 hours, injected subcutaneously</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">Bupivacaine HCl, 0.5% (5 mg/ml)</td>
			<td style="width:159px;">Mfg. by Humira Inc</td>
			<td style="width:152px;">NDC-04091163-01</td>
			<td style="width:435px;">Use at 0.5%, 1x immediately after surgery, 10 ul injected subcutaneously at incision site&#160;</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">anti-CD45 antibody</td>
			<td style="width:159px;">BD Pharmingen</td>
			<td style="width:152px;">550539</td>
			<td style="width:435px;">Use in multiplex immunofluorescence to exclude leukocytes in identification of metastatic foci</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">Celox&#8482; Rapid Hemostatic Gauze</td>
			<td style="width:159px;">Medtrade Products Ltd.</td>
			<td style="width:152px;">FG08839011</td>
			<td style="width:435px;">Cut into 5mm&#178; pieces, use to stop blood flow out of the portal vein with pressure following injection</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:257px;">Chemical Depilatory</td>
			<td style="width:159px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td style="width:435px;">Use to remove hair from surgical area; multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">Chlorhexidine, 2% Solution</td>
			<td style="width:159px;">Vet One</td>
			<td style="width:152px;">1CHL008</td>
			<td style="width:435px;">Use caution, do not get chlorhexidine in mucous membranes or ears of the mouse</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">anti-CK18 antibody</td>
			<td style="width:159px;">Abcam</td>
			<td style="width:152px;">ab53118</td>
			<td style="width:435px;">Use in multiplex immunofluorescence to identify metastatic foci</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:257px;">Cotton Tipped Applicators, Sterile</td>
			<td style="width:159px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:152px;">23-400-114</td>
			<td style="width:435px;">6&#34; Wooden Shaft 2 pc/envelope</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">DMEM, High-Glucose</td>
			<td style="width:159px;">HyClone</td>
			<td style="width:152px;">SH30243.01</td>
			<td style="width:435px;">Cell culture media base for use with D2A1, D2.OR, and 4T1 mammary tumor cell lines</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">Dry Glass Bead Sterilizer</td>
			<td style="width:159px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td style="width:435px;">Use between surgeries to sterilize stainless steel tools, use caution, extremely hot; multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">Ethanol, 70% solution</td>
			<td style="width:159px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td style="width:435px;">Use caution flammable; use to clean surgical area as needed; multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">Fetal Bovine Serum</td>
			<td style="width:159px;">HyClone</td>
			<td style="width:152px;">SH30071.03</td>
			<td style="width:435px;">Cell culture media additive for use with D2A1, D2.OR, and 4T1 mammary tumor cell lines, use at 10% in DMEM high glucose</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">Gauze, Sterile</td>
			<td style="width:159px;">Kendall</td>
			<td style="width:152px;">2146</td>
			<td style="width:435px;">2&#34; x 2&#34;, use dipped in chlorhexidine 2% solution for cleaning of abdomen prior to surgical incision</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">anti-Green Fluorescent Protein antibody</td>
			<td style="width:159px;">Vector Laboratories</td>
			<td style="width:152px;">BA0702</td>
			<td style="width:435px;">Use to stain for GFP tagged D2A1 or other mammary tumor cell lines</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:257px;">L-Glutamine 200 mM (100X)</td>
			<td style="width:159px;">Gibco</td>
			<td style="width:152px;">25030-081</td>
			<td style="width:435px;">Cell culture media additive for use with D2A1, D2.OR, and 4T1 mammary tumor cell lines, use at 2 mM (1x) in DMEM high glucose</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">Heating Pad, x2-3</td>
			<td style="width:159px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td style="width:435px;">Use to maintain body heat during surgery and recovery; multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:257px;">Hemocytometer</td>
			<td style="width:159px;">Hausser Scientific</td>
			<td style="width:152px;">1483</td>
			<td style="width:435px;">For use in cell culture to count cells</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:257px;">Hemostatic Forceps</td>
			<td style="width:159px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td style="width:435px;">Stainless steel; multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">anti-Heppar-1 antibody</td>
			<td style="width:159px;">Dako</td>
			<td style="width:152px;">M7158</td>
			<td style="width:435px;">Use in multiplex immunofluorescence to exclude hepatocytes in identification of metastatic foci</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:257px;">Insulin Syringe, 0.3 ml, 29-gauge</td>
			<td style="width:159px;">BD&#160;&#160;</td>
			<td style="width:152px;">324702</td>
			<td style="width:435px;">For bupivacaine injection at suture site; use caution, sharp</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:257px;">Isoflurane</td>
			<td style="width:159px;">Piramal</td>
			<td style="width:152px;">NDC-66794-017-25</td>
			<td style="width:435px;">Administered at 2.5%</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:257px;">Isoflurane Vaporizer</td>
			<td style="width:159px;">VetEquip</td>
			<td>911103</td>
			<td style="width:435px;">Use caution, vaporizes anesthetic gases</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:257px;">Light Source</td>
			<td style="width:159px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td style="width:435px;">Use for visualizing the surgical field; multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">Neutral buffered formalin, 10%</td>
			<td style="width:159px;">Anatech Ltd.</td>
			<td style="width:152px;">135</td>
			<td style="width:435px;">Use caution, toxic; use as a tissue fixative for metastasis endpoints and assesment of metastatic burden by histology</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">Opal&#8482; 4-color fIHC kit</td>
			<td style="width:159px;">PerkinElmer, Inc.</td>
			<td style="width:152px;">NEL794001KT</td>
			<td style="width:435px;">Use for multiplex immunofluorescence of Heppar-1/CD45/CK18 to detect metastases in murine liver</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:257px;">Operating Scissors</td>
			<td style="width:159px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td style="width:435px;">Stainless steel; use caution, sharp; multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">Penicillin/Streptomycin, 100x</td>
			<td style="width:159px;">Corning</td>
			<td style="width:152px;">30-002-Cl</td>
			<td style="width:435px;">Cell culture media additive for use with D2A1, D2.OR, and 4T1 mammary tumor cell lines, use at 1x in DMEM high glucose</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">Phosphate-buffered Saline</td>
			<td style="width:159px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td style="width:435px;">Use at 1x for resuspending tumor cells prior to injection, multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">Removable Needle Syringe, 25 ul, Model 1702</td>
			<td style="width:159px;">Hamilton</td>
			<td style="width:152px;">7654-01</td>
			<td style="width:435px;">For portal vein injection; use caution, paricularly while working with tumor cell-loaded needles, sharp when needle is attached</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:257px;">Scalpel handle</td>
			<td style="width:159px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td style="width:435px;">Stainless steel; multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:257px;">Scalpel blade, #15</td>
			<td style="width:159px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td style="width:435px;">Carbon steel, sterile, size 15; multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:257px;">Small Hub Removable Needles, 32-gauge</td>
			<td style="width:159px;">Hamilton</td>
			<td style="width:152px;">7803-04</td>
			<td style="width:435px;">For portal vein injection, 1&#34; length, point style 4, 12&#176;angle, 33- to 34-gauge reusable needles can also be used; use caution, paricularly while working with tumor cell loaded needles, sharp</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">Sodium Hypochlorite</td>
			<td style="width:159px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td style="width:435px;">Use caution, corrosive; use at 10% to disinfect workspace and surfaces, multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">Sterile Saline</td>
			<td style="width:159px;">Fisher Scientific</td>
			<td style="width:152px;">BP358-212</td>
			<td style="width:435px;">0.9% NaCl solution; alternatively, can be homemade and sterile filtered</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:257px;">Surgical Gloves, Sterile</td>
			<td style="width:159px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td style="width:435px;">Multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">Sutures, Sterile&#160;</td>
			<td style="width:159px;">Ethicon</td>
			<td style="width:152px;">J310H</td>
			<td style="width:435px;">4-0 27&#34; coated vicryl w/ 22 mm 1/2c taper ethalloy needle; use caution, sharp</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">Table Top Portable Anesthesia Machine</td>
			<td style="width:159px;">VetEquip</td>
			<td>901801</td>
			<td style="width:435px;">Use with isoflurane vaporizer for mouse anesthesia</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:257px;">Thumb Dressing Forceps</td>
			<td style="width:159px;"></td>
			<td style="width:152px;"></td>
			<td style="width:435px;">Stainless steel, serrated, blunted; multiple suppliers</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">Towel Drapes, Sterile&#160;</td>
			<td style="width:159px;">Dynarex</td>
			<td style="width:152px;">4410</td>
			<td style="width:435px;">18&#34; x 26&#34;, to cover heating pad and provide a sterile workspace during surgery</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">Trypan Blue</td>
			<td style="width:159px;">Life Technologies</td>
			<td style="width:152px;">T10282</td>
			<td style="width:435px;">For use in cell culture to assess viability, use 1:1 with cells in 1x PBS</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:257px;">Trypsin/EDTA, 0.05% (1x)</td>
			<td style="width:159px;">Gibco</td>
			<td style="width:152px;">25300-054</td>
			<td style="width:435px;">Use in cell culture to detach tumor cells from tissue culture plates</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

a portal vein injection model to study liver metastasis of breast cancer

O cancro da mama é a principal causa de mortalidade relacionada ao câncer em mulheres em todo o mundo. metástase hepática está envolvido em mais de 30% dos casos com metástase do câncer de mama, e resulta em resultados pobres com taxas de sobrevida média de apenas 4,8-15 meses. Current modelos de roedores de metástases de cancro da mama, incluindo o xenoenxerto de células de tumor primário e modelos de tumores espontâneos, raramente metastatizam para o fígado. Intracardíaca e modelos de injecção interna do baço não resultar em metástases do fígado, no entanto, estes modelos podem ser confundidos por metástase concomitante secundária local, ou por imunidade comprometida devido à remoção do baço para evitar o crescimento do tumor no local da injecção. Para abordar a necessidade de melhores modelos de metástases hepáticas, um método de injecção na veia portal de murino que proporciona células tumorais, em primeiro lugar e directamente para o fígado foi desenvolvido. Este modelo proporciona células tumorais para o fígado, sem complicações concomitantes de metástases em outros órgãos ou a remoção do baço. o optimized protocolo veia porta emprega pequenos volumes de injecção de 5-10 ul, ≥ agulhas de calibre 32, e hemostático gaze no local de injecção para controlar a perda de sangue. A abordagem de injeção na veia porta em ratos Balb / c do sexo feminino usando três linhas tumorais mamárias singï¿½icos da variação potencial metastático foi testado; células de alta-metastático 4T1, células D2A1 moderada-metastáticos e células D2.OR low-metastático. As concentrações de ≤ resultados 10.000 células / injeção em uma latência de ~ 20 - 40 dias para o desenvolvimento de metástases hepáticas com os metastático 4T1 e D2A1 linhas mais altas, e&gt; 55 dias para a linha D2.OR menos agressivo. Este modelo constitui uma ferramenta importante para o estudo do cancro da mama metástase para o fígado, e pode ser aplicável a outros tipos de cancro, que frequentemente metastizar para o fígado, incluindo colo-rectal e adenocarcinomas pancreáticos.

O modelo de injeco na veia porta, em que as células tumorais são entregues directamente para o fígado através de um procedimento cirúrgico, permite a injecção de células tumorais na veia porta. Sob as condições de assepsia, num rato anestesiado, incisão cirúrgica um ~ 1 polegada é feita sobre o lado esquerdo do rato entre a mediana e sagital aviões, começando logo acima do plano do quarto inguinal tetina glândula mamaria e terminando abaixo das nervuras . Os intestinos grosso e delgado são delicadamente puxado através da incisão para proporcionar a visualização da veia porta (Figura 1A). anatómica identificação precisa da veia porta e injecção intra-portal de sucesso pode ser confirmada através da prática do protocolo de injecção com tinta da China ou um corante semelhante. Correcta de injecção através da veia porta vai resultar em que a tinta a ser entregue imediatamente e especificamente para o fígado, e não resultará na Índia tinta disseminação para os pulmões (Figure 1B). Além disso, usando o rato D2A1 células de tumor mamário marcadas com GFP, a dispersão das células do tumor ao longo do fígado resulta em noventa minutos pós-injecção, confirmando a entrega injeco na veia porta para o fígado (Figura 1C). Na maior ampliação, torna-se evidente que aos 90 min pós-injecção, as células tumorais são encontrados dentro de sinusóides, bem como dentro do parênquima do fígado em estreita proximidade com tríades portais, onde o sangue da veia porta entra no fígado (Figura 1C). Estes dados sugerem que a extravasão de células de tumor activa está ocorrendo a injecção das células tumorais 90 min. Tomados em conjunto, estes dados confirmam que a injeco na veia porta modelo proporciona o volume de injecção directamente para o fígado, com células de tumor ou de tinta dispersos por todo o fígado e nenhum transporte significativo de volume de injecção para o pulmão. Para avaliar a robustez do modelo de injeção na veia porta, três separcomeu linhas de células de tumor mamário de ratinho singeneicos foram testados em adultos do sexo feminino ratinhos Balb / c. Estas linhas tumorais mamárias foram selecionados com base em seu comportamento caracterizado por modelos de almofada de gordura mamária e incluem a linha altamente agressiva e metastática 4T1 células, a linha D2A1 metastático menos agressiva, ea linha D2.OR baixo / não-metastático 37,61,73 , 74. 2.000 e 10.000 células por injecção foram testados sem diferenças notáveis ​​no tempo para o desenvolvimento de metástase evidente com estas concentrações celulares baixas. Para estes estudos marcadores substitutos de metástases foram utilizadas, tais como a falta de higiene, palidez, e perda de peso para justificar necropsia, sobre o qual a presença ou ausência de metástases no fígado foram confirmadas por avaliação visual do fígado e de outros órgãos para confirmar a entrega intra-portal . Estes dados confirmam os relatórios anteriores que as linhas de células 4T1 e D2A1 representam linhas de tumor mamário mais agressivas, como são observadas taxas de sobrevivência mais curto livres de metástase em comparação com ratinhos injectadoscom a linha D2.OR menos agressiva (Figura 2A). Os ratinhos injectados com metástases hepáticas evidente células 4T1 ou tumorais D2A1 desenvolvido por ~ 30 - 40 dias após a injecção, e algumas metástases desenvolvido tão cedo quanto 18 dias pós-injecção (Figura 2A), enquanto que apenas um rato injectado com células D2.OR tinha metástase hepática aberta desenvolvida pelo final do estudo, que foi de 60 - 65 dias a injeção das células tumorais. Metástases foram posteriormente confirmados por seccionamento através do fígado em 250 mm níveis e análise de hematoxilina e eosina (H &amp; E) secções coradas (Figura 2B-D). Em adição à detecção de lesões metastáticas evidentes no fígado do rato, o modelo de veia porta também pode ser utilizada para estudar os eventos anteriores na cascata metastática incluindo a detecção de agregados individuais células / célula após o extravasamento, e formação de lesões micro-metastática. foi utilizado Multiplex imunofluorescência-coloraçãopara detectar 4T1, D2A1, e células de tumor mamário de D2.OR no fígado, quando estão presentes como células individuais ou lesões micro-metastática, como H &amp; E não é suficiente para confirmar a presença de pequenas lesões. A Figura 3A mostra um rato Balb / c com um representante do fígado focos micrometastática putativo de células tumorais D2A1 que são positivas para o epitelial CK18 queratina, negativo para o CD45 marcador pan-imune e negativo para o marcador de hepatócitos Heppar-1. Os hepatócitos também coram positivo para CK18, necessitando a utilização de Heppar-1 neste painel de coloração. Uma nota importante é que as células epiteliais do ducto biliar e progenitoras do fígado coloração positiva para CK18, exigindo cuidadosa discriminação entre as células do tumor e das vias biliares, particularmente quando se avalia regiões periportais (Figura 3A). Uma alternativa para multiplex imunofluorescência para identificar as células disseminadas individuais e focos micrometastática é utilizar linhas de tumores mamários singï¿½icos marcados com verde fluorescente melhoradaproteína (eGFP) e / ou a luciferase e realizar IHC para a etiqueta (Figura 1C). Devido à imunogenicidade de eGFP, a luciferase, e outras proteínas, que é essencial utilizar modelos de murganho que são tornados tolerantes para estas proteínas, tais como o livro de rato imune competente &quot;incandescência cabeça&quot; que expressa eGFP e da luciferase na glândula pituitária anterior 75. Para a identificação de lesões macrometastatic de linhas singeneicas não marcados, tais como a linha de tumor D2A1, a imunofluorescência multiplex CK18 / Heppar-1 / CD45 é ideal (Figura 3B). <img alt="figura 1" src="/files/ftp_upload/54903/54903fig1.jpg" /> Figura 1: Veia Porta Injection Proporciona células tumorais diretamente para o fígado. A) injecção na veia Portal; a incisão é feita entre a mediana e sagital esquerda, a partir de acima do plano do quarto inguinal tetina glândula mamaria e terminando abaixo do RIb gaiola. B) Balb / c fígado com injeção de PBS (esquerda). Após a injecção de tinta Índia através da veia porta, o fígado (do meio), mas não no pulmão (direita) leva-se a tinta. C) imagens de cortes finos representativos de células de tumor mamário de ratinho D2A1 marcadas com GFP em um / c de rato fígado de Balb aos 90 min pós-injecção de 1 x 10 6 células tumorais através da veia porta. Os fígados foram fixados com formalina, embebidos em parafina, seccionados e corados com anticorpo anti-GFP para a detecção de células tumorais. painel superior mostra celas escuras marrons manchadas tumorais (setas) dispersos por todo o fígado, asterisco denota coloração dos hepatócitos não específica em torno de veias centrais; barra de escala = 300 mm. painéis inferiores mostram imagens representativas de células tumorais em 90 min após a injecção ainda intimamente associada com vascularização; barra de escala = 50 mm. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54903/54903fig1large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <pclass = &quot;jove_content&quot; fo: manter-together.within-page = &quot;1&quot;&gt; <img alt="Figura 2" src="/files/ftp_upload/54903/54903fig2.jpg" /> Figura 2: Conseqüência da mamário de ratinho Lines tumor de células do fígado após Veia Porta Injection. A) curva de Kaplan-Meier mostrando taxas de sobrevida livre de metástases em camundongos injetados com 2,000-10,000 células 4T1, D2A1 ou tumor mamário de rato D2.OR. Os ratinhos foram injectados com células tumorais e monitorizados para sinais de metástases, incluindo a falta de higiene, olhos claros, e alterações de peso. Metástase foi confirmada no momento da necropsia e por H &amp; E em cortes histológicos dos fígados. N = 2 2000 células 4T1; 2 4T1 10.000 células. N = 2 D2A1 2.000 células; 3 D2A1 10.000 células. N = 3 D2.OR 2.000 células; 3 D2.OR 10.000 células. Representante H &amp; E imagens do B) 4T1 lesões aos 21 dias pós-injeção de 10.000 células, C) lesões D2A1 em 26 dias após a injecção de 10.000 células tumorais, e D) lesões D2.OR em59 dias pós-injecção de 10.000 células; Barras de escala = 75 uM. lesões semelhantes são observados quando 2.000 células 4T1 ou D2A1 tumorais foram injectadas. Não foram detectadas lesões com 2.000 células D2.OR. Não há evidência de metástases em outros órgãos ou no local da incisão cirúrgica foi aparente em qualquer rato sobre estes estudos. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54903/54903fig2large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a> <img alt="Figura 3" src="/files/ftp_upload/54903/54903fig3.jpg" /> Figura 3: Detecção de células individuais e metastáticos Lesões no fígado do rato usando Multiplex imunofluorescência. A) imunofluorescência multiplex Representante de células tumorais D2A1 em a / c do mouse fígado Balb a 90 min após a injecção, utilizando o modelo de injecção na veia portal. A coloração foi realizada utilizando um kit de multiplex. Da esquerda para a direita mostra DAPI; CD45 para marcar leucócitos; Heppar-1 a Mark hepatócitos; e CK18 para marcar células de tumor, hepatócitos, e epitélio das vias biliares. Imagem mesclada mostra um cluster putativo da CK18 + Heppar-1 - células tumorais D2A1 intimamente associados com uma tríade portal - CD45. Seta = células tumorais D2A1, asterisco = ducto biliar epitélio; barra de escala = 25 um. B) A D2A1 ostensiva lesão metastática representativa, utilizando o mesmo painel coloração como em células tumorais A. são CK18 + enquanto hepatócitos adjacentes são CK18 + Heppar-1 +; barra de escala = 25 um. As imagens foram capturadas num microscópio com 20 x 0,8, 40 x 1,3, 1,4 e 60 x objectivos e câmara CCD, utilizando o software de microscópio. <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/54903/54903fig3large.jpg" target="_blank">Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.</a>

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A Portal Vein Injection Model to Study Liver Metastasis of Breast Cancer

A surgical procedure was developed to deliver mammary tumor cells to the murine liver via portal vein injection. This model permits investigation of late stages of liver metastasis in a fully immune competent host, including tumor cell extravasation, seeding, survival, and metastatic outgrowth in the liver.

Um modelo de injeção da veia porta para o Estudo do Fígado metástase do câncer de mama

Breast cancer is the leading cause of cancer-related mortality in women worldwide. Liver metastasis is involved in upwards of 30% of cases with breast ...

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Research

JoVE Journal

Cancer Research

40.3K visualizações.  Oregon Health and Science University. A surgical procedure was developed to deliver mammary tumor cells to the murine liver via portal vein injection. This model permits investigation of late stages of liver metastasis in a fully immune competent host, including tumor cell extravasation, seeding, survival, and metastatic outgrowth in the liver. 

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Intra-iliac Artery Injection for Efficient and Selective Modeling of Microscopic Bone Metastasis

Intra-iliac artery (IIA) injection is an efficient approach to introduce metastatic lesions of various cancer cells in animals. Compared to the widely used intra-cardiac and intra-tibial injections, IIA injection brings several advantages. First, it can deliver a large quantity of cancer cells specifically to hind limb bones, thereby providing spatiotemporally synchronized early-stage colonization events and allowing robust quantification and swift detection of disseminated tumor cells. Second, it injects cancer cells into the circulation without damaging the local tissues, thereby avoiding inflammatory and wound-healing processes that confound the bone colonization process. Third, IIA injection causes very little metastatic growth in non-bone organs, thereby preventing animals from succumbing to other vital metastases, and allowing continuous monitoring of indolent bone lesions. These advantages are especially useful for the inspection of progression from single cancer cells to multi-cell micrometastases, which has largely been elusive in the past. When combined with cutting-edge approaches of biological imaging and bone histology, IIA injection can be applied to various research purposes related to bone metastases.

This manuscript provides the detailed procedure of intra-iliac artery (IIA) injection, a technique to deliver cancer cells specifically to hind limb tissues including bones to establish experimental bone metastases. Although initially established with breast tumor models, this protocol can be easily extended to other cancer types.

Injeção Artéria Intra-ilíaca para eficiente e seletiva Modelagem de microscópico metástase óssea

Intra-iliac artery (IIA) injection is an efficient approach to introduce metastatic lesions of various cancer cells in animals. Compared to the widely ...

Pesquisa do câncer

Advanced Animal Model of Colorectal Metastasis in Liver: Imaging Techniques and Properties of Metastatic Clones

Patients with a limited number of hepatic metastases and slow rates of progression can be successfully treated with local treatment approaches1,2. However, little is known about the heterogeneity of liver metastases, and animal models capable of evaluating the development of individual metastatic colonies are needed. Here, we present an advanced model of hepatic metastases that provides the ability to quantitatively visualize the development of individual tumor clones in the liver and estimate their growth kinetics and colonization efficiency. We generated a panel of monoclonal derivatives of HCT116 human colorectal cancer cells stably labeled with luciferase and tdTomato and possessing different growth properties. With a splenic injection followed by a splenectomy, the majority of these clones are able to generate hepatic metastases, but with different frequencies of colonization and varying growth rates. Using the In Vivo&#160;Imaging System (IVIS), it is possible to visualize and quantify metastasis development with in vivo luminescent and ex vivo fluorescent imaging. In addition, Diffuse Luminescent Imaging Tomography (DLIT) provides a 3D distribution of liver metastases in vivo. Ex vivo fluorescent imaging of harvested livers provides quantitative measurements of individual hepatic metastatic colonies, allowing for the evaluation of the frequency of liver colonization and the growth kinetics of metastases. Since the model is similar to clinically observed liver metastases, it can serve as a modality for detecting genes associated with liver metastasis and for testing potential ablative or adjuvant treatments for liver metastatic disease.

The ability of metastatic clones to colonize distant sites depends on their proliferation capacity and/or their ability to survive in the host microenvironment without significant proliferation. Here, we present an animal model that allows quantitative visualization of both types of liver colonization by metastatic clones.

Modelo Animal avançado de Colorectal metástase no fígado: técnicas de imagem e Propriedades de metastáticos Clones

Patients with a limited number of hepatic metastases and slow rates of progression can be successfully treated with local treatment approaches1,2. ...

Intracarotid Cancer Cell Injection to Produce Mouse Models of Brain Metastasis

Metastasis, the spread and growth of malignant cells at secondary sites within a patient&#39;s body, accounts for &#62; 90% of cancer-related mortality. Recently, impressive advances in novel therapies have dramatically prolonged survival and improved quality of life for many cancer patients. Sadly, incidence of brain metastatic recurrences is fast rising, and all current therapies are merely palliative. Hence, good experimental animal models are urgently needed to facilitate in-depth studies of the disease biology and to assess novel therapeutic regimens for preclinical evaluation. However, the standard in vivo metastasis assay via tail vein injection of cancer cells produces predominantly lung metastatic lesions; animals usually succumb to the lung tumor burden before any meaningful outgrowth of brain metastasis. Intracardiac injection of tumor cells produces metastatic lesions to multiple organ sites including the brain; however, the variability of tumor growth produced with this model is large, dampening its utility in evaluating therapeutic efficacy. To generate reliable and consistent animal models for brain metastasis study, here we describe a procedure for producing experimental brain metastasis in the house mouse (Mus musculus) via intracarotid injection of tumor cells. This approach allows one to produce large number of brain metastasis-bearing mice with similar growth and mortality characteristics, thus facilitating research efforts to study basic biological mechanisms and to assess novel therapeutic agents.

Brain metastasis has become an urgent unmet medical need as its incidence has increased while therapeutic options have remained palliative. Creating experimental animal models of brain metastasis via intracarotid arterial injection of cancer cells facilitates mechanistic studies of the disease biology and evaluation of novel intervention regimens.

Intracarotídeo injeção de células de cancer para produzir mouse modelos de metástases cerebrais

Metastasis, the spread and growth of malignant cells at secondary sites within a patient&#39;s body, accounts for &#62; 90% of cancer-related mortality. ...

Acellular and Cellular Lung Model to Study Tumor Metastasis

It is difficult to isolate tumor cells at different points of tumor progression. We created an ex vivo lung model that can show the interaction of tumor cells with a natural matrix and continual flow of nutrients, as well as a model that shows the interaction of tumor cells with normal cellular components and a natural matrix. The acellular ex vivo lung model is created by isolating a rat heart-lung block and removing all the cells using the decellularization process. The right main bronchus is tied off and tumor cells are placed in the trachea by a syringe. The cells move and populate the left lung. The lung is then placed in a bioreactor where the pulmonary artery receives a continual flow of media in a closed circuit. The tumor grown on the left lung is the primary tumor. The tumor cells that are isolated in the circulating media are circulating tumor cells and the tumor cells in the right lung are metastatic lesions. The cellular ex vivo lung model is created by skipping the decellularization process. Each model can be used to answer different research questions.

Here, we present a protocol for an ex vivo lung cancer model that mimics the steps of tumor progression and helps to isolate a primary tumor, circulating tumor cells, and metastatic lesions.

Modelo de pulmão acelular e celular para estudar o Tumor metástase

It is difficult to isolate tumor cells at different points of tumor progression. We created an ex vivo lung model that can show the interaction of tumor ...

Studying Triple Negative Breast Cancer Using Orthotopic Breast Cancer Model

Triple-negative breast cancer (TNBC) is an aggressive breast cancer subtype with limited therapeutic options. When compared to patients with less aggressive breast tumors, the 5-year survival rate of TNBC patients is 77% due to their characteristic drug-resistant phenotype and metastatic burden. Toward this end, murine models have been established aimed at identifying novel therapeutic strategies limiting TNBC tumor growth and metastatic spread. This work describes a practical guide for the TNBC orthotopic model where MDA-MB-231 breast cancer cells suspended in a basement membrane matrix are implanted in the fourth mammary fat pad, which closely mimics the cancer cell behavior in humans. Measurement of tumors by caliper, lung metastasis assessment via in vivo and ex vivo imaging, and molecular detection are discussed. This model provides an excellent platform to study therapeutic efficacy and is especially suitable for the study of the interaction between the primary tumor and distal metastatic sites.

This work presets an advanced protocol to accurately assess tumor loading by detection of green fluorescent protein and bioluminescence signals as well as the integration of quantitative molecular detection technique.

Estudando o câncer de mama triplo negativo usando modelo de câncer de mama ortotópico

Triple-negative breast cancer (TNBC) is an aggressive breast cancer subtype with limited therapeutic options. When compared to patients with less ...

Combined Use of Tail Vein Metastasis Assays and Real-Time In Vivo Imaging to Quantify Breast Cancer Metastatic Colonization and Burden in the Lungs

Metastasis is the main cause of cancer-related deaths and there are limited therapeutic options for patients with metastatic disease. The identification and testing of novel therapeutic targets that will facilitate the development of better treatments for metastatic disease requires preclinical in vivo models. Demonstrated here is a syngeneic mouse model for assaying breast cancer metastatic colonization and subsequent growth. Metastatic cancer cells are stably transduced with viral vectors encoding firefly luciferase and ZsGreen proteins. Candidate genes are then stably manipulated in luciferase/ZsGreen-expressing cancer cells and then the cells are injected into mice via the lateral tail vein to assay metastatic colonization and growth. An in vivo imaging device is then used to measure the bioluminescence or fluorescence of the tumor cells in the living animals to quantify changes in metastatic burden over time. The expression of the fluorescent protein allows the number and size of metastases in the lungs to be quantified at the end of the experiment without the need for sectioning or histological staining. This approach offers a relatively quick and easy way to test the role of candidate genes in metastatic colonization and growth, and provides a great deal more information than traditional tail vein metastasis assays. Using this approach, we show that simultaneous knockdown of Yes associated protein (YAP) and transcriptional co-activator with a PDZ-binding motif (TAZ) in breast cancer cells leads to reduced metastatic burden in the lungs and that this reduced burden is the result of significantly impaired metastatic colonization and reduced growth of metastases.

The described approach combines experimental tail vein metastasis assays with in vivo live animal imaging to allow real-time monitoring of breast cancer metastasis formation and growth in addition to the quantification of metastasis number and size in the lungs.

Uso combinado de ensaios de metástase de veia de cauda e imagens in vivo em tempo real para quantificar a colonização metastática do câncer de mama e carga nos pulmões

Metastasis is the main cause of cancer-related deaths and there are limited therapeutic options for patients with metastatic disease. The identification ...

Pathological Analysis of Lung Metastasis Following Lateral Tail-Vein Injection of Tumor Cells

Metastasis, the primary cause of morbidity and mortality for most cancer patients, can be challenging to model preclinically in mice. Few spontaneous metastasis models are available. Thus, the experimental metastasis model involving tail-vein injection of suitable cell lines is a mainstay of metastasis research. When cancer cells are injected into the lateral tail-vein, the lung is their preferred site of colonization. A potential limitation of this technique is the accurate quantification of the metastatic lung tumor burden. While some investigators count macrometastases of a pre-defined size and/or include micrometastases following sectioning of tissue, others determine the area of metastatic lesions relative to normal tissue area. Both of these quantification methods can be exceedingly difficult when the metastatic burden is high. Herein, we demonstrate an intravenous injection model of lung metastasis followed by an advanced method for quantifying metastatic tumor burden using image analysis software. This process allows for investigation of multiple end-point parameters, including average metastasis size, total number of metastases, and total metastasis area, to provide a comprehensive analysis. Furthermore, this method has been reviewed by a veterinary pathologist board-certified by the American College of Veterinary Pathologists (SEK) to ensure accuracy.

Intravenous injection of cancer cells is often used in metastasis research, but the metastatic tumor burden can be difficult to analyze. Herein, we demonstrate a tail-vein injection model of metastasis and include a novel approach to analyze the resulting metastatic lung tumor burden.

Análise patológica da metástase pulmonar após injeção lateral de cauda-veia de células tumorais

Metastasis, the primary cause of morbidity and mortality for most cancer patients, can be challenging to model preclinically in mice. Few spontaneous ...

Using Computer-based Image Analysis to Improve Quantification of Lung Metastasis in the 4T1 Breast Cancer Model

Breast cancer is a devastating malignancy, accounting for 40,000 female deaths and 30% of new female cancer diagnoses in the United States in 2019 alone. The leading cause of breast cancer related deaths is the metastatic burden. Therefore, preclinical models for breast cancer need to analyze metastatic burden to be clinically relevant. The 4T1 breast cancer model provides a spontaneously-metastasizing, quantifiable mouse model for stage IV human breast cancer. However, most 4T1 protocols quantify the metastatic burden by manually counting stained colonies on tissue culture plates. While this is sufficient for tissues with lower metastatic burden, human error in manual counting causes inconsistent and variable results when plates are confluent and difficult to count. This method offers a computer-based solution to human counting error. Here, we evaluate the protocol using the lung, a highly metastatic tissue in the 4T1 model. Images of methylene blue-stained plates are acquired and uploaded for analysis in Fiji-ImageJ. Fiji-ImageJ then determines the percentage of the selected area of the image that is blue, representing the percentage of the plate with metastatic burden. This computer-based approach offers more consistent and expeditious results than manual counting or histopathological evaluation for highly metastatic tissues. The consistency of Fiji-ImageJ results depends on the quality of the image. Slight variations in results between images can occur, thus it is recommended that multiple images are taken and results averaged. Despite its minimal limitations, this method is an improvement to quantifying metastatic burden in the lung by offering consistent and rapid results.

We describe a more consistent and expeditious method to quantify lung metastasis in the 4T1 breast cancer model by using Fiji-ImageJ.

Usando análise de imagem baseada em computador para melhorar a quantificação da metástase pulmonar no modelo de câncer de mama 4T1

Breast cancer is a devastating malignancy, accounting for 40,000 female deaths and 30% of new female cancer diagnoses in the United States in 2019 alone. ...

A Murine Ommaya Xenograft Model to Study Direct-Targeted Therapy of Leptomeningeal Disease

Leptomeningeal disease (LMD) is an uncommon type of central nervous system (CNS) metastasis to the cerebral spinal fluid (CSF). The most common cancers that cause LMD are breast and lung cancers and melanoma. Patients diagnosed with LMD have a very poor prognosis and generally survive for only a few weeks or months. One possible reason for the lack of efficacy of systemic therapy against LMD is the failure to achieve therapeutically effective concentrations of drug in the CSF because of an intact and relatively impermeable blood-brain barrier (BBB) or blood-CSF barrier across the choroid plexus. Therefore, directly administering drugs intrathecally or intraventricularly may overcome these barriers. This group has developed a model that allows for the effective delivery of therapeutics (i.e., drugs, antibodies, and cellular therapies) chronically and the repeated sampling of CSF to determine drug concentrations and target modulation in the CSF (when the tumor microenvironment is targeted in mice). The model is the murine equivalent of a magnetic resonance imaging-compatible Ommaya reservoir, which is used clinically. This model, which is affixed to the skull, has been designated as the &#34;Murine Ommaya.&#34; As a therapeutic proof of concept, human epidermal growth factor receptor 2 antibodies (clone 7.16.4) were delivered into the CSF via the Murine Ommaya to treat mice with LMD from human epidermal growth factor receptor 2-positive breast cancer. The Murine Ommaya increases the efficiency of drug delivery using a miniature access port and prevents the wastage of excess drug; it does not interfere with CSF sampling for molecular and immunological studies. The Murine Ommaya is useful for testing novel therapeutics in experimental models of LMD.

Here, we describe a murine xenograft model that functionally resembles an Ommaya reservoir in patients. We developed the Murine Ommaya to study novel therapeutics for the universally fatal leptomeningeal disease.

Um modelo de xenoenxerto Murine Ommaya para estudar terapia direta da doença leptomeningeal

Leptomeningeal disease (LMD) is an uncommon type of central nervous system (CNS) metastasis to the cerebral spinal fluid (CSF). The most common cancers ...

Modeling Brain Metastasis Via Tail-Vein Injection of Inflammatory Breast Cancer Cells

Metastatic spread to the brain is a common and devastating manifestation of many types of cancer. In the United States alone, about 200,000 patients are diagnosed with brain metastases each year. Significant progress has been made in improving survival outcomes for patients with primary breast cancer and systemic malignancies; however, the dismal prognosis for patients with clinical brain metastases highlights the urgent need to develop novel therapeutic agents and strategies against this deadly disease. The lack of suitable experimental models has been one of the major hurdles impeding advancement of our understanding of brain metastasis biology and treatment. Herein, we describe a xenograft mouse model of brain metastasis generated via tail-vein injection of an endogenously HER2-amplified cell line derived from inflammatory breast cancer (IBC), a rare and aggressive form of breast cancer. Cells were labeled with firefly luciferase and green fluorescence protein to monitor brain metastasis, and quantified metastatic burden by bioluminescence imaging, fluorescent stereomicroscopy, and histologic evaluation. Mice robustly and consistently develop brain metastases, allowing investigation of key mediators in the metastatic process and the development of preclinical testing of new treatment strategies.

We describe a xenograft mouse model of breast cancer brain metastasis generated via tail-vein injection of an endogenously HER2-amplified inflammatory breast cancer cell line.

Modelando Metástase Cerebral Via Injeção Venosa Caudal de Células Inflamatórias de Câncer de Mama

Metastatic spread to the brain is a common and devastating manifestation of many types of cancer. In the United States alone, about 200,000 patients are ...