2人の批評家に原稿の優れた提案と改善を感謝します。ユタ大学ハンツマン・ガン研究所（Huntsman Cancer Institute / University of Utah）にも、動物飼育と維持管理に感謝します。この研究は、米国癌協会（＃124250-RSG-13-025-01-CSM）、NIH助成金（P30 CA042014 CRRプログラム）、ユタシードグラント大学、ハンツマン癌基金の資金提供を受けました。

全ての動物手順は、ユタ大学機関動物管理および使用委員会（IACUC＃16-03019）の動物保護ガイドラインに従って承認され、それに従った。 1.マイクロインジェクションのための装置の準備<ol><li> 注入プレートの準備。 <ol><li>卵水に溶解した1.2％アガロース（逆浸透水中の0.6g / Lアクアリウム塩+ 0.01mg / Lメチレンブルー）の50mL溶液を調製する。アガロースが溶解するまで溶液を沸騰させ、0.05mg / Lのメチレンブルーを添加して補充する。最終溶液25 mLを10 cmペトリ皿に注ぎ、固化させます。ステップ1.1.2の準備が整うまで、42℃の水浴中に残りの25mLのアガロース溶液を入れる。 </li><li>固化した表面の中心に直径2インチのビーカーをセットし、残りの25mLの1.2％アガロースを注ぎます。 注：これにより、プレートの周囲に注入面が形成され、中心にコアが形成されます。針サイズおよび腫瘍懸濁液の一貫性を試験するための領域を提供する。 <ol><li>注射プレートを注射前に少なくとも30分間28℃で、または長期保存のために4℃で維持する。 </li></ol></li></ol></li><li> 注射針を準備する。 <ol><li>ニードルは、ニードルプラー上の2本のニードルに外径1.2mm、内寸0.9mm（フィラメントなし）の10cmキャピラリーを引っ張って作成します。 注：各針は、全長が6cmで、端部の約1.5cmが先細になっています。 </li><li>慎重にプラスチックパラフィンフィルムで包まれた顕微鏡スライド上に針を置きます。かみそりの刃を使って45°の角度で針の端を切断し、先端に開口部​​を有する針を作成する。 注：通常、針の端から0.1 mm〜0.3 mmは取り外されます。傾斜した先端は、注射を行うために必要とされない。 </li></ol></li><li>マイクロインジェクションのセットアップを準備します。 <ol> &lt;li&gt;移植のための実体顕微鏡、マニピュレータ、マイクロインジェクタなどの標準的なマイクロインジェクションの設定を行います。 </li></ol></li></ol> 2.移植のための胚の準備<ol><li>記載されているように最大500のmitfa w2胚44 （または使用者が定義した他のゼブラフィッシュ遺伝子型の胚）を収集し、28℃のインキュベーターで維持する。 </li><li>卵水で希釈した10mg / mLのプロテアーゼカクテル溶液100μLを添加し、約20分間穏やかに揺することにより、24hpfで胚を脱皮する。新鮮な卵の水で胚を3回すすいで残留プロテアーゼを除去する。 </li><li>適切な発達段階のために48 hpfで胚をスクリーニングする。これは標準的なステージング系列の基準45で定義される。 注：移植のためには、正確に段階化され形態学的に正常な胚のみを使用すべきである。 </li><li>麻酔するペトリ皿中に0.002％のTricaine-Sを含有する卵の水中に約48hpfの胚を移植した。動きの停止を観察して適切な麻酔を確認する。 </li></ol> 3.腫瘍細胞懸濁液を作る注：ゼブラフィッシュ脳腫瘍モデルは、腫瘍遺伝子と腫瘍サプレッサー遺伝子の組み合わせを遺伝子操作することによって生成することができる17,46,47。ここで、 最近記載されたように、 sox10プロモーター駆動NRAS WT 、 p53 zdf1 / zdf1 CNS-PNETゼブラフィッシュモデルを使用した。 <ol><li> 0.4％トリカイン-Sの過剰摂取を用いてIACUC承認プロトコールに従って氷水に浸漬し、全身サイズの約20％の腫瘍を有する脳腫瘍魚を安楽死させる。 </li><li>蛍光標識した腫瘍をカミソリの刃でピンセットで切り取り、ピンセットを蛍光下で顕微鏡で滅菌技術を用いて洗浄し、5mLの1×リン酸緩衝食塩水（PBS）に入れる。 注：正確な解剖方法は、ユーザ定義であり、腫瘍の種類および組織の位置に依存する。異なるゼブラフィッシュの器官および脳腫瘍の解剖の詳細な手順については、リストされている参考文献を参照してください17,48。 </li><li>均一な濁った溶液が発生するまで、p1000ピペットを用いて腫瘍の質量を手動で破壊する。ピペットチップまたは40μmの細胞ストレーナーを使用して大きな微粒子を除去する（これは腫瘍に依存する）。懸濁液を室温で5分間、290×gで遠心分離し、上清を除去する。 注：蛍光活性化細胞選別（FACS）は、腫瘍細胞を単離するために実施されない。これにより、間質細胞、免疫細胞および腫瘍細胞の異種集団の移植が可能になる。 </li><li>腫瘍細胞ペレットを100μLの滅菌PBSに再懸濁し、1.5mLマイクロ遠心チューブ。 5μLの細胞懸濁液を取り、250μLのPBSで希釈する。血球計数器を用いて細胞の数を数える。懸濁液を290xgで3分間遠心分離し、上清を除去し、所望の細胞濃度を得るためにペレットを滅菌PBSに再懸濁する。 注：通常、30〜40μLの滅菌PBSに再懸濁した細胞は、粘性が高く不透明な溶液（細胞濃度≧100 cells / nL）を生成し、最も成功した移植を生成する傾向があります。細胞生存率は評価されない。 </li><li>移植手順中に腫瘍懸濁液を28℃のヒートブロック上に保存する。 </li></ol> 4. 2 dpf胚の第4の心室への腫瘍懸濁液の注入<ol><li>移送ピペットを用いて10-20の麻酔した胚（ステップ2.4から）を注射プレートの周辺に移す。胚は、インプラントプレート上に横方向に落ち、心室がはっきりと見え、アクセス可能でなければならない。角度のついたプローブを使用して、必要に応じて胚を調整し、胚を注射プレートの外縁から離します。 </li><li>ゲル充填ピペットチップを使用して、腫瘍細胞懸濁液1〜2μLを注射針に充填し、マニピュレーターに注射針を挿入する。 </li><li> ニードルを45°の角度にしてマニピュレータを手動で下げます。マイクロマニピュレーター上のノブをx、y、z方向に調整して、針が胚の頭のすぐ上で約5 mmになるようにします。実体顕微鏡の接眼レンズを見て、針が第4脳室を穿孔するまでマイクロマニピュレーターをx方向にゆっくりと調整します。針が心臓や卵黄を突き刺さないようにしてください。 <ol><li>腫瘍細胞懸濁液を注入するために、マイクロインジェクタに取り付けられたフットペダルを押す。 注記：射出圧力と時間はニードルの穴径によって異なりますが、開始点は5〜10 PSIと50〜100 msです。注入された腫瘍細胞の体積は、必要に応じて、鉱油への注射による標準的な油滴技術を用いて評価することができる。典型的には、0.1mmの液滴直径を有する500μLの注射が最良の結果を与える。 </li></ol></li><li>注入プレートから注入した胚を、新鮮な卵の水を用いてゆっくりとすすいだ。残りの手順のために、またはそれらがタンクで増殖するまで、胚の水を卵の水に入れて維持する（ステップ4.9.1に記載）。 </li><li>注入された胚を蛍光実体顕微鏡下で検査する。注射圧力、角度、針の大きさ、および細胞の懸濁粘度が、腫瘍細胞が心室の空間の25〜50％を満たすことを確認する。必要に応じてこれらのパラメータを調整します。 </li><li>残りの胚について、ステップ4.1〜4.5を繰り返す。必要に応じて追加の胚を麻酔する（2.4項を参照）。 注：経験豊富なユーザーは、3〜4時間にわたって最大300個の胚を注入することができます。 </li><li>胚を戻す28℃のインキュベーターを一晩インキュベートする。 </li><li> 翌日、記載されているように、正常な心臓および脳の発達などの形態学的および生理学的特徴を調べることによって胚生存を評価する。 </li><li>スクリーニングのために、移植後1日目（dpt）に、ステップ2.4に記載のように胚を麻酔する。 <ol><li>ペトリ皿の中央に4％メチルセルロースを添加し、メチルセルロース滴に胚を加えるために移送ピペットを使用してください。蛍光顕微鏡を使用して一貫した生着サイズのために、角度のついたプローブおよびスクリーニングを用いて胚（光源に面する腹側）を向ける。心室に限定されない腫瘍細胞を有する胚、または心室の空間の25％未満を含む腫瘍細胞を含む胚を除去する。 注：一貫した生着は、心室スペース17の 25〜50％を包含する単一の腫瘍塊を有する胚として定義される。スクリーニング目的のために、蛍光s1X対物レンズ、0.15開口数、0.7〜1.6Xの倍率、50ms〜1秒の露光時間を有する顕微鏡顕微鏡である。すべての画像で、GFPまたはRFPチャンネルの他に明視野チャンネルを使用します。 </li><li>腫瘍の維持のために、移植された胚を8 dpf（6 dpt）で45倍になるようにタンクに入れる。 </li></ol></li></ol> 5.細胞挙動のためのイメージング移植胚<ol><li> 1.2％低融点アガロース中で3〜8dpf（1-6dpt）で胚を麻酔し、マウントする（背側はカバースリップに面する）。必要に応じて、移動、細胞分裂、または細胞 - 細胞相互作用などの細胞の挙動を視覚化するために、所望の長さのレーザー走査共焦点顕微鏡を用いて、マウントされた胚の時間経過イメージングを行う38,43,53。 注：アスペクト比1,024 x 1,024、スキャン速度8＆181; s /ピクセル。スキャンの平均化を行い、全深部（1,000-1,500μm）の捕捉を確実にするためにz深度の寸法を定義する。さらに、40倍の対物レンズを使用して10〜15分ごとに画像を取得し、侵襲的な行動を監視する4時間のタイムラプス実験を行います。検出器の感度は腫瘍の質量に依存して変化し、レーザー出力は顕微鏡に依存するが、一般的には15〜40％であることが推奨される。 </li><li>イメージングが完了したら、角度のついたプローブを用いてアガロースからマウントされた胚を解放し、新鮮な卵の水でペトリ皿に移す。 </li></ol>移植胚への薬剤投与および腫瘍量の評価17 <ol><li>胚を3 dpfで麻酔し、腹側を光源に向けて4％メチルセルロース中でそれらを向ける。蛍光顕微鏡17を用いて前処理胚を画像化する。 </li><li>プラ移植した胚を12穴プレートに3 dpfで入れ、0.5 mlの卵水に1ウェルあたり10匹の胚を入れる。適切な量​​の薬物を加えて所望の最終濃度（ 例えば、 50μMのMEK阻害剤）を得、胚を28℃のインキュベーターに戻す。翌日、薄い穴の移送ピペットで薬剤で処理した卵の水を取り除き、新しい処置を加えます。胚が8 dpfに達するまでこれを毎日繰り返す。 </li><li> 8dpfで、胚を薬物処理から取り出し、それらを新鮮な卵の水に入れる。胚を麻酔し、4％メチルセルロース（光源に面する腹側）を麻酔する。蛍光顕微鏡を用いた画像胚後処理。記載されているように、適切なソフトウェアを使用して腫瘍領域を定量する。 </li><li>処理ごとに適切な胚を分離し、成長させるためにそれらをタンクに入れる。 4〜9週間後、魚を麻酔し、標準的な蛍光実体顕微鏡を用いてdエスケープ17 。 </li></ol>

著者は何も開示することはない。

このプロトコルは、完全にコンピテントな免疫系を発達させる2-dpf胚の心室にゼブラフィッシュ腫瘍細胞を注入することを含む、単純かつ効率的な移植アッセイを詳述する。これまでのところ、ゼブラフィッシュCNS-PNET17および黒色腫（データは示さず）は、腫瘍細胞の挙動および浸潤の長期研究のために首尾よく移植されている。このプロトコルの重要なステップには、適切な針の穴の大きさと適切な腫瘍細胞懸濁液の確保と適切な麻酔の宿主胚の確保が含まれます。個々の研究者ごとに、この技術のさらなる最適化には、腫瘍細胞濃度、注入圧力、および胚の配向の調整が含まれ得る。さらに、異なる腫瘍に由来する懸濁液の粘度には不均質性が存在する可能性があるので、異なる腫瘍型は、再懸濁および移植が多少難しくなる可能性がある。ただし、ニードルの穴径を調整してdiffe腫瘍懸濁液の希釈液を希釈することにより、腫瘍の粘性に関連する困難を克服することが可能である。 我々の経験では、心室の疎細胞/不一致細胞塊の最も一般的な理由は以下の通りである：1）腫瘍細胞懸濁液が希薄である。 2）針の口径が小さすぎる。 3）噴射時間と圧力が低すぎる。および/または4）残りの組織は、腫瘍から濾過されず、針内に留置された。腫瘍細胞懸濁液が注射後に心室から流出するとき、それは、1）心室の床に対する針の配置; 2）高い射出圧力および時間;および/または3）針の孔径が大きすぎる。移植された胚の低い生存は、1）長期間胚を麻酔すること; 2）注射プレート上に胚を残して乾燥させる。 3）気泡の心室への注入;および/または4）脳などの重要な臓器を突き刺すこと、および針は心室を通過したので、心臓。 成体または胚性ゼブラフィッシュ脳における腫瘍移植の従来の方法は、成人（遺伝的に、薬理学的に、または放射線を介して ）の免疫抑制に依存するか、または胚38,43,52,53,54におけるヒトまたはマウス細胞の短期間の研究に限定されている 。例えば、マウス脳腫瘍は、短期間（約2日間）の前臨床薬物アッセイで使用するために、デキサメタゾン免疫抑制30-dpf、若年ゼブラフィッシュに鼻腔内注射することができる54 。しかし、これらの実験における注射部位は、頭蓋および脳組織によって覆い隠され、正常な脳組織への損傷をもたらし、宿主の生存率および生着効率を低下させる可能性がある。別の最近記載された方法は、ヒトの膠葉の注射ラストーマ細胞株をゼブラフィッシュ胚の中脳領域に導入し、成長、浸潤および薬物応答の短期分析を可能にした43 。再度、注射部位の正確な位置は可変であり、正常組織に損傷を与える可能性がある。従って、胚性脳移植の従来の方法は、宿主の生存能力を損なうことが多く、これらの研究を短期間の分析（ すなわち、 2〜14日）に制限し、不明瞭な注射部位による個々の注射間の可変性の増加をもたらし、複数の世代にわたる細胞挙動および薬物反応または再移植の長期的な分析が含まれる。 ここに記載されている方法は、ゼブラフィッシュの胚性および免疫不全移植技術における現在の限界に対処するもので、研究者は、1）周辺組織への損傷を最小限に抑えながら同じ場所に再現性よく注射することができる。 2）注射部位を直接可視化して最大化する生着効率; 3）1日に何百もの胚を移植する。 4）免疫賦活動物において腫瘍が増殖することを可能にする; 5）ゼブラフィッシュの寿命にわたって腫瘍細胞の挙動および耐性薬物応答のモニタリングを可能にする; 6）腫瘍の進化または薬物再発のメカニズムに関する潜在的な研究のために、多くの世代にわたって腫瘍の再移植が可能である。さらに、このプロトコルにより、研究者は異なる免疫集団を含む宿主応答の評価に任意のゼブラフィッシュ遺伝子型を利用することが可能になる。これらの特性により、この方法はすでにゼブラフィッシュで標準的なマイクロインジェクションを行っているラボで容易に適用できます。最後に、この方法は、ゼブラフィッシュ脳腫瘍の同所注射に理想的であるが、肝臓または膵臓などの他の腫瘍型を移植する場合、同位体部位は免疫能力より重要であり得る（ 例えば、研究者が間質腫瘍増殖に関する微小環境）。このシナリオでは、新しく開発された免疫不全ゼブラフィッシュモデルは、同所性腫瘍移植を行うために、より適切かもしれない11 。 このプロトコルは、腫瘍細胞の競合アッセイを実施し、二重標識腫瘍を注入するために使用されている。水への薬剤の添加による移植後の胚の治療を含む、腫瘍形成に対する化学化合物の有効性の評価のための潜在的な治療戦略も議論された。移植前の腫瘍細胞のエクスビボ治療のための方法も以前に報告されている17 。さらに、移植された腫瘍は、複数回の再移植のためにプールされており、腫瘍進化および化学療法抵抗性の研究に有益であろう17 。現在、前臨床試験は、潜在的な化合物の有効性を評価するためのマウス異種移植片に依存している。しかし、これらの研究は時間がかかるコストがかかる。ゼブラフィッシュとヒトの間の発がん性シグナル伝達経路の高度の保存を考慮すると、この方法は従来のマウスおよびヒトの細胞研究を補完して、前臨床および臨床試験に入る有効化合物のより迅速な同定を可能にする。結局のところ、この方法は、プライマリ患者の腫瘍の迅速な化学的スクリーニングに有用であることが判明する可能性があり、パーソナライズド・メディス・イニシアチブをさらに推進する可能性がある。しかしながら、ゼブラフィッシュ（成体または胚）におけるヒト細胞の長期間の増殖のための条件を同定する必要がある。

免疫不全動物、特にマウス異種移植片への腫瘍細胞の移植は、癌細胞増殖1,2 、生存、浸潤および転移を制御するメカニズムを研究するために広く使用されている技術であり、同様にプラットフォームを提供するスクリーニング用薬物5,6,7 。より最近では、原発性腫瘍サンプルの免疫不全マウスへの移植は、診断および前臨床薬物スクリーニング目的のための患者由来異種移植（PDX）モデルを生成するために使用されており、パーソナライズド医薬品イニシアチブのバックボーンである8,9,10,11 。しかし、重要な証拠は、免疫系の調節幹は、腫瘍の行動および患者の転帰に劇的な影響を及ぼす可能性がある12,13 。これは、ヒト免疫細胞を腫瘍細胞と同時移植することによってマウスの免疫系が再構成される「ヒト化」マウスを含む異種移植に基づく技術の再設計を促した。しかしながら、このアプローチは技術的に困難であり、その技術に関連した変動する再現性および毒性があり、重要なコスト14,15に加えています。従って、免疫賦活動物における新しい移植技術は、癌進行および薬物応答の免疫および腫瘍特異的メカニズムの発見を加速するために必要とされる。 ゼブラフィッシュは、ヒトがんの研究のための代替動物モデルであり、現在20以上のがんモデルが確立されており、 16例には、悪性度の高い脳17 、メラ<html> noma 18,19,20 、および膵臓癌21,22ならびに多くの白血病23,24,25,26,27が挙げられる。ゼブラフィッシュシステムの2つの特質は、癌研究に特に適している：1）半透明動物の光学的透明性は、単純な顕微鏡技術を用いた癌細胞の挙動（ すなわち、増殖、生存、浸潤および播種）女性のゼブラフィッシュは、低コストで遺伝子スクリーニングまたは薬物スクリーニングのための動物数の迅速なスケーリングを可能にし、1日あたり200個の胚を産生することができる。さらに、ゼブラフィッシュおよびヒトの癌ゲノムは、高度に保存されている（癌遺伝子および腫瘍抑制遺伝子を含む）これらの特性はまた、ゼブラフィッシュを移植技術の理想的な動物モデルとし、システムのイメージング、スケーラビリティ、および低コストを利用します。 免疫不全ゼブラフィッシュにおける以前の腫瘍移植研究は、自己再生能、腫瘍悪性腫瘍、および浸潤/播種の同定を容易にした11,29。腫瘍細胞挙動の短期間の研究は、γ線を照射した成人への移植後に行うことができ、その免疫系は〜20日間効果的に抑制される11,30。成人ゼブラフィッシュのデキサメタゾンによる治療は、拒絶反応が起こるまでに30日までB細胞およびT細胞を抑制する31 。別のあまり一般的でない戦略は、クローンゼブラフィッシュ株免疫能を有する宿主における長期的な調査を可能にする。しかしながら、限られた数のクローン株しか生成されず、産卵数が少ないために維持することが困難である。さらに、確立されたゼブラフィッシュ腫瘍モデルのほとんどは、他の遺伝的背景において生成されるので、免疫系を抑制することなくこれらの腫瘍をクローン株に移植することはできない11,33,34。長期移植研究を改善するためのより最近のアプローチには、複数の癌35,36の移植に成功したB細胞機能およびT細胞機能の障害を有するrag2 E450fs突然変異株の開発が含まれる。クローンゼブラフィッシュ系統または免疫不全宿主の必要性を回避するために、多数のグループが早期段階の胚を使用している（ すなわち、 &gt; 72馬力これらの胚はまだ適応免疫系を完全に発達させていない37,38,39,40,41,42,43のヒト腫瘍細胞移植のための胚性幹細胞移植（ost-fertilization（hpf））がある。しかしながら、これらの方法は、ヒト癌細胞または移植技術自体が宿主を殺し、長期間の研究および再移植を妨げるため、腫瘍細胞の挙動または薬物応答（通常は2週間未満）の短期分析に限定される。 このプロトコールは、受精後2日（dpf）胚の脳の第4脳室の内腔への修正された胚移植法を詳述している。それは宿主に対する毒性を最小限に抑え、腫瘍細胞の長期生着のためにゼブラフィッシュ脳腫瘍モデルと組み合わせることができます。従って、この技術は、腫瘍の異種性、宿主/免疫応答、薬物応答、または転移能についての将来の研究を容易にし、腫瘍細胞の新しい世代への再移植のための最低限度を提供する。この方法は、最大90％の生着を伴い、1日に1人のユーザーが最大300回の移植を行うことができるため、シンプルで効率的でスケーラブルです。これにより、遺伝子または薬物スクリーニングプロジェクトのために、単一の原発腫瘍を2 dpfの数百の胚に迅速に増殖させることが可能になり、または数ヶ月にわたって様々な宿主背景で脳腫瘍細胞の行動を直接視覚化することが可能になる。

<table><tbody><tr><td>Egg water</td><td>in house</td><td></td><td>maintaining embryos, making injection plate&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Methylene Blue&amp;nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M9140</td><td>add to egg water to prevent fungal growth</td></tr><tr><td>Petri dish</td><td>Thermo Fisher</td><td>FB0875711Z&amp;nbsp;</td><td>housing embryos, making injection plate</td></tr><tr><td>50 mL&amp;nbsp; beaker (2 inch diameter)</td><td>Any commercial brand</td><td></td><td>making injection plate</td></tr><tr><td>Agarose</td><td>Denville</td><td>CA3510-8</td><td>making injection plate</td></tr><tr><td>Glass Container</td><td>Any commercial brand</td><td></td><td>making injection plate</td></tr><tr><td>Tweezers</td><td>Fine Science Tools</td><td>11295-10</td><td>tumor dissection</td></tr><tr><td>Razor Blade</td><td>Thermo Fisher</td><td>12640</td><td>needle preparation, tumor dissection</td></tr><tr><td>Glass slide wrapped in parafilm</td><td>Any commercial brand</td><td></td><td>needle preparation</td></tr><tr><td>Phosphate Buffered Saline 1x, pH 7.4</td><td>Life Technologies</td><td>10010023</td><td>tumor resuspension</td></tr><tr><td>Cell strainer, 40 &amp;micro;m</td><td>Corning Falcon</td><td>352340</td><td>tumor resuspension</td></tr><tr><td>1,000 &amp;micro;L filter tips</td><td>any commercial brand</td><td></td><td>tumor resuspension</td></tr><tr><td>100 &amp;micro;L filter tips</td><td>any commercial brand</td><td></td><td>tumor resuspension</td></tr><tr><td>50 mL conical tubes</td><td>Genesee Scientific&amp;nbsp;</td><td>21-108</td><td>tumor resuspension</td></tr><tr><td>15 mL conical tubes</td><td>Genesee Scientific&amp;nbsp;</td><td>21-103&amp;nbsp;</td><td>tumor resuspension</td></tr><tr><td>1.7 mL microtubes</td><td>Genesee Scientific&amp;nbsp;</td><td>24-281</td><td>tumor resuspension</td></tr><tr><td>Micropipettes</td><td>Any commercial brand</td><td></td><td>tumor resuspension and transplantation</td></tr><tr><td>Glass capillary (no filament)</td><td>World Precision Instruments</td><td>&amp;nbsp;TW120-4</td><td>tumor transplantation</td></tr><tr><td>Needle puller</td><td>Sutter Instruments</td><td>P-97</td><td>tumor transplantation</td></tr><tr><td>Microloader tips</td><td>Eppendorf</td><td>930001007</td><td>tumor transplantation</td></tr><tr><td>Microinjector</td><td>Harvard Apparatus</td><td>PLI-90</td><td>tumor transplantation</td></tr><tr><td>Tricaine-S (MS-222)</td><td>Western Chemical</td><td>TRS1</td><td>tumor transplantation, anesthetic</td></tr><tr><td>Angled Probe</td><td>Fine Science Tools</td><td>10140-02</td><td>embryo manipulation</td></tr><tr><td>Transfer Pipette</td><td>Any commercial brand</td><td></td><td>embryo manipulation</td></tr><tr><td>Centrifuge</td><td>Eppendorf</td><td>5810R</td><td>required during tumor resuspension</td></tr><tr><td>Microcentrifuge</td><td>Eppendorf</td><td>5424</td><td>required during tumor resuspension</td></tr><tr><td>Stereomicroscope</td><td>Olympus</td><td>SZ61</td><td>tumor transplantation</td></tr><tr><td>Fluorescent Stereomicroscope</td><td>Olympus</td><td>SZX16</td><td>imaging tumor transplants</td></tr><tr><td>Microscope Camera</td><td>Olympus</td><td>DP-72</td><td>imaging tumor transplants</td></tr><tr><td>Methylcellulose&amp;nbsp;</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>M7140</td><td>imaging tumor transplants</td></tr><tr><td>Incubator</td><td>Any commercial brand</td><td></td><td>maintaining embryos, warming up injection plate</td></tr><tr><td>Microwave</td><td>Any commercial brand</td><td></td><td>making injection plate</td></tr><tr><td>Scale</td><td>Any commercial brand</td><td></td><td>making injection plate</td></tr><tr><td>Gloves</td><td>Any commercial brand</td><td></td><td>all aspects of the protocol</td></tr><tr><td>Low Melt Agarose</td><td>Any commercial brand</td><td></td><td>confocal imaging of embryos</td></tr><tr><td>Glass Bottom Dish</td><td>Mattek Corporation</td><td>P35G-1.0-20-C</td><td>confocal imaging of embryos</td></tr><tr><td>Laser-scanning confocal microscope</td><td>Olympus</td><td>FLUOVIEW FV1200</td><td>confocal imaging of embryos</td></tr><tr><td>Pronase</td><td>Roche Diagnostics</td><td>11459643001</td><td>dechorionate embryos</td></tr><tr><td>PBS</td><td>Any commercial brand</td><td></td><td>resuspend tumor/tumor cells</td></tr><tr><td>12-well plate</td><td>Any commercial brand</td><td></td><td>drug treatment of embryos</td></tr><tr><td>Thin-bore transfer pipette</td><td>Any commercial brand</td><td></td><td>drug treatment of embryos</td></tr><tr><td>Hemocytometer</td><td>Any commericial brand</td><td></td><td>For counting tumor cells in suspension</td></tr><tr><td>N2</td><td>Any commericial brand</td><td></td><td>For microinjector set up</td></tr></tbody></table>

transplantation of zebrafish pediatric brain tumors into immune-competent hosts for long-term study of tumor cell behavior and drug response

腫瘍細胞移植は、癌細胞増殖、移動、および宿主応答を制御するメカニズムを定義するとともに、治療に対する潜在的な患者の応答を評価する重要な技術である。現在の方法は、腫瘍移植片の拒絶を避けるために、同系または免疫不全動物の使用に大きく依存する。そのような方法は、免疫腫瘍細胞相互作用の分析をしばしば妨げる特定の遺伝的株の使用を必要とする、および/または特定の遺伝的背景に限定される。ゼブラフィッシュの代替法は、腫瘍細胞を短期アッセイ（ すなわち、 3〜10日）で使用するために移植する、3日前に胚の脳における不完全に発達した免疫系を利用する。しかしながら、これらの方法は、宿主の致死性を引き起こし、腫瘍細胞の挙動および薬物応答の長期的な研究を妨げる。このプロトコルは、ゼブラフィッシュ脳腫瘍組織の長期的な同所性移植のための単純かつ効率的な方法を記載している。2日齢の免疫能のあるゼブラフィッシュの第4脳室に送達する。この方法は、1）浸潤および播種などの腫瘍細胞の挙動の長期間の研究; 2）薬物に対する耐性腫瘍応答; 3）腫瘍進展および/または異なる宿主の遺伝的背景の影響の研究のための腫瘍の再移植。要約すると、この技術により、がん研究者は遠隔地の生着、侵入、成長を評価するだけでなく、数ヶ月にわたって化学スクリーニングや細胞競合アッセイを行うことができます。このプロトコールは、他の腫瘍型の研究に拡張することができ、化学療法抵抗性および転移のメカニズムを解明するために使用することができる。

腫瘍移植および生着この手順の模式的な概要を図1に示します。蛍光標識された腫瘍細胞を原発臓器部位から抽出し、単一細胞懸濁液を2-dpf mitfa w2ゼブラフィッシュ胚44の第4脳室に移植するために生成する。 図2は、中枢神経系の原始的な神経外胚葉性腫瘍（CNS-PNET）のゼブラフィッシュモデルを用いたこの方法の代表的な結果を示しており、 sox10プロモーターは、 p53欠損性前駆体前駆細胞におけるmCherryに融合した野生型NRASまたは活性化NRAS 17 。 メラノフォアを欠くmitfa w2ゼブラフィッシュ44変異体を用いて、より容易に視覚化した移植後の腫瘍細胞および/または成人期までの間に生じる。 Casper 50のような他の色素変異体を用いてさらなる画像形成透明度を提供することもできる。移植後24時間ほど早く、腫瘍細胞は周囲の脳組織に侵入するのが見られます（ 図2A 、3 dpf、矢印）。腫瘍移植片は、次の週（ 図2A 、8dpf）にわたって心室および周囲の脳組織内で成長し続ける。この時点で、腎臓の領域でも蛍光が観察される（ 図2A 、アスタリスク）。これは、腎臓機能を評価するためのアッセイとして蛍光色素を使用する先行研究と一致する、腎臓が移植からの細胞破片を濾過することによると考えられる51 。腫瘍細胞は増殖を続け、浸潤するので、28dpfまでゼブラフィッシュ脳全体に腫瘍の塊が見られる（ 図2A 、28dpf）。 図2Bの上部パネルに示す 。腫瘍移植は典型的には胚の80〜90％で達成され、腫瘍移植は成人期まで持続する。 3つの代表的な例が図2Bの下のパネルに示されている。これにより、腫瘍移植体を収穫し、数世代にわたって凍結または再移植することが可能になる。 腫瘍浸潤および薬物応答 図3Aは、GFP（腫瘍A）またはmCherry（腫瘍B）のいずれかで標識された2つの異なる腫瘍を全腫瘍によって採取する同時移植スキームを示すまたは解離（ここではFACSは使用しないが、必要に応じてFACSソートした腫瘍細胞を使用することができる）。腫瘍AおよびBは、異なる位置に由来してもよく、異なる癌遺伝子で誘導されてもよく、異なる遺伝的背景で誘導されてもよい。各腫瘍を単一細胞懸濁液に加工し、腫瘍細胞を1：1の比で一緒に混合し、2-dpf胚に移植する。生着、成長、侵入、および腫瘍A対腫瘍Bの普及などの腫瘍特性を、同じ宿主で観察することができ、技術および遺伝的背景に対する内部対照を可能にする。 図3Bでは、視神経のNRAS駆動のmCherry標識ゼブラフィッシュCNS-PNETおよび小脳のGFP標識CNS-PNETを採取し、単細胞懸濁液に加工した。細胞を計数し、各腫瘍の等しい数の細胞を一緒に混合し、2-dpf胚に移植した。 4つのd移植後、胚を共焦点顕微鏡で画像化した。 tectum腫瘍細胞（赤色）が小脳腫瘍よりも宿主の脳（矢印）に広範に移動することを実証する代表的な胚が示されている。 蛍光標識された腫瘍細胞を移植された胚は、腫瘍成長を阻害する化合物を同定するために薬物治療レジメンで使用することができる。 図3Cは、腫瘍移植を治療および画像化するための典型的なタイムラインである。移植24時間後に、胚に生着サイズを一定にしてアクセスさせ、処置群に分割する。提供された実施例では、 NRAS駆動のmCherry標識ゼブラフィッシュCNS-PNETを移植した胚を50μMのジメチルスルホキシド（DMSO）またはMEK阻害剤（AZD6244）で処理する。 図3Cに概説されるように、胚を5日間処理し、8dpfで画像化する。 図3D （左のパネル）は、<html> 2つの処置群の動物を示す。記載されているように、MEK阻害剤処理胚はDMSOで処理した胚よりも有意に低い蛍光量を有する。動物を画像化した後、薬物なしでタンクに移し、腫瘍の成長を2ヶ月間監視する。提供された実施例において、MEK阻害剤処理は、成魚において耐久性のある応答をもたらす（ 図3D 、右パネル）。薬物治療、画像化および定量化のさらなる詳細については、参考文献17を参照のこと。 <img alt="図1" src="/files/ftp_upload/55712/55712fig1.jpg" /> 図1：2-dpfゼブラフィッシュ胚の第4の心室への腫瘍細胞移植のプロトコル概略図。代替エンドポイント分析（セクション4.9-6）を含むプロトコルのセクション3から4の一般的な概略図。/55712/55712fig1large.jpg &quot;target =&quot; _ blank &quot;&gt;この図の拡大版を表示するには、ここをクリックしてください。 <img alt="図2" src="/files/ftp_upload/55712/55712fig2.jpg" /> 図2：腫瘍の移植および進行。 （A）mCherryで標識されたゼブラフィッシュ初代CNS-PNET17腫瘍細胞を、2-dpf胚の第4脳室に移植した。 3dpfでは、腫瘍細胞は周囲の脳組織に侵入するように見える（矢印）。 8dpfでは、腫瘍細胞は心室で増殖している。赤色腫瘍細胞はまた、周囲の脳組織および腎臓（アスタリスク）にも存在する。 28dpfで、腫瘍細胞は侵入し、宿主の脳全体に増殖する。 （B）トップパネル。 mCherry標識ゼブラフィッシュ脳腫瘍細胞を移植した7つの3-dpf胚。腫瘍細胞は、高い生着率（ すなわち、典型的には85/100胚）を有する何百もの胚に一貫して移植することができる。中と下パネル。受精後4〜8週間（wpf）の移植腫瘍を有する3種の代表的な成魚。腫瘍は蛍光顕微鏡で視覚化することができる。 <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55712/55712fig2large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を見るには、ここをクリックしてください。</a> <img alt="図3" src="/files/ftp_upload/55712/55712fig3.jpg" /> 図3：腫瘍侵襲と薬物反応の比較 （ A ）視床または小脳からのCNS-PNETs17をそれぞれmCherryまたはGFPで標識し、単一細胞懸濁液に加工し、1：1の比で一緒に混合し、2-dpf胚に同時移植する。 （ B ）視神経乳頭からのGFP標識小脳腫瘍細胞とmCherry標識腫瘍細胞との混合懸濁液を同時移植した6-dpf胚。 tにおける各腫瘍の侵襲性の差同じ受容者を蛍光顕微鏡を用いて観察することができる。この例では、mCherry標識腫瘍細胞は、GFPで標識された腫瘍細胞よりも広範に移動する（矢印）。 （ C ）腫瘍細胞を移植された胚に対する薬物治療のタイムライン。 （ D ）DMSO対照または50μMMEK阻害剤のいずれかを用いて、治療レジメンの終わり（8dpf）および治療後8週間（8wpf）の代表動物の画像。腫瘍の負担は、記載されているように、蛍光を定量化することによって測定することができる17 。この実験において、mCherry標識腫瘍細胞の増殖は、MEK阻害剤処理胚において減少し、成人において耐久性応答に変換される。 <a href="http://ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55712/55712fig3large.jpg" target="_blank">この図の拡大版を見るには、ここをクリックしてください。</a>

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Transplantation of Zebrafish Pediatric Brain Tumors into Immune-competent Hosts for Long-term Study of Tumor Cell Behavior and Drug Response

癌細胞の移植は、癌のメカニズムおよび治療応答の同定のための重要なツールである。現在の技術は免疫不全動物に依存する。ここでは、腫瘍細胞の挙動およびインビボでの薬物応答の長期解析のために、ゼブラフィッシュ腫瘍細胞を免疫コンピテント胚に移植する方法を説明する。

腫瘍細胞の挙動および薬物応答の長期的研究のためのゼブラフィッシュ小児脳腫瘍の免疫適格宿主への移植

Tumor cell transplantation is an important technique to define the mechanisms controlling cancer cell growth, migration, and host response, as well as to ...

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Research

JoVE Journal

Cancer Research

11.4K ビュー.  University of Utah School of Medicine. 癌細胞の移植は、癌のメカニズムおよび治療応答の同定のための重要なツールである。現在の技術は免疫不全動物に依存する。ここでは、腫瘍細胞の挙動およびインビボでの薬物応答の長期解析のために、ゼブラフィッシュ腫瘍細胞を免疫コンピテント胚に移植する方法を説明する。 

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Invasive Behavior of Human Breast Cancer Cells in Embryonic Zebrafish

In many cases, cancer patients do not die of a primary tumor, but rather because of metastasis. Although numerous rodent models are available for studying cancer metastasis in vivo, other efficient, reliable, low-cost models are needed to quickly access the potential effects of (epi)genetic changes or pharmacological compounds. As such, we illustrate and explain the feasibility of xenograft models using human breast cancer cells injected into zebrafish embryos to support this goal. Under the microscope, fluorescent proteins or chemically labeled human breast cancer cells are transplanted into transgenic zebrafish embryos, Tg (fli:EGFP), at the perivitelline space or duct of Cuvier (Doc) 48 h after fertilization. Shortly afterwards, the temporal-spatial process of cancer cell invasion, dissemination, and metastasis in the living fish body is visualized under a fluorescent microscope. The models using different injection sites, i.e., perivitelline space or Doc are complementary to one another, reflecting the early stage (intravasation step) and late stage (extravasation step) of the multistep metastatic cascade of events. Moreover, peritumoral and intratumoral angiogenesis can be observed with the injection into the perivitelline space. The entire experimental period is no more than 8 days. These two models combine cell labeling, micro-transplantation, and fluorescence imaging techniques, enabling the rapid evaluation of cancer metastasis in response to genetic and pharmacological manipulations.

Here, we describe xenograft zebrafish models using two different injection sites, i.e., perivitelline space and duct of Cuvier, to investigate the invasive behavior and to assess the intravasation and extravasation potential of human breast cancer cells, respectively.

胚ゼブラフィッシュにおけるヒト乳癌細胞の浸潤挙動

In many cases, cancer patients do not die of a primary tumor, but rather because of metastasis. Although numerous rodent models are available for studying ...

がん研究

In Vivo Imaging and Quantitation of the Host Angiogenic Response in Zebrafish Tumor Xenografts

Tumor angiogenesis is a key target of anti-cancer therapy and this method has been developed to provide a new model to study this process in vivo. A zebrafish xenograft is created by implanting mammalian tumor cells into the perivitelline space of two days-post-fertilization zebrafish embryos, followed by measuring the extent of the angiogenic response observed at an experimental endpoint up to two days post-implantation. The key advantage to this method is the ability to accurately quantitate the zebrafish host angiogenic response to the graft. This enables detailed examination of the molecular mechanisms as well as the host vs tumor contribution to the angiogenic response. The xenografted embryos can be subjected to a variety of treatments, such as incubation with potential anti-angiogenesis drugs, in order to investigate strategies to inhibit tumor angiogenesis. The angiogenic response can also be live-imaged in order to examine more dynamic cellular processes. The relatively undemanding experimental technique, cheap maintenance costs of zebrafish and short experimental timeline make this model especially useful for the development of strategies to manipulate tumor angiogenesis.

The aim of this method is to generate an in vivo model of tumor angiogenesis by xenografting mammalian tumor cells into a zebrafish embryo that has fluorescently-labelled blood vessels. By imaging the xenograft and associated vessels, a quantitative measurement of the angiogenic response can be obtained.

ゼブラフィッシュ腫瘍異種移植片における宿主血管新生応答の生体内イメージングと定量

Tumor angiogenesis is a key target of anti-cancer therapy and this method has been developed to provide a new model to study this process in vivo. A ...

Drug Screening of Primary Patient Derived Tumor Xenografts in Zebrafish

Patient derived xenograft models are critical in defining how different cancers respond to drug treatment in an in vivo system. Mouse models are the standard in the field, but zebrafish have emerged as an alternative model with several advantages, including the ability for high-throughput and low-cost drug screening. Zebrafish also allow for in vivo drug screening with large replicate numbers that were previously only obtainable with in vitro systems. The ability to rapidly perform large scale drug screens may open up the possibility for personalized medicine with rapid translation of results back to clinic. Zebrafish xenograft models could also be used to rapidly screen for actionable mutations based on tumor response to targeted therapies or to identify new anti-cancer compounds from large libraries. The current major limitation in the field has been quantifying and automating the process so that drug screens can be done on a larger scale and be less labor-intensive. We have developed a workflow for xenografting primary patient samples into zebrafish larvae and performing large scale drug screens using a fluorescence microscope equipped imaging unit and automated sampler unit. This method allows for standardization and quantification of engrafted tumor area and response to drug treatment across large numbers of zebrafish larvae. Overall, this method is advantageous over traditional cell culture drug screening as it allows for growth of tumor cells in an in vivo environment throughout drug treatment, and is more practical and cost-effective than mice for large scale in vivo drug screens.

Zebrafish xenograft models allow for high-throughput drug screening and fluorescent imaging of human cancer cells in an in vivo microenvironment. We developed a workflow for large scale, automated drug screening on patient-derived leukemia samples in zebrafish using an automated fluorescence microscope equipped imaging unit.

ゼブラフィッシュにおける原発性腫瘍異種移植片の薬物スクリーニング

Patient derived xenograft models are critical in defining how different cancers respond to drug treatment in an in vivo system. Mouse models are the ...

Generation of Zebrafish Larval Xenografts and Tumor Behavior Analysis

Zebrafish larval xenografts are being widely used for cancer research to perform in vivo and real-time studies of human cancer. The possibility of rapidly visualizing the response to anti-cancer therapies (chemo, radiotherapy, and biologicals), angiogenesis and metastasis with single cell resolution, places the zebrafish xenograft model as a top choice to develop preclinical studies.

The zebrafish larval xenograft assay presents several experimental advantages compared to other models, but probably the most striking is the reduction of size scale and consequently time. This reduction of scale allows single cell imaging, the use of a relatively low number of human cells (compatible with biopsies), medium-high-throughput drug screenings, but most importantly enables a significant reduction of the time of the assay. All these advantages make the zebrafish xenograft assay extremely attractive for future personalized medicine applications.

Many zebrafish xenograft protocols have been developed with a wide diversity of human tumors; however, a general and standardized protocol to efficiently generate zebrafish larval xenografts is still lacking. Here we provide a step-by-step protocol, with tips to generate xenografts and guidelines for tumor behavior analysis, whole-mount immunofluorescence, and confocal imaging quantification.

Here, we provide a step-by-step protocol, with tips to generate xenografts and guidelines for tumor behavior analysis, whole-mount immunofluorescence, and confocal imaging quantification.

ゼブラフィッシュラーバル異種移植片の生成と腫瘍行動解析

Zebrafish larval xenografts are being widely used for cancer research to perform in vivo and real-time studies of human cancer. The possibility of rapidly ...

Zebrafish Model of Neuroblastoma Metastasis

Zebrafish has emerged as an important animal model to study human diseases, especially cancer. Along with the robust transgenic and genome editing technologies applied in zebrafish modeling, the ease of maintenance, high-yield productivity, and powerful live imaging altogether make the zebrafish a valuable model system to study metastasis and cellular and molecular bases underlying this process in vivo. The first zebrafish neuroblastoma (NB) model of metastasis was developed by overexpressing two oncogenes, MYCN and LMO1, under control of the dopamine-beta-hydroxylase (d&#946;h) promoter. Co-overexpressed MYCN and LMO1 led to the reduced latency and increased penetrance of neuroblastomagenesis, as well as accelerated distant metastasis of tumor cells. This new model reliably reiterates many key features of human metastatic NB, including involvement of clinically relevant and metastasis-associated genetic alterations; natural and spontaneous development of metastasis in vivo; and conserved sites of metastases. Therefore, the zebrafish model possesses unique advantages to dissect the complex process of tumor metastasis in vivo.

This paper introduces the method of developing, characterizing, and tracking in real-time the tumor metastasis in zebrafish model of neuroblastoma, specifically in the transgenic zebrafish line with overexpression of MYCN and LMO1, which develops metastasis spontaneously.

神経芽細胞腫転移のゼブラフィッシュモデル

Zebrafish has emerged as an important animal model to study human diseases, especially cancer. Along with the robust transgenic and genome editing ...

Normal and Malignant Muscle Cell Transplantation into Immune Compromised Adult Zebrafish

Zebrafish have become a powerful tool for assessing development, regeneration, and cancer. More recently, allograft cell transplantation protocols have been developed that permit engraftment of normal and malignant cells into irradiated, syngeneic, and immune compromised adult zebrafish. These models when coupled with optimized cell transplantation protocols allow for the rapid assessment of stem cell function, regeneration following injury, and cancer. Here, we present a method for cell transplantation of zebrafish adult skeletal muscle and embryonal rhabdomyosarcoma (ERMS), a pediatric sarcoma that shares features with embryonic muscle, into immune compromised adult rag2E450fs homozygous mutant zebrafish. Importantly, these animals lack T cells and have reduced B cell function, facilitating engraftment of a wide range of tissues from unrelated donor animals. Our optimized protocols show that fluorescently labeled muscle cell preparations from &#945;-actin-RFP transgenic zebrafish engraft robustly when implanted into the dorsal musculature of rag2 homozygous mutant fish. We also demonstrate engraftment of fluorescent-transgenic ERMS where fluorescence is confined to cells based on differentiation status. Specifically, ERMS were created in AB-strain myf5-GFP; mylpfa-mCherry double transgenic animals and tumors injected into the peritoneum of adult immune compromised fish. The utility of these protocols extends to engraftment of a wide range of normal and malignant donor cells that can be implanted into dorsal musculature or peritoneum of adult zebrafish.

Here, we present a protocol for cell transplantation of zebrafish skeletal muscle and embryonal rhabdomyosarcoma (ERMS) into adult immune compromised rag2E450fs homozygous mutant zebrafish. This protocol allows for the efficient analysis of regeneration and malignant transformation of muscle cells.

免疫低下アダルトゼブラフィッシュへの正常および悪性筋細胞移植

Zebrafish have become a powerful tool for assessing development, regeneration, and cancer. More recently, allograft cell transplantation protocols have ...

免疫・感染学

ゼブラフィッシュ幼生の効率的なIn vivo腫瘍研究への活用

A Simple, Rapid, and Effective Method for Tumor Xenotransplantation Analysis in Transparent Zebrafish Embryos

In vivo studies of tumor behavior are a staple of cancer research; however, the use of mice presents significant challenges in cost and time. Here, we present larval zebrafish as a transplant model that has numerous advantages over murine models, including ease of handling, low expense, and short experimental duration. Moreover, the absence of an adaptive immune system during larval stages obviates the need to generate and use immunodeficient strains. While established protocols for xenotransplantation in zebrafish embryos exist, we present here an improved method involving embryo staging for faster transfer, survival analysis, and the use of flow cytometry to assess disease burden. Embryos are staged to facilitate rapid cell injection into the yolk of the larvae and cell marking to monitor the consistency of the injected cell bolus. After injection, embryo survival analysis is assessed up to 7 days post injection (dpi). Finally, disease burden is also assessed by marking transferred cells with a fluorescent protein and analysis by flow cytometry. Flow cytometry is enabled by a standardized method of preparing cell suspensions from zebrafish embryos, which could also be used in establishing the primary culture of zebrafish cells. In summary, the procedure described here allows a more rapid assessment of the behavior of tumor cells in vivo with larger numbers of animals per study arm and in a more cost-effective manner.

著者スポットライト:ゼブラフィッシュにおける腫瘍異種移植を用いたがん治療の進歩

We describe a protocol for xenotransplantation into the yolk of transparent zebrafish embryos that is optimized by a simple, rapid staging method. Post-injection analyses include survival and assessing the disease burden of xenotransplanted cells by flow cytometry.

透明ゼブラフィッシュ胚における腫瘍異種移植解析のための簡便、迅速、効果的な方法

In vivo studies of tumor behavior are a staple of cancer research; however, the use of mice presents significant challenges in cost and time. Here, we ...

Optimized Intravenous Injection in Adult Zebrafish

Intravenous (IV) injection is widely recognized as the most effective and commonly utilized method for achieving systemic delivery of substances in mammalian research models. However, its application in adult zebrafish for drug delivery, stem cell transplantation, and regenerative and cancer studies has been limited due to the challenges posed by their small body size and intricate blood vessels. To overcome these limitations, alternative injection techniques such as intracardiac and retro-orbital (RO) injection have been explored in the past for stem cell transplantation in adult zebrafish. However, these techniques have their drawbacks, including the need for meticulous injection techniques or increased risk of mortality.
In this study, we have developed a refined and optimized IV injection procedure specifically tailored to adult zebrafish, addressing the challenges associated with their unique anatomy. To demonstrate the effectiveness of this technique, we performed successful IV injections of whole kidney marrow cells from Tg(mpo: EGFP) fish and FITC-dextran dye into adult Casper fish. The subsequent visualization of injected cells and dyes using a fluorescence microscope confirmed their successful delivery and engraftment within the zebrafish. Furthermore, we demonstrated that compared with the intracardiac and RO injections, the IV injection resulted in improved survival rates and engraftment efficiency in treated zebrafish. This approach enables precise delivery and localization of substances and holds great potential for large-scale drug and chemical screening using adult zebrafish. Additionally, the ability to visually track the injected cells and dyes provides invaluable insights into their engraftment, migration, and interactions with host tissues, enabling a more comprehensive evaluation of therapeutic effects and biological processes in zebrafish models.

Here, we present an optimized and effective protocol for the intravenous injection of cells or pharmacological agents into adult zebrafish, resulting in enhanced cell engraftment and increased survival rates of the treated zebrafish.

成体ゼブラフィッシュにおける静脈内注射の最適化

Intravenous (IV) injection is widely recognized as the most effective and commonly utilized method for achieving systemic delivery of substances in ...

腫瘍細胞の挙動および薬物応答の長期的研究のためのゼブラフィッシュ小児脳腫瘍の免疫適格宿主への移植

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胚ゼブラフィッシュにおけるヒト乳癌細胞の浸潤挙動

ゼブラフィッシュ腫瘍異種移植片における宿主血管新生応答の生体内イメージングと定量

ゼブラフィッシュにおける原発性腫瘍異種移植片の薬物スクリーニング

ゼブラフィッシュラーバル異種移植片の生成と腫瘍行動解析

神経芽細胞腫転移のゼブラフィッシュモデル

免疫低下アダルトゼブラフィッシュへの正常および悪性筋細胞移植

透明ゼブラフィッシュ胚における腫瘍異種移植解析のための簡便、迅速、効果的な方法

透明ゼブラフィッシュ胚における腫瘍異種移植解析のための簡便、迅速、効果的な方法

透明ゼブラフィッシュ胚における腫瘍異種移植解析のための簡便、迅速、効果的な方法

成体ゼブラフィッシュにおける静脈内注射の最適化