Name: a seminiferous tubule squash technique for the cytological analysis of spermatogenesis using the mouse model
Uploaded: 2018-02-06T13:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 40 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about A Seminiferous Tubule Squash Technique for the Cytological Analysis of Spermatogenesis Using the Mouse Model at JoVE.com

この作品は、日の出 (R01GM11755) に P.W.J.、S.R.W.、j. h. 訓練助成フェローシップ国立がん研究所 (NIH) (CA009110) からサポートされていた

マウスの使用は、機関動物ケアとジョンズ ・ ホプキンス大学の使用・委員会によって承認されました。少年 (20-26 日産後、dpp) について実験を行った c57bl/6 j マウス、精子形成の準同期の最初の波の活用します。しかし、この手法も実行できますアダルト マウスを用いたします。
1. 解離とマウス精細管の分離
<ol><li>修正/溶解ソリューションと抗体希釈バッファー (ADB)の表 1と表 2に記載されているを準備します。</li>
	<li>リン酸緩衝生理食塩水 (1 x PBS、pH 7.4) x 1 の 3 ml 1 つ 35 mm シャーレとマウスあたり修正/溶解溶液 2 mL と別の 35 mm 皿を準備します。</li>
	<li>頚部転位または CO2窒息を介してマウスを犠牲に、70% エタノールで腹側腹部をスプレーします。V 字形の開口部を作る生殖不能のはさみを使って腹部骨盤腔を開きます。精巣、鉗子による副睾丸脂肪パッドを取り外し、逃げずを妨害しません。1x PBS を含む 35 mm のペトリ皿に精巣を配置します。 注:精子形成の最初の波を利用すると、金利14の富ませたセル人口を観察するために。精子形成サイクルの特定の段階は、年齢別のマウス (表 3) で濃縮されています。</li>
	<li>鋭い先端の鉗子で組織を穿刺によって精巣逃げずを削除し、緩やかな精細管を収集します。細管を修正/溶解液 2 mL を含む新しい 35 mm のペトリ皿に転送します。</li>
	<li>室温で 5 分間修正/溶解液尿細管を孵化させなさい。</li>
</ol>2. 精細管の準備
<ol><li>液体ブロッカー ペンでスライドのエッジのアウトラインによるポリ-L-リジン コーティング ガラス スライドを準備します。</li>
	<li>スライド ガラスの中央に修正/溶解溶液 100 μ L を適用します。</li>
	<li>滅菌の鉗子を用いたはさみはそっと離れて毛尾をいじめる。長い個々 の細管を切削セグメントの長さ約 20 mm。 注:中心などの長期固定露出に敏感な構造を視覚化する、1 × PBS の細管をまず分離し、直接表面に細管をミンチにポリ リジン スライドは修正溶解溶液 100 μ L でコーティング。</li>
	<li>5 つの 20 mm 長い精細管セグメントを含む修正/溶解液準備ポリ L リジン コーティング ガラス スライドに転送します。</li>
	<li>1.5 から 3.0 mm のセグメントに滅菌はさみミンチ精細管を使用しています。</li>
	<li>使用して滅菌鉗子がスライド ガラス上の尿細管のセグメントを配置組織が重なっていないと細管が均等に分散されます。 注:スライド ガラス上の尿細管のセグメントの最適数は 20 と 40 の間です。</li>
</ol>3. 退治精細
<ol><li>ベンチトップに分散した精細管セグメントを含むガラス スライドを転送します。スカッシュ ステップ中に組織を失うことを避けるために研究室のワイプを使用して余分な液体を削除します。</li>
	<li>スライド ガラスの上に観察 (22 × 60 1.5 mm) を適用し、10-20 秒の手のひらのかかとで圧力を適用します。精細管から精母細胞を分散させるのに十分な力を適用することが重要です。 注:尿細管のすべてのセグメントが中断されるので、退治の手順を最適化するために解剖顕微鏡を用いた尿細管を観察します。</li>
	<li>スライド鉗子を使用すると、すぐにフラッシュ凍結液 N2の小型のデュワーのガラス スライドを 15 秒間、または液体が泡を停止するまで。反応は、すぐにストレート エッジかみそりの刃で coverslip を削除する場合、は、先端の鉗子または 21 g 針を罰金します。 注:最適な結果を得る、immunolabel スライドをすぐに (手順 4 を参照)。ただし、この時点でスライドできる-80 ° C で 2 週間。タンパク質と細胞構造の寿命を最大にするには、すぐにドライアイスまたは-80 ° C の冷凍庫に転送でスライドを格納し、スライドに、coverslip を保管します。反応は、スライドを保存する場合は、手順 3.3 で説明した、15 秒間液体 N2のスライドを浸すことによって、coverslip を削除します。</li>
</ol>4. マウントした精細管の反応
<ol><li>1 × PBS と 3 回 1x PBS を含む 50 mL Coplin jar で 5 分間洗浄のスライドを浸します。 注:スライドを許可しない反応の間に完全に乾燥。</li>
	<li>1 mL の加湿チャンバー内で 1-2 時間のブロックをスライド ガラス上に抗体希釈バッファーを適用します。</li>
	<li>抗体希釈バッファーを削除し、加湿チャンバー内抗体希釈バッファーで希釈した一次抗体 100 μ。 注:最良の結果は、4 ° C で一晩一次抗体を孵化させなさい。Coverslip やパラフィルムでスライドを覆うことによって抗体 (例えば50 μ L) のより小さいボリュームを使用します。検証し、一次抗体15を最適化します。</li>
	<li>1x PBS を含む 50 mL Coplin jar に 3 回 5 分用のスライドをすすぐ。 注:洗浄を高めるためには、小さな電磁攪拌棒を使用して Coplin jar を扇動し低速で電磁攪拌プレート上に配置または卓上ミキサー低速での Coplin jar を配置します。</li>
	<li>室温で加湿チャンバーで 1 から 1.5 時間抗体希釈バッファーで希釈した二次抗体の 100 μ L を適用します。写真は共役分子蛍光抗体の漂白を避けるために暗いボックスにスライドを孵化させなさい。 注:Coverslip やパラフィルムでスライドを覆うことによって抗体 (例えば50 μ L) のより小さいボリュームを使用します。</li>
	<li>1x PBS を含む 50 mL Coplin jar に 2 回 5 分用のスライドをすすぐ。</li>
	<li>メディアを含んでいる 4', 6-diamidino-2-phenylindole マウント (DAPI、1.5 μ g/mL) のスライドをマウントし、coverslips (22 × 60 1.5 mm) を適用します。</li>
	<li>スライドを保持し、coverslips の移動を防ぐ明確なマニキュアでスライドに coverslips をシールします。</li>
</ol>5. 分析やイメージングの尿細管スカッシュ準備
<ol><li>正確な z 軸の動きと画像をキャプチャするための高解像度カメラにより自動ステージと落射蛍光顕微鏡を使用します。また、レーザー共焦点顕微鏡を使用します。 注:このステップのすべての利用可能なハードウェアとソフトウェアを使用します。たとえば、図 1および図 2で表示される画像は、ツァイス セル オブザーバー Z1 シャチ フラッシュ 4.0 CMOS カメラにリンクし、ツァイス禅 2012 青版画像ソフトウェアで解析を使用して捕獲されました。</li>
	<li>スカッシュの準備の質を決定する 20 × 対物を使用してスライドを評価します。良質のスライドが等間隔に核の分子があります。 注:スライドのいくつかのセクションは他の人より、さらなる高倍率を使用して分析のためのスライドの最高の領域を見つけることができますの座標をメモすると便利です。</li>
	<li>高い倍率目的 (例: 63 X または 100 X)、核の一貫した単分子膜を持つスライドのキャプチャ領域を使用しています。地域を選択すると、上限を設定、確実にすべてのフォーカスの光をキャプチャ Z スタックを下ろします。 注:Z スタックの上限と下限の制限の間に捕捉の最適数画像集録ソフトウェアが一般に指定し、は、それぞれの目的によって異なります。</li>
	<li>画像処理ソフトウェアを使用して、奥行きを拡張焦点画像をコンパイルします。ソフトウェアは各 Z スタックからフォーカスの光を組み合わせた、尿細管スカッシュ製剤の最適な画像のために不可欠です。</li>
</ol>

<ol>
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著者が明らかに何もありません。

マウス精子形成時の減数分裂の進行を支配する細胞の活動を研究するための有用なモデル生物であると証明します。さらに、それはツールが終了するので、多くのイベントなど減数分裂前期から私の精子形成過程の研究に仕出し料理を開発する必要がある、性的に二形であります。このプロトコルでは、精細管スカッシュ法可視化とマウス精子形成サイクルのさまざまな段階の研究について?...

減数分裂は、細胞分裂の 2 つの連続したラウンドを DNA 複製の 1 つのラウンドの後、複雑な携帯電話イベントです。正確な染色体分離を確保するための減数分裂の初期の段階で減数分裂固有のいくつかのイベントを調整しなければなりません。これらのイベントは、相同組み換え、姉妹の共同向きの完了を含んで第一減数分裂と同族体の chiasmata を解決するコヒーシン複合体の段階的な損失の間に体。これらのプロセスの精密な規則は、豊饒を維持するために、発達障害の遺伝的および自然流産1をもたらす染色体紡錘イベントを防ぐために必要です。
減数分裂のキー イベントが行われる男性と女性の両方で、重要な時間および作用機構の違い精子と卵形成2間存在します。たとえば、減数分裂女性、前期私は萌芽期の開発中に発生した、思春期まで dictyate 段階で逮捕。対照的に、精子形成は思春期で逮捕なしの大人の生活の中での波の進行開始します。男性と女性の減数分裂の違いが具体的に精母細胞や卵母細胞でこれらのプロセスを評価するに向かって仕出し料理方法を開発する必要性を強調しています。現在、主として減数分裂の進行を評価するクロマチン スプレッド3,4、5の使用に依存します。クロマチン スプレッドは減数分裂期の染色体を調べる場合に役立ちますが、彼らは紡錘体微小管、中心、核膜、テロメアの添付ファイルなどの細胞構造の評価を防止する、細胞の完全性を維持するために失敗します。ライブ イメージングと長期培養技術が大きく進歩した女性減数分裂; の私達の理解ただし、そのままセル全体を視覚化する同様のアプローチについては、精子6、7の研究のため実装頻度。男性減数分裂中の動的イベントを視覚化するために急速にマウス精母細胞8,9の開発の細胞の機能を評価するために確立された尿細管スカッシュ技術を適応しています。ここで説明する方法は、精子形成サイクルのさまざまな段階で複数の細胞構造の研究を有効にするセルの整合性を維持します。
この尿細管スカッシュ技術は、蛍光顕微鏡による細胞構造の評価を可能にするセル全体アプローチです。ヘマトキシリン ・ エオシン染色パラフィン埋め込まれた精巣の凍結切片の免疫蛍光ラベリングなど男性マウスの減数分裂の進行を視覚化する一般的な組織学的アプローチは、減数分裂の進行の広範な概要。ただし、これらのテクニックは、単一細胞を減数分裂10,11全体で発生するイベントの詳細な分析に必要な範囲に解決する失敗します。減数分裂のプロセスを視覚化するための代替技術は、特定し、核物質の3,4,5を解決する状態の中断を重要な chemiosmotic に依存します。これらの化学治療は、一次精母細胞以外の細胞型の観測を妨げます。最近説明滑川による分離精母細胞の核の構造を維持する研究コミュニティが有効になって、cytospin およびいくつかの研究所の4にすぐに利用できない場合があります付属品の使用が必要です。対照的に、尿細管スカッシュ テクニックだけはほとんどの細胞生物学研究所で一般的に標準的な装置が必要です。
圏内には精細管、セルトリ細胞、精原細胞、第一次および二次精母細胞など多様な細胞型を表示するは、ここで説明した尿細管スカッシュ メソッドを使用できます。若年マウス精子形成の近く同期の最初の波でこの手法を結合することにより減数分裂12を操作するときに、精子細胞の豊かな人口を得ることが可能です。このプロセスは、精子形成、初期前期イベントなどを通してプロセスの詳細な分析、G2/MI と後期遷移、および精子形成に中期に許可されます。さらに、尿細管スカッシュ準備は染色体 (interchromatid ドメイン (Icd) や体) と (由来と一分素材/行列) 中心の細胞像を可視化する使用できます。スカッシュ メソッドは、クロマチン スプレッドと蛋白質の抽出など、他の実験的アプローチと並行で容易に実行できます。さらに、この手法は、直接可視化13スライドに精子細胞を入金する正常に変更されています。
ここで説明したメソッドには、野生型 c57bl/6 j マウスにおける G2/MI 転移を分析するセル全体精細管スカッシュ テクニックが含まれます。第一減数分裂に入る一次精母細胞の細胞学的特徴は、減数分裂のスピンドルを観察する蛍光顕微鏡で視覚化しました。この汎用性の高い手法は、他の減数分裂の段階と異なる種類の細胞を可視化する簡単に変更できます。技術はまた、DNA と RNA の魚のアプローチなど、代替の可視化戦略に従うです。

<table><tbody><tr><td>16% Paraformaldehyde Aqueous</td><td>Electron Microscopy Sciences (EMS)</td><td>15710</td><td></td></tr><tr><td>10x PBS</td><td>Quality Biological</td><td>119-069-161</td><td></td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Sigma</td><td>T8787</td><td></td></tr><tr><td>BSA</td><td>Sigma</td><td>A1470</td><td></td></tr><tr><td>Horse Serum</td><td>Sigma</td><td>H-1270</td><td></td></tr><tr><td>35mm x 10mm Petri Dish, Sterile, non-treated</td><td>CellTreat</td><td>P886-229638</td><td></td></tr><tr><td>Poly-L-lysine coated glass slides</td><td>Sigma</td><td>P0425-72EA</td><td></td></tr><tr><td>Liquid Blocker Pen</td><td>Electron Microscopy Sciences (EMS)</td><td>71310</td><td></td></tr><tr><td>Humid Box</td><td>Evergreen</td><td>240-9020-Z10</td><td></td></tr><tr><td>Wheaton Coplin Glass Staining Dish for 5 or 10 Slides</td><td>Fisher</td><td>08-813E</td><td></td></tr><tr><td>VECTASHIELD Antifade Mounting Medium with DAPI</td><td>Vector Labs</td><td>H-1200</td><td></td></tr><tr><td>Microscope Cover Slides (22mmx60mm)</td><td>Fisher</td><td>12-544-G</td><td></td></tr><tr><td>Clear Nail Polish</td><td>Amazon</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Microsopes&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>SteREO Discovery.V8</td><td>Zeiss</td><td>495015-0001-000&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Observer Z1</td><td>Zeiss</td><td>4109431007994000</td><td></td></tr><tr><td>Zeiss ZEN 2012 blue edition image software</td><td>Zeiss</td><td></td><td></td></tr><tr><td>ORCA-Flash 4.0 CMOS camera</td><td>Hamamatsu</td><td></td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Primary Antibodies&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;Name&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Company&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Catalog Number&lt;/strong&gt;</td><td>&lt;strong&gt;Comments&lt;/strong&gt;</td></tr><tr><td>Mouse anti-SYCP3</td><td>Santa Cruz</td><td>sc-74569</td><td>1 in 50</td></tr><tr><td>Rabbit anti-SYCP3</td><td>Fisher (Novus)</td><td>NB300-231</td><td>1 in 1000</td></tr><tr><td>Goat anti-SCP3</td><td>Santa Cruz</td><td>sc-20845</td><td>1 in 50</td></tr><tr><td>Human anti-Centromere Protein</td><td>Antibodies Incorporated</td><td>15-235</td><td>1 in 100</td></tr><tr><td>Mouse anti-alpha tubulin</td><td>Sigma</td><td>T9026</td><td>1 in 1000</td></tr><tr><td>Mouse anti-AIM1</td><td>BD Biosciences</td><td>611082</td><td>1 in 200</td></tr><tr><td>Mouse anti-&amp;gamma;H2AX</td><td>Thermo Fisher</td><td>MA1-2022</td><td>1 in 500</td></tr><tr><td>Mouse anti-CENT3</td><td>Abnova</td><td>H00001070-M01</td><td>1 in 200</td></tr><tr><td>Rabbit anti-pericentrin</td><td>Abcam</td><td>ab4448</td><td>1 in 200</td></tr><tr><td>Rabbit anti-REC8</td><td>Courtesy of&amp;nbsp; Dr. Karen Schindler</td><td>N/A</td><td>1 in 1000</td></tr></tbody></table>

a seminiferous tubule squash technique for the cytological analysis of spermatogenesis using the mouse model

雄の減数分裂の進行は、規制の厳しい携帯電話イベント数の協調的な行動を必要とするプロセスです。減数分裂の間に発生したエラーは不妊、妊娠の損失または遺伝的欠陥につながることができます。思春期と成人期にわたって継続の発症時、精母細胞の連続準同期波まで精子を受ける、最終的に半数体精子を形成します。マウスの精母細胞の減数分裂の開始を受けての最初の波は産後 10 日目 (10 dpp) で表示され、35 dpp で成熟した精子と精細管の内腔に放出されます。したがって、関心の高濃縮の人口を得るためにこの発達の時間ウィンドウ内でマウスを利用するため有利です。珍しいセル段階の分析は、細管内細胞集団の多様性を高める連続の精波の貢献のための古いマウスのより困難です。ここで説明する方法は、マウス精原細胞、精母細胞、細胞などの精細管内で見つかった細胞の細胞学的評価のため簡単に実装されている手法です。尿細管スカッシュ技術分離の雄性生殖細胞の整合性を維持でき、他の手法とは表現しにくいセル構造の検討。この尿細管スカッシュ手法の応用可能性を示すためには、紡錘アセンブリは精母細胞転移中期に前期を進める (G2/MI 転移) で監視されました。さらに、染色体花束形成、減数分裂の性染色体の不活性化 (MSCI)、中心体の複製は、この尿細管スカッシュ メソッドを使用して観察することができます細胞構造の例として評価されました。突然変異または外因性の摂動によって引き起こされる精子の中に特定の欠陥を特定するこの手法を使用でき、精子形成の分子理解に貢献。

ここでは、中期に前期を受けて一時的な細胞集団を視覚化する尿細管スカッシュ メソッドを使いましたが (G2/mi)、精子形成 (24 の最初の波を受けている少年の野生型マウスの精巣を収穫して濃縮した移行dpp)。図 1は、尿細管のスカッシュ メソッドを使用して視覚化することができますさまざまな細胞段階の代表的なイメージを示しています。中?...

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A Seminiferous Tubule Squash Technique for the Cytological Analysis of Spermatogenesis Using the Mouse Model

この尿細管スカッシュ手法の目的は、急速に細胞の完全性を維持しながらマウス精母細胞の開発の細胞機能を評価するためです。このメソッドにより、精子形成のすべての段階の調査のため、マウスの減数分裂の研究のため他の生化学的な分子の生物学的アプローチと一緒に簡単に実装することができます。

精細管スカッシュ マウス モデルを用いた精子の細胞学的解析法

Meiotic progression in males is a process that requires the concerted action of a number of highly regulated cellular events. Errors occurring during ...

a-seminiferous-tubule-squash-technique-for-cytological-analysis

Research

JoVE Journal

Developmental Biology

14.9K ビュー.  Johns Hopkins Bloomberg School of Public Health. この尿細管スカッシュ手法の目的は、急速に細胞の完全性を維持しながらマウス精母細胞の開発の細胞機能を評価するためです。このメソッドにより、精子形成のすべての段階の調査のため、マウスの減数分裂の研究のため他の生化学的な分子の生物学的アプローチと一緒に簡単に実装することができます。

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Step-specific Sorting of Mouse Spermatids by Flow Cytometry

The differentiation of mouse spermatids is one critical process for the production of a functional male gamete with an intact genome to be transmitted to the next generation. So far, molecular studies of this morphological transition have been hampered by the lack of a method allowing adequate separation of these important steps of spermatid differentiation for subsequent analyses. Earlier attempts at proper gating of these cells using flow cytometry may have been difficult because of a peculiar increase in DNA fluorescence in spermatids undergoing chromatin remodeling. Based on this observation, we provide details of a simple flow cytometry scheme, allowing reproducible purification of four populations of mouse spermatids fixed with ethanol, each representing a different state in the nuclear remodeling process. Population enrichment is confirmed using step-specific markers and morphological criterions. The purified spermatids can be used for genomic and proteomic analyses.

We describe a sorting strategy for mouse spermatids using flow cytometry. Spermatids are sorted into four highly pure populations, including round (spermiogenesis steps 1-9), early elongating (spermiogenesis steps 10-12), late elongating (spermiogenesis steps 13-14) and elongated spermatids (spermiogenesis steps 15-16). DNA staining, size and granulosity are used as selection parameters.

フローサイトメトリーによるマウス精子細胞のステップ固有のソート

The differentiation of mouse spermatids is one critical process for the production of a functional male gamete with an intact genome to be transmitted to ...

発生生物学

Collection of Post-mating Semen from the Female Reproductive Tract and Measurement of Semen Liquefaction in Mice

In mice, ejaculated semen is deposited in the uterus. After ejaculation, the semen changes consistency from gel-like to watery, a process called liquefaction. In this study, we show how to collect the post-ejaculated semen from the female reproductive tract in a mouse model. First, adult female mice in the estrus stage were housed in a male&#39;s cage overnight. The next morning, copulation was confirmed by the presence of copulatory plug at the vaginal opening. Female mice with copulatory plugs were euthanized, and each reproductive tract was collected as a whole (vagina, uterus, oviducts, ovaries), ensuring a closed system to contain the semen. The reproductive tract was placed in a 1.5 mL microcentrifuge tube, and the vagina was cut off to release the semen into the tube. To ensure maximum semen volume for analysis, toothless forceps were used to squeeze the uterine horns from ovarian end to vaginal end expelling remaining semen. The whole reproductive tract was then discarded. The semen-containing tube was briefly spun down. A 25 &#956;L capillary pipette was placed into the tube at a 180&#176; angle (parallel to the tube wall). The amount of time used to fill the capillary tube to the 25 &#956;L line was recorded. Semen from a proven male breeder usually takes approximately 60-180 s to fill a 25 &#956;L capillary tube. This semen collection technique can also be used in other downstream applications such as sperm imaging and motility analysis.

Semen liquefaction is required for sperm to be liberated from the seminal gel. This study provides the procedures for collecting semen from the female reproductive tract post-coitus, and measuring semen liquefaction time.

ポスト交配精液女性の生殖器官とマウスの精液の液状化測定からのコレクション

In mice, ejaculated semen is deposited in the uterus. After ejaculation, the semen changes consistency from gel-like to watery, a process called ...

Enrichment of Pachytene Spermatocytes and Spermatids from Mouse Testes Using Standard Laboratory Equipment

To characterize each step of spermatogenesis, researchers must separate different subpopulations of germ cells from testes. However, isolating discrete populations is challenging, because the adult testis contains a complex mix of germ cells from all steps of spermatogenesis along with certain populations of somatic cells. Over the past few decades, different techniques such as centrifugal elutriation, fluorescence-activated cell sorting (FACS), and STA-PUT have been successfully applied to the isolation of germ cells. A drawback is that they all require dedicated devices and specialized training. Following principles underlying the STA-PUT method, a simple protocol has been developed for the isolation of pachytene spermatocytes, round spermatids, and elongating spermatids from mouse testes. After preparing a single cell suspension of testicular cells, specific cell populations are enriched by gravity sedimentation through a discontinuous bovine serum albumin (BSA) density gradient. The cell fractions are then manually collected and microscopically analysed. This modified density gradient for round spermatids (MDR) sedimentation protocol can be widely applied, because it requires only standard laboratory equipment. Furthermore, the protocol requires minimal starting materials, reducing its cost and use of laboratory animals.

Presented here is a protocol for enriching pachytene spermatocytes, round spermatids, and elongating spermatids from adult mouse testes using a discontinuous bovine serum albumin density gradient with standard laboratory equipment.

標準的な実験装置を用いてマウス精巣からパチテン精子細胞と精子を濃縮

To characterize each step of spermatogenesis, researchers must separate different subpopulations of germ cells from testes. However, isolating discrete ...

Transillumination-Assisted Dissection of Specific Stages of the Mouse Seminiferous Epithelial Cycle for Downstream Immunostaining Analyses

Spermatogenesis is a unique differentiation process that ultimately gives rise to one of the most distinct cell types of the body, the sperm. Differentiation of germ cells takes place in the cytoplasmic pockets of somatic Sertoli cells that host 4 to 5 generations of germ cells simultaneously and coordinate and synchronize their development. Therefore, the composition of germ cell types within a cross-section is constant, and these cell associations are also known as stages (I&#8211;XII) of the seminiferous epithelial cycle. Importantly, stages can also be identified from intact seminiferous tubules based on their differential light absorption/scatter characteristics revealed by transillumination, and the fact that the stages follow each other along the tubule in a numerical order. This article describes a transillumination-assisted microdissection method for the isolation of seminiferous tubule segments representing specific stages of mouse seminiferous epithelial cycle. The light absorption pattern of seminiferous tubules is first inspected under a dissection microscope, and then tubule segments representing specific stages are cut and used for downstream applications. Here we describe immunostaining protocols for stage-specific squash preparations and for intact tubule segments. This method allows a researcher to focus on biological events taking place at specific phases of spermatogenesis, thus providing a unique tool for developmental, toxicological, and cytological studies of spermatogenesis and underlying molecular mechanisms.

This protocol describes transillumination-assisted microdissection of segments of adult mouse seminiferous tubules representing specific stages of seminiferous epithelial cycle, and cell types therein, and subsequent immunostaining of squash preparations and intact tubule segments.

下流免疫染色解析のためのマウス半離層上皮周期の特定段階のトランスイルミネーション支援解離

Spermatogenesis is a unique differentiation process that ultimately gives rise to one of the most distinct cell types of the body, the sperm. ...

<meta charset="utf8"></head><body>胚発生を研究するためのマウスラウンド精子細胞注入手順

Mouse Round Spermatid Injection

Round spermatids, characterized by their haploid genetic content, represent the precursor cells to mature spermatozoa. Through the innovative technique of round spermatid injection (ROSI), oocytes can be successfully fertilized and developed into viable fetuses. In a groundbreaking milestone achieved in 1995, the first mouse fetus was born through ROSI technology. ROSI has since emerged as a pivotal tool for unraveling the intricate mechanisms governing embryonic development and holds significant potential in various applications, including the acceleration of mouse generation and the production of genetically modified mice. In 1996, a milestone was reached when the first human fetus was born through ROSI technology. However, the clinical applications of this method have shown a fluctuating pattern of success and failure. To date, ROSI technology has not found widespread application in clinical practice, primarily due to its low birth efficiency and insufficient validation of fetal safety. This article provides a comprehensive account of the precise methods of performing ROSI in mice, aiming to shed new light on basic research and its potential clinical applications.

<meta charset="utf8"></head><body>マウスラウンド精子細胞注射

Here, we introduce a method for performing round spermatid injection (ROSI) in mice, a technique with promising clinical applications and utility for investigating the mechanisms underlying embryonic development.

マウスラウンド精子細胞注射

Round spermatids, characterized by their haploid genetic content, represent the precursor cells to mature spermatozoa. Through the innovative technique of ...

Germ Cell Transplantation and Testis Tissue Xenografting in Mice

Germ cell transplantation was developed by Dr. Ralph Brinster and colleagues at the University of Pennsylvania in 19941,2. These ground-breaking studies showed that microinjection of germ cells from fertile donor mice into the seminiferous tubules of infertile recipient mice results in donor-derived spermatogenesis and sperm production by the recipient animal2. The use of donor males carrying the bacterial &beta;-galactosidase gene allowed identification of donor-derived spermatogenesis and transmission of the donor haplotype to the offspring by recipient animals1. Surprisingly, after transplantation into the lumen of the seminiferous tubules, transplanted germ cells were able to move from the luminal compartment to the basement membrane where spermatogonia are located3. It is generally accepted that only SSCs are able to colonize the niche and re-establish spermatogenesis in the recipient testis. Therefore, germ cell transplantation provides a functional approach to study the stem cell niche in the testis and to characterize putative spermatogonial stem cells. To date, germ cell transplantation is used to elucidate basic stem cell biology, to produce transgenic animals through genetic manipulation of germ cells prior to transplantation4,5, to study Sertoli cell-germ cell interaction6,7, SSC homing and colonization3,8, as well as SSC self-renewal and differentiation9,10.
Germ cell transplantation is also feasible in large species11. In these, the main applications are preservation of fertility, dissemination of elite genetics in animal populations, and generation of transgenic animals as the study of spermatogenesis and SSC biology with this technique is logistically more difficult and expensive than in rodents. Transplantation of germ cells from large species into the seminiferous tubules of mice results in colonization of donor cells and spermatogonial expansion, but not in their full differentiation presumably due to incompatibility of the recipient somatic cell compartment with the germ cells from phylogenetically distant species12. An alternative approach is transplantation of germ cells from large species together with their surrounding somatic compartment. We first reported in 2002, that small fragments of testis tissue from immature males transplanted under the dorsal skin of immunodeficient mice are able to survive and undergo full development with the production of fertilization competent sperm13. Since then testis tissue xenografting has been shown to be successful in many species and emerged as a valuable alternative to study testis development and spermatogenesis of large animals in mice14.

Protocols for germ cell transplantation and testis tissue xenografting are described. Germ cell transplantation results in donor-derived spermatogenesis in recipient testes and represents a functional reconstitution assay for identification of spermatogonial stem cells (SSCs). Testis tissue xenografting reproduces testis development and spermatogenesis of various donor species in recipient mice.

マウスでXenografting胚細胞移植と精巣組織

Germ cell transplantation was developed by Dr. Ralph Brinster and colleagues at the University of Pennsylvania in 19941,2. These ground-breaking studies ...

生物学

Separation of Spermatogenic Cell Types Using STA-PUT Velocity Sedimentation

Mammalian spermatogenesis is a complex differentiation process that occurs in several stages in the seminiferous tubules of the testes. Currently, there is no reliable cell culture system allowing for spermatogenic differentiation in vitro, and most biological studies of spermatogenic cells require tissue harvest from animal models like the mouse and rat. Because the testis contains numerous cell types - both non-spermatogenic (Leydig, Sertoli, myeloid, and epithelial cells) and spermatogenic (spermatogonia, spermatocytes, round spermatids, condensing spermatids and spermatozoa) - studies of the biological mechanisms involved in spermatogenesis require the isolation and enrichment of these different cell types. The STA-PUT method allows for the separation of a heterogeneous population of cells - in this case, from the testes - through a linear BSA gradient. Individual cell types sediment with different sedimentation velocity according to cell size, and fractions enriched for different cell types can be collected and utilized in further analyses. While the STA-PUT method does not result in highly pure fractions of cell types, e.g. as can be obtained with certain cell sorting methods, it does provide a much higher yield of total cells in each fraction (~1 x 108 cells/spermatogenic cell type from a starting population of 7-8 x 108 cells). This high yield method requires only specialized glassware and can be performed in any cold room or large refrigerator, making it an ideal method for labs that have limited access to specialized equipment like a fluorescence activated cell sorter (FACS) or elutriator.

The STA-PUT method allows for the separation of different populations of spermatogenic cells based on size and density.

STA-PUTの速度沈降を使用して造精細胞型の分離

Mammalian spermatogenesis is a complex  differentiation process that occurs in several stages in the seminiferous  tubules of the testes. Currently, there ...

Cytological Analysis of Spermatogenesis: Live and Fixed Preparations of Drosophila Testes

Drosophila melanogaster is a powerful model system that has been widely used to elucidate a variety of biological processes. For example, studies of both the female and male germ lines of Drosophila have contributed greatly to the current understanding of meiosis as well as stem cell biology. Excellent protocols are available in the literature for the isolation and imaging of Drosophila ovaries&#160;and testes3-12. Herein, methods for the dissection and preparation of Drosophila testes for microscopic analysis are described with an accompanying video demonstration. A protocol for isolating testes from the abdomen of adult males and preparing slides of live tissue for analysis by phase-contrast microscopy as well as a protocol for fixing and immunostaining testes for analysis by fluorescence microscopy are presented. These techniques can be applied in the characterization of Drosophila mutants that exhibit defects in spermatogenesis as well as in the visualization of subcellular localizations of proteins.

Cytological Analysis of Spermatogenesis: Live and Fixed Preparations of Drosophila Testes

Methods for isolating and preparing Drosophila testes samples (live and fixed) for imaging by phase-contrast and fluorescence microscopy are described herein.&#160;

精子形成細胞学的分析：ライブとの固定の準備<em&gt;ショウジョウバエ</em&gt;精巣

Drosophila melanogaster is a powerful model system that has been widely used to elucidate a variety of biological processes. For example, studies of both ...

精細管スカッシュマウスモデルを用いた精子の細胞学的解析法

要約

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フローサイトメトリーによるマウス精子細胞のステップ固有のソート

ポスト交配精液女性の生殖器官とマウスの精液の液状化測定からのコレクション

標準的な実験装置を用いてマウス精巣からパチテン精子細胞と精子を濃縮

下流免疫染色解析のためのマウス半離層上皮周期の特定段階のトランスイルミネーション支援解離

マウスラウンド精子細胞注射

マウスラウンド精子細胞注射

マウスラウンド精子細胞注射

マウスでXenografting胚細胞移植と精巣組織

STA-PUTの速度沈降を使用して造精細胞型の分離

精子形成細胞学的分析：ライブとの固定の準備

精細管スカッシュ マウス モデルを用いた精子の細胞学的解析法

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フローサイトメトリーによるマウス精子細胞のステップ固有のソート

ポスト交配精液女性の生殖器官とマウスの精液の液状化測定からのコレクション

標準的な実験装置を用いてマウス精巣からパチテン精子細胞と精子を濃縮

下流免疫染色解析のためのマウス半離層上皮周期の特定段階のトランスイルミネーション支援解離

マウスラウンド精子細胞注射

マウスラウンド精子細胞注射

マウスラウンド精子細胞注射

マウスでXenografting胚細胞移植と精巣組織

STA-PUTの速度沈降を使用して造精細胞型の分離

精子形成細胞学的分析：ライブとの固定の準備

精細管スカッシュマウスモデルを用いた精子の細胞学的解析法