この作品は、フィンランドアカデミー[315948、314387からN.K.への]からの助成金によって支えられ、;シグリッド・ジュセリウス財団[N.K.、J.T.へ]。エミール・アールトネン財団[J.-A.M.、T.L.へ]。トゥルク分子医学博士課程[S.C.-M.、O.O.O.]。

実験用マウスおよびすべての動物実験の維持は、トゥルク大学の実験動物のケアと使用に関する関連するガイドラインと規則に従って行われました。
1. 微小解剖のための半細管の調製
<ol><li>CO2窒息、子宮頸部脱臼を経て、成人男性マウス(生後8週≥、精巣は80~120mg)をCO2 窒息で犠牲にします。 注:マウスは性的に成熟し、できれば少なくとも8週は生まれでなければなりません。若年マウスのトランスイルミネーションパターンは、半日本上皮の波がまだ完全に確立されていないため成人とは異なり、そして精子形成の第1波のタイミングは21,22と異なる。<4週齢の雄マウスにおける長期精子の欠如は、トランスイルミネーション支援微小解剖への使用を妨げる。正常な精子形成を有するすべてのマウス株を使用することができる。</li>
	<li>腹側腹部に70%エタノールを吹き付けます。無菌はさみを使用して腹部腔を開き、V字型の開口部を作ります。</li>
	<li>滅菌鉗子で精巣上脂肪パッドを引っ張り、精巣を見つけ、はさみを使って解剖し、PBSを含む無菌100mmペトリ皿の上に置きます。 注:無菌性を維持するために、すべてのラボウェアと外科用ツールが無菌であることを確認してください。</li>
	<li>細かい先端のはさみを使用して、テニの膜を覆う厚い繊維状シートである チュニカ・アルブギネアでスリットを切断して精巣を脱カプセル化する。その後、鉗子のペアを使用して開いたチュニカを引き裂きます。鉗子で押して管を強制的に外に出し、チュニカを捨てます。 注意:チュニカを捨てる間、 動脈精巣 がチュニカと一緒に取り除かれるのは、いくつかの下流のアプリケーションにとって有益かもしれません。半細管を損傷しないようにします。</li>
	<li>新しいペトリ皿に半細管を移動し、ペトリ皿の底をカバーするのに十分な無菌PBSを注ぎます。次に、細管をそっと引き離しますが、細管を損傷しないようにします。 注: 機械的なストレスが多すぎると、トランスイルミネーション パターンに影響を与え、組織とその細胞アーキテクチャの実行可能性に影響を与えます。また、この管は、ステージング(3B)なしでこの時点から全実装免疫染色のために処理することもできる。SALL4、c-KITおよびDNMT3A18,23のような分化した精子で発現されるタンパク質に対する抗体を含めることによって、遡及的にステージを定義するだけで十分である場合がある。精子の密度は比較的信頼性の高いステージ指標である(図2)。</li>
</ol>2. トランスイルミネーション支援マイクロディシス
<ol><li>ペトリ皿をステージにテーピングして解剖顕微鏡の下にしっかりと置きます。 注:ペトリ皿をよくテープで留めて、収集した段階的な半細管セグメントの混合を引き起こす可能性のある動きを防ぐことが重要です。</li>
	<li>焦点下の半細管の光吸収パターンを明らかにするために、サンプルが下から照らされ、光がサンプルを通過することを確認してください。 すなわち、それはトランスライトされます。 注:吸収/散乱光の量は、細長い精子の凝縮のレベルに対して相対的であり、半細管内のそれらの束縛:より凝縮され、より多くの光が吸収され、 すなわち、より暗く見える。</li>
	<li>図2、図5A、図S1で説明した異なる段階の光吸収パターンを、細管の束を細切りで慎重に移動させることで、よく知ることができます。 注:段階は常に論理的な順序で互いに従い、半会体上皮の波を形成します。しかし、精子波の方向が時々逆転し、再び戻ってくる(モジュレーション4、9とも呼ばれる)、時には手順を複雑にすることを知ることが重要です。また、各段階の長さは、細管のmm数という点で、かなり異なる。</li>
	<li>注意深くフックチップで鉗子を使用して目的の管管を持ち上げ、マイクロディションハサミを使用して適切な長さのセグメントを切断します( 補足ビデオ1を参照)。鉗子の先端のフックは管管を持ち上げて持ち上げることを容易にし、それを絞るのを避けるのを助ける。 注: 切り取るセグメントの長さは、ダウンストリーム のアプリケーションによって異なります。タンパク質またはRNA解析用の特定の段階のプールされた細管片のコレクション12、13(II-V、VII-VIIIおよびIX-XI、図5B)の長さは、典型的には2〜5mmです。標準的なフェノール-クロロホルム抽出が使用される場合、約200ngのRNAは1mmの尿細管から導出され得る。ステージされたチューブセグメントの全体マウント染色の場合、セグメントの長さは>5 mmでなければなりません。スカッシュの準備の場合、セグメントの中央のセルが長すぎると終了できなくなる可能性があるため、セグメントの長さが 1 ~ 2 mm を超えないようにしてください。小管長の正確な測定のためにペトリ皿の下にmmスケールを使用してください。</li>
</ol>3. 異なる製剤の免疫染色
<ol><li>スカッシュ調製:ステージ検証および免疫染色 注:ステージ特異的な細管片は、フェーズコントラスト顕微鏡とその後の免疫染色によって生きている細胞の形態学的分析を行うためにカバーガラスと顕微鏡スライド上で押しつぶすことができます。トランスイルミネーション支援マイクロディセクショネ法に慣れた段階を検証するには、このアプローチを使用することをお勧めします。<ol>
<li>ピペットを使用して10 μLの体積でセグメントを収集し、顕微鏡スライドに移動します。</li>
		<li>カバーガラス(20mm x 20mm)を慎重にチューブに置いて、細管を押しつぶします。その結果、細胞は細管から流れ出て、生細胞単層を形成する。カバーガラスの端にフィルターペーパーを置き、細胞の広がりを容易にします。細胞を押しつぶしすぎて生き続けないようにしてください。</li>
		<li>顕微鏡下で広がる細胞を監視しなさい。40x目的で位相差顕微鏡を用いて、存在する細胞の種類を調べることによってステージ認識を検証する(図2、図S2)。</li>
		<li>細胞が広がって細管の両端から丸い単層を形成したら、滑り台を鉗子で保持しながら液体窒素を含む容器に浸します。10 sのために水没し続けてください。または、凍結のためのドライアイスプレートの上にスライドを置きます。</li>
		<li>カバーガラスをメスでひっくり返して取り外します。</li>
		<li>遅れることなく、固定を進め、2〜5分間90%エタノールの容器にスライドを素早く入れます。 注:スカッシュの準備が90%エタノールに置く前に解凍しないことを確認してください。他の固定剤は、アセトンなどの10分間使用することもできる。</li>
		<li>空気乾燥し、室温(RT)(いくつかの日まで)または-80 °C(長期)で保存します。</li>
		<li>免疫染色の場合、RTで10分間、4%パラホルムアルデヒド(PFA)でサンプルを後固定します。</li>
		<li>PBSでリンスし、0.1%トリトンX-100でPBSで5分間透過させます。</li>
		<li>PBSですすいで、各スカッシュサンプルの周りにグリースリングを描きます。</li>
		<li>50~100 μLの10%BSA(牛血清アルブミン)をPBSの0.1%Tween(PBST)に加え、RTで30分間サンプルをブロックします。</li>
		<li>BSA溶液を取り出し、一次抗体をPBSTで10%のBSAで希釈し、RTで1時間インキュベートします。</li>
		<li>PBSTで5分間3倍洗います。</li>
		<li>PBSTで10%BSAに希釈した二次抗体を用いてインキュベートする。 注:アクロソームを染色するために、サンプルは、特定の一次および二次抗体の代わりに、10%のPBSTで10%BSAのローダミン標識ピーナッツ凝集剤抗体(PNA、1:1:1000)でインキュベートすることができます(図S3)。</li>
		<li>PBSTで5分間3倍洗い、PBSで洗い流し、DAPIを含むマウント剤でマウントします。</li>
	</ol></li>
	<li>半細管の全実装免疫染色 注: 以下のプロトコルは、(ステップ 2.4 から)管状セグメントの全体マウント染色について説明します。研究者がステージングなしで全体マウント染色を実行したい場合(ステップ1.5から)、3.2.1と3.2.7のメモに注意してください。<ol>
<li>ピペットを使用して、氷冷PBSの細管セグメント(ステップ2.4から)を15 mL円錐形チューブに移し、氷の上で堆積させます。 注:1.5.から未段のチューブを使用する場合は、数回傾いた皿にピペットを上下に戻すことによって、ペトリ皿の中の管状を分離します。カットチップ付きの1mLピペットを使用してください。このステップは、組織の構造を開くことを意図しています。ただし、チューブを損傷する可能性があるため、あまり多くのピペットを避けてください。尿細管の沈降には数十秒かかります。小管状の断片、間質細胞および細胞の破片は上清にとどまる。</li>
		<li>ピペットまたは吸引器を使用して上清(SN)を慎重に除去します。氷冷PBSの10 mLを追加し、反転によって混合します。</li>
		<li>堆積物を許可し、前と同様にSNを削除します。</li>
		<li>5 mLの4%PFAを加え、+4 °Cの回転テーブル(20~30 rpm)で5時間固定します。 注: 固定時間は、関心のあるタンパク質とその細胞内局在性に依存します。核および細胞質タンパク質の場合、2時間固定は典型的には十分であるが、GFRα1(GDNFファミリー受容体α1;GDNFファミリー受容体α1のような膜マーカー; 図 6A,B) は、最大 6 時間の長い固定の恩恵を受けます。</li>
		<li>堆積物を可能にし、以前のようにSN(PFA)を取り除き、PBSの10 mLを加えてチューブを反転させることによって短時間すすいだ。</li>
		<li>堆積物を可能にし、以前のようにSNを取り除き、+4°Cの回転テーブルでそれぞれ少なくとも10分間PBS洗浄工程を3回繰り返し、+4°Cで染色または保存を進めます。 注:作業条件が無菌で清潔であれば、サンプルを保管して少なくとも数週間使用することができます。また、2%のストック溶液から0.02%(w/v)の最終濃度にアジドナトリウムを加え、+4°Cで保存する前に細管を保存するのに役立ちます。</li>
		<li>1 mL ピペットを使用して、10 ~ 20 個の固定チューブセグメントを 2 mL ラウンドボトム チューブに移動します。堆積物を許可し、SNを削除します。 注:上演されていない長い管状を使用している場合は、細管をペトリ皿に注ぎ、マイクロディスセクションはさみと鉗子カットセグメントを使用して約5〜20mmです。染色手順の間に長すぎるセグメントが絡み合うのに対して、短すぎるとセグメントが失われやすくなります。</li>
		<li>PBS(PBSX)で2%BSA +10%FBS(胎児ウシ血清)を0.3%トリトンX-100に1mL加えます。RTで回転テーブル(20~30 rpm)で少なくとも1時間ブロックします。</li>
		<li>1 mLのPBSXでリンスし、ピペット処理によりSNを除去し、PBSXで1%BSAに希釈した一次抗体250μLを加えます(1:100-1:2000希釈)。RTで2時間、または回転テーブル上の+4 °Cで一晩(20〜30 rpm)インキュベートします。</li>
		<li>上記のように1mLのPBSXで細管をピペットして抗体溶液を除去します。回転テーブル(20~30 rpm)の上で、PBSXで1時間3回洗浄します。 注:この最初の洗浄の後、サンプルは必要に応じて+4 °Cで一晩放置することができます。</li>
		<li>SNを取り除き、PBSXで1%BSAで希釈した250μLの二次抗体を添加します(通常、蛍光標識抗体の希釈量は1:500)。ホイルで覆い、回転テーブル(20~30 rpm)をRTで1時間インキュベートします。</li>
		<li>3.2.10 を繰り返します。</li>
		<li>最後にSNを取り外し、細管を顕微鏡スライドに注ぎます。ゲルローディングチップを使用して、細管をリニアストリップにそっと分離して配置します。余分なバッファーを排出し、取り付け媒体とカバースリップを追加します。 注意:細管を配置しながら乾燥しないでください。DAPIを用いた核の逆染色は、ほとんどの場合必要ありません。カバースリップの端をマニキュアでシールし、サンプルの乾燥や劣化を防ぎます。スライドはイメージングの前に+4 °Cで1〜2週間保存することができます。</li>
	</ol></li>
</ol>

<ol>
	<li>M&#228;kel&#228;, J. A., Toppari, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Testis+Physiology:+Seminiferous+Cycle.">Testis Physiology: Seminiferous Cycle.</a> Encyclopedia of Reproduction. , (2018).</li><li>Oakberg, E. 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A., Kulmala, J., Westermarck, J., Toppari, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+and+regulation+of+a+stage-specific+stem+cell+niche+enriched+by+Nanog-positive+spermatogonial+stem+cells+in+the+mouse+testis.">Identification and regulation of a stage-specific stem cell niche enriched by Nanog-positive spermatogonial stem cells in the mouse testis.</a> Stem Cells. 30 (5), 1008-1020 (2012).</li><li>Faisal, I., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Transcription+factor+USF1+is+required+for+maintenance+of+germline+stem+cells+in+male+mice.">Transcription factor USF1 is required for maintenance of germline stem cells in male mice.</a> Endocrinology. 160 (5), 1119-1136 (2019).</li><li>Wright, W. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+stage-specific+proteins+synthesized+by+rat+seminiferous+tubules.">Identification of stage-specific proteins synthesized by rat seminiferous tubules.</a> Biology of Reproduction. 29 (1), 257-270 (1983).</li><li>Johnston, D. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Stage-specific+gene+expression+is+a+fundamental+characteristic+of+rat+spermatogenic+cells+and+Sertoli+cells.">Stage-specific gene expression is a fundamental characteristic of rat spermatogenic cells and Sertoli cells.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105 (24), 8315-8320 (2008).</li><li>Toppari, J., Bishop, P. C., Parker, J. W., diZerega, G. 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A., Toppari, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Testis+physiology:+Spermatogenic+cell+syncytium.">Testis physiology: Spermatogenic cell syncytium.</a> Encyclopedia of Reproduction. , (2018).</li><li>Griswold, M. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Spermatogenesis:+The+commitment+to+meiosis.">Spermatogenesis: The commitment to meiosis.</a> Physiological Reviews. 96 (1), 1-17 (2016).</li><li>M&#228;kel&#228;, J. 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著者らは開示するものは何もない。

上記で述べたトランスイルミネーション支援マイクロディクショクション法は、精子形成の研究のためのステージ指向のアプローチを可能にする。精子形成は高度に同期化されたプロセスであり、分化コミットメント(段階VII-VIII)、分裂(VII-VIII)の発症、突然変異分裂(XII)、精子伸び(VIII)および精子(V8)の発症など、精子異分化中のすべての重要なステップは、段階依存的な方法で調節され、実行される。ステージ指向の分析は、精子形成の特定のステップに制限され、したがって半日本体上皮周期の定義された段階でのみ発見されるこれらの特定の事象を研究するための強力なツールを提供する。この方法を習得するには、いくつかの練習が必要であり、良質の解剖顕微鏡と適切な照明条件の使用が成功の鍵です。この方法を日常のツールキットの一部として実施することは、精子形成中の分子事象のより正確な解剖を可能にすることによって、男性の生殖機能に関する研究の影響および生物学的関連性を大幅に改善する能力を有する。
我々が研究してきたすべてのWTマウス株は、同様のトランスイルミネーションパターンを示し、半日形成上皮周期の段階で保存された細胞会合を示す。生殖細胞の精子形成分化はWTマウスと大きく異ならないという条件では、我々が研究したすべてのノックアウトマウスモデルにも同じことが当てはまります。また、半日本円上皮周期7の段階の縦方向の区分配置を示す他の種にも適用することができる。ただし、非セグメント段階(ヒトなど)を持つ種は使用できません。トランスイルミネーションパターンを定義する際に、細長い精子のクロマチン縮合の本質的な役割を考えると、このプロセスのいかなる誤った調節も必然的にこの方法の実装に影響を及ぼすことが明らかである。若年マウスおよび若年成人(5-6週間)では、トランスイルミネーションパターンはまだ完全に確立されていないため、8週以上経過したマウスのみを使用する必要があります。また、細管を圧迫して引っ張ることは、半上皮内の細胞アーキテクチャを歪めるため、必然的にトランスイルミネーションパターンに影響を与えることに留意することも重要です。
分離された半細管セグメントはまた、虚生を含む精子形成結合プロセスの ex vivo 観察および操作を可能にする培養することができる。組織の生存率を確保し、RNAおよびタンパク質の分解を防ぐために、サンプルを採取し、マウスを犠牲にしてから2時間以内に処理する必要があります。半細管の エキビボ 培養では、犠牲から培養の発症までの時間は1時間を超えてはならない。尿細管断片の完全性は、通常、適切に収穫されれば 、インビトロで 72時間まで維持することができる。
半日膜上皮周期の段階は、スカッシュ製剤16の位相対比顕微鏡を用いて検証し、さらに正確に定義することができる。顕微鏡検査は、細胞の生きた上で行われ、分析に追加の次元を提供し、精子形成28、29、30の特定段階における細胞小器官または細胞の動きを観察することを可能にする。位相対照顕微鏡は、その後の免疫染色のための正確なステージングを提供し、ステージ特異的な変化を含む精子形成中のタンパク質発現および局在性ダイナミクスの非常に詳細な分析を可能にする。
細胞はスカッシュ製剤の上皮コンテキストから放出されるが、尿細管セグメントの全実装免疫染色は、その生理学的環境における精子形成細胞の研究を可能にする。したがって、全実装製剤は、断面での免疫染色よりも、半細管アーキテクチャとその細胞間接触のより良い視覚化を提供し得る。重要なことに、免疫染色前の管状セグメントのトランスイルミネーション支援ステージングは、特定のセグメントの特定の段階に関する情報を含めることによって、アプローチをさらに強力にします。全型染色は、細管周囲筋膜細胞、骨周管マクロファージ、精子などの半細管周囲の細胞の研究に特に有用であるが、滑術細胞および心肥後性胚芽細胞に関する研究に関する新しい洞察を開く可能性がある。

男性生殖細胞の二量体精子から成熟したハプロイド精子腫への分化、すなわち、精子形成は、性的成熟した個体1の精巣における半細管の上皮において行われる複雑なプロセスである。A1精子の有糸状子は、最初に5回分裂して分化をコミットした個体群を拡大し、最終的にハプロイド精子を生じさせる精子細胞としてメイオシスに入る。円形精子の分化、すなわち、精子形成は、核圧縮および壊死体およびフラゲラムのような精子特異的構造の構築を含む細胞形態の複雑な変化を伴う。マウスでは、精子形成の全過程は、完了するまでに35日を要します2,3.
任意のロケールで、半種上皮は、分化生殖細胞の最大5コホートに生殖細胞幹細胞/前駆細胞および体細胞セルトリ細胞1を宿す。分化性生殖細胞は同心円状の層を形成し、その組成は予測可能であり、開発の所定の段階でハプロイド細胞は常に特定のタイプの精子細胞および精子4,5と関連する。したがって、管状の任意の断面は、一定の組成の生殖細胞のコホートをホストする。これらの特定の細胞会合は、半日本体上皮の段階として定義される。ステージ当たりの段階は、滞っているチェックポイントのような状態を提示しないが、同期1、2、6で胚芽細胞コホートの分化が進行するにつれて継続的に発達する。マウスでは、半細管の縦軸に沿ってセグメント状に配置された12段階(I-XII)2があり、セミニファーの上皮、または精子発生性波7、8、9の波を形成する論理的な順序で互いに従う(図1)。精子形成の完了には4サイクルかかり、任意の半細管断面内の分化性生殖細胞の階層層またはコホートは、一時的に互いに離れた半円性周期である。サイクルの長さは種に依存し、マウスでは各サイクルは8.6日10を要する。
この段階は、組織学的精巣の断面5(図1および図2)上の半上皮の細胞組成および組織に基づいて同定することができる。しかし、組織学的分析は手間がかかり、時間がかかり、固定と染色を必要とし、したがって、生きた組織に適用することはできません。重要なことに、ステージングは、異なる段階のサイクルによって示される明確な光吸収/散乱パターンを利用することによって、解剖顕微鏡下で生体組織に対しても行うことができる(図2)。各段階が光を吸収し、散乱する能力は、任意の所定のステージがホストする後期のポストマイオティック精子のクロマチン縮合のレベルとこれらの細胞の梱包をバンドル7,11に対して相対的である。精子分化、すなわち、精子形成は、さらに、円形精子の8ステップ(ステップ1〜8)および8ステップの分化(ステップ9〜16)分化を含む16の発達段階に分けられる(ステップ9〜16)分化する(図1)。ステップ 9-11 伸長精液(ステージ IX-XI)は、低レベルのクロマチン縮合のみを表示し、低量の光が吸収される。クロマチン縮合はステップ11の精子(ステージXI)から始まり、ステップ15-16伸長性の精子(ステージIV-VIII)は完全に凝縮したクロマチンを含み、したがって最大の光吸収を示す(図3)。クロマチンは、精子の頭部にしっかりと詰め込まれるには凝縮する必要があります。光吸収パターンに寄与するその他の要因は、上皮内の精液を伸長させる場所(基底対円端)および伸長性精液の束縛(II-Vの段階で発音される)11(図3)。束は、細管の真ん中のスポットとして、解剖顕微鏡の下でエッジ上のストライプとして見られ、クロマチンをより凝縮すると、スポット/ストライプ11が暗くなる。
この記事では、半日本体上皮周期の特定段階を表す半細管セグメントの分離のためのトランスイルミネーション支援マイクロ解離法の使用について説明する。一旦単離されると、段階的な細管セグメントは、生化学的RNAおよびタンパク質分析12、13、14、15、フローサイトメトリー16、エクスビボチューブ培養17および免疫染色を含む様々な下流分析を受けることができる。また、生細胞形態学的解析とその後の免疫染色のために、ステージされた細管セグメントの押しつぶされた単層を調製するための詳細な下流プロトコル、ならびに管状セグメントの全実装免疫染色を提供する。図 4で説明する一言で説明したワークフロー。
トランスイルミネーション支援マイクロディション法は、ステージの同期された細胞組成のおかげで分化の特定のステップで生殖細胞を正確に同定し、単離することを可能にする。重要なことに、それはまた、生きた組織上の精子形成中のステージ依存性事象の研究を可能にする。精子形成のためのスケーラブルなインビトロモデルの欠如を考えると、この方法はまた、ステージ特異的な尿細管セグメントex vivo12、17に対する標的短期発達および毒物学的研究を可能にするユニークな利点を有する。ここでマウスの方法を説明する一方で、同じ手順は、ラット4、7、15、19、20などの半上層の半上皮の縦方向およびセグメント配置を有する任意の哺乳類種に適用することができる。

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>bovine serum albumin (BSA)</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>A9647</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>cover glass 20x20 mm</td>
			<td>Menzel Gl&#228;ser</td>
			<td>11961988</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Falcon conical tube 15-ml</td>
			<td>Sarstedt</td>
			<td>62.554.502</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>fetal bovine serum (FBS)</td>
			<td>Biowest</td>
			<td>S1810</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>grease pen (ImmEdge)</td>
			<td>Vector Laboratories</td>
			<td>H-4000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>microscope slide Superfrost Plus</td>
			<td>Thermo Scientific</td>
			<td>22-037-246</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Parafolmaldehyde (PFA)</td>
			<td>Electron Microscopy Sciences</td>
			<td>15714</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Petri dish (100-mm)</td>
			<td>Greiner</td>
			<td>664160</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>phosphate-buffered saline (PBS)</td>
			<td>Gibco</td>
			<td>11503387</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>ProLong Diamond Antifade Mountant</td>
			<td>Thermo Fisher</td>
			<td>P36962</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>rhodamine-labelled Peanut agglutinin (PNA)</td>
			<td>Vector Laboratories</td>
			<td>RL-1072</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Triton X-100</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>93443</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tween-20</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>P2287</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

transillumination-assisted dissection of specific stages of the mouse seminiferous epithelial cycle for downstream immunostaining analyses

精子形成は、最終的に身体の最も明確な細胞タイプの1つである精子を生み出すユニークな分化プロセスである。生殖細胞の分化は、4〜5世代の生殖細胞を同時に宿主とする細胞質セルトリ細胞の細胞質ポケットで同時に行われ、それらの発達を調整し、同期させる。したがって、断面内の生殖細胞型の組成は一定であり、これらの細胞の関連は半日本体上皮周期の段階(I-XII)としても知られている。重要なことに、ステージは、トランスイルミネーションによって明らかにされた差動光吸収/散乱特性に基づいて無傷の半細管から同定することができ、また、ステージが管状に沿って順番に続き続くという事実も示す。本稿では、マウス半離上皮周期の特定段階を表す半細管セグメントの分離のためのトランスイルミネーション支援マイクロ解離法について説明する。半細管の光吸収パターンは、まず解剖顕微鏡で検査され、次に特定の段階を表す管状のセグメントを切断し、下流の用途に使用します。ここでは、ステージ特異的スカッシュ製剤および無傷の細管セグメントに対する免疫染色プロトコルについて説明する。この方法により、研究者は精子形成の特定の段階で起こる生物学的事象に焦点を当てることができ、精子形成および基礎分子メカニズムの発達、毒物学、および細胞学的研究のためのユニークなツールを提供する。

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Transillumination-Assisted Dissection of Specific Stages of the Mouse Seminiferous Epithelial Cycle for Downstream Immunostaining Analyses

本プロトコルは、半日本円上皮周期の特定段階を表す成体マウス半細管の断面微小切除法、およびその中の細胞タイプ、および後にスカッシュ製剤および無傷の管状セグメントの免疫染色を記述する。

下流免疫染色解析のためのマウス半離層上皮周期の特定段階のトランスイルミネーション支援解離

Spermatogenesis is a unique differentiation process that ultimately gives rise to one of the most distinct cell types of the body, the sperm. ...

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6.8K ビュー.  University of Turku, Turku, Finland. 本プロトコルは、半日本円上皮周期の特定段階を表す成体マウス半細管の断面微小切除法、およびその中の細胞タイプ、および後にスカッシュ製剤および無傷の管状セグメントの免疫染色を記述する。

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Step-specific Sorting of Mouse Spermatids by Flow Cytometry

The differentiation of mouse spermatids is one critical process for the production of a functional male gamete with an intact genome to be transmitted to the next generation. So far, molecular studies of this morphological transition have been hampered by the lack of a method allowing adequate separation of these important steps of spermatid differentiation for subsequent analyses. Earlier attempts at proper gating of these cells using flow cytometry may have been difficult because of a peculiar increase in DNA fluorescence in spermatids undergoing chromatin remodeling. Based on this observation, we provide details of a simple flow cytometry scheme, allowing reproducible purification of four populations of mouse spermatids fixed with ethanol, each representing a different state in the nuclear remodeling process. Population enrichment is confirmed using step-specific markers and morphological criterions. The purified spermatids can be used for genomic and proteomic analyses.

We describe a sorting strategy for mouse spermatids using flow cytometry. Spermatids are sorted into four highly pure populations, including round (spermiogenesis steps 1-9), early elongating (spermiogenesis steps 10-12), late elongating (spermiogenesis steps 13-14) and elongated spermatids (spermiogenesis steps 15-16). DNA staining, size and granulosity are used as selection parameters.

フローサイトメトリーによるマウス精子細胞のステップ固有のソート

The differentiation of mouse spermatids is one critical process for the production of a functional male gamete with an intact genome to be transmitted to ...

発生生物学

Isolation of Mouse Endometrial Epithelial and Stromal Cells for In Vitro Decidualization

Decidualization is a progesterone-dependent differentiation process of endometrial stromal cells and is a prerequisite for successful embryo implantation. Although many efforts have been made to reveal the underlying mechanisms of decidualization, the exact signaling between the epithelial cells that are in contact with the embryo and the underlying stromal cells remains poorly understood. Therefore, studying decidualization in a way that takes both the epithelial and stromal cells into account could improve our knowledge about the molecular details of decidualization. For this purpose, in vivo models of artificial decidualization are physiologically the most relevant; however, manipulation of intercellular communication is limited. Currently, in vitro cultures of endometrial stromal cells are being used to investigate the modulation of decidualization by several signaling molecules. Conventionally, human or mouse endometrial stromal cells are used. However, the availability of human samples is very often limited. Furthermore, the use of murine tissues is accompanied with variety in the method of culturing. This study presents a validated and standardized method to obtain pure Endometrial Epithelial Cell (EEC) and Stromal Cell (ESC) cultures using adult intact mice treated with estrogen for three consecutive days. The protocol is optimized to improve the yield, viability, and purity of the cells and was further extended in order to study decidualization in a coculture of EEC and ESC. This model may be suitable to exploit the importance of both cell types in decidualization and to evaluate the contribution of significant signaling molecules secreted by EEC or ESC during the intercellular communication.

Isolation of Mouse Endometrial Epithelial and Stromal Cells for In Vitro Decidualization

This study presents a standardized and validated method for the isolation and culture of primary mouse endometrial stromal and epithelial cells, which can be used in a coculture system to study in vitro decidualization.

マウス子宮内膜上皮と間質細胞の単離のために<em&gt;インビトロ</em&gt;脱落膜化

Decidualization is a progesterone-dependent differentiation process of endometrial stromal cells and is a prerequisite for successful embryo implantation. ...

Whole-cell Patch-clamp Recordings of Isolated Primary Epithelial Cells from the Epididymis

The epididymis is an essential organ for sperm maturation and reproductive health. The epididymal epithelium consists of intricately connected cell types that are distinct not only in molecular and morphological features but also in physiological properties. These differences reflect their diverse functions, which together establish the necessary microenvironment for the post-testicular sperm development in the epididymal lumen. The understanding of the biophysical properties of the epididymal epithelial cells is critical for revealing their functions in sperm and reproductive health, under both physiological and pathophysiological conditions. While their functional properties have yet to be fully elucidated, the epididymal epithelial cells can be studied using the patch-clamp technique, a tool for measuring the cellular events and the membrane properties of single cells. Here, we describe the methods of cell isolation and whole-cell patch-clamp recording to measure the electrical properties of primary dissociated epithelial cells from the rat cauda epididymides.

We present a protocol that combines cell isolation and whole-cell patch-clamp recording to measure the electrical properties of the primary dissociated epithelial cells from the rat cauda epididymides. This protocol allows for investigation of the functional properties of primary epididymal epithelial cells to further elucidate the physiological role of the epididymis.

精巣上体から分離した一次上皮細胞の全細胞パッチクランプ記録

The epididymis is an essential organ for sperm maturation and reproductive health. The epididymal epithelium consists of intricately connected cell types ...

Dissection and Culture of Mouse Embryonic Kidney

The goal of this protocol is to describe a method for the dissection, isolation, and culture of mouse metanephric rudiments. 
During mammalian kidney development, the two progenitor tissues, the ureteric bud and the metanephric mesenchyme, communicate and reciprocally induce cellular mechanisms to eventually form the collecting system and the nephrons of the kidney. As mammalian embryos grow intrauterine and therefore are inaccessible to the observer, an organ culture has been developed. With this method, it is possible to study epithelial-mesenchymal interactions and cellular behavior during kidney organogenesis. Furthermore, the origin of congenital kidney and urogenital tract malformations can be investigated. After careful dissection, the metanephric rudiments are transferred onto a filter that floats on culture medium and can be kept in a cell culture incubator for several days. However, one must be aware that the conditions are artificial and could influence the metabolism in the tissue. Also, the penetration of test substances could be limited due to the extracellular matrix and basal membrane present in the explant.
One main advantage of organ culture is that the experimenter can gain direct access to the organ. This technology is cheap, simple, and allows a large number of modifications, such as the addition of biologically active substances, the study of genetic variants, and the application of advanced imaging techniques.

This protocol describes a method for isolating and culturing metanephric rudiments from mouse embryos.

マウス胎児腎臓の解剖および培養

The goal of this protocol is to describe a method for the dissection, isolation, and culture of mouse metanephric rudiments. 
During mammalian kidney ...

Dissection and Coronal Slice Preparation of Developing Mouse Pituitary Gland

The pituitary gland or hypophysis is an important endocrine organ secreting hormones essential for homeostasis. It consists of two glands with separate embryonic origins and functions &#8212; the neurohypophysis and the adenohypophysis. The developing mouse pituitary gland is tiny and delicate with an elongated oval shape. A coronal section is preferred to display both the adenohypophysis and neurohypophysis in a single slice of the mouse pituitary.
The goal of this protocol is to achieve proper pituitary coronal sections with well-preserved tissue architectures from developing mice. In this protocol, we describe in detail how to dissect and process pituitary glands properly from developing mice. First, mice are fixed by transcardial perfusion of formaldehyde prior to dissection. Then three different dissecting techniques are applied to obtain intact pituitary glands depending on the age of mice. For fetal mice aged embryonic days (E) 17.5 - 18.5 and neonates up to 4 days, the entire sella regions including the sphenoid bone, gland, and trigeminal nerves are dissected. For pups aged postnatal days (P) 5 - 14, the pituitary glands connected with trigeminal nerves are dissected as a whole. For mice over 3 weeks old, the pituitary glands are carefully dissected free from the surrounding tissues. We also display how to embed the pituitary glands in a proper orientation by using the surrounding tissues as landmarks to obtain satisfying coronal sections. These methods are useful in analyzing histological and developmental features of pituitary glands in developing mice.

We present a protocol to dissect pituitary glands and prepare pituitary coronal sections from developing mice.

郭清とコロナのスライス標本マウス下垂体腺の開発

The pituitary gland or hypophysis is an important endocrine organ secreting hormones essential for homeostasis. It consists of two glands with separate ...

A Seminiferous Tubule Squash Technique for the Cytological Analysis of Spermatogenesis Using the Mouse Model

Meiotic progression in males is a process that requires the concerted action of a number of highly regulated cellular events. Errors occurring during meiosis can lead to infertility, pregnancy loss or genetic defects. Commencing at the onset of puberty and continuing throughout adulthood, continuous semi-synchronous waves of spermatocytes undergo spermatogenesis and ultimately form haploid sperm. The first wave of mouse spermatocytes undergoing meiotic initiation appear at day 10 post-partum (10 dpp) and are released into the lumen of seminiferous tubules as mature sperm at 35 dpp. Therefore, it is advantageous to utilize mice within this developmental time-window in order to obtain highly enriched populations of interest. Analysis of rare cell stages is more difficult in older mice due to the contribution of successive spermatogenic waves, which increase the diversity of the cellular populations within the tubules. The method described here is an easily implemented technique for the cytological evaluation of the cells found within the seminiferous tubules of mice, including spermatogonia, spermatocytes, and spermatids. The tubule squash technique maintains the integrity of isolated male germ cells and allows examination of cellular structures that are not easily visualized with other techniques. To demonstrate the possible applications of this tubule squash technique, spindle assembly was monitored in spermatocytes progressing through the prophase to metaphase I transition (G2/MI transition). In addition, centrosome duplication, meiotic sex chromosome inactivation (MSCI), and chromosome bouquet formation were assessed as examples of the cytological structures that can be observed using this tubule squash method. This technique can be used to pinpoint specific defects during spermatogenesis that are caused by mutation or exogenous perturbation, and thus, contributes to our molecular understanding of spermatogenesis.

The goal of this tubule squash technique is to rapidly assess cytological features of developing mouse spermatocytes while preserving cellular integrity. This method allows for the study of all stages of spermatogenesis, and can be easily implemented alongside other biochemical and molecular biological approaches for the study of mouse meiosis.

精細管スカッシュ マウス モデルを用いた精子の細胞学的解析法

Meiotic progression in males is a process that requires the concerted action of a number of highly regulated cellular events. Errors occurring during ...

Single-cell Transcriptomic Analyses of Mouse Pancreatic Endocrine Cells

Pancreatic endocrine cells, which are clustered in islets, regulate blood glucose stability and energy metabolism. The distinct cell types in islets, including insulin-secreting &#946; cells, are differentiated from common endocrine progenitors during the embryonic stage. Immature endocrine cells expand via cell proliferation and mature during a long postnatal developmental period. However, the mechanisms underlying these processes are not clearly defined. Single-cell RNA-sequencing is a promising approach for the characterization of distinct cell populations and tracing cell lineage differentiation pathways. Here, we describe a method for the single-cell RNA-sequencing of isolated pancreatic &#946; cells from embryonic, neonatal and postnatal pancreases.

We describe a method for the isolation of endocrine cells from embryonic, neonatal and postnatal pancreases followed by single-cell RNA sequencing. This method allows analyses of pancreatic endocrine lineage development, cell heterogeneity and transcriptomic dynamics.

マウス膵臓内分泌細胞の単一細胞トランスクリプトーム解析

Pancreatic endocrine cells, which are clustered in islets, regulate blood glucose stability and energy metabolism. The distinct cell types in islets, ...

Tissue Preparation and Immunostaining of Mouse Craniofacial Tissues and Undecalcified Bone

Tissue immunostaining provides highly specific and reliable detection of proteins of interest within a given tissue. Here we describe a complete and simple protocol to detect protein expression during craniofacial morphogenesis/pathogenesis using mouse craniofacial tissues as examples. The protocol consists of preparation and cryosectioning of tissues, indirect immunofluorescence, image acquisition, and quantification. In addition, a method for preparation and cryosectioning of undecalcified hard tissues for immunostaining is described, using craniofacial tissues and long bones as examples. Those methods are key to determine the protein expression and morphological/anatomical changes in various tissues during craniofacial morphogenesis/pathogenesis. They are also applicable to other tissues with appropriate modifications. Knowledge of the histology and high quality of sections are critical to draw scientific conclusions from experimental outcomes. Potential limitations of this methodology include but are not limited to specificity of antibodies and difficulties of quantification, which are also discussed here.

Here, we present a detailed protocol to detect and quantify protein levels during craniofacial morphogenesis/pathogenesis by immunostaining using mouse craniofacial tissues as examples. In addition, we describe a method for preparation and cryosectioning of undecalcified hard tissues from young mice for immunostaining.

マウス頭蓋組織および非除電骨の組織調製と免疫染色

Tissue immunostaining provides highly specific and reliable detection of proteins of interest within a given tissue. Here we describe a complete and ...

Isolation and Staining of Mouse Skin Keratinocytes for Cell Cycle Specific Analysis of Cellular Protein Expression by Mass Cytometry

The goal of this protocol is to detect and quantify protein expression changes in a cell cycle-dependent manner using single cells isolated from the epidermis of mouse skin. There are seven important steps: separation of the epidermis from the dermis, digestion of the epidermis, staining of the epidermal cell populations with cisplatin, sample barcoding, staining with metal tagged antibodies for cell cycle markers and proteins of interest, detection of metal-tagged antibodies by mass cytometry, and the analysis of expression in the various cell cycle phases. The advantage of this approach over histological methods is the potential to assay the expression pattern of &#62;40 different markers in a single cell at different phases of the cell cycle. This approach also allows for the multivariate correlation analysis of protein expression that is more quantifiable than histological/imaging methods. The disadvantage of this protocol is that a suspension of single cells is needed, which results in the loss of location information provided by the staining of tissue sections. This approach may also require the inclusion of additional markers to identify different cell types in crude cell suspensions. The application of this protocol is evident in the analysis of hyperplastic skin disease models. Moreover, this protocol can be adapted for the analysis of specific sub-type of cells (e.g., stem cells) by the addition of lineage-specific antibodies. This protocol can also be adapted for the analysis of skin cells in other experimental species.

This protocol describes how to isolate skin keratinocytes from mouse models, to stain with metal-tagged antibodies, and to analyze stained cells by mass cytometry in order to profile the expression pattern of proteins of interest in the different cell cycle phases.

質量細胞血症による細胞タンパク質発現の細胞周期特異的解析におけるマウス皮膚ケラチノサイトの単離と染色

The goal of this protocol is to detect and quantify protein expression changes in a cell cycle-dependent manner using single cells isolated from the ...

Dissection, Culture and Analysis of Primary Cranial Neural Crest Cells from Mouse for the Study of Neural Crest Cell Delamination and Migration

Over the past several decades there has been an increased availability of genetically modified mouse models used to mimic human pathologies. However, the ability to study cell movements and differentiation in vivo is still very difficult. Neurocristopathies, or disorders of the neural crest lineage, are particularly challenging to study due to a lack of accessibility of key embryonic stages and the difficulties in separating out the neural crest mesenchyme from adjacent mesodermal mesenchyme. Here, we set out to establish a well-defined, routine protocol for the culture of primary cranial neural crest cells. In our approach we dissect out the mouse neural plate border during the initial neural crest induction stage. The neural plate border region is explanted and cultured. The neural crest cells form in an epithelial sheet surrounding the neural plate border, and by 24 h after explant, begin to delaminate, undergoing an epithelial-mesenchymal transition (EMT) to become fully motile neural crest cells. Due to our two-dimensional culturing approach, the distinct tissue populations (neural plate versus premigratory and migratory neural crest) can be readily distinguished. Using live imaging approaches, we can then identify changes in neural crest induction, EMT and migratory behaviors. The combination of this technique with genetic mutants will be a very powerful approach for understanding normal and pathological neural crest cell biology.

This protocol describes the dissection and culture of cranial neural crest cells from mouse models, primarily for the study of cell migration. We describe the live imaging techniques used and the analysis of speed and cell shape changes.

神経クレスト細胞の形成と移動の研究のためのマウスからの原発性頭蓋神経クレスト細胞の解剖、培養および分析

Over the past several decades there has been an increased availability of genetically modified mouse models used to mimic human pathologies. However, the ...