この研究は、小児がん研究基金(CCRF)とNIH R01 AI146009からB.S.Mに資金提供されました。

健康なドナーからの白血病サンプルは、地元の血液銀行から得られた。ここで説明したすべての実験は、機関審査委員会(IRB)によって研究のために免除されると判断され、ミネソタ大学の機関バイオセーフティ委員会(IBC)によって承認されました。
注:すべての実験は、無菌/無菌技術と適切なバイオセーフティレベル2機器で、血液媒介病原体のための普遍的な予防措置に従って行われました。
1. B細胞拡張培地用サプリメントを準備する
<ol><li>1 mg/mLの濃度にCpGオリゴヌクレオチドを再構成する。</li>
	<li>CD40リガンド(CD40L)を100μg/mLの濃度に再構成します。</li>
	<li>組換えヒトIL-10(rhIL-10)を50μg/mLの濃度に再構成する。</li>
	<li>組換えヒトIL-15(rhIL-15)を10μg/mLの濃度に再構成する。 注:各サプリメントを-20°C~-80°Cで6ヶ月間小さなアリコートに保管してください。</li>
</ol>2. 基底培地の準備
<ol><li>B細胞基底培地と5%(v/v)インビトロ免疫細胞拡張用の培地サプリメント(例えば、CTS免疫細胞SR)および1%(v/v)ペニシリンおよびストレプトマイシンを組み合わせます。</li>
	<li>0.22 μmフィルターアダプターを使用して、基底媒体を殺菌ボトルに入れます。</li>
	<li>基底培地を4°Cで1ヶ月以内に保管してください。</li>
</ol>3. B細胞拡張培地の準備
<ol><li>必要量の基底培地を無菌容器に移し、5×10個 の細胞/mLでB細胞を培養する。</li>
	<li>基礎培地に1 μg/mL CPG、100 ng/mL CD40L、50 ng/mL rhIL-10、および10 ng/mL rhIL-15を添加します。</li>
	<li>0.22 μmフィルターを使用して、B細胞拡張培地をフィルター処理します。</li>
	<li>B細胞拡張培地を37°Cで組織培養インキュベーターに平衡化し、使用前に少なくとも30分間湿度を有する5%CO2を用いた。 注意:1日使用する新鮮なB細胞拡張培地を準備してください。B細胞拡張培地を複数日使用する準備 をしないでください 。このメディアレシピは、メモリB細胞および活性化された原発ヒトB細胞の増殖を促進する。</li>
</ol>4. ヒトB細胞の精製と拡張
注:温度制御冷凍容器に99~100%のイソプロピルアルコールを加え、メーカーの指示に従い、凍結容器を4°Cで冷やしてからステップ4.1を開始します。
<ol><li>白血病サンプルからPBMCsを分離する
	<ol>
<li>白血病サンプル(およそ8〜10 mL)を無菌50 mL円錐管に移します。</li>
		<li>滅菌1xリン酸緩衝生理食塩分(PBS)で体積を35 mLに上げる。</li>
		<li>密度勾配培地の15 mLに35 mLの白血病サンプルを慎重に重ねてください。</li>
		<li>ブレーキなしで25分間500×gで遠心分離機、バフィーコート(PBMC層)を邪魔することなくプラズマ層を取り外し、界面からPBMCsを収集し、新しい無菌50 mL円錐形チューブに移します。 </li>
		<li>1x PBS で PBMCs を 50 mL まで持ち出します。</li>
		<li>ブレーキなしで5分間500×gで遠心分離機。PBMCペレットを邪魔することなく上清を除去し、赤色に見えることがあります。</li>
		<li>7 mLの塩化アンモニウム - カリウムリシスバッファーを加え、ピペットを3回よく混合し、室温(RT)で3分間インキュベートします。</li>
		<li>1x PBSでボリュームを50 mLに上げてください。</li>
		<li>400×gで遠心分離機を5分間低抵抗ブレーキで。ペレットを邪魔することなく上清を除去します。ペレットはピンクがかったか白く見えるはずです。 注:分離したばかりのB細胞を培養し続けるには、B細胞の分離を開始する前にB細胞拡張培地を準備します(ステップ4.2)。</li>
	</ol></li>
	<li>ヒトの一次B細胞陰性分離キットを用いたPBMCsからのB細胞分離
	<ol>
<li>分離バッファー内の PBMC を 5 × 107 セル/mL の濃度まで再中断します。 注: PBMCs の総数が 5 × 107 セル 未満の場合は、分離バッファーのボリュームをスケールダウンして、5 × 107 セル/mL を維持します。細胞懸濁液の最小容積および最大容積はそれぞれ0.25 mLおよび8 mLである。</li>
		<li>最大8 mL(5×10個の7 セル/mL)を、キャップ付きの無菌、ポリプロピレン、ラウンドボトムチューブに移します。</li>
		<li>50 μL/mL のカクテルエンハンサーを PBMC に追加します。</li>
		<li>50 μL/mLのアイソレーションカクテルをPBMCに加え、チューブをキャップし、2~3回反転して混ぜます。</li>
		<li>RTで5分間インキュベートします。インキュベーションの4分目 に、少なくとも30sの渦磁気マイクロビーズ。</li>
		<li>PBMCsの1 mLあたり50μLの磁気マイクロビーズを移し、管をキャップし、2〜3回反転して混合します。</li>
		<li>分離バッファーで最大 10 mL を上に置き、ピペットを 2 ~3 回上下に緩やかにします。</li>
		<li>チューブを磁性ステーションに置き、RTで3分間インキュベートします。</li>
		<li>磁石とチューブを一緒に持ち、1つの動きで磁石とチューブを反転させ、セルの懸濁液を新しいチューブに注ぎます。古いチューブを破棄します。</li>
		<li>ステップ 4.2.8 (2 分にインキュベーション時間を短縮) を繰り返し、B 細胞懸濁液をクリーンな円錐形チューブに注ぎます。</li>
		<li>濃縮された B 細胞を使用する準備が整いました。セルがすぐに使用される場合は、セクション 4.3 (ヒト B 細胞拡張) に進みます。フローサイトメトリー(任意)により単離されたB細胞の純度を確認する。セルを使用する前に凍結する場合は、ステップ 4.2.12 に進みます。</li>
		<li>B細胞を凍結させるために、遠心分離機を400×gで5分間、ペレットを乱すことなく上清を捨てる。 </li>
		<li>凍結培地中の細胞を107 個の細胞/mLで再懸濁し、アリコート1 mL/cryovialを再懸濁する。</li>
		<li>冷蔵冷凍容器にクライオビシャルを入れ、一晩で-80°Cで保管します。その後、液体窒素タンクに凍結性の凍結を移します。1年まで凍結細胞を保ちます。 注: 単離された B 細胞の期待収量は、PBMCs 全体の 2%~8% であり、生存率は 95% ~99% です。</li>
	</ol></li>
	<li>ヒトB細胞拡張 注: 分離された新しい B セルを使用する場合は、手順 4.3.1 ~ 4.3.5 を省略してください。細胞を数え、必要な数の細胞を無菌の円錐形チューブに移し、ステップ4.3.6に進みます。<ol>
<li>B細胞を解凍する前に、水浴中の胎児胎児血清(FBS)を前温め。B細胞拡張培地20mLを調製し、T25フラスコに移し、使用前に少なくとも15分前に組織培養インキュベーター(37°C、5%CO2、湿度で)で培地を事前平衡化します。</li>
		<li>37°Cの水浴でB細胞を解凍する。待っている間、2 mLの予温されたFBSを無菌15 mL円錐形管に移す。</li>
		<li>B細胞が完全に解凍された後、すぐにサンプルに1mLの予め温めたFBSを滴下して加えます。RTで1分間インキュベートします。</li>
		<li>ピペットを静かにピペットを使用してサンプルを再中断し、ボリューム全体を、2 mLの予め温めたFBSを含む円錐管にドロップして移動させます。</li>
		<li>滅菌1x PBS、キャップで体積を15 mLに持ち上げ、チューブを2~3回緩やかに反転します。</li>
		<li>400×gで5分間遠心分離機。</li>
		<li>上清を細胞ペレットを乱さずに捨て、あらかじめ平衡化されたB細胞増殖培地の1mLで細胞ペレットを再懸濁し、細胞をカウントする。セルの総数は約 107 個のセルである必要があります。</li>
		<li>細胞を事前平衡化されたB細胞拡張培地の20mLを含むフラスコに移す。細胞の最終的な濃度はおよそ5 x 105 細胞/mLでなければならない。</li>
		<li>フラスコを組織培養インキュベーターで縦にインキュベートします。</li>
		<li>B細胞の全容を無菌の円錐管に移し、ステップ4.3.6~4.3.9を繰り返して、2日ごとに膨張培地を完全にリフレッシュします。 注:T25フラスコは、培地の10〜20 mLを保持することができます。T75フラスコは、最大20~60mLの培地を保持できます。</li>
	</ol></li>
</ol>5. 初発ヒトB細胞工学
<ol><li>B細胞を48±2時間で拡張/活性化して最適な結果を得ます。B細胞膨張培地を調製し、48ウェル組織培養プレートに培地のアリコート1mLを調製し、使用前に少なくとも15分前に組織培養インキュベーターで事前平衡化する。 注: 目的の遺伝子に対応する CRISPR/Cas9 sgRNA を設計する場合は、以下の手順に従ってください。 - オンラインツール11を使用してsgRNAを設計する。 - タンパク質のすべてのアイソフォームに共通のエキソン上にsgRNAを設計します。 - 評判の良い企業から化学修飾sgRNAを注文します。 - sgRNAは通常凍結乾燥した形で来る;滅菌DNase/RNaseフリートリスEDTA(TE)バッファー内のsgRNAを1μg/μLの濃度に再構成します。</li>
	<li>化学修飾されたsgRNAの1 μL(1 μg/μL)を化学修飾 されたレンサ球菌のpyogenes Cas 9(S.p.Cas9)の1回のトランスフェクション反応のヌクレアーゼと混合して、CRISPR/Cas9トランスフェクション基板を調製します。制御のために、sgRNAの代わりに1 μLのTEバッファを使用してください。 注: CD19 sgRNA を遺伝子 KO 実験に使用する場合、結果については 図 2 を参照してください。AAVS1 sgRNAを遺伝子KI実験に使用する場合、結果については 図5 を参照してください。<ul>
<li>すべてのコンポーネントを氷の上に保管してください。</li>
	</ul></li>
	<li>穏やかに混合し、0.2 mL 8管ストリップのチューブに反応ごとにCRISPR / Cas9トランスフェクション基板の2.5 μLを転送します。RTで脇に置きます。</li>
	<li>核の核(エレクトロポレーター)をオンにし、 表1に示すようにトランスフェクション試薬を調製する。 注:これは、必要に応じて、氷の上にすべての試薬を置くことによって、一時停止のための良いステップです。実験を再開する準備ができたら、氷からすべての試薬を取り除きます。S.p. Cas9タンパク質を使用する場合、研究者は、1 μg sgRNAと5 μgのS.P.Cas9タンパク質を混合し、気泡を避け、最適な結果を得る前に少なくとも20分間RTで混合物をインキュベートすることによって、CRISPR/Cas9-sgRNAリボヌクレオタンパク質を事前に複合体化する 必要があります 。</li>
	<li>トランスフェクション反応ごとに106B 細胞を無菌の円錐管に数え、移送する。</li>
	<li>滅菌1x PBSで体積を15 mLに、遠心分離機を400×gで5分間持ち上げる。待ちながら、一次細胞トランスフェクション試薬を準備し(表2)、RTに置いておく。</li>
	<li>細胞ペレットを乱さずに上清を捨てます。</li>
	<li>細胞ペレットを10 mLの無菌1x PBSと遠心分離機を400×gで5分間再懸濁します。</li>
	<li>細胞ペレットを乱さずに上清を完全に捨てます。</li>
	<li>106 B細胞当たり0.5μgの化学修飾GFP mRNA(トランスフェクションレポーターとして)を細胞ペレットに移します(任意)。</li>
	<li>106 B細胞当たり20μL一次細胞トランスフェクション試薬で細胞ペレットを再懸濁する。5~6回ピペットで軽く混ぜます。トランスフェクション反応ごとに20.5 μLを、CRISPR/Cas9トランスフェクション基板の2.5 μLを含む8チューブストリップの0.2 mLチューブに移します。</li>
	<li>ピペットを 1回 上下にして、全ボリューム(23 μL)をトランスフェクションキュベットに混合して転送します。ベンチのキュベットをキャップして軽くタップして、液体がキュベットの底部を覆っていることを確認します。</li>
	<li>トランスフェクターの核形成にヒトの一次B細胞プロトコルを使用する。 注意:核の核(エレクトロポレーター)は、組織培養フードの外側に配置して使用することができます。キュベットをキャップして、滅菌を確実にします。</li>
	<li>RTでキュベットの電気ポレートされた細胞を15分間休まします。</li>
	<li>前平衡化されたB細胞拡張培地の80μLを、キュベット内のトランスフェクション反応に組織培養板から移す。キュベットを組織培養インキュベーターに30分間入れる。</li>
	<li>ピペットを数回軽くピペットし、サンプルの全容をキュベットから混合し、B細胞膨張培地の1mLを含む48ウェル組織培養プレートの適切なウェルに移した。細胞の最終的な濃度は106 細胞/mLでなければなりません。</li>
	<li>遺伝子KI実験を行う場合 、rAAV6ベクターを500,000の感染多重度で、エレクトロポレートされた細胞を含む適切なウェル(約45分後エレクトロポレーション)に移す。 図 4Aの rAAV6 ベクトル・コンストラクトの例を参照してください。 注:例: コントロールサンプルはCRISPR/Cas9またはrAAV6ベクトルなしでエレクトロポレートされます。ベクトルのみのサンプルはCRISPR/Cas9なしで電気ポレートされ、rAAV6ベクターで伝達されます。KIサンプルはCRISPR/Cas9でエレクトロポレートされ、rAAV6ベクターでトランスデューシングされます。rAAV6 は、HDR のターゲット DSB サイトの上および下流に相同性アームを含んでいる必要があります。</li>
	<li>プレートを37°Cの組織培養インキュベーターに入れ、湿度が5%のCO2 を入れる。</li>
	<li>1日目のポストエンジニアリングで細胞を数え、生存率を記録します。</li>
	<li>細胞を数え、きれいな1.5 mLのマイクロ遠心管に細胞の全体の容積を移すことによって、2日ごとにB細胞の膨張媒体をリフレッシュしなさい。400×gで5分間遠心し、ペレットを乱さずに上清を捨てます。100 μLの新鮮な B 細胞拡張培地で細胞を再懸濁し、24 ウェル組織培養プレートのウェルに移します。培地容量を上げて、5×10個の5細胞/mLで最終的な細胞濃度を達成します。 注:48ウェルプレートは、最大1 mLの媒体/ウェルを保持することができます。24ウェルプレートは、最大2 mL培地/ウェルを保持することができます。12ウェルプレートは最大4 mL培地/ウェルを保持でき、6ウェルプレートは最大8 mL培地/ウェルを保持できます。</li>
	<li>流量サイトメトリー解析、TIDE分析、および接合PCRなどのダウンストリーム解析を実行する前に、少なくとも5日間は、操作した細胞を拡張できます。</li>
</ol>

<ol>
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ゲノム編集されたB細胞をM.J.J、K.L.、B.S..Mを発明者として作り、使用する方法に関する特許が出願されています。B.S.Mは、Immusoft Inc.の株式のコンサルタントであり、B.S..Mの研究室で研究を後援しています。

原発ヒトB細胞における精密ゲノム工学は最近9,10まで挑戦されてきた。我々は以前にCRISPR /Cas9を使用して主要なヒトB細胞9を設計するプロトコルを公開していた。ここでは、CD19の効率的なKOまたはノックインEGFPを可能にするB細胞の分離、拡張、およびエンジニアリングのための改良されたプロトコルの概要を説明します。
ここでは、当社の拡張プロトコルにより、培養中のB細胞を7日間で最大44倍に拡大することが可能であることを示します(図1)。このプロトコルは、ジョンソンら9およびHung et al.10で報告されたものよりも速い膨張率を示し、1次B細胞の健全かつ迅速な増殖を確実にするための重要なステップは、2日ごとに新鮮な活性化因子を培地に補充し、培養中の総B細胞の数が2×106細胞/mLを超えないようにする。
また、CD19 KO用CRISPR/Cas9システムをトランスフェクトするためのプロトコルが改善され、CD19 KO効率が高いことがわかりました(図2 および 図3)。前の研究9と同様に、24時間で細胞回収と生存率のわずかな減少を観察した。これは、エレクトロポレーションが原発B細胞の全体的な細胞の健康状態に影響を与えることを示しています。しかし、細胞は最終的に48時間以内にリバウンドします(データは示されていません)。
このエレクトロポレータープロトコルを使用する利点は、サンプルをはるかに速い速度(1分未満で16回の反応)でエレクトロポレートできることですが、以前のプロトコル9,10は16回の反応で約10〜12分を取ります。また、このトランスフェクションシステムは、以前の研究9,10で観察されたエレクトロポレーターの電位アークを排除する。さらに、このエンジニアリング方法は、より大きな市販のキュベットを使用して、より多くのB細胞に対してスケールアップすることができる(データは示していない)。
最適な全体的な細胞の健全性とKO効率を確保するためのいくつかの重要なステップ:まず、B細胞拡張培地が調製され、使用前に少なくとも15分間事前平衡化されていることを確認します。第2に、トランスフェクション基質の総容積は、核の20%(v/v)を超えてはならない。3 つ目は、最適な結果を得るには、セルを 48 ± 2 時間拡張/活性化する必要があります。第4に、エレクトロポレーターに入れる前にエレクトロポレーションキュベットを軽くタップし、トランスフェクション反応液がキュベットの底部を覆っていることを確認します。第五に、RTで15分間だけキュベットの電気電化された細胞を休ませてください。エレクトロポレーション後に核の細胞を離れて長く放置すると、細胞の生存全体に害を与える可能性があります。第6に、キュベット中の培地を30分以下で培養してください。第7に、最初の48時間に対して1mLに106個 の電気泳動細胞を入れて、細胞がより低い密度で培養するよりも早く回復するのに役立つ傾向がある(データは示していない)。最後に、Cas9 mRNA または Cas9 タンパク質のいずれかを使用すると、同様の編集効率が得られます (データは示されていません)。しかし、Cas9 mRNAは利便性とコストを考慮して使用しました。
CRISPR/Cas9を使用する場合の2つの主要な懸念事項は、オフターゲット効果と染色体転座です。sgRNAの不一致の塩基対によって引き起こされるオフターゲット効果は、標的配列に対して、ゲノム上の多数の可能な結合部位につながり、複数の不要な遺伝子KOを作成する。したがって、この問題を最小限に抑えるために、予測オフターゲットスコアをオンターゲットスコアと共に考慮する必要があります。染色体転座は、オフターゲット効果や複数の遺伝子をノックアウトする場合に発生する可能性があります。これは実験的かつ臨床的に壊滅的な出来事を引き起こす可能性があります。塩基エディタ12 は、スプライシング要素を破壊する単一ヌクレオチド(2つのクラス:シトシンベースエディタとアデニンベースエディタ)を変更し、早期停止コドンを作成するか、または点突然変異を作成し、DSBを含まない標的遺伝子KO(広範にレビューされている他の場所12)につながる。したがって、塩基編集アプローチは、染色体転座を回避するために、単一または複数の遺伝子KOに使用することができる。
また、CRISPR/Cas9はrAAV6とともに、サイト固有のKIとEGFPの発現をAAVS1遺伝子座で効率的に仲介できることを実証しています。我々は、少なくとも12日間のEGFP発現を後の工学で観察した。また、12日目のKIサンプル(図5A)における高EGFPと中間EGFP発現の2つのEGFP陽性集団を観察しましたが、ベクターのみのサンプルは中間EGFP発現を有する細胞の最小割合を示しました。我々は、この「高および中間集団」現象は、ベクトルのバイアレスタリな統合によるものであると推測する。この仮説を確認するために、中間および高EGFP細胞のスパンPCR13を用いたさらなる調査が行える。AAVをベクターとして使用する際の2つの注意点:まず、AAVベクターは、最大4.7キロベースの小さな貨物容量を持ち、大きな遺伝子をノックする際に問題を引き起こします。相同性の腕のサイズを小さくすると、より大きな遺伝子の宿泊施設が可能になり、KIの効率が低下します(データは示されていません)。あるいは、複数の遺伝子ローディングベクターの同時または逐次的な統合は、14、15を使用することができる。研究は免疫能力動物モデル16、17における免疫応答およびAAV導入細胞のクリアランスを報告している。あるいは、非ウイルスベースのドナーHDRテンプレートを探索して、この問題を回避することもできます。
要約すると、高い遺伝子改変効率をもたらしたB細胞の分離、拡張、およびエンジニアリングの包括的なステップバイステッププロセスを実証しました。この工学方法は、遺伝子KOに用いられ、B細胞の遺伝子の機能を研究するために使用することができる。また、この方法は、B細胞を設計して、感染と戦うために組換え抗体を発現させるために使用することができる。最後に、この方法は、酵素を治療するために自家細胞ベースの治療として使用することができる治療酵素を発現し、分泌するために、B細胞を設計するために適用することができる。

B細胞は造血幹細胞由来のリンパ球系統のサブグループである。彼らは免疫課題に応答して大量の抗体を産生することによって適応体性免疫系において重要な役割を果たす1.B細胞はまた、メモリB細胞および末期分化された、長命の形質細胞の前駆体であり、それによって持続性の液性免疫2を提供する。特に、形質細胞は、何年も何十年も生存しながら特定の抗体を大量に産生する能力において、免疫細胞の中でユニークである3。さらに、末梢血からの分離の容易さは、B細胞系統を新しい細胞ベース療法の優れた候補にする4.
これまで、レンチウイルスベクターや眠れる森の美女トランスポゾンを用いたようなランダムな統合方法は、トランスジーン送達および発現5、6、7、8のB細胞を設計するために使用されてきた。しかし、これらのアプローチの非特異的な性質は、B細胞における特定の遺伝子の生物学的機能を研究することを困難にし、治療環境における挿入突然変異誘発および可変トランスジーン発現および/またはサイレンシングの固有のリスクを伴う。
CRISPR/Cas9システムは、研究者が多くの種の様々な細胞のゲノムを正確に編集することを可能にする強力なゲノム工学ツールです。最近、我々を含む2つのグループは、初原ヒトB細胞9,10のex vivo拡張および標的ゲノム工学の方法の開発に成功している。白血病サンプルから初等ヒトB細胞を精製するプロセスについて説明する。その後、B細胞拡張および単離されたB細胞の活性化のための我々の更新されたプロトコルを説明する。次に、特異的B細胞受容体およびB細胞の特徴である分化19(CD19)のクラスターをノックアウトするプロセスを、活性化B細胞にCRISPR/Cas9 mRNAと共に導入するエレクトロポレーションによって説明する。
Cas9 mRNAは翻訳され、CD19 sgRNAに結合してCRISPR/Cas9-sgRNAリボヌクレオタンパク質複合体(RNP)を形成します。続いて、複合体中のsgRNAはCas9を導き、遺伝子のエキソン2上の標的配列で二本鎖破断(DSB)を作成する。細胞はヌクレオチドを導入または削除することによって「非相同端結合」によってDSBを修復し、フレームシフト突然変異を引き起こし、遺伝子をノックアウトさせる。次に、フローサイトメトリーによるCD19の損失を測定し、分解(TIDE)解析によるインデルの追跡によりインデル形成を解析します。
次に、CRISPR/Cas9を組換えAAV6ベクター(相同性特異的修復(HDR)のドナーテンプレート)と共に使用し、アデノ関連ウイルスインテグレーションサイト1(AAVS1)遺伝子で強化された緑色蛍光タンパク質(EGFP)の部位特異的挿入を仲介するプロセスについて説明する。AAVS1遺伝子は、既知の生物学的機能を持たない活性な遺伝子であり、ヒトゲノム上のAAVウイルス集積部位である。したがって、ゲノム工学の「安全な港」と考えられています。ここでは、B細胞の拡張と活性化により、培養7日間で最大44倍の拡張が可能であることを報告する(図1)。B細胞のエレクトロポレーションは、トランスフェクション後24時間で全体的な細胞健康(図2A)のわずかな減少を示した。CD19マーカーの散布図分析(図2B)は、編集されたセルの83%の減少を示した(図2C)。
クロマトグラフのTIDE分析(図3A)は、インデル%がフローサイトメトリーによる%タンパク質損失と類似していることを明らかにした(図3B)。KI実験のフローサイトメトリー分析は、AAVベクターを受けた細胞(図4)をRNPとともに、最大64%のEGFP陽性細胞(図5A)まで発現し、後に接合ポリメラーゼ連鎖反応(PCR)による積分化に成功したことを示した(図5B)。細胞数は、すべてのサンプルがエンジニアリング後3日以内に迅速に回復したことを示した(図5C)。

<table>
	<tbody>
		<tr>
			<td>Alt-R S.p. Cas9 Nuclease V3 protein, 500 ug</td>
			<td>IDT</td>
			<td>1081059</td>
			<td>smaller size is also available</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Amaxa P3 primary cell 4D- Nucleofector X Kit S (32 RCT)</td>
			<td>Lonza</td>
			<td>V4XP-3032</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ammonium-chloride-potassium (ACK) lysing buffer</td>
			<td>Quality Biological</td>
			<td>118-156-101</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CleanCap chemically modified Cas9 mRNA</td>
			<td>Trilink Biotechnology</td>
			<td>L-7206-1000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CpG ODN 2006 (ODN 7909) 5 mg</td>
			<td>Invivogen</td>
			<td>TLRL-2006-5</td>
			<td>different sizes available</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cryostor CS10, 100 mL</td>
			<td>STEMCELL Technology</td>
			<td>7930</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CTS Immune Cell SR</td>
			<td>Thermo Fisher Scientific</td>
			<td>A2596101</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>EasySep human B cells isolation kit</td>
			<td>STEMCELL Technology</td>
			<td>17954</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>eBioscience fixable viability dye eFlour 780</td>
			<td>eBiosciences</td>
			<td>65-0865-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Excellerate B cell media, Xeno-free</td>
			<td>R&#38;D Systems</td>
			<td>CCM031</td>
			<td>B-cell basal medium</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Falcon 14 mL Polypropylene Round-bottom Tube</td>
			<td>Corning</td>
			<td>352059</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Fetal Bovine Serum (FBS)</td>
			<td>R&#38;D Systems</td>
			<td>S11550</td>
			<td>For thawing B cells only</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Ficoll-Paque Plus</td>
			<td>GE Healthcare</td>
			<td>17-1440-03</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>GeneMate SnapStrip&#174; 8-Strip 0.2 mL PCR Tubes with Individual Attached Dome Caps</td>
			<td>BioExpress</td>
			<td>T-3035-1 / 490003-692</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Hyclone 0.0067M PBS (No Ca, No Mg) or 1x PBS</td>
			<td>GE lifesciences</td>
			<td>SH30256.01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lonza 4D Nucleofector core unit</td>
			<td>Lonza</td>
			<td>AAF-1002B</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Lonza 4D Nucleofector X unit</td>
			<td>Lonza</td>
			<td>AAF-1002X</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mega CD40 Ligand</td>
			<td>Enzo Life Sciences</td>
			<td>ALX-522-110-C010</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Mr. Frosty</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>C1562-1EA</td>
			<td>For freezing cells</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Pen/Strep 100X</td>
			<td>Sigma-Aldrich</td>
			<td>TMS-AB2-C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PerCP anti-human CD19 clone HIB19</td>
			<td>biolegend</td>
			<td>302228</td>
			<td>smaller size is also available</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>rAAV6 SA-GFP pakaging ( with our SA-GFP cassette see Figure 4.)</td>
			<td>Vigene Biosciences</td>
			<td>N/A</td>
			<td>large scale packaging, 1e13 GC/mL, 500 mL</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Recombinant human IL-10 protein 250 ug</td>
			<td>R&#38;D Systems</td>
			<td>217-IL-250</td>
			<td>different sizes available</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Recombinant human IL-15 protein 25 ug</td>
			<td>R&#38;D Systems</td>
			<td>247-ILB-025</td>
			<td>different sizes available</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>The Big Easy EasySep Magnet</td>
			<td>STEMCELL Technology</td>
			<td>18001</td>
			<td>different sizes available</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Tris-EDTA (TE) buffer</td>
			<td>Fisher Scientific</td>
			<td>BP2476100</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

genome engineering of primary human b cells using crispr/cas9

B細胞は造血幹細胞由来のリンパ球であり、適応免疫系の体液性アームの重要な構成要素である。彼らは、末梢血からの隔離の容易さ、インビトロでの拡大能力、および生体内での長寿のために、細胞ベースの治療法の魅力的な候補を作ります。また、その通常の生物学的機能は、大量の抗体を産生する—感染と闘う組換え抗体や、エンジモパシーの治療のための酵素など、非常に大量の治療タンパク質を発現するために利用することができる。ここでは、末梢血単核細胞(PBMC)から初代ヒトB細胞を単離し、インビトロで単離されたB細胞を活性化/拡大するための詳細な方法を提供する。次に、B細胞内因性遺伝子の部位特異的KOにCRISPR/Cas9システムを用いたステップを実証する。この方法は、様々な遺伝子の効率的なKOを可能にし、目的の遺伝子の生物学的機能を研究するために使用することができる。次に、B細胞におけるトランスジーン発現カセットの効率的な部位特異的な統合のための組換え、アデノ関連ウイルス(rAAV)ベクターと共にCRISPR/Cas9システムを使用するためのステップを示す。このプロトコルは、遺伝子の生物学的機能を研究し、B細胞治療薬の開発のために、一次ヒトB細胞で使用できるステップバイステップのエンジニアリングプラットフォームを提供します。

更新された拡張および活性化プロトコルにより、7日間でB細胞の急速な拡張が最大44倍になりました(図1;n =3ドナー)。KO実験では、トリパンブルー染色を用いたB細胞数は、24時間のポストエレクトロポレーションでの対照およびCD19 KOサンプルの両方で細胞回収のわずかな減少を伴う80%以上の生存細胞を示した(図2A;p≥0.05、n=3ドナー)。この結果は、エレクトロポレーションが全体的なB細胞の健康にわずかに影響を与えたことを示しています。B細胞を、流動サイトメトリーおよびTIDE分析のためにトランスフェクション後5日目に採取した。対照およびKOサンプルの代表的な散布図は、それぞれ14%および95%のCD19陰性細胞を示した(図2B)。フロープロットの定量は、コントロールと比較した場合にKOサンプル中のCD19発現の有意な減少を示した(図2B;p≤0.0001、n=3ドナー)。ゲノムシーケンシングのクロマトグラム(表3のプライマー配列を参照)は、CD19 KO B細胞に二重ピークを示し、CRISPR/Cas9媒介DSB後のヌクレオチドの挿入/欠失を示し、対照では単一のピークが観察されたのに対し、このサンプルではDSBが起こらなかったことを示す(図3A)。KOサンプルのクロマトグラフ(無料のオンラインTIDE分析ツールを使用)のインデル分析は、インデル形成の高い%を示した(>90%)CD19遺伝子座では、フローサイトメトリーによって検出された% CD19タンパク質損失と一致する(図3B;p≥0.05、n=3ドナー)。これらの結果は、CRISPR/Cas9がB細胞内でCD19 KOを効率的に生成したことを示している。KI実験からB細胞を、フローサイトメトリーおよび接合PCR分析のためのポストエンジニアリング12日目に収集した(表4)。散布図は、rnPと共にrAAV6ベクター(図4)を受けたサンプル中のEGFP陽性細胞の64%を示したのに対し、コントロールではEGFP陽性細胞は認められなかった。AAVベクターのみを受け取ったサンプルでは、最小EGFP陽性が観察された(図5A)。結合PCR増幅(表3のプライマー配列を参照)は、KIサンプル(図5B)に1.5Kbpsアンプリコンを示したのに対し、PCR産物は対照またはベクターのみのサンプルでは認められなかった。細胞数は、工学プロセスが制御またはベクトルのみのサンプルよりもKIサンプル中の細胞回収に影響を与えることを示した(図5B)。しかし、すべてのサンプルは、エンジニアリング後3日以内に素早く反発した(図5B)。これらの結果は、AAVS1遺伝子座でのEGFPの統合が成功し、エンジニアリング後少なくとも12日間のEGFPの安定した発現につながることを示しています。
<img alt="Figure 1" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61855/61855fig01.jpg"> 図1:ビトロでのB細胞拡張.B細胞は、0日目に1×106細胞(ゼロ)に5×10mLの密度で播種し、7日間で44倍に拡大した(n=3独立ドナー)。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61855/61855fig01large.jpg" target="_blank">この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。</a>
<img alt="Figure 2A" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61855/61855fig02a.jpg"> 図 2A: <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61855/61855fig02alarge.jpg" target="_blank">この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。</a>
<img alt="Figure 2B" src="/files/ftp_upload/61855/61855fig02b.jpg"> 図2B:<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61855/61855fig02blarge.jpg" target="_blank">この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。</a>
<img alt="Figure 2C" src="/files/ftp_upload/61855/61855fig02c.jpg"> 図2C:B細胞におけるCRISPR/Cas9媒介CD19ノックアウト(KO)(A)棒グラフは、転菌後の細胞の>70%の細胞回復(左パネル)および>80%生存率(右パネル)を、エレクトロポレーション後24時間で対照およびCD19 KOサンプルの両方で観察した。(B)生細胞のCD19格子の代表的なフロープロットは、それぞれ対照サンプルおよびCD19 KOサンプル中のCD19陽性細胞84.3%および3.43%を示す。(C)棒グラフは、CRISPR/Cas9媒介CD19 KO群におけるCD19の大幅な減少を示す(p ≤ 0.0001)。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61855/61855fig02clarge.jpg" target="_blank">この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。</a>
<img alt="Figure 3A" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61855/61855fig03a.jpg"> 図 3A: <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61855/61855fig03alarge.jpg" target="_blank">この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。</a>
<img alt="Figure 3B" src="/files/ftp_upload/61855/61855fig03b.jpg"> 図3B:CD19タンパク質損失対インデル形成(A) クロマトグラムは、コントロールと CD19 ノックアウト (KO) サンプルのシーケンスピークを表します。コントロールピーク上の灰色のボックスは、矢印で示された予測カット部位を使用してCD19 gRNAのターゲットシーケンスを強調しています。CD19 KOは、予測された切断部位の周りに「二重ピーク」シーケンシングを示し、二本鎖破断後のヌクレオチドの挿入/欠失を示した。(B)CD19遺伝子座での%CD19タンパク質損失と%インデル形成の間の一貫した結果を示す棒グラフ(p ≥ 0.05)。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61855/61855fig03blarge.jpg" target="_blank">この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。</a>
<img alt="Figure 4" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61855/61855fig04.jpg"> 図 4: rAAV6 AAVS1 MND-GFP ベクターコンストラクト発現カセットは、強力な合成プロモーター(MND)配列を含み、その直後に強化された緑色蛍光タンパク質(EGFP)コード配列およびポリアデニル化(Poly A)配列を含む。AAVS1相同性アームは、MNDプロモーターの上流およびポリA配列の下流に隣接する。EGFPはMNDプロモーターの規則の下で発現される。シーケンスの長さは、コンストラクトの各コンポーネントの上に示されます。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61855/61855fig04large.jpg" target="_blank">この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。</a>
<img alt="Figure 5A" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61855/61855fig05a.jpg"> 図 5A: <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61855/61855fig05alarge.jpg" target="_blank">この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。</a>
<img alt="Figure 5B" src="/files/ftp_upload/61855/61855fig05b.jpg"> 図 5B: <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61855/61855fig05blarge.jpg" target="_blank">この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。</a>
<img alt="Figure 5C" src="/files/ftp_upload/61855/61855fig05c.jpg"> 図5C:CRISPR/Cas9-およびrAAV6媒介部位特異的なB細胞におけるB細胞内のサイト特異的な統合を、ポストエンジニアリングの12日目に行う。(A)代表的なフロープロットは、ノックイン(KI)サンプルからのEGFP陽性B細胞の64.4%に対して、コントロールまたはベクターのみのサンプルのいずれにもEGFP陽性B細胞を示さない。(B) KI サンプルのジャンクションポリメラーゼ連鎖反応は、予測された 1.5 Kbps バンドを示します。コントロールまたはベクトルのみのサンプルにバンドが見つかりませんでした。PCRプロセス中に汚染を防ぐために水を使用しました。(C)棒グラフは、制御の細胞増殖、ベクトルのみ、およびEGFP-KIサンプルを工学後3日間にわたって示している。破線は1×106セル入力を示します。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61855/61855fig05clarge.jpg" target="_blank">この図の大きなバージョンを表示するには、ここをクリックしてください。</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>名前</td>
			<td>gRNA配列</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD19</td>
			<td>5'-GCTGTGCGCGCCTCAA-3'</td>
		</tr>
<tr>
<td>AAVS1</td>
			<td>5'-GTCACCAATCCTGTCCCTAG-3'</td>
		</tr>
</tbody></table>表1:gRNA配列。
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>試薬</td>
			<td>1反応あたりの体積</td>
		</tr>
<tr>
<td>P3 プライマリセルソリューション</td>
			<td>16.4 mL</td>
		</tr>
<tr>
<td>サプリメント 1</td>
			<td>3.6 mL</td>
		</tr>
<tr>
<td>トータル</td>
			<td>20 mL</td>
		</tr>
</tbody></table>表2:核整離試薬ミックスの調製
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>形容</td>
			<td>順序</td>
			<td>目的</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD19フォワードプライマー</td>
			<td>5'-AAATCAGGAAGGGTGGAAG-3'</td>
			<td>インデル解析のために CD19 遺伝子座を増幅する</td>
		</tr>
<tr>
<td>CD19 リバースプライマー</td>
			<td>5'-GCGGACCTCTCTGTCCATG-3'</td>
			<td>インデル解析のために CD19 遺伝子座を増幅する</td>
		</tr>
<tr>
<td>ジャンクション PCR フォワードプライマー</td>
			<td>5'-GGACGAGCTGTACAAGTACG-3'</td>
			<td>ジャンクション PCR</td>
		</tr>
<tr>
<td>ジャンクション PCR リバースプライマー</td>
			<td>5'-ガガガクトガッカッカクトク-3</td>
			<td>ジャンクション PCR</td>
		</tr>
</tbody></table>表3:使用するプライマー
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always"><tbody>
<tr>
<td>形容</td>
			<td>フルオロフォア</td>
			<td>クローン</td>
		</tr>
<tr>
<td>アンチヒューマンCD19</td>
			<td>1CP あたり</td>
			<td>HIB19</td>
		</tr>
<tr>
<td>生存性染料</td>
			<td>エフラワー780</td>
			<td>-</td>
		</tr>
</tbody></table>表4:フローサイトメトリー抗体及び生存率染料。

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Genome Engineering of Primary Human B Cells Using CRISPR/Cas9

ここでは、遺伝子ノックアウト(KO)およびノックイン(KI)のプライマリヒトB細胞のCRISPR/Cas9ベースのゲノム工学に関する詳細なステップバイステッププロトコルを提供し、B細胞における遺伝子の生物学的機能とB細胞治療薬の開発を研究します。

CRISPR/Cas9を用いた初等ヒトB細胞のゲノム工学

B cells are lymphocytes derived from hematopoietic stem cells and are a key component of the humoral arm of the adaptive immune system. They make ...

genome-engineering-of-primary-human-b-cells-using-crisprcas9

Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Biology

6.1K ビュー.  University of Minnesota. ここでは、遺伝子ノックアウト(KO)およびノックイン(KI)のプライマリヒトB細胞のCRISPR/Cas9ベースのゲノム工学に関する詳細なステップバイステッププロトコルを提供し、B細胞における遺伝子の生物学的機能とB細胞治療薬の開発を研究します。

ビデオ: Genome Engineering of Primary Human B Cells Using CRISPR/Cas9

Gross and Fine Dissection of Inner Ear Sensory Epithelia in Adult Zebrafish (Danio rerio)

Neurosensory epithelia in the inner ear are the crucial structures for hearing and balance functions. Therefore, it is important to understand the cellular and molecular features of the epithelia, which are mainly composed of two types of cells: hair cells (HCs) and supporting cells (SCs). Here we choose to study the inner ear sensory epithelia in adult zebrafish not only because the epithelial structures are highly conserved in all vertebrates studied, but also because the adult zebrafish is able to regenerate HCs, an ability that mammals lose shortly after birth. We use the inner ear of adult zebrafish as a model system to study the mechanisms of inner ear HC regeneration in adult vertebrates that could be helpful for clinical therapy of hearing/balance deficits in human as a result of HC loss.
Here we demonstrate how to do gross and fine dissections of inner ear sensory epithelia in adult zebrafish. The gross dissection removes the tissues surrounding the inner ear and is helpful for preparing tissue sections, which allows us to examine the detailed structure of the sensory epithelia. The fine dissection cleans up the non-sensory-epithelial tissues of each individual epithelium and enables us to examine the heterogeneity of the whole epithelium easily in whole-mount epithelial samples.

Gross and Fine Dissection of Inner Ear Sensory Epithelia in Adult Zebrafish Danio rerio

The inner ear sensory epithelium of adult zebrafish is a good model system for understanding the mechanisms of hair cell regeneration in adult vertebrates. This protocol demonstrates the fine dissection of the epithelia, through which we can get tissue samples for studying the regenerative events at cellular and subcellular levels.

アダルトゼブラフィッシュの内耳感覚上皮のグロスとファイン解剖（ゼブラフィッシュ）

Neurosensory epithelia in the inner ear are the crucial structures for hearing and balance functions. Therefore, it is important to understand the ...

生物学

Generation of Human CD40-activated B cells

CD40-activated B cells (CD40-B cells) have been identified as an alternative source of immuno-stimulatory antigen-presenting cells (APC) for cancer immunotherapy 1-3. Compared to Dendritic cells (DCs), the best characterized APC, CD40-B cells have several distinct biological and technical properties. Similar to DCs, B cells show an increased expression of MHC and co-stimulatory molecules (Fig.1b), exhibit a strong migratory capacity and present antigen presentation efficiently to T cells, after stimulation with interleukin-4 and CD40 ligand (CD40L). However, in contrast to immature or mature DCs, CD40-B cells express the full lymph node homing triad consisting of CD62L, CCR7/CXCR4, and leukocyte function antigen-1 (LFA1, CD11a/CD18), necessary for homing to secondary lymphoid organs (Fig.1a) 3. CD40-B cells can be generated without difficulties from very small amounts of peripheral blood which can be further expanded in vitro to very large amounts of highly-pure CD40-B cells (&gt;109 cells per patient) from healthy donors as well as cancer patients (Fig.1c,d) 1,4. 
In this protocol we demonstrate how to obtain fully activated CD40-B cells from human PBMC. Key molecules for the cell culture are CD40 ligand, interleukin-4 (IL-4) and cyclosporin A (CsA), which are replenished in a 3-4 day culture cycle. For laboratory purposes CD40-stimulation is provided by NIH/3T3 cells expressing recombinant human CD40 ligand (tCD40L NIH/3T3) 5. To avoid contamination with non-transfected cells, expression of the human CD40 ligand on the transfectants has to be checked regularly (Fig.2). 
After 14 days CD40-B cell cultures consist of more than 95% pure B cells and an expansion of CD40-B cells over 65 days is frequently possible without any loss of function 1, 4. CD40-B cells efficiently take up, process and present antigens to T cells 6. They do not only prime na&#970;ve, but also expand memory T cells 7,8. CD40-activated B cells can be used to study B-cell activation, differentiation and function. Moreover, they represent a promising tool for therapeutic or preventive vaccination against tumors 9.

In this video we present the ex vivo generation and expansion of human CD40-activated B cells (CD40-B) from peripheral blood mononuclear cells (PBMC) by stimulation with CD40 ligand and interleukin-4.

ヒトCD40活性化B細胞の生成

CD40-activated B cells (CD40-B cells) have been identified as an alternative source of immuno-stimulatory antigen-presenting cells (APC) for cancer ...

Na&iuml;ve Adult Stem Cells Isolation from Primary Human Fibroblast Cultures

Over the last decade, several adult stem cell populations have been identified in human skin 1-4. The isolation of multipotent adult dermal precursors was first reported by Miller F. D laboratory 5, 6. These early studies described a multipotent precursor cell population from adult mammalian dermis 5. These cells--termed SKPs, for skin-derived precursors-- were isolated and expanded from rodent and human skin and differentiated into both neural and mesodermal progeny, including cell types never found in skin, such as neurons 5. Immunocytochemical studies on cultured SKPs revealed that cells expressed vimentin and nestin, an intermediate filament protein expressed in neural and skeletal muscle precursors, in addition to fibronectin and multipotent stem cell markers 6. Until now, the adult stem cells population SKPs have been isolated from freshly collected mammalian skin biopsies.
Recently, we have established and reported that a population of skin derived precursor cells could remain present in primary fibroblast cultures established from skin biopsies 7. The assumption that a few somatic stem cells might reside in primary fibroblast cultures at early population doublings was based upon the following observations: (1) SKPs and primary fibroblast cultures are derived from the dermis, and therefore a small number of SKP cells could remain present in primary dermal fibroblast cultures and (2) primary fibroblast cultures grown from frozen aliquots that have been subjected to unfavorable temperature during storage or transfer contained a small number of cells that remained viable 7. These rare cells were able to expand and could be passaged several times. This observation suggested that a small number of cells with high proliferation potency and resistance to stress were present in human fibroblast cultures 7.
We took advantage of these findings to establish a protocol for rapid isolation of adult stem cells from primary fibroblast cultures that are readily available from tissue banks around the world (Figure 1). This method has important significance as it allows the isolation of precursor cells when skin samples are not accessible while fibroblast cultures may be available from tissue banks, thus, opening new opportunities to dissect the molecular mechanisms underlying rare genetic diseases as well as modeling diseases in a dish.

Na&amp;#239;ve Adult Stem Cells Isolation from Primary Human Fibroblast Cultures

We report a method to isolate na&#239;ve multipotent skin-derived precursor (SKP) cells from primary human fibroblast cultures. We show that these SKPs derived from fibroblast cultures share similar stem cell properties to the ones derived directly from human skin biopsies. These cells express the neural crest marker, nestin, in addition to the multipotent markers such as OCT4 and Nanog.

初代ヒト線維芽細胞培養からナイーブ成人幹細胞の分離

Over the last decade, several adult stem cell  populations have been identified in human skin 1-4.  The isolation of multipotent adult dermal precursors ...

Mouse Genome Engineering Using Designer Nucleases

Transgenic mice carrying site-specific genome modifications (knockout, knock-in) are of vital importance for dissecting complex biological systems as well as for modeling human diseases and testing therapeutic strategies. Recent advances in the use of designer nucleases such as zinc finger nucleases (ZFNs), transcription activator-like effector nucleases (TALENs), and the clustered regularly interspaced short palindromic repeats (CRISPR)/CRISPR-associated (Cas) 9 system for site-specific genome engineering open the possibility to perform rapid targeted genome modification in virtually any laboratory species without the need to rely on embryonic stem (ES) cell technology. A genome editing experiment typically starts with identification of designer nuclease target sites within a gene of interest followed by construction of custom DNA-binding domains to direct nuclease activity to the investigator-defined genomic locus. Designer nuclease plasmids are in vitro transcribed to generate mRNA for microinjection of fertilized mouse oocytes. Here, we provide a protocol for achieving targeted genome modification by direct injection of TALEN mRNA into fertilized mouse oocytes.

Designer nucleases such as zinc finger nucleases (ZFNs) and transcription activator-like effector nucleases (TALENs) can be used to modify the genome of mouse preimplantation embryos by triggering both the nonhomologous end joining (NHEJ) and homologous recombination (HR) pathways. These advances enable the rapid generation of mice with precise genetic modifications.

デザイナーヌクレアーゼを用いてマウスゲノムエンジニアリング

Transgenic mice carrying site-specific genome modifications (knockout, knock-in) are of vital importance for dissecting complex biological systems as well ...

Whole Cell Electrophysiology of Primary Cultured Murine Enterochromaffin Cells

Enterochromaffin (EC) cells in the gastrointestinal (GI) epithelium constitute the largest subpopulation of enteroendocrine cells. As specialized sensory cells, EC cells sense luminal stimuli and convert them into serotonin (5-hyroxytryptamine, 5-HT) release events. However, the electrophysiology of these cells is poorly understood because they are difficult to culture and to identify. The method presented in this paper outlines primary EC cell cultures optimized for single cell electrophysiology. This protocol utilizes a transgenic cyan fluorescent protein (CFP) reporter to identify mouse EC cells in mixed primary cultures, advancing the approach to obtaining high-quality recordings of whole cell electrophysiology in voltage- and current-clamp modes.

Enterochromaffin (EC) cells comprise a small subset of gastrointestinal epithelial cells. EC cells are electrically excitable and release serotonin, yet difficulties in culturing and identifying EC cells have limited physiological studies. The method presented here establishes a primary culture model amenable to examination of single EC cells by electrophysiology.

一次培養マウス腸クロム親和性細胞のセル全体を電気生理学

Enterochromaffin (EC) cells in the gastrointestinal (GI) epithelium constitute the largest subpopulation of enteroendocrine cells. As specialized sensory ...

In Situ Monitoring of Transiently Formed Molecular Chaperone Assemblies in Bacteria, Yeast, and Human Cells

J-domain proteins (JDPs) form the largest and the most diverse co-chaperone family in eukaryotic cells. Recent findings show that specific members of the JDP family could form transient heterocomplexes in eukaryotes to fine-tune substrate selection for the 70 kDa heat shock protein (Hsp70) chaperone-based protein disaggregases. The JDP complexes target acute/chronic stress induced aggregated proteins and presumably help assemble the disaggregases by recruiting multiple Hsp70s to the surface of protein aggregates. The extent of the protein quality control (PQC) network formed by these physically interacting JDPs remains largely uncharacterized in vivo. Here, we describe a microscopy-based in situ protein interaction assay named the proximity ligation assay (PLA), which is able to robustly capture&#160;these transiently formed chaperone complexes in distinct cellular compartments of eukaryotic cells. Our work expands the employment of PLA from human cells to yeast (Saccharomyces cerevisiae) and bacteria (Escherichia coli), thus rendering an important tool to monitor the dynamics of transiently formed protein assemblies in both prokaryotic and eukaryotic cells.

Cognate J-domain proteins cooperate with the Hsp70 chaperone to assist in a myriad of biological processes ranging from protein folding to degradation. Here, we describe an in situ proximity ligation assay, which allows the monitoring of these transiently formed chaperone machineries in bacterial, yeast and human cells.

細菌、酵母、ヒト細胞における一過性形成分子シャペロンアセンブリのモニタリング

J-domain proteins (JDPs) form the largest and the most diverse co-chaperone family in eukaryotic cells. Recent findings show that specific members of the ...

Silencing the Spark: CRISPR/Cas9 Genome Editing in Weakly Electric Fish

Electroreception and electrogenesis have changed in the evolutionary history of vertebrates. There is a striking degree of convergence in these independently derived phenotypes, which share a common genetic architecture. This is perhaps best exemplified by the numerous convergent features of gymnotiforms and mormyrids, two species-rich teleost clades that produce and detect weak electric fields and are called weakly electric fish. In the 50 years since the discovery that weakly electric fish use electricity to sense their surroundings and communicate, a growing community of scientists has gained tremendous insights into evolution of development, systems and circuits neuroscience, cellular physiology, ecology, evolutionary biology, and behavior. More recently, there has been a proliferation of genomic resources for electric fish. Use of these resources has already facilitated important insights with regards to the connection between genotype and phenotype in these species. A major obstacle to integrating genomics data with phenotypic data of weakly electric fish is a present lack of functional genomics tools. We report here a full protocol for performing CRISPR/Cas9 mutagenesis that utilizes endogenous DNA repair mechanisms in weakly electric fish. We demonstrate that this protocol is equally effective in both the mormyrid species Brienomyrus brachyistius and the gymnotiform Brachyhypopomus gauderio by using CRISPR/Cas9 to target indels and point mutations in the first exon of the sodium channel gene scn4aa. Using this protocol, embryos from both species were obtained and genotyped to confirm that the predicted mutations in the first exon of the sodium channel scn4aa were present. The knock-out success phenotype was confirmed with recordings showing reduced electric organ discharge amplitudes when compared to uninjected size-matched controls.

Here, a protocol is presented to produce and rear CRISPR/Cas9 genome knockout electric fish. Outlined in detail are the required molecular biology, breeding, and husbandry requirements for both a gymnotiform and a mormyrid, and injection techniques to produce Cas9-induced indel F0 larvae.

火花のサイレンシング:弱い電気魚のCRISPR/Cas9ゲノム編集

Electroreception and electrogenesis have changed in the evolutionary history of vertebrates. There is a striking degree of convergence in these ...

Preparing and Injecting Embryos of Culex Mosquitoes to Generate Null Mutations using CRISPR/Cas9

Culex mosquitoes are the major vectors of several diseases that negatively impact human and animal health including West Nile virus and diseases caused by filarial nematodes such as canine heartworm and elephantasis. Recently, CRISPR/Cas9 genome editing has been used to induce site-directed mutations by injecting a Cas9 protein that has been complexed with a guide RNA (gRNA) into freshly laid embryos of several insect species, including mosquitoes that belong to the genera Anopheles and Aedes. Manipulating and injecting Culex mosquitoes is slightly more difficult as these mosquitoes lay their eggs upright in rafts rather than individually like other species of mosquitoes. Here we describe how to design gRNAs, complex them with Cas9 protein, induce female mosquitoes of Culex pipiens to lay eggs, and how to prepare and inject newly laid embryos for microinjection with Cas9/gRNA. We also describe how to rear and screen injected mosquitoes for the desired mutation. The representative results demonstrate that this technique can be used to induce site-directed mutations in the genome of Culex mosquitoes and, with slight modifications, can be used to generate null-mutants in other mosquito species as well.&#160;

Preparing and Injecting Embryos of Culex Mosquitoes to Generate Null Mutations using CRISPR/Cas9

CRISPR/Cas9 is increasingly used to characterize gene function in non-model organisms. This protocol describes how to generate knock-out lines of Culex pipiens, from preparing injection mixes, to obtaining and injecting mosquito embryos, as well as how to rear, cross, and screen injected mosquitoes and their progeny for desired mutations.

CRISPR/Cas9を使用してヌル突然変異を生成するための Culex 蚊の胚の調製と注入

Culex mosquitoes are the major vectors of several diseases that negatively impact human and animal health including West Nile virus and diseases caused by ...

Construction of Homozygous Mutants of Migratory Locust Using CRISPR/Cas9 Technology

The migratory locust, Locusta migratoria, is not only one of the worldwide plague locusts that caused huge economic losses to human beings but also an important research model for insect metamorphosis. The CRISPR/Cas9 system can accurately locate at a specific DNA locus and cleave within the target site, efficiently introducing double-strand breaks to induce target gene knockout or integrate new gene fragments into the specific locus. CRISPR/Cas9-mediated genome editing is a powerful tool for addressing questions encountered in locust research as well as a promising technology for locust control. This study provides a systematic protocol for CRISPR/Cas9-mediated gene knockout with the complex of Cas9 protein and single guide RNAs (sgRNAs) in migratory locusts. The selection of target sites and design of sgRNA are described in detail, followed by in vitro synthesis and verification of the sgRNAs. Subsequent procedures include egg raft collection and tanned-egg separation to achieve successful microinjection with low mortality rate, egg culture,&#160;preliminary estimation of the mutation rate, locust breeding as well as detection, preservation, and passage of the mutants to ensure population stability of the edited locusts. This method can be used as a reference for CRISPR/Cas9 based gene editing applications in migratory locusts as well as in other insects.

This study provides a systematically optimized procedure of CRISPR/Cas9 ribonuclease-based construction of homozygous locust mutants as well as a detailed method for cryopreservation and resuscitation of the locust eggs.

CRISPR/Cas9技術を用いた渡りバッタのホモ接合変異体の構築

The migratory locust, Locusta migratoria, is not only one of the worldwide plague locusts that caused huge economic losses to human beings but also an ...

CRISPR/Cas9 Gene Editing of Hematopoietic Stem and Progenitor Cells for Gene Therapy Applications

CRISPR/Cas9 is a highly versatile and efficient gene-editing tool adopted widely to correct various genetic mutations. The feasibility of gene manipulation of hematopoietic stem and progenitor cells (HSPCs) in vitro makes HSPCs an ideal target cell for gene therapy. However, HSPCs moderately lose their engraftment and multilineage repopulation potential in ex vivo culture. In the present study, ideal culture conditions are described that improves HSPC engraftment and generate an increased number of gene-modified cells in vivo. The current report displays optimized in vitro culture conditions, including the type of culture media, unique small molecule cocktail supplementation, cytokine concentration, cell culture plates, and culture density. In addition to that, an optimized HSPC gene-editing procedure, along with the validation of the gene-editing events, are provided. For in vivo validation, the gene-edited HSPCs infusion and post-engraftment analysis in mouse recipients are displayed. The results demonstrated that the culture system increased the frequency of functional HSCs in vitro, resulting in robust engraftment of gene-edited cells in vivo.

The present protocol describes an optimized hematopoietic stem and progenitor cell (HSPC) culture procedure for the robust engraftment of gene-edited cells in vivo.