이 작품은 시작 그랜트 OKV에게 수여 코넬 대학 농업 실험 스테이션 (CUAES) NYC - 125433 해치 그랜트와 코넬에서 지원했습니다

1 부. 성장 식물 고체 매체의 준비. 우리는 일반적으로 집중 Murasige와 Skoog (MS) 매체에 문화 공장 1 % 자당 및 0.7 %의 한천과 함께 보충. 그것은 식물이 건강하게 유지하는 필요한 모든 재료가 포함되어 있습니다. MS의 1L, 미디어 산도 5.7 준비 <ol><li> 1.5 2.0L autoclavable 병에 물 800 ML에 MS 분말 2.15 g을 추가합니다. </li><li> 병에 감동 막대를 삽입하고 감동 접시에 매체를 교반하여 MS 분말을 풀다. </li><li> 교반하는 동안, 추가 드롭 들러, 1N 코는 5.7으로 MS 매체의 산도를 조정합니다. </li><li> 자당의 10g를 추가, 감동 유지. </li><li> 한천의 7g 추가 *. </li><li> 1000 ML에 준비 매체의 최종 볼륨을 조정하고 autoclaving하여 소독 .* </li><li> 장소 감동 접시에 매체를 autoclaved하고 교반하면서 그것을 진정 그 한천은 병의 바닥에 침전되지 않습니다. ~ 60 ° C. *로 매체를 쿨 </li><li> 100mm 페트리 접시에 붓고. 4 접시 보관 ° C. </li></ol> * 팁 1 : 한천을 분해하지 마십시오. 그것은 autoclaving 동안 solubilize 것입니다. * 팁 2 : autoclaving 동안 병에 교반 막대를 유지하는데, 나중에 필요합니다. * 팁 3 : 10 s에 대한 autoclaved 병에 손을 유지할 수있다면, 그것은 매체 충분히 식었 당신이 접시를 따르고 시작할 수있다는 것을 의미합니다. 2 부. 식물과 성장 조건. <ol><li> Arabidopsis thaliana의 씨앗을 소독 <ol><li> eppendorf의 microcentrifuge 튜브에 씨앗 100 MG를 삽입하고 70 % 에탄올 1 ML를 추가합니다. 잘 믹스 2 분 알을 품다. , 씨앗을 스핀 다운 뜨는을 대기음. </li><li> 1.8 %의 표백제 용액 1 ML 추가 * 0.1 % 트윈 - 20를 포함. 10 분 섞는다. 종자 및 대기음 표백 용액을 스핀. </li><li> 이 단계는 층류 후드에서 수행되어야한다. 씨앗을 멸균 물 1 ML 추가, 잘 섞는다. 물을 기음, 씨앗을 스핀. 이 단계에게 5 회 반복합니다. </li></ol></li><li> 1 단계 접시 (100 씨앗 / 플레이트)의 준비에 씨앗을 퍼뜨린다. </li><li> 4 24-48 H에 대한 씨앗을 품고 번호판을 계속 ° 충화 동안 짙은 어둠 속에서 C. </li><li> 19분의 23 ° C 빛 / 어둠의 온도 정권 8 H light/16 H 어두운 photoperiod (250 μmol m -2 S -1의 광합성 광자 선속 밀도에서)와 함께 성장 챔버에서 14 일 동안 식물을 성장하고 75 % 상대 습도. </li></ol> * 팁 1 : 블리치 솔루션 지어낸입니다 희석 가정 Clorox하여 6 % 나트륨 차아 염소 산염을 포함하고 0.1 %의 최종 농도 트윈 - 20를 추가. 부 3. Arabidopsis 모종의 protoplasts의 고립. <ol><li> 슬라이스 필터 - 살균 TVL 솔루션의 15 ML에 신선한 면도날로 14 일 된 모종의 2g. 우리는 일회용 멸균 배양 접시에 식물 자료를 들어온다. </li><li> 200 ML의 비커에 잘게 조직을 전송, 필터 살균 효소 솔루션, 소용돌이 효소 솔루션으로 조직 믹스가 parafilm 및 알루미늄 호일로 커버하도록 비커 20 ML를 추가합니다. </li><li> 16-18 H. 위해 상온에서 어두운 35 RPM에서 식물 조직 쉐이크 </li><li> 치즈 천 8 층, W5 용액에 미리 서부 유럽 표준시를 통해 거를 50 ML 팔콘 튜브에 공개 protoplasts를 수집합니다. </li><li> W5 솔루션의 15 ML과 천을 세탁하여 치즈 천으로 한 번 더에서 체의 protoplasts. </li><li> 조심스럽게 W5 솔루션의 10 ML과 오버레이 protoplasts은 설탕 기울기를 방해하지, 원심 분리기를 100 7 분, G.위한 </li><li> 효소 솔루션 및 W5 솔루션 (그림의 1B)의 인터페이스에서 protoplasts 10 ML를 수집하고 새로운 50 ML 팔콘 튜브로 전송할 수 있습니다. </li><li> 60 G.에서 5 분 15 ML W5 솔루션, 원심 분리기 추가 뜨는을 제거합니다. </li><li> 60g에서 5 분 대한 15ml W5의 솔루션, 원심 분리기에 protoplasts을 resuspending하여 효소 솔루션에서 무료 protoplasts 와시 </li><li> 1 - 3ml W5 솔루션에 뜨는, resuspend pelleted protoplasts를 제거합니다. </li><li> hemocytometer로 계산하여 세포 원형질의 수율을 평가해보십시오. </li></ol> 부 4. 시약 : TVL : sorbitol 0.3 M, 50 MM CaCL이 필터 - 소독 및 -20 ° C.에 저장 효소 솔루션 : 0.5 M의 자당, 10 MM MES - ​​코 [산도 5.7], 20 MM CaCl 2, 40 MM KCl, 1 % Cellulase (Onozuka R - 10), 1 %의 Macerozyme (R10). 필터 - 소독과 갓 사용합니다. W5 솔루션 : 0.1 % (W / V) 포도당, 0.08 % (W / V) KCl, 0.9 % (W / V) NaCl, 1.84 % (W / V) CaCl 2, 2 MM MES - ​​코 산도 5.7. 필터 - 소독하고 실온에서 저장합니다. 제 5 부 : 대표 결과 : 부품 1과 2에서 설명한 Arabidopsis 문화 조건을 사용하면 protoplasts (그림 1A)을 분리에 적합한 건강한 모종을 렌더링. 원형질은 자당 농도 그라디에 의해 정화 아르엔트 원심 분리 및 W5 및 효소 솔루션 (그림의 1B)의 인터페이스에서 수집했습니다. 제 3에 설명되어있는 원형질 분리 절차를 사용하여 우리는 일반적으로 신선한 모종 중 하나 그램에서 그대로 protoplasts의 10월 5일부터 10일까지 6 (그림 1C)를 수확. <img src="/files/ftp_upload/1149/Fig1.jpg" alt="그림 1" /> 그림 1. Arabidopsis 모종의 protoplasts의 고립. A, Arabidopsis 14 일 된 모종의 조직가의 수정 절차 (첸과 Halkier, 2000)이 수집하여 protoplasts로 변환되었습니다. B, Protoplasts은 자당 밀도 기울기 원심 분리에 의해 정화 및 효소 솔루션의 인터페이스에서 수집되었습니다 W5 uffer (화이트 화살표). C, protoplasts의 브라이트 - 필드 현미경. Microphotographs은 자이스 혈구 Axioscope이 플러스 현미경으로 연계 냉각 CCD 카메라를 사용하여 수집되었습니다.

<ol>
	<li>Cocking, E. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Method+for+the+Isolation+of+Plant+Protoplasts+and+Vacuoles.">A Method for the Isolation of Plant Protoplasts and Vacuoles.</a> Nature. 187, 962-963 (1960).</li><li>Chen, S., Halkier, B. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Characterization+of+glucosinolate+uptake+by+leaf+protoplasts+of+Brassica+napus.">Characterization of glucosinolate uptake by leaf protoplasts of Brassica napus.</a> J Biol Chem. 275, 22955-22960 (2000).</li><li>Robert, S., Zouhar, J., Carter, C., Raikhel, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Isolation+of+intact+vacuoles+from+Arabidopsis+rosette+leaf-derived+protoplasts.">Isolation of intact vacuoles from Arabidopsis rosette leaf-derived protoplasts.</a> Nat. Protocols. 2, 259-262 (2007).</li><li>Yoo, S. D., Cho, Y. H., Sheen, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Arabidopsis+mesophyll+protoplasts:+a+versatile+cell+system+for+transient+gene+expression+analysis.">Arabidopsis mesophyll protoplasts: a versatile cell system for transient gene expression analysis.</a> Nat Protoc. 2, 1565-1572 (2007).</li><li>Zhai, Z., Sooksa-nguan, T., Vatamaniuk, O. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Establishing+RNAi+as+a+reverse+genetic+approach+for+gene+functional+analysis+in+protoplasts.">Establishing RNAi as a reverse genetic approach for gene functional analysis in protoplasts.</a> Plant Phys. 149, 642-652 (2009).</li></ol>

식물 유전자의 기능 분석에의 이용에 대해이 절차를 설명 잠정 특허는 기술 기업 및 상용화에 대한 코넬 센터 (CCTEC) 월 2008 접수되었습니다. OK Vatamaniuk, 그리고 Zhai, 식물 유전자의 기능 분석에 대한 신속한 Z. 방법 : 내용 적요 대한 50341/015001 없습니다.

그대로 원형질의 높은 수율을 보장하기 위해서는 건강 식물 - 시작하는 것은 매우 중요하다. protoplasts를 분리 위해 필터 소독 솔루션을 사용합니다. protoplasts가되기 것을 기억하십시오. 따라서 protoplasts을 처리하는 경우, pipet 또는 그들을 브레이크 것입 적극적으로부터 와동을 혼합하지 않습니다. 대신 천천히 회전 또는 원심 튜브를 녹화하여 protoplasts를 섞는다. 적어도 96 H.에 대한 가능한 설명하?...

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		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Murashige and Skoog Basal Salt Mixture (MS)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sigma</td>
<td>M5524</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Agar</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Sigma</td>
<td>A1296</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Petri Dishes (100x15mm)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Kreckeler Scientific</td>
<td>82-4001</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Cellulase (Onozuka R&#x2010;10)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>RPI Corp</td>
<td>C32200</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Macerozyme (R10)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>RPI Corp</td>
<td>M22010</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Cheesecloth wipes</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fisher Scientific</td>
<td>06-665-29</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Lab Rotator</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Fisher Scientific</td>
<td>1167152Q</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Allegra X&#x2010;15R Centrifuge</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>VWR</td>
<td>392932</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Axioskop2 Plus Microscope</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Zeiss</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

isolation of protoplasts from tissues of 14-day-old seedlings of arabidopsis thaliana

Protoplasts 자신의 세포 벽을 제거 효소가 있었 식물의 세포 수 있습니다. 다른 식물의 조직에서 protoplasts의 분리가 먼저 40 년 이상 전에보고되었다<sup&gt; 1</sup&gt; 이후 같은 subcellular 단백질의 지방화, 손상 organelles의 고립을 두 번 좌초 RNA 간섭 (RNAi)에 의해 유전자 불활 성화 대상으로 세포 프로세스 다양한, 연구에 적응되었습니다<sup&gt; 2-5</sup&gt;. 원형질 분리 프로토콜의 대부분은 성숙 Arabidopsis의 잎 조직 (예 : 35 일 된 식물)를 사용<sup&gt; 2-4</sup&gt;. 우리는 14 일 된 Arabidopsis의 모종을 채용하여 기존의 프로토콜을 수정했습니다. 이 절차에서는, 14 일 된 모종의 일g 5 10 굴복<sup&gt; 6</sup&gt; -10<sup&gt; 7</sup&gt; 최소한 96시간 그대로 유지 protoplasts. 모종의 protoplasts의 수확량은 성숙 Arabidopsis의 잎사귀에서 준비를 비교하지만, 대신 35-36일의 protoplasts의 분리는 15 일 이내에 완료됩니다. 이것은 성숙한 식물을 사용하는 경우 protoplasts를 분리하는 데 필요한 시간과 성장 챔버 공간을 감소 수 있으며 그대로 protoplasts을 필요로 하류 연구를 신속.

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Isolation of Protoplasts from Tissues of 14-day-old Seedlings of Arabidopsis thaliana

이 동영상은 Arabidopsis 14 일 된 모종의 조직에서 그대로 protoplasts를 분리하는 절차를 보여줍니다. 격리 protoplasts 적어도 96h 위해 그대로 유지하고 대신 한 달 된 성숙한 식물의 모종으로부터 격리되는 감안할 때,이 절차는 그대로 protoplasts가 필요한 assays을 신속.

14 일 된 모종의 조직에서 Protoplasts의 분리 Arabidopsis thaliana</em

Protoplasts are plant cells that have had their cell walls enzymatically removed. Isolation of protoplasts  from different plant tissues was first ...

isolation-protoplasts-from-tissues-14-day-old-seedlings-arabidopsis

Research

JoVE Journal

Biology

Isolation of Protoplasts from Tissues of 14-day-old Seedlings of Arabidopsis thaliana

35.7K 조회수.  Cornell University. 이 동영상은 Arabidopsis 14 일 된 모종의 조직에서 그대로 protoplasts를 분리하는 절차를 보여줍니다. 격리 protoplasts 적어도 96h 위해 그대로 유지하고 대신 한 달 된 성숙한 식물의 모종으로부터 격리되는 감안할 때,이 절차는 그대로 protoplasts가 필요한 assays을 신속.

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Efficient and Rapid Isolation of Early-stage Embryos from Arabidopsis thaliana Seeds

In flowering plants, the embryo develops within a nourishing tissue - the endosperm - surrounded by the maternal seed integuments (or seed coat). As a consequence, the isolation of plant embryos at early stages (1 cell to globular stage) is technically challenging due to their relative inaccessibility. Efficient manual dissection at early stages is strongly impaired by the small size of young Arabidopsis seeds and the adhesiveness of the embryo to the surrounding tissues. Here, we describe a method that allows the efficient isolation of young Arabidopsis embryos, yielding up to 40 embryos in 1 hr to 4 hr, depending on the downstream application. Embryos are released into isolation buffer by slightly crushing 250-750 seeds with a plastic pestle in an Eppendorf tube. A glass microcapillary attached to either a standard laboratory pipette (via a rubber tube) or a hydraulically controlled microinjector is used to collect embryos from droplets placed on a multi-well slide on an inverted light microscope. The technical skills required are simple and easily transferable, and the basic setup does not require costly equipment. Collected embryos are suitable for a variety of downstream applications such as RT-PCR, RNA sequencing, DNA methylation analyses, fluorescence in situ hybridization (FISH), immunostaining, and reporter gene assays.

Efficient and Rapid Isolation of Early-stage Embryos from Arabidopsis thaliana Seeds

We report an efficient and simple method to isolate embryos at early stages of development from Arabidopsis thaliana seeds. Up to 40 embryos can be isolated in 1 hr to 4 hr, depending on the downstream application. The procedure is suitable for transcriptome, DNA methylation, reporter gene expression, immunostaining and fluorescence in situ hybridization analyses.

에서 초기 단계의 배아의 효율적이고 신속한 분리<em&gt; 애기 장대</em&gt; 씨앗

In flowering plants, the embryo develops within a nourishing tissue - the endosperm - surrounded by the maternal seed integuments (or seed coat). As a ...

연구

생물학

Histochemical Staining of Arabidopsis thaliana Secondary Cell Wall Elements

Arabidopsis thaliana is a model organism commonly used to understand and manipulate various cellular processes in plants, and it has been used extensively in the study of secondary cell wall formation. Secondary cell wall deposition occurs after the primary cell wall is laid down, a process carried out exclusively by specialized cells such as those forming vessel and fiber tissues. Most secondary cell walls are composed of cellulose (40&#8211;50%), hemicellulose (25&#8211;30%), and lignin (20&#8211;30%). Several mutations affecting secondary cell wall biosynthesis have been isolated, and the corresponding mutants may or may not exhibit obvious biochemical composition changes or visual phenotypes since these mutations could be masked by compensatory responses. Staining procedures have historically been used to show differences on a cellular basis. These methods are exclusively visual means of analysis; nevertheless their role in rapid and critical analysis is of great importance. Congo red and calcofluor white are stains used to detect polysaccharides, whereas M&#228;ule and phloroglucinol are commonly used to determine differences in lignin, and toluidine blue O is used to differentially stain polysaccharides and lignin. The seemingly simple techniques of sectioning, staining, and imaging can be a challenge for beginners. Starting with sample preparation using the A. thaliana model, this study details the protocols of a variety of staining methodologies that can be easily implemented for observation of cell and tissue organization in secondary cell walls of plants.

Histochemical Staining of Arabidopsis thaliana Secondary Cell Wall Elements

Plant cell wall composition varies between tissue types and can include lignin, cellulose, hemicelluloses, and pectin. Various staining techniques have been developed to visualize differences at the cell-type level. This paper is a compilation of commonly used cell wall staining techniques.

의 조직 화학 염색<em&gt; 애기 장대</em&gt; 차 전지 벽 요소

Arabidopsis thaliana is a model organism commonly used to understand and manipulate various cellular processes in plants, and it has been used extensively ...

Rapid Analysis of Circadian Phenotypes in Arabidopsis Protoplasts Transfected with a Luminescent Clock Reporter

The plant circadian clock allows the anticipation of daily changes to the environment. This anticipation aids the responses to temporally predictable biotic and abiotic stress. Conversely, disruption of circadian timekeeping severely compromises plant health and reduces agricultural crop yields. It is therefore imperative that we understand the intricate regulation of circadian rhythms in plants, including the factors that affect motion of the transcriptional clockwork itself.
Testing circadian defects in the model plant Arabidopsis thaliana (Arabidopsis) traditionally involves crossing specific mutant lines to a line rhythmically expressing firefly luciferase from a circadian clock gene promoter. This approach is laborious, time-consuming, and could be fruitless if a mutant has no circadian phenotype. The methodology presented here allows a rapid initial assessment of circadian phenotypes. Protoplasts derived from mutant and wild-type Arabidopsis are isolated, transfected with a rhythmically expressed luminescent reporter, and imaged under constant light conditions for 5 days. Luminescent traces will directly reveal whether the free-running period of mutant plants is different from wild-type plants. The advantage of the method is that any Arabidopsis line can efficiently be screened, without the need for generating a stably transgenic luminescent clock marker line in that mutant background.

The circadian clock regulates about a third of the Arabidopsis transcriptome, but the percentage of genes that feed back into timekeeping remains unknown. Here we visualize a method to rapidly assess circadian phenotypes in any mutant line of Arabidopsis using luminescent imaging of a circadian reporter transiently expressed in protoplasts.

발광 시계 기자와 애기 장대 원형질체 트랜의 일주기 표현형의 신속한 분석

The plant circadian clock allows the anticipation of daily changes to the environment. This anticipation aids the responses to temporally predictable ...

Analysis of Arabidopsis thaliana Growth Behavior in Different Light Qualities

Plant biologists often need to observe the growth behavior of their chosen species. To this end, the plants need constant environmental and stable light conditions, which are preferably variable in quantity and quality so that studies under different setups can be conducted. These requirements are met by climatic chambers featuring light emitting diodes (LED) lights, which can &#8211; in contrast to fluorescent lights &#8211; be set to different wavelengths. LEDs are energy conserving and emit virtually no heat even at light intensities, which often constitutes a problem with other light sources. The presented protocol provides a step-by-step guidance of how to program a climatic chamber equipped with variable LED lights as well as describing several approaches for in depth analysis of growth phenotypes. Depending on the experimental set-up various characteristics of the growing plants can be observed and analyzed. Here we describe how to determine fresh weight, leaf area, photosynthetic activity, and stomatal density. We demonstrate that in order to obtain reliable data and draw valid conclusions it is mandatory to use a sufficient number of individuals for statistical evaluation. Taking too few plants for this kind of analysis results in high statistical errors and consequently in less clear interpretations of the data.

Analysis of Arabidopsis thaliana Growth Behavior in Different Light Qualities

Here, we present a protocol for studying plant growth behavior and especially phenotypes in a reproducible manner. We show how to provide variable and at the same time stable light conditions. Proper analyses depend on sufficient sample numbers and valid statistical evaluations.

다른 빛 자질에 애기 thaliana 성장 행동의 분석

Plant biologists often need to observe the growth behavior of their chosen species. To this end, the plants need constant environmental and stable light ...

컨포칼 이미징을 통한 ERL1 동역학의 시공간 조사

Image-Based Methods to Study Membrane Trafficking Events in Stomatal Lineage Cells

In eukaryotic cells, membrane components, including proteins and lipids, are spatiotemporally transported to their destination within the endomembrane system. This includes the secretory transport of newly synthesized proteins to the cell surface or the outside of the cell, the endocytic transport of extracellular cargoes or plasma membrane components into the cell, and the recycling or shuttling transport of cargoes between the subcellular organelles, etc. Membrane trafficking events are crucial to the development, growth, and environmental adaptation of all eukaryotic cells and, thus, are under stringent regulation. Cell-surface receptor kinases, which perceive ligand signals from the extracellular space, undergo both secretory and endocytic transport. Commonly used approaches to study the membrane trafficking events using a plasma membrane-localized leucine-rich-repeat receptor kinase, ERL1, are described here. The approaches include plant material preparation, pharmacological treatment, and confocal imaging setup. To monitor the spatiotemporal regulation of ERL1, this study describes the co-localization analysis between ERL1 and a multi-vesicular body marker protein, RFP-Ara7, the time series analysis of these two proteins, and the z-stack analysis of ERL1-YFP treated with the membrane trafficking inhibitors brefeldin A and wortmannin.

저자 스포트라이트: 기공 계통 세포에서 막 이동 이벤트를 연구하기 위한 이미지 기반 방법  

Several commonly used methods are introduced here to study the membrane trafficking events of a plasma membrane receptor kinase. This manuscript describes detailed protocols including the plant material preparation, pharmacological treatment, and confocal imaging setup.

기공 계통 세포에서 막 트래피킹 사건을 연구하기 위한 이미지 기반 방법

In eukaryotic cells, membrane components, including proteins and lipids, are spatiotemporally transported to their destination within the endomembrane ...

애기장대(Arabidopsis thaliana)의 꽃가루 수화 프로필을 측정하는 개선된 방법

A High-Resolution, Single-Grain, In Vivo Pollen Hydration Bioassay for Arabidopsis thaliana

Sexual reproduction in flowering plants requires initial interaction between the pollen grain and the stigmatic surface, where a molecular dialog is established between the interacting partners. Studies across a range of species have revealed that a series of molecular checkpoints regulate the pollen-stigma interaction to ensure that only compatible, generally intraspecific pollen is successful in effecting fertilization. In species that possess a 'dry stigma', such as the model plant Arabidopsis thaliana, the first post-pollination, prezygotic compatibility checkpoint is the establishment of pollen hydration. 
This phase of pollination is tightly regulated, whereby signals from the pollen grain elicit the release of water from the stigma, thus permitting pollen hydration. The ability to accurately measure and track pollen hydration over time is key to the design of experiments directed at understanding the regulation of this critical step in reproduction. Published protocols frequently utilize flowers that have been excised from the parent plant, maintained on liquid or solid media, and bulk pollinated. 
This paper describes a noninvasive, in vivo pollination bioassay that permits minute-by-minute hydration tracking of individual A. thaliana pollen grains at high resolution. The assay is highly reproducible, able to detect very subtle variations of pollen hydration profiles, and thus is suitable for the analysis of mutants that affect pathways regulating pollination. Although the protocol is lengthier than those described for bulk pollinations, the precision and reproducibility it provides, along with its in vivo nature, make it ideal for the detailed dissection of pollination phenotypes.

저자 스포트라이트: Arabidopsis thaliana에 대한 고해상도, 단일 곡물, 생체 내 꽃가루 수화 생물검정  

An improved method to measure pollen hydration profiles in Arabidopsis thaliana is described here. The new method offers higher resolution, is noninvasive, and is highly reproducible. The protocol represents a new tool for a finer dissection of the processes that regulate the early stages of pollination.

Arabidopsis thaliana에 대한 고분해능, 단일 입자, 생체 내 꽃가루 수화 생물학적 분석

Sexual reproduction in flowering plants requires initial interaction between the pollen grain and the stigmatic surface, where a molecular dialog is ...