애질런트 Stratagene 제품 부문 <ul><li> Harini 라비 </li><li> 나탈리아 Novorodovskaya </li><li> 스콧 Basehore </li><li> 제프 브래먼 </li><li> 레이첼 포모사 </li><li> 론다 앨런 </li><li> 라제쉬 Bagga </li><li> 데릭 홀 </li><li> 사라 Jandle </li><li> 다니엘 허프만 </li></ul> 애질런트 연구소 <ul><li> 로버트 킨케이드 </li><li> 메리 맥브라이드 </li></ul> 애질런트 유럽 <ul><li> 니겔 스키너 </li><li> Juergen는 슈나이더 </li><li> 스테판 뮬러 </li><li> 마틴 Kratzmeier </li></ul> 캠덴 BRI <ul><li> 스티브 가레트 </li></ul>

1 : DNA 추출을위한 물고기 샘플 준비 <ol><li> 테스트 각 물고기 샘플 들어, 단일 1.5 - ML microcentrifuge 관으로, 10 MG 1 G (가공 또는 조리) 사이의 무게, 물고기 조직의 조각을 넣으십시오. 표본의 크기에 따라 생선의 샘플의 무게를 계산하는 지침으로 아래 그림을 사용하십시오. <img src="/files/ftp_upload/1871/1871fig1.jpg" alt="그림 1" /> 그림 1. 물고기 샘플의 질량 견적 샘플 크기에 따라. </li><li> 65 미리 따뜻한 Proteinase K의 소화 버퍼 ° C 배양기 또는 물 목욕 5 분. </li><li> Proteinase K의 소화 버퍼 및 샘플 당 Proteinase K 20 μl 200 μl를 결합하여 Proteinase K의 작업 솔루션을 준비합니다. 참고 : 각 사용하기 전에 Proteinase K의 새로운 작업 솔루션을 준비합니다. </li><li> 물고기 샘플 각각 1.5 ML 튜브에 Proteinase K의 작업 솔루션을 220 μl를 추가합니다. 65 튜브를 품어 ° C 배양기 또는 물 목욕 10 분. </li><li> 펠렛 소화되지 않은 조직에 XG 14,000 3 5 분 microcentrifuge에 튜브를 스핀. </li><li> 새로운 1.5 - ML 튜브에 각 뜨는 150 μl을 전송합니다. 튜브 또는 튜브의 상단에 나타날 수있는 기름진 재료의 바닥에서 소화되지 않은 자료를 전송하지 마십시오. 뜨는 이러한 튜브는 샘플있는 게놈에서 DNA가 추출됩니다. </li></ol> 2 : 게놈 DNA를 추출 <ol><li> 멸균 용기 (폴리 프로필렌 튜브 또는 유리병)에서 90 % sulfolane 320 μl 및 샘플 당 핵산 바인딩 버퍼의 170 μl를 결합하여 sulfolane과 핵산 바인딩 버퍼의 작업 솔루션을 준비합니다. 당신은 다음 4 주 이내에 검토 계획으로 많은 샘플을 처리하기 위해이 혼합물의 충분한 수량을 준비 할 수 있습니다. 이 혼합물은 실온에서 30까지 일 동안 저장할 수 있습니다. 저장하는 동안 빛을 혼합을 노출하지 마십시오. </li><li> 각 물고기 견본 sulfolane / 바인딩 버퍼 혼합 (위의 단계 1에서 준비)의 490 μl를 추가합니다. 소용돌이 또는 pipet 균질 때까지 반복적으로 샘플. 이 혼합물의 추가 640 μl 각 샘플의 전체 볼륨을 가져올 것이다. </li><li> 2 ML 소켓 튜브 내에 자리 (제공) 및 스핀 컵 상단에 튜브의 뚜껑을 스냅되어 DNA 바인딩 스핀 컵 각 샘플을 전송합니다. </li><li> 스핀 컵 매트릭스에 DNA를로드 14,000 XG에서 1 분 microcentrifuge에 샘플을 스핀. </li><li> 제거하고 유지 스핀 컵과 filtrates 폐기하십시오. 각 샘플은 용기 튜브의 스핀 컵 교체 후 1X 높은 소금 와시 버퍼 500 μl를 추가하고 튜브 뚜껑. </li><li> 1 분 14,000 XG에서 microcentrifuge에 샘플을 스핀. </li><li> 제거하고 유지 스핀 컵과 filtrates 폐기하십시오. 각 샘플은 용기 튜브의 스핀 컵을 대체하고 80 % 에탄올 500 μl를 추가하고 튜브 뚜껑. </li><li> 1 분 14,000 XG에서 microcentrifuge에 샘플을 스핀. </li><li> 80 % 에탄올 500 μl 3 세척의 총 단계 7 및 8 두 번 더 반복합니다. </li><li> 80 % 에탄올에서 세번째로 세척 후, 제거하고 스핀 컵을 유지하고 filtrates 폐기하십시오. 자신의 소켓 튜브의 스핀 컵을 교체하고 섬유 매트릭스를 건조 14,000 XG 2 분 microcentrifuge에 스핀. </li><li> 1.5 M1 수집 튜브에 스핀 컵을 전송합니다. 직접 컵 안에있는 섬유 매트릭스의 각 회전 컵에 용출 버퍼 100 μl를 추가합니다. 스핀 컵에 컬렉션 튜브의 뚜껑을 스냅 1 분간 실온에서 알을 품다. </li><li> 1 분 최대 속도에서 microcentrifuge에 샘플을 스핀. </li><li> 정화 DNA는 microcentrifuge 관에서 용출 버퍼에 있​​습니다. 스핀 컵을 취소하고 튜브 뚜껑. DNA는 최대 1 개월 4 ° C에 저장된 수 있습니다. 장기 저장을 위해, 20의 DNA를 저장 ° C 또는 80 ° C. </li><li> 원하는 경우, 당신은 분광 광도계의 DNA 샘플의 농도를 측정 수 있습니다. </li></ol> 게놈 DNA의 추출 프로토콜은 일반적으로 5 μl / NG 500 NG / μl에 이르기까지 다양한 농도로 샘플을 산출. PCR - RFLP 프로토콜은 0.05에서 μl / NG NG / μl 2000 어디까지 DNA 샘플로 우물을 사용할 수 있습니다. 3 : PCR 반응 설정 <ol><li> 무균, DNase없는 물을 32 μl와 DNA 주식의 8 μl를 결합하여 긍정적인 제어 연어 DNA의 50 μl / NG 희석을​​ 준비합니다. 섞어 와동. 희석 샘플 ° C 나중에 사용하기 위해 4 저장할 수 있습니다. </li><li> 순서 아래의 테이블에 구성 요소를 결합하여 반응을 준비합니다. 에 나열된 볼륨을 조절하여 동시에 실행 될 모든 PCR 반응에 대한 단일 시약 혼합물을 준비테이블. 테스트 DNA 샘플을뿐만 아니라, 긍정적인 제어 반응과 노 - 템플릿 컨트롤 반응을 포함합니다. 각 테스트의 DNA 샘플을 준비 중복 PCR 반응을 권장합니다. 모든 반응 더하기 하나는 반응 부피 초과 정도 시약 혼합물을 준비합니다. 당신이 5 테스트 DNA 샘플이 있으면 검사 반응의 중복을 포함하는 경우 예를 들어, 8 개의 반응 (5 테스트 반응, 1 긍정적인 컨트롤, 1 노 템플릿 컨트롤, 1 초과) 또는 13 반응 중 충분한 시약 혼합물을 준비 (10 중복 검사 반응, 1 긍정적인 컨트롤, 1 노 템플릿 컨트롤 1 초과). PCR 시약 혼합물 <table border="1"><tbody><tr><td> 구성 요소 </td><td> 볼륨 1 반응 </td><td> 볼륨 5 반응에게 </td></tr><tr><td> DH 2 O, 불임 </td><td> 9 μl </td><td> 45 μl </td></tr><tr><td> 2X PCR 마스터 믹스 </td><td> 12.5 μl </td><td> 62.5 μl </td></tr><tr><td> 프리머 믹스 </td><td> 2.5 μl </td><td> 12.5 μl </td></tr><tr><td> 총 부피 </td><td> 24 μl </td><td> 120 μl </td></tr></tbody></table></li><li> 소용돌이는 시약의 혼합은 그럼, 각각의 얇은 벽의 PCR 반응 관 24 μl를 배포합니다. </li><li> 긍정적인 제어 반응 관에 희석 긍정적인 제어 DNA 1 μl를 추가합니다. 테스트 샘플 튜브하려면, 테스트 DNA 샘플 1 μl를 추가합니다. 노 템플릿 컨트롤 반응은 DNA 대신에 DNase 무료 물 1 μl를 추가합니다. 교차 오염을 방지하기 위해, 각각의 DNA 샘플을위한 신선한 pipet 팁을 사용합니다. 예제를 추가 후, 신속 튜브의 내용을 pipetting 아래로 반응을 섞는다. </li><li> 간단히 튜브를 혼합하고 원심 분리기에 반응 튜브, 소용돌이 튜브 캡. </li></ol> 4 : PCR 프로토콜을 실행 <ol><li> 열 자전거 타는 사람의 반응을 놓고 아래와 같이 PCR 프로그램을 실행합니다. PCR 사이클링 프로토콜 <table border="1"><tbody><tr><td> 세그먼트 </td><td> 사이클 수 </td><td> 온도 </td><td> 존속 기간 </td></tr><tr><td> 1 </td><td> 1 </td><td> 95 ° C </td><td> 오분 </td></tr><tr><td> 2 </td><td> 40 </td><td> 95 ° C 50 ° C 72 ° C </td><td> 30초 30초 30초 </td></tr><tr><td> 3 </td><td> 1 </td><td> 72 ° C </td><td> 7분 </td></tr></tbody></table></li></ol> 5 : 제한 효소로 다이제스트 PCR 제품 <ol><li> 라벨 0.5 - ML 튜브 또는 제한 다이제스트 반응을 위해 사용됩니다 0.2 - ML 스트립 튜브. DdeI, HaeIII 및 NlaIII : 각 PCR 반응은 3 가지 다른 제한 효소로 소화합니다. 따라서, 각각의 PCR 반응에 대해, PCR 샘플의 이름과 제한 효소의 이름으로 별도의 세 가지 튜브 라벨. </li><li> 순서 아래의 구성 요소를 결합하여 DdeI의 digestions위한 시약 혼합물을 준비합니다. 각 구성 요소의 배수를 사용하는 모든 DdeI의 소화 반응 (더하기 하나 이상의 반응 볼륨 초과)에 대한 단일 시약 혼합물을 준비합니다. PCR이 완료되면, PCR 반응은 제한 단편 길이 다형성 (RFLP) 분석을위한 제한 효소로 처리됩니다. DdeI의 소화 시약 혼합물 <table border="1"><tbody><tr><td> 구성 요소 </td><td> 음량 </td></tr><tr><td> DH 2 O, 불임 </td><td> 1.5 μl </td></tr><tr><td> 10X DdeI 버퍼 </td><td> 0.5 μl </td></tr><tr><td> 10X DdeI 효소 </td><td> 0.5 μl </td></tr></tbody></table></li><li> 소용돌이는 시약의 혼합은, 그럼 DdeI에 대한 라벨이 붙지만 개별 반응 튜브 2.5 μl를 배포합니다. </li><li> 순서 아래의 구성 요소를 결합하여 HaeIII의 digestions위한 시약 혼합물을 준비합니다. 각 구성 요소의 배수를 사용하는 모든 HaeIII의 소화 반응 (더하기 하나 이상의 반응 볼륨 초과)에 대한 단일 시약 혼합물을 준비합니다. HaeIII의 소화 시약 혼합물 <table border="1"><tbody><tr><td> 구성 요소 </td><td> 음량 </td></tr><tr><td> DH 2 O, 불임 </td><td> 1.5 μl </td></tr><tr><td> 10X HaeIII 버퍼 </td><td> 0.5 μl </td></tr><tr><td> 10X HaeIII 효소 </td><td> 0.5 μl </td></tr></tbody></table></li><li> 소용돌이는 시약의 혼합은, 그럼 HaeIII에 대한 라벨이 붙지만 개별 반응 튜브 2.5 μl를 배포합니다. </li><li> 에 대한 시약 혼합물을 준비순서 아래의 구성 요소를 결합하여 NlaIII의 digestions가. 각 구성 요소의 배수를 사용하는 모든 NlaIII의 소화 반응 (더하기 하나 이상의 반응 볼륨 초과)에 대한 단일 시약 혼합물을 준비합니다. NlaIII의 소화 시약 혼합물 <table border="1"><tbody><tr><td> 구성 요소 </td><td> 음량 </td></tr><tr><td> DH 2 O, 불임 </td><td> 1.5 μl </td></tr><tr><td> 10X NlaIII 버퍼 </td><td> 0.5 μl </td></tr><tr><td> 10X NlaIII 효소 </td><td> 0.5 μl </td></tr></tbody></table></li><li> 소용돌이는 시약의 혼합은, 그럼 NlaIII에 대한 라벨이 붙지만 개별 반응 튜브 2.5 μl를 배포합니다. </li><li> 각 소화 반응은 표시된 튜브에 적절한 PCR 제품의 2.5 μl를 추가합니다. 테스트 PCR 반응뿐만 아니라 긍정적인 반응 제어의 모든 세 가지 제한 효소로 소화해야합니다. </li><li> 소용돌이 소화 반응은 다음 간단히 튜브를 원심 분리기. </li><li> 37 ° C 2 시간 동안 모든 소화 반응을 품어. 이 부화는 온도 자전거 타는 사람으로 수행할 수 있습니다. 원하는 경우, 반응 ° C 야간 37 남아있을 수 있습니다. </li><li> ° C 15 분 65 반응을 전송합니다. 이 단계는 열 자전거 타는 사람으로 수행할 수 있습니다. </li><li> 물론 각각의 반응과 와동 60 MM EDTA (에틸렌 다이아 민 테트라 초산) (키트와 함께 제공) 1 μl를 추가합니다. </li></ol> 6 : 제한 다이제스트 패턴을 분석 <ol><li> 젤 염색 믹스를 준비, 칩 마중물 역에서 DNA 칩을 배치하고, DNA 칩에 믹스를로드합니다. </li><li> 잘 래더 기호와 칩 12 샘플 우물의 각에 표시된에 DNA 마커의 Pipet 5 μl. DNA 표지는 녹색 덮인 튜브의 DNA 1,000 시약 키트에 제공됩니다. </li><li> 잘 사다리 기호로 표시된에 DNA를 사다리 Pipet 1 μl. DNA의 사다리는 노란색 덮인 튜브의 DNA 1,000 시약 키트에 제공됩니다. </li><li> DNA 샘플을 각각 들어, 아래 그림에있는 지침에 따라 칩 12 샘플 우물 중 하나에 각각 제한 소화 반응의 pipet 1 μl. 이 방법을 사용하여, 우물 1-3은 긍정적인 컨트롤 샘플 3 소화 반응에 대한 있으며, 우물 4-6는 테스트 샘플 2 3 소화 반응를위한 테스트 샘플 1, 우물 7-9에서 3 소화 반응에 대한 있으며, 그리고 우물 10-12는 소화하는 동안 생산 조각의 길이를 결정하기 위해 애질런트 2100 Bioanalyzer에 제한 다이제스트 반응을 3.Analyze 테스트 샘플에 대해 3 소화 반응위한 것입니다. 애질런트 DNA 1000 키트 가이드 Bioanalyzer에 실험실 칩을 실행하기위한 완벽한 지침을했다. 간단한 프로토콜은 사용자의 편의를 위해 아래에 제공됩니다. <img src="/files/ftp_upload/1871/1871fig2.jpg" alt="그림 2" /> 그림 2. 칩 샘플 조직입니다. 당신이 사용하지 않는 우물에 이하 4 개 이상의 DNA 샘플, 물 pipet 1 μl가있다면. 당신은 4 DNA 샘플 이상이있다면, 당신은 두 개 이상의 칩을 실행해야합니다. 그것은 모든 칩에 긍정적인 컨트롤 샘플을 실행하는 데 필요한되지 않습니다. </li><li> 2,400 rpm으로 60 초 동안 이카의 와동 믹서 및 와동의 어댑터에 수평으로 칩을를 놓습니다. </li><li> 애질런트 2100 Bioanalyzer에 칩을 삽입하고 칩 실행을 시작합니다. 수신 신호는 원시 악기 컨텍스트에 표시됩니다. 실행이 완료되면, 봉우리는 알고리즘을 발견 정상의 설정을 사용하는 모든 샘플에 대한 식별됩니다. 당신이 알고리즘 정품 피크를 감지하는 데 실패했습니다 믿으면, 당신은 알고리즘이 절정을 식별할 수있는 값을 높이 임계값 설정점를 낮출 수 있습니다. </li><li> 검정 컨텍스트로 이동하여 칩 요약 탭을 선택합니다. 샘플 이름 필드에 아래 그림에 표시된 칩의 모든 12 우물에 대한 샘플 이름을 입력합니다. <img src="/files/ftp_upload/1871/1871fig3.jpg" alt="그림 3" /> 그림 3. 칩 요약 탭의 이름을 입력 샘플. </li></ol> 7 : RFLP Matcher를 사용하여 테스트 샘플 수종을 식별 애질런트 소프트웨어 응용 프로그램을 RFLP 디코더는 소화 반응에서 생산되는 조각의 길이에 따라 테스트 DNA 샘플에 대한 어종을 식별하는 데 사용할 수 있습니다. 테이블은 긍정적인 제어 제한 효소 예상 제품 크기 (BP) DdeI 117 7 예상의 DNA 단편 크기 , 332, 340 HaeIII 40, 105, 333 NlaIII 459 지시 RFLP Matcher에 기본 분석 설정을 사용 여기에 제공됩니다. 소프트웨어를 운영하고 디스플레이를 해석에 대한 자세한 내용은 소프트웨어의 도움말 시스템을 참조하십시오. <ol><li> RFLP의 디코더 프로그램을 실행합니다. </li><li> 파일&gt; 열기&gt; XAD 파일을 클릭합니다. 열기 대화 상자 윌난 엽니다. </li><li> 제한 다이제스트 반응을 포함하는 DNA 칩에 대한 XAD 파일을 선택합니다. 열기를 클릭합니다. 대화 상자가 칩에 로드된 있던 샘플 목록이 열립니다. </li><li> 한 DNA 샘플에 대응하는 세 소화 반응을 선택하고 드롭 다운 효소 열 아래 메뉴를 사용하여 각 시료에 대한 적절한 제한 효소를 지정합니다. 아래 그림에서 효소 열은 DNA 샘플 1 작성되었습니다. <img src="/files/ftp_upload/1871/1871fig4.jpg" alt="그림 4" /> 그림 4. 각 샘플에 대한 제한 효소를 지정. </li><li> 낮은 마커 &quot;의 %로 분 피크 높이 입력란에서 기본값은 10.0 %입니다. 필요한 경우이 값을보고되었다 작은 봉우리를 식별할 인하, 또는이 아닌 특정 소음으로 인한 봉우리를 폐기하기 위해 제기 수 있습니다 electropherogram가. 분 피크 높이 값에 조정을 한 후 Reintegrate를 클릭하십시오. <img src="/files/ftp_upload/1871/1871fig5.jpg" alt="그림 5" /> 그림 5. 최소 피크 높이 지정. </li><li> 대화 상자 하단의 CALC를 클릭하십시오. Bioanalyzer 실행에서 얻은 단편 길이 데이터 소프트웨어 필드를 채웁니다. </li><li> 화면의 왼쪽 상단에있는 점수가 드롭 다운 목록에서 데이터의 분석에 적합한 알고리즘을 선택합니다. 분석되고있는 물고기 시료는 단일 어종으로 구성되어있다면, 점수가 드롭 다운 목록에서 다이스 (네이 리)를 선택합니다. 샘플 종의 혼합물로 구성되어있다면, 혼합을 선택합니다. 화면의 하단에있는 테이블 결합 점수가 세 소화 반응의 결과에 따라 최고의 종 일치하는 목록을 표시. 종의 이름뿐 아니라 일반적인 이름 (아래 참조) 테이블에 나열되어 있습니다. 완벽한 일치 (1의 점수를 가진 사람) 녹색으로 강조 표시됩니다. 노란색으로 강조 일치는 일치 근처로 간주됩니다. 그 종족에 대한 FishBase 웹페이지를 표시하는 종의 이름을 두 번 클릭할 수도 있습니다. <img src="/files/ftp_upload/1871/1871fig6.jpg" alt="그림 6" /> 그림 6. 수종 식별은 소화를 기반으로. </li><li> 화면 상단의 낮은 컷오프 및 검색 허용 분야에서는 최고의 종 경기의 점수를 향상시키기 위해 기본 설정을 조정할 수 있습니다. 낮은 컷오프 값은 필드에 지정된 길이보다 짧은 모든 조각을 폐기하는 데 사용됩니다. 검색 허용 값은 길이 조각이 일치 고려해야 할 예측 조각을해야합니다 얼마나 가까 운지 결정합니다. </li><li> 반복이 같은 칩에 포함된 나머지 DNA 샘플을 8 통해 4 단계를 반복합니다. </li></ol> 8 : 대표 결과 : 4 가지 어종의 제한 다이제스트 샘플 Bioanlyzer 젤의 이미지는 아래 그림에 표시됩니다. 긍정적인 DNA 샘플에 대한 예상 결과는 아래 표에 요약되어 있습니다. <img src="/files/ftp_upload/1871/1871fig7.jpg" alt="그림 7" /> 그림 7. 제한 다이제스트 반응 샘플 Bioanalyzer 겔 이미지. 각 겔 레인은 그 반응에 사용되는 제한 효소로 표시됩니다. 연어 긍정적인 컨트롤의 예상의 DNA 단편 크기 <img src="/files/ftp_upload/1871/1871fig8.jpg" alt="그림 8" /> 그림 8. 연어 긍정적인 컨트롤의 예상 DNA 조각의 크기.

<ol>
	<li>Dooley, J. J., Sage, H. D., Brown, H. M., Garrett, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Improved+fish+species+identification+by+use+of+lab-on-a-chip+technology.">Improved fish species identification by use of lab-on-a-chip technology.</a> Food Control. 16 (7), 601-607 (2004).</li><li>Dooley, J. J., Sage, H. D., Clarke, M. -. A. L., Brown, H. M., Garrett, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fish+species+Identification+Using+PCR-RFLP+Analysis+and+Lab-on-a-Chip+Capillary+Electrophoresis:+Application+to+Detect+White+Fish+Species+in+Food+Products+and+an+Interlaboratory+Study.">Fish species Identification Using PCR-RFLP Analysis and Lab-on-a-Chip Capillary Electrophoresis: Application to Detect White Fish Species in Food Products and an Interlaboratory Study.</a> J. Agric. Food Chem. 53, 3348-3357 (2005).</li><li>Dooley, J., Garrett, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Determination+of+PCR-RFLP+Profiles+for+Fish+Species+Using+the+Agilent+2100+Bioanalyzer.">Determination of PCR-RFLP Profiles for Fish Species Using the Agilent 2100 Bioanalyzer.</a> Agilent Technologies Application Note. , (2005).</li><li>Dooley, J. J., Clarke, M. L., Sage, H. D., Brown, H. M., Garrett, S. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Application+of+a+chip-based+capillary+electrophoresis+system+to+enable+simple+PCR-RFLP+identification+of+fish+species.">Application of a chip-based capillary electrophoresis system to enable simple PCR-RFLP identification of fish species.</a> FSA Final Report Q01069. , (2004).</li></ol>

저자는이 문서에서 사용되는 시약 및 악기를 생산 애질런트 테크놀로지에 의해 고용됩니다.

우리는 해산물 제품에 물고기 종의 식별을위한 간단하고 빠르고, 정확하고 DNA 기반의 검사 방법을 보여줍니다. 이 강력한 방법은 채 작업을 하루에 재현할, 정확한 결과를 제공하고 그것은 능률적인 프로토콜과 간단한 설정으로 인해 상용 테스트 시설을 구현할 수 있습니다. 이것은 실험적으로 파생 물고기 종 프로필 확장형 데이터베이스 RFLP 디코더 소프트웨어를 사용하여 분석됩니다 객관적인 데이터의 생성이 특징입니다. 일상적인 구현으로,이 시험 방법은 해산물 제품의 mislabeling을 방지하고 정부 규정 준수에 적합한 정확한 기록을 유지하는데 도움을 가능성이 있습니다.

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		<div>
		<table border="1">
		<thead>
		<tr>
		<th>Material Name</th>
		<th>Type</th>
		<th>Company</th>
		<th>Catalogue Number</th>
		<th>Comment</th>
		</tr>
		</thead>
		<tbody>
		
<tr>
<td>Agilent 2100 Bioanalyzer (with chip priming station and IKA vortex mixer)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Agilent</td>
<td>G2939AA</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Agilent 2100 Bioanalyzer laptop &amp; Expert Software</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Agilent</td>
<td>G2953CA</td>
<td>G2950CA - desktop PC &amp; Expert Software</td>
</tr>
<tr>
<td>Agilent Bioanalyzer DNA 1000 Reagent Kit (part #5067-1504)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Agilent</td>
<td>5067-1504</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Thermal Cycler</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Various</td>
<td>Various</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>PCR Strip Tubes</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Agilent</td>
<td>401428</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>PCR Strip Caps</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Agilent</td>
<td>401425</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>96-Well Working Rack</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Agilent</td>
<td>410094</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Fish Species Identification System DNA Isolation Kit</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Agilent</td>
<td>Contact</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Fish Species Identification System PCR-RFLP Reagent Kit</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Agilent</td>
<td>Contact</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>RFLP Matcher Software</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Agilent</td>
<td>Contact</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>100% ethanol, 200 proof (USP grade or equivalent)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Various</td>
<td>Various</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Sterile, nuclease-free water</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Various</td>
<td>Various</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Pipettors</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Various</td>
<td>Various</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Incubator or water bath set to 65&deg;C</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Various</td>
<td>Various</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Sterile glass bottle or polypropylene tube (e.g. 14-ml BD Falcon polypropylene)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Various</td>
<td>Various</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>round-bottom tubes or 50-ml BD Falcon polypropylene conical tubes)</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Various</td>
<td>Various</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Vortex mixer</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Various</td>
<td>Various</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Microcentrifuge</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Various</td>
<td>Various</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Microcentrifuge tubes 1.5ml</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Various</td>
<td>Various</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Tube rack 1.5ml</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Various</td>
<td>Various</td>
<td>&nbsp;</td>
<tr>
<td>Pipette Tips</td>
<td>&nbsp;</td>
<td>Various</td>
<td>Various</td>
<td>&nbsp;</td>		</tbody>
		</table>
		</div>

dna-based fish species identification protocol

우리는 신선한 해산물 처리 샘플에있는 물고기의 종류를 식별하는, 빠르고 간단하고 정확하게 DNA 기반의 검사 방법을 개발했습니다. 이 다양한 방법은 애질런트 2100 Bioanalyzer에 해결 및 RFLP 패턴 매칭 소프트웨어를 사용하여 올바른 종 일치될 수 있습니다 단편 패턴을 생성하기 위해 제한 단편 길이 다형성 (RFLP) 분석에 의해 다음 생선 샘플에서 추출한 게놈 DNA의 PCR 증폭을 고용합니다. 물고기 식별 방법은 생선 샘플에서 DNA를 분리하는 간단한 안정적인 스핀 컬럼 기반의 프로토콜을 사용합니다. 샘플 솔루션에 핵산을 공개 proteinase K로 처리됩니다. DNA 그런 다음 바인딩 버퍼에 샘플을 정지하고 실리카 기반의 섬유 매트릭스를 포함하는 마이크로 스핀 컵에 로딩에 의해 격리됩니다. 섬유 매트릭스에 샘플 바인딩의 핵산. 고정 핵산은 오염 물질을 제거하기 씻어 있으며, 전체 DNA 100 μl의 최종 볼륨에서 발견됩니다. 고립된 DNA는 모든 생선 genomes에서 발견된 시퀀스에 바인딩 제공된 primers로 PCR 증폭을위한 준비가되었습니다. PCR 제품은 다음 세 가지 제한 효소로 소화와 애질런트 2100 Bioanalyzer에 해결됩니다. 소화 반응에서 생산 조각 길이는 상용 관련된 물고기 종 실험적으로 파생 RFLP 패턴 데이터베이스를 포함하는 소프트웨어를 일치하는 RFLP 패턴을 사용하여 DNA 샘플의 준비를했다고하는 물고기의 종류를 결정하는 데 사용할 수 있습니다.

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DNA-based Fish Species Identification Protocol

이 책자는 DNA를 추출하여 PCR과 RFLP 분석을 수행하여 물고기의 종류를 식별하기 위해 애질런트의 어종 식별 시스템을 사용하는 방법에 대해 설명합니다.

DNA 기반의 어종 식별 프로토콜

We have developed a fast, simple, and accurate DNA-based screening method to identify the fish species present in fresh and processed seafood samples. ...

dna-based-fish-species-identification-protocol

Research

JoVE Journal

Biology

29.2K 조회수.  Agilent Technologies. 이 책자는 DNA를 추출하여 PCR과 RFLP 분석을 수행하여 물고기의 종류를 식별하기 위해 애질런트의 어종 식별 시스템을 사용하는 방법에 대해 설명합니다.

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Non-radioactive in situ Hybridization Protocol Applicable for Norway Spruce and a Range of Plant Species

The high-throughput expression analysis technologies available today give scientists an overflow of expression profiles but their resolution in terms of tissue specific expression is limited because of problems in dissecting individual tissues. Expression data needs to be confirmed and complemented with expression patterns using e.g. in situ hybridization, a technique used to localize cell specific mRNA expression. The in situ hybridization method is laborious, time-consuming and often requires extensive optimization depending on species and tissue. In situ experiments are relatively more difficult to perform in woody species such as the conifer Norway spruce (Picea abies). Here we present a modified DIG in situ hybridization protocol, which is fast and applicable on a wide range of plant species including P. abies. With just a few adjustments, including altered RNase treatment and proteinase K concentration, we could use the protocol to study tissue specific expression of homologous genes in male reproductive organs of one gymnosperm and two angiosperm species; P. abies, Arabidopsis thaliana and Brassica napus. The protocol worked equally well for the species and genes studied. AtAP3 and BnAP3 were observed in second and third whorl floral organs in A. thaliana and B. napus and DAL13 in microsporophylls of male cones from P. abies. For P. abies the proteinase K concentration, used to permeablize the tissues, had to be increased to 3 g/ml instead of 1 g/ml, possibly due to more compact tissues and higher levels of phenolics and polysaccharides. For all species the RNase treatment was removed due to reduced signal strength without a corresponding increase in specificity. By comparing tissue specific expression patterns of homologous genes from both flowering plants and a coniferous tree we demonstrate that the DIG in situ protocol presented here, with only minute adjustments, can be applied to a wide range of plant species. Hence, the protocol avoids both extensive species specific optimization and the laborious use of radioactively labeled probes in favor of DIG labeled probes. We have chosen to illustrate the technically demanding steps of the protocol in our film.
Anna Karlgren and Jenny Carlsson contributed equally to this study.
Corresponding authors: Anna Karlgren at Anna.Karlgren@ebc.uu.se and Jens F. Sundstr&#246;m at Jens.Sundstrom@vbsg.slu.se

Non-radioactive in situ Hybridization Protocol Applicable for Norway Spruce and a Range of Plant Species

We describe a modified DIG in situ hybridization protocol, which is fast and applicable on a wide range of plant species including Norway spruce. With just a few adjustments, including altered RNase treatment and proteinase K concentration, the protocol may be used in studies of different tissues and species.

비 - 방사성 현장에서 하이브 리다이 제이션 노르웨이 스프루스에 대한 해당 프로토콜과 식물 종의 범위

The high-throughput expression analysis technologies available today give scientists an overflow of expression profiles but their resolution in terms of ...

연구

생물학

Fluorescence in situ hybridization (FISH) Protocol in Human Sperm

Aneuploidies are the most frequent chromosomal abnormalities in humans. Most of these abnormalities result from meiotic errors during the gametogenic process in the parents. In human males, these errors can lead to the production of spermatozoa with numerical chromosome abnormalities which represent an increased risk of transmitting these anomalies to the offspring.
For this reason, the technique of fluorescence in situ hybridization (FISH) on sperm nuclei has become a protocol widely incorporated in the context of clinical diagnosis. This practice provides an estimate of the frequencies of numerical chromosome abnormalities in the gametes of the patients that seek for genetic reproductive advice.
To date, the chromosomes most frequently included in sperm FISH analysis are chromosomes X, Y, 13, 18 and 21.
This video-article describes, step by step, how to process and fix a human semen sample, how to decondense and denature the sperm chromatin, how to proceed to obtain sperm FISH preparations, and how to visualize the results at the microscope. Special remarks of the most relevant steps are given to achieve the best results.

Fluorescence in situ hybridization FISH Protocol in Human Sperm

This video-article describes, step by step, how to process a semen sample to achieve good-quality fluorescence in situ hybridization on human spermatozoa. Preparations obtained can be used for aneuploidy screening in the context of clinical diagnosis.

형광 현장에서</em인간의 정자에서> 하이브리드화 (물고기) 프로토콜

Aneuploidies are the most frequent chromosomal abnormalities in humans. Most of these abnormalities result from meiotic errors during the gametogenic ...

A Noninvasive Hair Sampling Technique to Obtain High Quality DNA from Elusive Small Mammals

Noninvasive genetic sampling approaches are becoming increasingly important to study wildlife populations. A number of studies have reported using noninvasive sampling techniques to investigate population genetics and demography of wild populations1. This approach has proven to be especially useful when dealing with rare or elusive species2. While a number of these methods have been developed to sample hair, feces and other biological material from carnivores and medium-sized mammals, they have largely remained untested in elusive small mammals. In this video, we present a novel, inexpensive and noninvasive hair snare targeted at an elusive small mammal, the American pika (Ochotona princeps). We describe the general set-up of the hair snare, which consists of strips of packing tape arranged in a web-like fashion and placed along travelling routes in the pikas&#x2019; habitat. We illustrate the efficiency of the snare at collecting a large quantity of hair that can then be collected and brought back to the lab. We then demonstrate the use of the DNA IQ system (Promega) to isolate DNA and showcase the utility of this method to amplify commonly used molecular markers including nuclear microsatellites, amplified fragment length polymorphisms (AFLPs), mitochondrial sequences (800bp) as well as a molecular sexing marker. Overall, we demonstrate the utility of this novel noninvasive hair snare as a sampling technique for wildlife population biologists. We anticipate that this approach will be applicable to a variety of small mammals, opening up areas of investigation within natural populations, while minimizing impact to study organisms.

We present a noninvasive sampling approach to efficiently collect hair samples from elusive small mammals, as shown for the American pika. We demonstrate the utility of this method by extracting DNA from sampled hair and amplifying several types of molecular markers commonly used in studies of wildlife ecology and conservation.

엘루시브 작은 포유류의 고품질 DNA를 얻기 위해 비침 투 헤어 샘플링 기법

Noninvasive genetic sampling approaches are becoming increasingly important to study wildlife populations. A number of studies have reported using ...

Detection of Viral RNA by Fluorescence in situ Hybridization (FISH)

Viruses that infect cells elicit specific changes to normal cell functions which serve to divert energy and resources for viral replication. Many aspects of host cell function are commandeered by viruses, usually by the expression of viral gene products that recruit host cell proteins and machineries. Moreover, viruses engineer specific membrane organelles or tag on to mobile vesicles and motor proteins to target regions of the cell (during de novo infection, viruses co-opt molecular motor proteins to target the nucleus; later, during virus assembly, they will hijack cellular machineries that will help in the assembly of viruses). Less is understood on how viruses, in particular those with RNA genomes, coordinate the intracellular trafficking of both protein and RNA components and how they achieve assembly of infectious particles at specific loci in the cell. The study of RNA localization began in earlier work. Developing lower eukaryotic embryos and neuronal cells provided important biological information, and also underscored the importance of RNA localization in the programming of gene expression cascades. The study in other organisms and cell systems has yielded similar important information. Viruses are obligate parasites and must utilise their host cells to replicate. Thus, it is critical to understand how RNA viruses direct their RNA genomes from the nucleus, through the nuclear pore, through the cytoplasm and on to one of its final destinations, into progeny virus particles 1.
FISH serves as a useful tool to identify changes in steady-state localization of viral RNA. When combined with immunofluorescence (IF) analysis 22, FISH/IF co-analyses will provide information on the co-localization of proteins with the viral RNA3. This analysis therefore provides a good starting point to test for RNA-protein interactions by other biochemical or biophysical tests 4,5, since co-localization by itself is not enough evidence to be certain of an interaction. In studying viral RNA localization using a method like this, abundant information has been gained on both viral and cellular RNA trafficking events 6. For instance, HIV-1 produces RNA in the nucleus of infected cells but the RNA is only translated in the cytoplasm. When one key viral protein is missing (Rev) 7, FISH of the viral RNA has revealed that the block to viral replication is due to the retention of the HIV-1 genomic RNA in the nucleus 8. 
Here, we present the method for visual analysis of viral genomic RNA in situ. The method makes use of a labelled RNA probe. This probe is designed to be complementary to the viral genomic RNA. During the in vitro synthesis of the antisense RNA probe, the ribonucleotide that is modified with digoxigenin (DIG) is included in an in vitro transcription reaction. Once the probe has hybridized to the target mRNA in cells, subsequent antibody labelling steps (Figure 1) will reveal the localization of the mRNA as well as proteins of interest when performing FISH/IF.

Detection of Viral RNA by Fluorescence in situ Hybridization FISH

A fluorescence in situ hybridization (FISH) method was developed to visually detect viral genomic RNA using fluorescence microscopy. A probe is made with specificity to the viral RNA that can then be identified using a combination of hybridization and immunofluorescence techniques. This technique offers the advantage of identifying the localization of the viral RNA or DNA at steady-state, providing information on the control of intracellular virus trafficking events.

형광에 의한 바이러스성 RNA의 탐지<em&gt; 현장에서</em&gt; 하이브리드화 (물고기)

Viruses  that infect cells elicit specific changes to normal cell functions which serve  to divert energy and resources for viral replication. Many ...

A Protocol for the Identification of Protein-protein Interactions Based on 15N Metabolic Labeling, Immunoprecipitation, Quantitative Mass Spectrometry and Affinity Modulation

Protein-protein interactions are fundamental for many biological processes in the cell. Therefore, their characterization plays an important role in current research and a plethora of methods for their investigation is available1. Protein-protein interactions often are highly dynamic and may depend on subcellular localization, post-translational modifications and the local protein environment2. Therefore, they should be investigated in their natural environment, for which co-immunoprecipitation approaches are the method of choice3. Co-precipitated interaction partners are identified either by immunoblotting in a targeted approach, or by mass spectrometry (LC-MS/MS) in an untargeted way. The latter strategy often is adversely affected by a large number of false positive discoveries, mainly derived from the high sensitivity of modern mass spectrometers that confidently detect traces of unspecifically precipitating proteins. A recent approach to overcome this problem is based on the idea that reduced amounts of specific interaction partners will co-precipitate with a given target protein whose cellular concentration is reduced by RNAi, while the amounts of unspecifically precipitating proteins should be unaffected. This approach, termed QUICK for QUantitative Immunoprecipitation Combined with Knockdown4, employs Stable Isotope Labeling of Amino acids in Cell culture (SILAC)5 and MS to quantify the amounts of proteins immunoprecipitated from wild-type and knock-down strains. Proteins found in a 1:1 ratio can be considered as contaminants, those enriched in precipitates from the wild type as specific interaction partners of the target protein. Although innovative, QUICK bears some limitations: first, SILAC is cost-intensive and limited to organisms that ideally are auxotrophic for arginine and/or lysine. Moreover, when heavy arginine is fed, arginine-to-proline interconversion results in additional mass shifts for each proline in a peptide and slightly dilutes heavy with light arginine, which makes quantification more tedious and less accurate5,6. Second, QUICK requires that antibodies are titrated such that they do not become saturated with target protein in extracts from knock-down mutants.
Here we introduce a modified QUICK protocol which overcomes the abovementioned limitations of QUICK by replacing SILAC for 15N metabolic labeling and by replacing RNAi-mediated knock-down for affinity modulation of protein-protein interactions. We demonstrate the applicability of this protocol using the unicellular green alga Chlamydomonas reinhardtii as model organism and the chloroplast HSP70B chaperone as target protein7 (Figure 1). HSP70s are known to interact with specific co-chaperones and substrates only in the ADP state8. We exploit this property as a means to verify the specific interaction of HSP70B with its nucleotide exchange factor CGE19.

A Protocol for the Identification of Protein-protein Interactions Based on 15N Metabolic Labeling, Immunoprecipitation, Quantitative Mass Spectrometry and Affinity Modulation

We present a variation of the QUICK (QUantitative Immunoprecipitation Combined with Knockdown) approach that was introduced previously to distinguish between true and false protein-protein interactions. Our approach is based on 15N metabolic labeling, the modulation of affinities of protein-protein interactions by the presence/absence of ATP, immunoprecipitation, and quantitative mass spectrometry.

을 바탕으로 단백질 - 단백질 상호 작용의 확인에 프로토콜<sup&gt; 15</sup&gt; N 신진 대사 라벨링, Immunoprecipitation, 수량 질량 분석법 및 선호도 변조

Protein-protein interactions are fundamental for many biological processes in the cell. Therefore, their characterization plays an important role in ...

Robust 3D DNA FISH Using Directly Labeled Probes

3D DNA FISH has become a major tool for analyzing three-dimensional organization of the nucleus, and several variations of the technique have been published. In this article we describe a protocol which has been optimized for robustness, reproducibility, and ease of use. Brightly fluorescent directly labeled probes are generated by nick-translation with amino-allyldUTP followed by chemical coupling of the dye. 3D DNA FISH is performed using a freeze-thaw step for cell permeabilization and a heating step for simultaneous denaturation of probe and nuclear DNA. The protocol is applicable to a range of cell types and a variety of probes (BACs, plasmids, fosmids, or Whole Chromosome Paints) and allows for high-throughput automated imaging. With this method we routinely investigate nuclear localization of up to three chromosomal regions.

We describe a robust and versatile protocol for analyzing nuclear architecture by 3D DNA FISH using directly labeled fluorescent probes.

직접 레이블이 프로브를 사용하여 강력한 3D DNA 물고기

3D DNA FISH has become a major tool for  analyzing three-dimensional organization of the nucleus, and several variations  of the technique have been ...

Assessing Species-specific Contributions To Craniofacial Development Using Quail-duck Chimeras

The generation of chimeric embryos is a widespread and powerful approach to study cell fates, tissue interactions, and species-specific contributions to the histological and morphological development of vertebrate embryos. In particular, the use of chimeric embryos has established the importance of neural crest in directing the species-specific morphology of the craniofacial complex. The method described herein utilizes two avian species, duck and quail, with remarkably different craniofacial morphology. This method greatly facilitates the investigation of molecular and cellular regulation of species-specific pattern in the craniofacial complex.&#160;Experiments in quail and duck chimeric embryos have already revealed neural crest-mediated tissue interactions and cell-autonomous behaviors that regulate species-specific pattern in the craniofacial skeleton, musculature, and integument. The great diversity of neural crest derivatives suggests significant potential for future applications of the quail-duck chimeric system to understanding vertebrate development, disease, and evolution.

This article describes a method to generate chimeric embryos that are&#160;designed to test the species-specific contributions of neural crest and/or other tissues to craniofacial development.

메추라기 오리 키메라를 사용하여 두개 안면 개발에 종 - 특정 포스트 평가

The generation of chimeric embryos is a widespread and powerful approach to study cell fates, tissue interactions, and species-specific contributions to ...

Fish Sperm Assessment Using Software and Cooling Devices

For gamete quality evaluation, there are innovative, rapid, and quantitative techniques that can provide useful data for aquaculture. Computerized systems for sperm analysis were developed to measure several parameters and one of the most commonly measured is the sperm motility.
Initially, this computer technology was designed for mammalian species, although it can also be used for fish sperm analysis. Fish have specific features that can affect sperm assessment such as a short motility time after activation and, in some cases, adaptation to lower temperatures. Thus, it is necessary to modify both software and hardware components to make motility analysis more efficient for fish sperm analysis. For mammalian sperm, the heating plate is used to maintain optimal temperatures of spermatozoa. However, for some fish species, it is advantageous to use a lower temperature to prolong the duration of motility, since the sperm remain active for less than 2 min. Therefore, cooling devices are necessary to refrigerate samples at constant temperature over the time of analysis, including on the optical microscope. This protocol describes the analysis of fish sperm motility using software for sperm analysis and new cooling devices to optimize the results.

The present protocol describes a procedure of fish sperm assessment using computer-assisted sperm analysis and cooling devices. The software gives a rapid, accurate and quantitative analysis of fish sperm quality based on spermatozoa motility, which can be a useful tool in aquaculture to improve reproduction success.

생선 정자 평가 소프트웨어를 사용 하 여 및 냉각 장치

For gamete quality evaluation, there are innovative, rapid, and quantitative techniques that can provide useful data for aquaculture. Computerized systems ...

Standardizing a Non-Lethal Method for Characterizing the Reproductive Status and Larval Development of Freshwater Mussels (Bivalvia: Unionida)

Actively monitoring the timing, development, and reproductive patterns of endangered species is critical when managing for population recovery. Freshwater mussels are among the most imperiled organisms in the world, but information about early larval (glochidial) development and brooding periods is still lacking for many species. Previous studies have focused on the complex life history stage when female mussels are ready to parasitize host fish, but few studies have focused on the brooding period and timing of larval development. The protocol described here allows researchers to non-lethally evaluate the state of gravidity for female mussels. The results of this study show that this method does not affect a female mussel&rsquo;s ability to stay gravid or become gravid again after sampling has been performed. The advantage of this method may permit its use on federally threatened or endangered species or other populations of high conservation concern. This protocol can be adapted for use on both preserved or live individuals and was tested on a variety of mussel species. The database provided is a repository for a breadth of information on timing of reproductive habits and will facilitate future freshwater mussel research, conservation, and recovery efforts.

Standardizing a Non-Lethal Method for Characterizing the Reproductive Status and Larval Development of Freshwater Mussels Bivalvia: Unionida

Freshwater mussel conservation is dependent on monitoring reproductive patterns and processes of species. This study standardizes a non-lethal protocol for sampling gill contents, characterizing larval development, and providing a digital repository for data collected. This protocol-database package will be an important tool for mussel researchers in recovery of imperiled species.

민물 홍합의 생식 상태 및 애벌레 개발을 특성화하기위한 비 치명적인 방법 표준화 (비발비아 : 유니온니다)

Actively monitoring the timing, development, and reproductive patterns of endangered species is critical when managing for population recovery. Freshwater ...

Assessing Agrochemical Risk to Mated Honey Bee Queens

Current risk assessment strategies for honey bees rely heavily upon laboratory tests performed on adult or immature worker bees, but these methods may not accurately capture the effects of agrochemical exposure on honey bee queens. As the sole producer of fertilized eggs inside a honeybee colony, the queen is arguably the most important single member of a functioning colony unit. Therefore, understanding how agrochemicals affect queen health and productivity should be considered a critical aspect of pesticide risk assessment. Here, an adapted method is presented to expose honey bee queens and worker queen attendants to agrochemical stressors administered through a worker diet, followed by tracking egg production in the laboratory and assessing first instar eclosion using a specialized cage, referred to as a Queen Monitoring Cage. To illustrate the method&#39;s intended use, results of an experiment in which worker queen attendants were fed diet containing sublethal doses of imidacloprid and effects on queens were monitored are described.

This protocol was developed to enhance the understanding of how agrochemicals affect honey bee (Apis mellifera) reproduction by establishing methods to expose honey bee queens and their worker caretakers to agrochemicals in a controlled, laboratory setting and carefully monitoring their relevant responses.

꿀벌 여왕을 짝짓기하는 농약적 위험 평가

Current risk assessment strategies for honey bees rely heavily upon laboratory tests performed on adult or immature worker bees, but these methods may not ...