마리 퀴리 국제 발신 원정대 (유럽 연합의 FP/2007-2013 부여 동의 # 221834 및 254780), JD 맥도넬 재단, NSF 그랜트 SBE 0542013, 건강 그랜트 NS034994 국립 연구소, 정신 건강 그랜트 MH5467의 국립 연구소와 하워드 휴즈 의학 연구소 (Janelia 팜 연구 캠퍼스 부여).

1. microdrive 건설 전극과 두개골에 고정되는 고정 부분, 운반 움직이는 부분 : 모든 드라이브는 동일한 기본 요소로 만들어진다. 이상적인 microdrive는 여러 작은 단계에서 전극의 원활한지만 충분히 여행을 할 수 있도록 동물의 크기가 작은 행동, 그리고 무게가 가벼운 방해하지 않고 실험자에 의해 조작하기 쉬운 전극의 우발적인 움직임을 방지할 수있을만큼 견고합니다. 이러한 경쟁 조건의 결과로, 다른 드라이브 제품군 다른 어플 리케이션. 황동 민머리 나사, 일치 너트, 단일 행 핀 헤더와 두 맞춤 컷 황동 접시에서 준비한 플라스틱 다리 : 만 4 개로은 우리의 기본적인 드라이브를 구축할 필요합니다. <ol><li> 헤더에서 3 핀 조각을 부셔 </li><li> 부드럽게 중간 핀을 빼낸다. </li><li> 드릴 비트 크기 # 55 뚫을 드릴로 구멍을 확대. </li><li> 일 잘라00-90 수돗물을 사용하세요. </li><li> 황동 판을 들락 거 렸고 두 조각을 잘라. </li><li> Dremmel으로 접시의 가장자리를 꾸민다. </li><li> 드릴 비트 크기에게 # 65로 두 조각의 중간에 구멍을 드릴 다운합니다. </li><li> 놋쇠 접시가 핀을 만지시 있도록 드라이브 조각을 조립. 이것을 달성하기 위해, 연속 통해 황동 판, 스레드 핀 헤더 구멍, 두 번째 황동 접시와 너트 황동 나사를 삽입합니다. 부드럽게 때문에 어셈블리가 안정되어있는 나사를 조이십시오. </li><li> 솔더 핀 황동 판에 끝납니다. </li><li> 나사의 튀어나온 끝을 파일. </li><li> 나사에 땜납 너트. 조심하지 솔더 황동 판에 너트를합니다. </li><li> 드라이브의 움직임을 테스트 : 플라스틱 다리를 상승 시계 나사를 켜십시오. </li></ol> 2. 실리콘 프로브를 준비 드라이브에 프로브를 고정하기 전에 cerebr을 방지하기 위해 프로브의 결합 영역으로 별도 절연을 추가ospinal 유체 (CSF) 또는 짧은 회로를 생산에서 습도 : <ol><li> 무게와 10시 1분 비율에 Sylgard 엘라스토머 구성 요소를 섞는다. </li><li> 날카롭게 면화 작은 주걱 사용하여 프로브의 맨 끝에 Sylgard를 적용합니다. </li><li> 12 시간 동안 60 ° C에서 preheated 오븐에 말리도록. </li></ol> 녹화 사이트가 어떤 파편 찾아볼 수없는 것을 위해, 프로브 팁 세척해야합니다 : <ol start="4"><li> Contrad 세제의 4 % 희석을 준비합니다. </li><li> 탐사선이 최소한 2 시간 동안 63 ° C에서 세제에 흠뻑 젖어 보자. </li><li> 증류수로 반복 프로브를 찍기로 세제를 씻어. </li></ol> 드라이브에 프로브를 고정하기 전에 각 녹화 사이트의 임피던스가 확인하여야한다 : <ol start="7"><li> 0.9 %의 식염수에 프로브를 찍어 및 임피던스 미터에 연결합니다. 너무 많은 음반 사이트는 잘못된 임피던스 단계를 반복 2.4-2.6이 있거나 다른 프로브를 사용하여 고려하십시오.여기 수제 채널 선택과 결합 프레더릭 Haer, 주식 회사 (FHC)에서 임피던스 컨디셔닝 모듈을 사용합니다. 또는, Neuralynx 주식 회사에 의해 NeuroNexus 주식 또는 NanoZ 의해 niPOD 동시에 모든 프로브 채널의 임피던스의 모니터링을 허용합니다. </li></ol> 3. microdrive에 프로브를 Affixing <ol><li> 면도날 사용하여 견고한 표면을 만들기 위해 다리에 여러 개의 홈을 했네요. </li><li> 드라이브의 다리에 프로브를 Appose. 이 절차는 최고의 클램프로 드라이브를 개최하고 정강이가 드라이브 나사와 완벽하게 평행되도록 micromanipulator하여 프로브를 조정하여, 운영 현미경으로 이루어집니다. 이것이 발전하는 동안,없이 뇌 조직으로 프로브 정강이 움직이는가를 통해 &#39;절단&#39;것을 보장합니다. 드라이브의 기본에 대한 상대 프로브 팁 정확한 깊이는 표면에서 고려 대상 구조의 깊이를 복용,이 단계에서 결정되어야두개골. </li><li> 프로브는 다음 그립 시멘트와 다리로 고정됩니다. </li><li> 옵션 : 머리에 프로브 트랙을 시각화 위해 DiI 용액 (에탄올에 희석 1~2%)은이 단계에서 프로브의 뒷면에 적용할 수 있습니다. </li></ol> 4. 두개골을 준비 이전 수술로, 참조 및 접지 전극, 그리고 온 머리 패러데이 케이지의 부분이 준비가되어 있습니다 : <ol><li> 구리 와이어의 두 2 &quot;길이 조각, 약 1mm 각 절연 구리선의 땜납 한쪽 끝을 잘라. </li><li> 바늘을 사용하여, 거기에 구리 와이어의 00-90, 1 / 8 &quot;스테인레스 스틸 스크류 및 솔더 한 조각의 머리를 다쳤어요. 납땜과 같은 스테인레스 스틸 접지 나사 전극은 적절한 유량 (예, N-3 모든 유형을 필요로 라 - 공동의 플럭스) 및 높은 납땜 팁 온도는. 조심스럽게 나사의 홈에 흐르는로부터 솔더되지 않습니다. 이것은 접지 전극으로 사용됩니다. 준비하는 또 다른 나사와 동선으로 반복기준 전극. </li><li> 구리 메쉬에서 trapeziodal 조각을 잘라. 이러한 조각들은 headstage를 보호하기 위해 조립됩니다. </li></ol> 수술 도구와 준비는 많은 작은 동물의 수술에서 사용되는 것과 같은 있습니다. 전체 수술은 NIH 승인된 가이드라인에 의하면, 무균 조건을 사용하여, 깊은 isoflurane 마취하에 이루어집니다. 이 동영상에 표시된 (모의) 수술은 데모용으로만 사용된다는 점에 유의하시기 바랍니다. 적절한 가시성 및 촬영 목적, 여러 준비 단계, 수술주의 사항 및 수술 절차에 대해서만 표시 / 표시 또는 설명되지 않습니다. 수술에 앞서, 모든 부품 및 소모품은 적절한 절차 (; http://oacu.od.nih.gov/ARAC/surguide.pdf 서바이벌 설치류 외과 요강 참조)에 따라, 소독하여야한다. 수술 중에 두개골에 무균 필드 멸균 커튼으로 준비하고 격리합니다. 끝에 수술은 광범위한 스펙트럼 항생제입니다로컬 pplied과 오랜 연기 진통제 (예, buprenorphine, [Buprenex] 0.05 밀리그램 / ㎏) intramuscularly 제공됩니다. 또한, 진통제는 (예, 이부 프로펜) 5 일간 약 60 mg/kg/24시에서 식수로 제공됩니다. 적절한 수술과 마취 절차를 보려면 해당 소스에게 12 참조하십시오. <ol start="4"><li> stereotaxic 장치로 동물을 설치 면도하고 두피 13 닦아주십시오. </li><li> 중간선을 따라 피부를 잘라 머리를 옆으로 밀어. , 골막을 제거 청소하고 두개골을 건조. </li><li> bregma와 람다 간의 위치와 거리를 측정하고, 그에 따라 stereotaxic 아틀라스 14를 사용하여 프로브 주입 사이트의 x와 y 좌표를 결정합니다. 메스로 두개골에 십자가를 위해서 힘든하여 사이트를 표시합니다. </li><li> 상단에 다른 뼈 접시에 중간 뼈로 둥근 헤드 드릴 비트 (크기 ¼)와 드라이브 지원 나사 (스테인리스, 000-120, 1 / 16 &quot;)를 사용하여 두개골을 뚫을두개골의 측면에있는 차. 나사가 단단히 결합 헤드기어로 두개골에 앵커를 제공합니다. </li><li> 소뇌 위의 구멍을 파악 및 구장과 단계 4.2에서 준비 레퍼런스 전극을 삽입합니다. 현지 필드 잠재력 (LFP)를 기록 내용 참조 사이트의 선택은 중요합니다. 소뇌 LFP이 중간선에 위치에 최소한의 모든 피질 영역과 근육 유물의 작은 있기 때문에이 사이트는 선택됩니다. </li><li> 두개골의 전체 표면 위에 작은 브러시를 사용하여 상아질 활성제 (Metabond 키트)를 적용합니다. 0.9 %의 식염수로 씻어. </li><li> 치과 시멘트 적용 (Metabond 키트를, 믹싱에 대한 제조 업체의 지시 사항을 따르십시오) 신중 앵커 볼트와 접지 및 참조 전극을 다루는 있지만 프로브 주입 사이트 맑은 떠나, 두개골에. </li><li> 네 개의 구리 메쉬 펄럭 (4.3 단계에서 준비) 두개골로 고정합니다. 이 내용은 두개골의 앞부분은, 왼쪽, 오른쪽, 그리고 후부 측면에 각각의 좁은 기초를 돈독히. 일전자의 구리는 뼈와 직접 접촉이 없어도 항상 시멘트의 계층으로 구분해서는 안됩니다. </li></ol> 5. 뇌 표면을 준비 <ol><li> 자주 식염수 뼈 물을 대는 동안 둥근 머리에 드릴 비트를 사용하여, 여러 단계의 주입 사이트 주위에 드릴 다운합니다. </li><li> 조심스럽게 뼈 플랩을 제거하고 뇌 표면을 관개하다. </li><li> 다중 생크 프로브를 삽입하는 경우, 경질의 대형 스트립이 제거됩니다. 메스와 곤충 바늘 (또는 표준 텅스텐 microelectrode)에서 준비 후크 : 두 도구는 경질을 제거할 필요합니다. 하드 표면 (예 : 유리 현미경 슬라이드)에 대해 밀어 바늘의 팁을 구부려, 그리고 (여기서, 나무 Q-팁 한 조각, 또는 microdissecting 바늘 홀더) 손잡이에 첨부해 주시기 바랍니다. </li><li> 후크와 경질을 고양하고, 메스로 상처를 냈어. 특별한주의가 PIA, 혈관 네크로 텍스의 표면 손상을 방지하기 위해 가져옵니다. 작은 출혈을 해결할 수 있습니다식염수 관개에 의한. 주요 출혈이 발생하거나 네크로 텍스가 어떤 식으로든 손상되면, 하나는 수술을 종료하고 다른 동물을 준비하는 것이 좋습니다. </li></ol> 6. 프로브를 이온 주입 이 단계에서, 대뇌 피질의 표면 혈관의 밀도와 방향을 신중하게 평가합니다. 탐사선이 큰 혈관에서 무료로 지역에서 두뇌에 침투 있기 때문에 Stereotaxic 좌표가 조정되어야합니다. 이식의 경우 드라이브 어셈블리 stereotaxic 홀더에 부착된 악어 클립으로 개최 할 수 있습니다. 중단 뇌 표면의 가시성 및 프로브의 팁 성공적인 침투를 위해 중요합니다. <ol><li> 지속 식염수 craniotomy 물을 대는 동안 천천히, 의도된 목표 상기 약 1mm로 프로브를 내려. neocortical 녹음 내용 프로브 팁은 ​​피질 약 0.5 mm로 인하되며 표면 근처에 다시 드러내기 시작 했어. </li&gt; <li> 바늘 (10 ML의 파라핀 오일에 왁스의 10~20g, 65 ° C로 가열)를 통해 왁스와 파라핀 오일 따뜻하게 녹인 혼합물을 적용하여 craniotomy을 봉쇄해. 이전 응용 프로그램에, 30 ° C로 믹스를 냉각 및 밀도를 테스트합니다. 그것은) 쉬운 프로브의 움직임을 허용 정도로 부드럽게해야합니다. 완벽한 커버 리지를 촉진하기 위해서 혼합물은 마이크로 cauterizer의 일각으로 굳어진 왁스를 접근하여 현장에 녹아 수 있습니다. </li><li> 회전하는 너트가 무료 말던 신중하다고, 그립 시멘트로 두개골에 드라이브의 하단을 첨부합니다. 그것은이 단계에서 드라이브의 모든 사고 &#39;충돌&#39;을 피하기 위해 가장 중요이고, 그렇지 않으면 프로브는 피질에 손상을 것입니다. 드라이브가 두개골에 고정되면 프로브의 원활한 움직임을 확인해야합니다. </li><li> 두개골에 프로브의 커넥터 부분을 돈독히. </li></ol> 7. 온 - 머리 패러데이 케이지 구축 <ol><li> 프로브 및 dri 주변 보호 실린더로 구리 메쉬 펄럭 띄워 및 조립같군. 실린더는 또한 환경 소음과 행동 동물의 부과 수염 제작한 느린 파도 유물에 대한 전기 보호막 역할을한다. </li><li> 구리 메쉬는 프로브 커넥터의 상단과 수준 수 있도록 여분의 물질을 멀리 절단하여 원통 높이를 조정합니다. </li><li> 솔더 참조 및 접지 나사에서 커넥터의 해당 핀에 전선. 또한 솔더 인접한 구리 메쉬 펄럭 함께 구리 메쉬에 접지 와이어를 자신의 전기적 연속성을 보장하고, 납땜합니다. </li><li> 그것을 강화하고 금속과 동물의 피부 사이에 직접적인 접촉을 방지하기 위해 구리 메쉬에 그립 시멘트의 레이어를 적용합니다. 선택적으로 추가 헤드기어를 강화하기 위해 에폭시 수지의 레이어를 적용합니다. </li><li> 드라이브 나사의 움직임을 테스트합니다. </li><li> 고무 장갑의 조각 인하와 헤드기어의 상단을 커버. </li></ol> 8. 자유롭게 움직이는 동물의 녹화 <ol><li> appropri 후수술 치료를 먹은, 높은 임피던스 headstage 및 경량 ultraflexible 멀티 스트랜드 케이블을 사용하여 레코딩 시스템에 동물을 연결합니다. 반대 급부 헤드기어의 무게. </li><li> homecage에 매일 기록의 품질을 테스트합니다. 촬영 장소의 위치는 단위 연소 패턴 및 지방 현장 잠재력의 형태 모두에 의해 판단된다. 대상 구조에 도달할 때까지 작은 단위 (일반적으로 팔분의 일 하루 4분의 1 회전에, 즉 35-70 micrometers)의 나사를 설정하여 점차적으로 프로브를 낮춥니다. </li></ol> 9. 대표 결과 Electrophysiological 신호 (현지 필드 잠재력과 단위 활동) 기록된 구조와 동물의 현재 행동에 따라 다릅니다. 쥐가 오픈 필드를 탐험하는 동안 그림 1은 32 채널 CA1 hippocampal 레코딩의 예를 보여줍니다. 저녁을 먹다가있는 탐사시 현지 필드 잠재력 유수 8 Hz에서 (세타 밴드) 진동 참고여러 개의 정강이와 사이트 (화살촉으로 표시 스파이크의 예입니다)에 급상승 erimposed. 의 연결을 단위 활동을 분석하기 위해 스파이크들은 파형 15-16의 클러스터 분석을 사용하여 하나의 단위로 감지하고 정렬됩니다. <img src="/files/ftp_upload/3568/3568fig1.jpg" alt="그림 1" /> 그림 1. 4 정강이 X 8 사이트 실리콘 프로브를 사용하여 행동 쥐의 CA1 Hippocampal 녹음. 녹음 광대역 및 지역 분야 잠재 oscillations (예 : &quot;세타&quot;밴드 8 Hz에서 리듬)와의 연결을 급상승 활동을 모두 공부할 수 있도록 20 000 Hz에서,에서 샘플입니다. <a href="http://www.jove.com/files/ftp_upload/3568/3568table1_lg.jpg"><img src="/files/ftp_upload/3568/3568table1.jpg" alt="표 1" /></a> 표 1. 사용 시약 및 장비에 대한 대안.

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관심의 어떠한 충돌 선언 없습니다.

이 영화는 행동 쥐에서 만성 대규모 레코딩을위한 실리콘 프로브의 주입 절차를 보여줍니다. 의 연결 활동의 품질의 녹음을 보장하기위한 중요한 단계는 모두 생물 학적 (뇌 세포)와 기술 (실리콘 탐침) 재료의 취약성에서 발생합니다. 모든 원격으로 &quot;하드&quot;표면 (한 경질을 제거하지 않고 두뇌에서 그들을 이식하려한다면 예를 들어, 정강이가 부러지는 줄)와 정강이의 접촉을 피하기 위해 ?...

<table border="1"><tbody><tr><td> 이름 </td><td> 유형 </td><td> 회사 </td><td> 카탈로그 번호 </td><td> 댓글 </td></tr><tr><td> 실리콘 프로브 Buzsaki32, 4 정강이 X 8 사이트. 포장 : 유연한 폴리 아마 이드 케이블 </td><td> 자료 </td><td> NeuroNexus </td><td> 프로브 : buzsaki32 포장 : HC32 </td><td> 녹음 프로브 </td></tr><tr><td> 라운드 브래스 스크류, 00-90는 x 2분의 1 라운드 브래스 나사 </td><td> 자료 </td><td> JIMorris </td><td> R0090B500 </td><td> 드라이브 부품 </td></tr><tr><td> 경감 님 16 진 너트, 00-90 </td><td> 자료 </td><td> JIMorris </td><td> N0090B </td><td> 드라이브 부품 </td></tr><tr><td> 브래스 C260 스트립, ASTM-B36 두께 : 0.025 &quot;, 길이 : 12&quot;, 폭 : 1 / 2 &quot; </td><td> 자료 </td><td> 소형 부품 </td><td> B000FMYU72 </td><td> 드라이브 부품 </td></tr><tr><td> 커넥터 헤더, 2mm 피치, M에일, 단일 행, straigt, 36 순위 </td><td> 자료 </td><td> Digikey </td><td> 2163S-36-ND </td><td> 드라이브 부품 </td></tr><tr><td> 2 - 부분 Sylgard 실리콘 엘라스토머 </td><td> 자료 </td><td> 세계 정밀 계측기 </td><td> SYLG184 </td><td> 프로브를 추가 - 보온하려면 </td></tr><tr><td> 방사능 오염을 제거하는 70 액체 세제를 Contrad </td><td> 시약 </td><td> 피셔 과학 </td><td> 04-355 방사능 오염을 제거 연구소 번호 : 1002 </td><td> 녹음 장소를 청소하려면 </td></tr><tr><td> 임피던스 컨디셔닝 모듈 </td><td> 장비 </td><td> FHC 주식 회사 </td><td> 55-70-0 </td><td> 임피던스 측정기 </td></tr><tr><td> niPOD - 32 개 채널 </td><td> 장비 </td><td> Neuronexus </td><td> niPOD -32 </td><td> 임피던스 측정기 </td></tr><tr><td> 그립의 시멘트 산업 학년 </td><td> 자료 </td><td> 편자에 박는 뾰족한 징 Dentsply </td><td> 675571 (분말) 675572 (용매) </td><td> 그립 CE, 표준 </td></tr><tr><td> 1,1 &#39;-dioctadecyl-3, 3,3&#39;, 퍼클로레이트을 (; DiIC18 (3) &#39;DiI&#39;) 3&#39;-tetramethylindocarbocyanine </td><td> 시약 </td><td> Invitrogen </td><td> D282 </td><td> 두뇌에 프로브 트랙을 얼룩 </td></tr><tr><td> 스테인리스 기계 나사, 바인딩 헤드, 홈 붙이 드라이브, # 00-90, 1 / 8 &quot; </td><td> 자료 </td><td> 소형 부품 </td><td> MX-0090-02B </td><td> 접지 및 참조 나사 </td></tr><tr><td> 마그넷 와이어, 20G, 나일론 - 폴리 우레탄 코팅, MW80 </td><td> 자료 </td><td> 소형 부품 </td><td> B000IJYRP2 </td><td> 접지 및 참조 선 </td></tr><tr><td> 스테인리스 기계 나사, 드라이브 홈 붙이 바인딩 책임자, # 000-120, 1 / 16 &quot; </td><td> 자료 </td><td> 소형 부품 </td><td> MX-000120-01B </td><td> 앵커 나사 </td></tr><tr><td> N-3 모든 유형의 플럭스 액체에게 </td><td> 시약 </td><td> 라 - 공동 (Markal) </td><td> 23,512 </td><td> 솔더 스테인리스로 허용 </td></tr><tr><td> MicroGrid 정밀 구리 확대 </td><td> 자료 </td><td> Dexmet </td><td> 3 CU6-050 ​​FA </td><td> 온 - 머리 패러데이 케이지에 대한 구리 메쉬 </td></tr><tr><td> C &amp; B-METABOND 빠른! 시멘트 시스템 - 상아질 활성 </td><td> 자료 </td><td> Parkell </td><td> S380 </td><td></td></tr><tr><td> C &amp; B-METABOND 빠른! 시멘트 시스템 - 치과 시멘트 </td><td> 자료 </td><td> Parkell </td><td> S380 </td><td></td></tr><tr><td> 샤프 포인트 텅스텐 바늘과 홀더 </td><td> 도구 </td><td> Roboz 외과 용구 </td><td> RS-6064 및 RS-6061 </td><td> 후크가 경질을들하려면 </td></tr><tr><td> 초경 규석엉 HP 4분의 1 </td><td> 도구 </td><td> 헨리 Schein </td><td> 9,990,013 </td><td></td></tr><tr><td> 파라핀 (과립) </td><td> 자료 </td><td> 피셔 과학 </td><td> P31-500 </td><td></td></tr><tr><td> 미네랄 오일, 라이트 (NF / FCC) </td><td> 자료 </td><td> 피셔 과학 </td><td> O121-1 </td><td></td></tr><tr><td> GC 전자 10-114 2 - 부품 에폭시 접착제 </td><td> 자료 </td><td> 뉴어크 </td><td> 00Z416 </td><td></td></tr><tr><td> 타입 1 LITZ 21 AWG 36분의 40 레드 0.041 TO (MW80-C) 폴리 우레탄-나일론 싱글 &#39;+ / -0.002 &quot;OD </td><td> 자료 </td><td> 뉴잉글랜드 와이어 기술 주식 회사 </td><td> N28-36E-400-2 </td><td> headstage와 앰프 사이의 케이블을 확인하려면 </td></tr><tr><td> 32 채널 매우 대규모 집적 headstage, 20x 이득 </td><td> 장비 </td><td> Plexon </td><td> HST/32V-G20 </td><td> Headstage </td></tr></tbody></table>

large-scale recording of neurons by movable silicon probes in behaving rodents

신경 과학의 주요 과제는 신경 어셈블리의 집단 활동에 행동을 연결합니다. 뉴런과 회로의 입출력 관계의 이해는 공간적 선택성 및 행동 동물의 신경 ensembles, 분리된 하나의 뉴런의 representatively 대용량 샘플 즉, 녹음의 기계론의 분석을 위해 적절한 시간적 해상도를 가진 방법이 필요합니다. 의 연결 활동의 앙상블 모니터링은 인간 주제에 1-11를 포함하여 크고 작은 두뇌 모두 동물에서 지난 10 년 동안에 현저하게 진행되고있다. 실리콘 기반의 디바이스와 여러 현장 녹화 때문에 그들의 확장성, 작은 음량과 기하학적인 디자인에 특히 효과적입니다. 여기서는 여러 단일 뉴런과 맞춤 액세서리 구성 요소와 상용 마이크로 가공 실리콘 프로브를 사용하여 설치류 행동은 현지 필드 잠재력을 녹화하는 방법을 설명합니다. 두 가지 기본 옵션 바가 있습니다또는 preamplifiers에 실리콘 프로브 인터페이스 : 인쇄 회로 기판과 플렉시블 케이블. 프로브 공급 업체 ( <a href="http://www.neuronexustech.com/" >http://www.neuronexustech.com/</a> , <a href="http://www.sbmicrosystems.com/">http://www.sbmicrosystems.com/</a> , <a href="http://www.acreo.se/">http://www.acreo.se/가</a> ) 일반적으로 결합 서비스를 제공하고 인쇄 회로 기판에 보세 프로브를 제공합니다 또는 유연 케이블. 여기서는 유연한 polyimide 케이블에 연결된 4 생크 32 사이트 프로브의 주입을 설​​명하고, 이동의 microdrive에 장착된. 프로브 준비의 각 단계 microdrive 건설과 수술은 최종 사용자가 쉽게 프로세스를 복제할 수 있도록 삽화가있다.

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Large-scale Recording of Neurons by Movable Silicon Probes in Behaving Rodents

우리는 대규모 다중 단일 단위 기록 및 실리콘 프로브와 설치류 동물 행동은 현지 필드 가능성에 대한 방법을 설명합니다. 드라이브 제조, 드라이브 및 프로브 주입 공정에 프로브 첨부 파일은 쉽게 복제에 대한 충분한 세부 사항에 그림하고 있습니다.

설치류를 행동에 이동 가능한 실리콘 프로브에 의한 뉴런의 대규모 녹화

A major challenge in neuroscience is linking behavior to the collective activity of neural assemblies. Understanding of input-output relationships of ...

large-scale-recording-neurons-movable-silicon-probes-behaving

Research

JoVE Journal

Neuroscience

34.5K 조회수.  University of New Jersey. 우리는 대규모 다중 단일 단위 기록 및 실리콘 프로브와 설치류 동물 행동은 현지 필드 가능성에 대한 방법을 설명합니다. 드라이브 제조, 드라이브 및 프로브 주입 공정에 프로브 첨부 파일은 쉽게 복제에 대한 충분한 세부 사항에 그림하고 있습니다.

비디오: Large-scale Recording of Neurons by Movable Silicon Probes in Behaving Rodents

Recording Large-scale Neuronal Ensembles with Silicon Probes in the Anesthetized Rat

Large scale electrophysiological recordings from neuronal ensembles offer the opportunity to investigate how the brain orchestrates the wide variety of behaviors from the spiking activity of its neurons. One of the most effective methods to monitor spiking activity from a large number of neurons in multiple local neuronal circuits simultaneously is by using silicon electrode arrays1-3.
Action potentials produce large transmembrane voltage changes in the vicinity of cell somata. These output signals can be measured by placing a conductor in close proximity of a neuron. If there are many active (spiking) neurons in the vicinity of the tip, the electrode records combined signal from all of them, where contribution of a single neuron is weighted by its 'electrical distance'. Silicon probes are ideal recording electrodes to monitor multiple neurons because of a large number of recording sites (+64) and a small volume. Furthermore, multiple sites can be arranged over a distance of millimeters, thus allowing for the simultaneous recordings of neuronal activity in the various cortical layers or in multiple cortical columns (Fig. 1). Importantly, the geometrically precise distribution of the recording sites also allows for the determination of the spatial relationship of the isolated single neurons4. Here, we describe an acute, large-scale neuronal recording from the left and right forelimb somatosensory cortex simultaneously in an anesthetized rat with silicon probes (Fig. 2).

Extracellular recordings of neuronal activity using silicon probes in the anesthetized rat will be described. This technique allows information to be obtained across multiple brain areas from more than 100 neurons simultaneously. It provides information with single cell resolution about neuronal ensembles dynamics in multiple local circuits.

Anesthetized 쥐의 실리콘 프로브와 함께 대규모의 연결 Ensembles 녹음하기

Large scale electrophysiological recordings from neuronal ensembles offer the opportunity to investigate how the brain orchestrates the wide variety of ...

연구

신경과학

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from individual neurons are critical for understanding how neural circuits function under natural conditions. Traditionally, these recordings have been performed 'blind', meaning the identity of the recorded cell is unknown at the start of the recording. Cellular identity can be subsequently determined via intracellular1, juxtacellular2 or loose-patch3 iontophoresis of dye, but these recordings cannot be pre-targeted to specific neurons in regions with functionally heterogeneous cell types. Fluorescent proteins can be expressed in a cell-type specific manner permitting visually-guided single-cell electrophysiology4-6. However, there are many model systems for which these genetic tools are not available. Even in genetically accessible model systems, the desired promoter may be unknown or genetically homogenous neurons may have varying projection patterns. Similarly, viral vectors have been used to label specific subgroups of projection neurons7, but use of this method is limited by toxicity and lack of trans-synaptic specificity. Thus, additional techniques that offer specific pre-visualization to record from identified single neurons in vivo are needed. Pre-visualization of the target neuron is particularly useful for challenging recording conditions, for which classical single-cell recordings are often prohibitively difficult8-11. The novel technique described in this paper uses retrograde transport of a fluorescent dye applied using tungsten needles to rapidly and selectively label a specific subset of cells within a particular brain region based on their unique axonal projections, thereby providing a visual cue to obtain targeted electrophysiological recordings from identified neurons in an intact circuit within a vertebrate CNS.
The most significant novel advancement of our method is the use of fluorescent labeling to target specific cell types in a non-genetically accessible model system. Weakly electric fish are an excellent model system for studying neural circuits in awake, behaving animals12. We utilized this technique to study sensory processing by "small cells" in the anterior exterolateral nucleus (ELa) of weakly electric mormyrid fish. "Small cells" are hypothesized to be time comparator neurons important for detecting submillisecond differences in the arrival times of presynaptic spikes13. However, anatomical features such as dense myelin, engulfing synapses, and small cell bodies have made it extremely difficult to record from these cells using traditional methods11, 14. Here we demonstrate that our novel method selectively labels these cells in 28% of preparations, allowing for reliable, robust recordings and characterization of responses to electrosensory stimulation.

Retrograde Fluorescent Labeling Allows for Targeted Extracellular Single-unit Recording from Identified Neurons In vivo

Retrograde transport of fluorescent dye labels a sub-population of neurons based on anatomical projection. Labeled axons can be visually targeted in vivo, permitting extracellular recording from identified axons. This technique facilitates recording when neurons cannot be labeled through genetic manipulation or are difficult to isolate using 'blind' in vivo approaches.

역행 형광 라벨이 확인 된 신경 세포의 표적 세포 외 단일 단위 기록을 허용<em&gt; 생체 내</em

The overall goal of this method is to record single-unit responses from an identified population of neurons. In vivo electrophysiological recordings from ...

Recording and Analysis of Circadian Rhythms in Running-wheel Activity in Rodents

When rodents have free access to a running wheel in their home cage, voluntary use of this wheel will depend on the time of day1-5. Nocturnal rodents, including rats, hamsters, and mice, are active during the night and relatively inactive during the day. Many other behavioral and physiological measures also exhibit daily rhythms, but in rodents, running-wheel activity serves as a particularly reliable and convenient measure of the output of the master circadian clock, the suprachiasmatic nucleus (SCN) of the hypothalamus. In general, through a process called entrainment, the daily pattern of running-wheel activity will naturally align with the environmental light-dark cycle (LD cycle; e.g. 12 hr-light:12 hr-dark). However circadian rhythms are endogenously generated patterns in behavior that exhibit a ~24 hr period, and persist in constant darkness. Thus, in the absence of an LD cycle, the recording and analysis of running-wheel activity can be used to determine the subjective time-of-day. Because these rhythms are directed by the circadian clock the subjective time-of-day is referred to as the circadian time (CT). In contrast, when an LD cycle is present, the time-of-day that is determined by the environmental LD cycle is called the zeitgeber time (ZT).
Although circadian rhythms in running-wheel activity are typically linked to the SCN clock6-8, circadian oscillators in many other regions of the brain and body9-14 could also be involved in the regulation of daily activity rhythms. For instance, daily rhythms in food-anticipatory activity do not require the SCN15,16 and instead, are correlated with changes in the activity of extra-SCN oscillators17-20. Thus, running-wheel activity recordings can provide important behavioral information not only about the output of the master SCN clock, but also on the activity of extra-SCN oscillators. Below we describe the equipment and methods used to record, analyze and display circadian locomotor activity rhythms in laboratory rodents.

Circadian rhythms in voluntary wheel-running activity in mammals are tightly coupled to the molecular oscillations of a master clock in the brain. As such, these daily rhythms in behavior can be used to study the influence of genetic, pharmacological, and environmental factors on the functioning of this circadian clock.

쥐에 활동 륜 실행에 녹음 및 Circadian 리듬 분석

When rodents have free access to a running wheel in their home cage, voluntary use of this wheel will depend on the time of day1-5. Nocturnal rodents, ...

Recording Gamma Band Oscillations in Pedunculopontine Nucleus Neurons

Synaptic efferents from the PPN are known to modulate the neuronal activity of several intralaminar thalamic regions (e.g., the centrolateral/parafascicular; Cl/Pf nucleus). The activation of either the PPN or Cl/Pf nuclei in vivo has been described to induce the arousal of the animal and an increment in gamma band activity in the cortical electroencephalogram (EEG). The cellular mechanisms for the generation of gamma band oscillations in Reticular Activating System (RAS) neurons are the same as those found to generate gamma band oscillations in other brains nuclei. During current-clamp recordings of PPN neurons (from parasagittal slices from 9 - 25 day-old rats), the use of depolarizing square steps rapidly activated voltage-dependent potassium channels that prevented PPN neurons from being depolarized beyond -25 mV.
Injecting 1 - 2 sec long depolarizing current ramps gradually depolarized PPN membrane potential resting values towards 0 mV. However, injecting depolarizing square pulses generated gamma-band oscillations of membrane potential that showed to be smaller in amplitude compared to the oscillations generated by ramps. All experiments were performed in the presence of voltage-gated sodium channels and fast synaptic receptors blockers. It has been shown that the activation of high-threshold voltage-dependent calcium channels underlie gamma-band oscillatory activity in PPN neurons. Specific methodological and pharmacological interventions are described here, providing the necessary tools to induce and sustain PPN subthreshold gamma band oscillation in vitro.

The pedunculopontine nucleus (PPN) is located in the brainstem and its neurons are maximally activated during waking and rapid eye movement (REM) sleep brain states. This work describes the experimental approach to record in vitro gamma band subthreshold membrane oscillation in PPN neurons.

Pedunculopontine 핵 뉴런에서 녹음 감마 밴드 진동

Synaptic efferents from the PPN are known to modulate the neuronal activity of several intralaminar thalamic regions (e.g., the ...

Large-scale Reconstructions and Independent, Unbiased Clustering Based on Morphological Metrics to Classify Neurons in Selective Populations

This protocol outlines large-scale reconstructions of neurons combined with the use of independent and unbiased clustering analyses to create a comprehensive survey of the morphological characteristics observed among a selective neuronal population. Combination of these techniques constitutes a novel approach for the collection and analysis of neuroanatomical data. Together, these techniques enable large-scale, and therefore more comprehensive, sampling of selective neuronal populations and establish unbiased quantitative methods for describing morphologically unique neuronal classes within a population.
The protocol outlines the use of modified rabies virus to selectively label neurons. G-deleted rabies virus acts like a retrograde tracer following stereotaxic injection into a target brain structure of interest and serves as a vehicle for the delivery and expression of EGFP in neurons. Large numbers of neurons are infected using this technique and express GFP throughout their dendrites, producing &#34;Golgi-like&#34; complete fills of individual neurons. Accordingly, the virus-mediated retrograde tracing method improves upon traditional dye-based retrograde tracing techniques by producing complete intracellular fills.
Individual well-isolated neurons spanning all regions of the brain area under study are selected for reconstruction in order to obtain a representative sample of neurons. The protocol outlines procedures to reconstruct cell bodies and complete dendritic arborization patterns of labeled neurons spanning multiple tissue sections. Morphological data, including positions of each neuron within the brain structure, are extracted for further analysis. Standard programming functions were utilized to perform independent cluster analyses and cluster evaluations based on morphological metrics. To verify the utility of these analyses, statistical evaluation of a cluster analysis performed on 160 neurons reconstructed in the thalamic reticular nucleus of the thalamus (TRN) of the macaque monkey was made. Both the original cluster analysis and the statistical evaluations performed here indicate that TRN neurons are separated into three subpopulations, each with unique morphological characteristics.

This protocol describes large-scale reconstructions of selective neuronal populations, labeled following retrograde infection with a modified rabies virus expressing fluorescent markers, and independent, unbiased cluster analyses that enable comprehensive characterization of morphological metrics among distinct neuronal subclasses.

형태 학적 지표를 바탕으로 대규모 재건과 독립, 편견 클러스터링은 선택적 인구에서 뉴런을 분류하기

This protocol outlines large-scale reconstructions of neurons combined with the use of independent and unbiased clustering analyses to create a ...

Quantification of Endosome and Lysosome Motilities in Cultured Neurons Using Fluorescent Probes

In the brain, membrane trafficking systems play important roles in regulating neuronal functions, such as neuronal morphology, synaptic plasticity, survival, and glial communications. To date, numerous studies have reported that defects in these systems cause various neuronal diseases. Thus, understanding the mechanisms underlying vesicle dynamics may provide influential clues that could aid in the treatment of several neuronal disorders. Here, we describe a method for quantifying vesicle motilities, such as motility distance and rate of movement, using a software plug-in for the ImageJ platform. To obtain images for quantification, we labeled neuronal endosome-lysosome structures with EGFP-tagged vesicle marker proteins and observed the movement of vesicles using a time-lapse microscopy. This method is highly useful and simplify measuring vesicle motility in neurites, such as axons and dendrites, as well as in the soma of both neurons and glial cells. Furthermore, this method can be applied to other cell lines, such as fibroblasts and endothelial cells. This approach could provide a valuable advancement of our understanding of membrane trafficking.

The investigation of membrane trafficking is crucial for understanding neuronal functions. Here, we introduce a method for quantifying vesicle motility in neurons. This is a convenient method that can be adapted to the quantification of membrane trafficking in the nervous system.

형광 프로브를 이용한 배양 된 뉴런의 엔도 좀과 리소좀 기능의 정량화

In the brain, membrane trafficking systems play important roles in regulating neuronal functions, such as neuronal morphology, synaptic plasticity, ...

Implantation of Chronic Silicon Probes and Recording of Hippocampal Place Cells in an Enriched Treadmill Apparatus

An important requisite for understanding brain function is the identification of behavior and cell activity correlates. Silicon probes are advanced electrodes for large-scale electrophysiological recording of neuronal activity, but the procedures for their chronic implantation are still underdeveloped. The activity of hippocampal place cells is known to correlate with an animal&#39;s position in the environment, but the underlying mechanisms are still unclear. To investigate place cells, here we describe a set of techniques which range from the fabrication of devices for chronic silicon probe implants to the monitoring of place field activity in a cue-enriched treadmill apparatus. A micro-drive and a hat are built by fitting and fastening together 3D-printed plastic parts. A silicon probe is mounted on the micro-drive, cleaned, and coated with dye. A first surgery is performed to fix the hat on the skull of a mouse. Small landmarks are fabricated and attached to the belt of a treadmill. The mouse is trained to run head-fixed on the treadmill. A second surgery is performed to implant the silicon probe in the hippocampus, following which broadband electrophysiological signals are recorded. Finally, the silicon probe is recovered and cleaned for reuse. The analysis of place cell activity in the treadmill reveals a diversity of place field mechanisms, outlining the benefit of the approach.

We describe the diverse steps to implant chronic silicon probes and to record place cells in mice that are running head-fixed on a cue-enriched treadmill apparatus.

만성 실리콘 프로브 및 녹음 풍부한 디딜 방 아 장치에 Hippocampal 장소 세포의 이식

An important requisite for understanding brain function is the identification of behavior and cell activity correlates. Silicon probes are advanced ...

Ratiometric Calcium Imaging of Individual Neurons in Behaving Caenorhabditis Elegans

It has become increasingly clear that neural circuit activity in behaving animals differs substantially from that seen in anesthetized or immobilized animals. Highly sensitive, genetically encoded fluorescent reporters of Ca2+ have revolutionized the recording of cell and synaptic activity using non-invasive optical approaches in behaving animals. When combined with genetic and optogenetic techniques, the molecular mechanisms that modulate cell and circuit activity during different behavior states can be identified.
Here we describe methods for ratiometric Ca2+ imaging of single neurons in freely behaving Caenorhabditis elegans worms. We demonstrate a simple mounting technique that gently overlays worms growing on a standard Nematode Growth Media (NGM) agar block with a glass coverslip, permitting animals to be recorded at high-resolution during unrestricted movement and behavior. With this technique, we use the sensitive Ca2+ reporter GCaMP5 to record changes in intracellular Ca2+ in the serotonergic Hermaphrodite Specific Neurons (HSNs) as they drive egg-laying behavior. By co-expressing mCherry, a Ca2+-insensitive fluorescent protein, we can track the position of the HSN within ~ 1 &#181;m and correct for fluctuations in fluorescence caused by changes in focus or movement. Simultaneous, infrared brightfield imaging allows for behavior recording and animal tracking using a motorized stage. By integrating these microscopic techniques and data streams, we can record Ca2+ activity in the C. elegans egg-laying circuit as it progresses between inactive and active behavior states over tens of minutes.

Ratiometric Calcium Imaging of Individual Neurons in Behaving Caenorhabditis Elegans

This protocol describes the use of genetically encoded Ca2+ reporters to record changes in neural activity in behaving Caenorhabditis elegans worms. &#8195;

꼬마 선 충 을 행동에 개별 뉴런의 비율 칼슘 이미징

It has become increasingly clear that neural circuit activity in behaving animals differs substantially from that seen in anesthetized or immobilized ...

Construction of an Improved Multi-Tetrode Hyperdrive for Large-Scale Neural Recording in Behaving Rats

Monitoring the activity patterns of a large population of neurons over many days in awake animals is a valuable technique in the field of systems neuroscience. One key component of this technique consists of the precise placement of multiple electrodes into desired brain regions and the maintenance of their stability. Here, we describe a protocol for the construction of a 3D-printable hyperdrive, which includes eighteen independently adjustable tetrodes, and is specifically designed for in vivo extracellular neural recording in freely behaving rats. The tetrodes attached to the microdrives can either be individually advanced into multiple brain regions along the track, or can be used to place an array of electrodes into a smaller area. The multiple tetrodes allow for simultaneous examination of action potentials from dozens of individual neurons, as well as local field potentials from populations of neurons in the brain during active behavior. In addition, the design provides for simpler 3D drafting software that can easily be modified for differing experimental needs.

We present the construction of a 3D-printable hyperdrive with eighteen independently adjustable tetrodes. The hyperdrive is designed to record brain activity in freely behaving rats over a period of several weeks.

쥐 행동에 대규모 신경 기록에 대 한 향상 된 멀티 Tetrode 하이퍼 드라이브의 건설

Monitoring the activity patterns of a large population of neurons over many days in awake animals is a valuable technique in the field of systems ...

Preparations and Protocols for Whole Cell Patch Clamp Recording of Xenopus laevis Tectal Neurons

The Xenopus tadpole retinotectal circuit, comprised of the retinal ganglion cells (RGCs) in the eye which form synapses directly onto neurons in the optic tectum, is a popular model to study how neural circuits self-assemble. The ability to carry out whole cell patch clamp recordings from tectal neurons and to record RGC-evoked responses, either in vivo or using a whole brain preparation, has generated a large body of high-resolution data about the mechanisms underlying normal, and abnormal, circuit formation and function. Here we describe how to perform the in vivo preparation, the original whole brain preparation, and a more recently developed horizontal brain slice preparation for obtaining whole cell patch clamp recordings from tectal neurons. Each preparation has unique experimental advantages. The in vivo preparation enables the recording of the direct response of tectal neurons to visual stimuli projected onto the eye. The whole brain preparation allows for the RGC axons to be activated in a highly controlled manner, and the horizontal brain slice preparation allows recording from across all layers of the tectum.

Preparations and Protocols for Whole Cell Patch Clamp Recording of Xenopus laevis Tectal Neurons

In this paper, we discuss three brain preparations used for whole cell patch clamp recording to study the retinotectal circuit of Xenopus laevis tadpoles. Each preparation, with its own specific advantages, contributes to the experimental tractability of the Xenopus tadpole as a model to study neural circuit function.

준비 및 Xenopus laevis Tectal 신경의 전체 셀 패치 클램프 기록에 대 한 프로토콜

The Xenopus tadpole retinotectal circuit, comprised of the retinal ganglion cells (RGCs) in the eye which form synapses directly onto neurons in the optic ...