이 작품은 미국 해군 연구소의 핵심 연구 기금을 통해 해군의 사무실에 의해 지원되었다.

1. LNA 프로브 및 실험 설계 <ol><li> 귀하의 베꼈는데 sRNA / mRNA의 반대로 보완거나 그들에 사용자 정의 설계 디자인 LNA 프로브 <a href="http://www.exiqon.com">www.exiqon.com</a> . 사용자 정의 디자인 옵션을 사용하면 순서를 알아,하지만 LNA의 급상승 패턴하지 않습니다. 사이의 T m의 증가에 DNA 또는 RNA oligonucleotide 결과에 각 LNA 잔여물의뿐만 아니라, 둘, 10 ° C LNA - RNA의 하이브 리다이 제이션 이중 14. 이상적으로, 설계 LNA 프로브의 길이는 20-25 세포핵 (이상 프로브는 종합 더 어렵습니다) 사이와 85-90 사이의 T m ° C RNA에 대한이 하이브 리다이 제이션 있어야합니다. </li><li> 순서를 설계 후, 폭발을 사용 <a href="http://blast.ncbi.nlm.nih.gov/Blast.cgi">http://blast.ncbi.nlm.nih.gov/Blast.cgi를</a> 하거나 프로브는 여러분의 sRNA / 관심의 mRNA에 따라 다릅니다 수 있도록 로컬 데이터베이스에 프로브 시퀀스를 비교합니다. </li><li>LNA 프로브를 주문하면, LNA의 oligonucleotide의 5 &#39;끝에 비오틴 - TEG 수정을 추가합니다. biotinylation은 streptavidin 염색 활용과 사후 하이브 리다이 제이션 얼룩 필요합니다. 그것은 3이 수정을 추가할 수 있습니다 &#39;필요하면 끝, 그러나 5 추가&#39;끝이 저렴하고 높은 수율을 초래한다. </li><li> 세 가지 부정적인 컨트롤 방법에 포함되어야합니다 (I) LNA 프로브는 하이브 리다이 제이션 단계에서 추가되지되는 &#39;아니오 LNA&#39;통제하고, (ii) &#39;아니오 염료&#39;컨트롤이있는 LNA 프로브가에 hybridized입니다 대상 sRNA하지만 하이브 리다이 제이션 이벤트가 형광 얼룩의 부재로 인해 탐지하고, 순서에 존재하지 않는 또는 비 표현 sRNA을 대상으로 LNA 프로브를 이용 (3) &#39;이외의 표현 sRNA / mRNA&#39;제어하지 않습니다 불특정 하이브 리다이 제이션을 모니터링합니다. </li><li> 여기에 구체적인 LNA의 프로브 (LNA의 단량체의 sRNA CsrB를 보완하고 &#39;5&#39; - 비오틴 - TEG - gTccAttTccCgtCctTagCagC - 3 순서를 가지고) 문자를 대문자로. </li><li> -20 ° C.에 10-20 μL aliquots에서 50 μg / ML 및 저장하는 nuclease 무료 물로 resuspend 동결 건조된 LNA 수령, 다음 </li></ol> 솔루션 <ul><li> 8퍼센트 paraformaldehye (pfa), PBS에서 10 % 초산 : 믹스 1 ML 32% pfa, 400 μL 초산, 400 μL 10X PBS, 산도 = 7.4, 그리고 2.2 ML nuclease없는 물. 냉동 aliquots 들어, 초산없이 -20 ° C에서 단일 사용 aliquots에서 동결. </li><li> 60% dextran 황산 솔루션 : 50 ML 원뿔 튜브 6.0 g dextran 황산을 추가하고 10 ML의 최종 볼륨에 물을 추가할 수 있습니다. dextran 황산은 (1-2 시간 걸릴 수 있습니다) 해산되기 전까지 ° C 물 목욕에 65이 혼합물을 가열. 추가 물 10 ML 볼륨을 유지하기 위해 solubilization 과정에서 추가 할 수 있습니다. 사용하기 전까지 -20 ° C에서 나누어지는 60% dextran 황산 솔루션과 저장합니다. </li></ul> 2. 정치 <ol><li> 발광 생물의 수확 1x10 8 셀 <em&gt; 장염 campbellii 또는 세균 관심 및 1.5 ML의 microcentrifuge 튜브로 그들을 전송합니다. 세포의 수량이 네 흐름 - 물고기 샘플 (한 특정 LNA 프로브 샘플과 세 부정적인 컨트롤)에 대한 충분한 시작 자료를 제공합니다. 다른 sRNA / mRNA 종의 테스트해야 할 경우 추가 1.5 ML의 microcentrifuge 튜브 aliquots가 수집되어야합니다. </li><li> 펠렛 5 분 동안 2,300 XG에서 원심 분리하여 세균 세포. pipetting하여 뜨는을 취소하고 1X PBS 400 μL의 세포를 resuspend. </li><li> 이 혼합하려면, (1X PBS) 솔루션을 식염수 버퍼 잘 혼합 1X 인산염의 8 % paraformaldehye (pfa)와 10 %의 아세트산 400 μL를 추가, 25 10 분 동안 품어 ° C 5 분 후에 한 번 혼합. 별도로 명시하지 않는 한 모든 incubations은, 가열 튜브 홀더에서 수행됩니다. pfa 솔루션은 신선한 준비 또는 초산의 추가 후 냉동 aliquots에서 사용해야합니다. Paraformaldehyde는 crosslinking의 정착액입니다 Helps은 세포 형태를 유지하고 세포내 RNA를 유지합니다. </li><li> 펠렛은 2 분 동안 4,500 XG에서 원심 분리하여이 혼합물의 세포와 pipetting하여 뜨는을 제거합니다. 원심 분리가 필요한 모든 미래의 단계가 동일한 설정 (7K, 2 분)을 사용해야합니다. supernatants가 pipetting과 decanting하지 의해 제거되어야한다는 다음 원심 분리에 유의하는 것이 중요합니다. </li><li> 400 μL 1X PBS로 두 번 세포를 씻어 400 μL 1X PBS의 마지막 셀을 펠렛을 resuspend. 세포는 현재 고정되고 ° C 400 μL 1X PBS에서 최고 7 일 동안 4 저장할 수 있습니다. </li></ol> 3. 디에틸의 pyrocarbonate 처리 <ol><li> 1X PBS (400이 솔루션의 μL 따라 너무 규모의 테스트로 모든 샘플이 필요합니다)에 디에틸 pyrocarbonate (DEPC)의 0.1 % 용액 400 μL를 준비합니다. DEPC 용액은 DEPC 주식 신선한 준비되어야합니다. DEPC 처리는 carbethoxylation로 RNases을 inactivates하고을 감소배경 신호. </li><li> 각 고정 세균 세포 샘플에 0.1 % DEPC 용액 400 μL를 추가하고 pipetting으로 잘 섞는다. 십이분 25 ° C에서이 혼합물을 품어. 400 μL 1X PBS, 펠렛 세포 (7K, 2 분)와 두 번 세포를 세척 뜨는을 제거하십시오. </li></ol> 4. Permeabilization <ol><li> 1.0 MG / ML 솔루션 1 ML - EDTA (에틸렌 다이아 민 테트라 초산) 트리스 버퍼 (10 MM 트리스, 1 ㎜ EDTA (에틸렌 다이아 민 테트라 초산), 산도 8.0)에 라이 소 자임 1.0 MG를 추가합니다. 이 솔루션은 신선 준비하여야한다. 25 800 세포에 MG 1 / ML 라이 소 자임 솔루션 μL, pipetting에 의해 철저하게 믹스와 부화를 추가 ° 가끔 믹싱과 30 분 C. 펠렛은 세포 (7K, 2 분)과 뜨는을 제거하십시오. 라이 소 자임은 세균 세포 벽의 peptidoglycan 선물 hydrolyzing하여 permeabilization 시약의 역할을합니다. </li><li> TE 버퍼에 proteinase K의 3.0 μg / ML 솔루션을 준비합니다. 이 솔루션은 -20 ° C.에 저장된 20 밀리그램 / ML proteinase K 주식 신선한 준비한다Proteinase K는 단백질의 다양한 소화하고 RNA에 프로브 및 시약의 접근을 도와주는 세린 프로 테아제이다. </li><li> 3.0 μg / 세포 펠렛에 ML proteinase K 용액 800 μL를 추가하고 pipetting에 의해 철저히 섞는다. 부화를 통해 중간 vortexing와 함께 15 분 동안 25 ° C에서 품어. </li><li> 펠렛 전지 (7K, 2 분), 뜨는을 제거하고 400 μL 1X PBS로 한 번 세포를 씻으십시오. 세차 뜨는을 제거한 후, 400 μL 1X PBS에서 세포를 resuspend과 네 개의 새로운 1.5 ML의 microcentrifuge 튜브에 resuspension 100 μL를 추가합니다. 펠렛은 세포 (7K, 2 분)과 뜨는을 제거하십시오. </li></ol> 5. 이종 교잡 <ol><li> 각 샘플에 대한 하이브 리다이 제이션 버퍼 (HB) 100 μL를 준비합니다. HB는, 부피, 질량 10 % dextran 황산 (매 100 μL에 대한 60% dextran 황산 솔루션의 16.7 μL 추가), 1X Denhardt의 솔루션, 50 MM 나트륨 인산 산도 7.0에서 50 %의 포름 아미드로 구성됩니다2X 나트륨 구연산 (SSC), 가지각색 연어 정자 DNA (SSSD) 및 20 μg의 효모 tRNA 20 μg. </li><li> HB의 각각의 구성 요소는 서로 다른 목적을 가지고 있습니다. 포름 아미드가함으로써 RNA의 변성 및 세포 손상을 최소화 도와주는 핵산 duplexes의 녹는 온도를 낮춰줍니다. Dextran 황산은 볼륨 제외 폴리머는 프로브를 집중하고 하이브 리다이 제이션 속도를 높일 수로 사용됩니다. Denhardts 솔루션은 효모 tRNA와 SSSD가 아닌 특정 바인딩을 줄이기 위해 차단 대리인 역할을합니다. </li><li> 세포의 각 resuspension 함유 1.5 ML의 microcentrifuge 튜브를, 95 μL HB 및 sRNA /의 5.0 μL 추가 mRNA를 특정 LNA 또는 물 (LNA 대조군을위한) [특정 LNA 최종 농도 20 pmol]. 예를 들면 다음과 같습니다 <ol class="lalpha"><li> 튜브 1-95 μL HB + 5.0 μL sRNA / mRNA 특정 프로브 </li><li> 튜브 2-95 μL HB + 5.0 μL sRNA / mRNA 특정 프로브 ( &#39;없음 염색&#39;부정적인 제어) </li><li> 튜브 3-95 μL HB + 5.0 μL sRNA/ mRNA 프로브 ( &#39;비 표현 sRNA / mRNA&#39;부정적인 제어) </li><li> 튜브 4-95 μL HB + 5.0 μL 물 ( &#39;없음 LNA&#39;부정적인 제어) </li></ol></li></ol><ol start="4"><li> 60 분 60 ° C에서 네 명 모두 샘플을 품어. 하이브 리다이 제이션 온도는 LNA 프로브 (S) T m에 따라 차이가 있으며, 약 30 설정해야합니다 ° C 어닐링 RNA에 대한 T m을 예측 아래. HB의 상승 하이브 리다이 제이션 온도와 포름 아미드 모두 sRNA이나 관심 mRNA의 이차 구조의 변성을 보장합니다. </li></ol> 6. 포스트 하이브 리다이 제이션 씻는다 <ol><li> 하이브 리다이 제이션 다음, 하이브 리다이 제이션 혼합물에 0.1 % 십대 초반 - 2​​0 (SSCT)와 1.0 ML 0.1X SSC를 추가합니다. 이것은 세포가 점성 하이브 리다이 제이션 용액에서 제거 수 있도록하는 것이 필요합니다. 펠렛은 세포 (7K, 2 분)과 뜨는을 제거하십시오. </li><li> 50 %의 포름 아미드 200 μL, 2X SSC, 0.1 %를 추가 십대 초반 - 2​​0 세포 산탄으로, 철저하게 혼합 incub65 ° C 가열 블록에 30 분 먹었다. </li><li> 혼합물, 펠렛 세포 (7K, 2 분) 1 ML 0.1X SSCT를 추가하고 뜨는을 제거하십시오. </li><li> 세포를 resuspend하고 열 블록 65 40 분 ° C에 대해 품어 500 μL 0.1X SSCT을 추가합니다. 펠렛은 세포 (7K, 2 분)과 뜨는을 제거하십시오. </li></ol> 7. 차단 및 염색법 <ol><li> 차단 버퍼 (BB)와 streptavidin 염색 얼룩 솔루션을 준비합니다. 5 배 주식 (상용, 시약 참조)에서 1X BB 솔루션을 준비합니다. 네 튜브의 모든 집합에 대해, 1.2 ML 1X BB를 준비합니다. </li><li> 세포 펠렛, resuspend 200 μL 1X BB를 추가하고 25 30 분 품어 ° C. </li><li> streptavidin - 복합 염료는 biotinylated LNA 프로브를 감지하는 데 사용됩니다. 차단하는 동안, 2 μg / ML DyLight 488 streptavidin 또는 30 분 (세명 샘플, 300 μL을)에 대한 1X BB에서 원하는 염료 streptavidin 활용의 솔루션을 준비합니다. </li><li> incub 후1X BB, 펠렛 세포 (7K, 2 분)과 뜨는을 제거와 함께 ation. , 셀 알약에 streptavidin - 염료 용액의 50 μL를 추가 철저하게 혼합, 25 12 분 동안 품어 ° C 소용돌이 또는 thermomixer에 지속적인 혼합과 함께. &#39;아니오 염료&#39;제어를위한, 50 μL 1X 차단 버퍼를 추가합니다. 프로토콜의 나머지 들어, 알루미늄 호일을 사용하여 빛으로부터 튜브를 보호합니다. </li><li> 500 μL 0.1X SSCT 버퍼와 한번 세포를 씻고 한 번 400 μL 1X PBS와 함께 0.1 % 십대 초반 - 2​​0 (PBST). 펠렛은 세포 (7K, 2 분)과 뜨는을 제거하십시오. </li><li> 초기 streptavidin - 공액 얼룩 다음, 신호가 streptavidin 염색 활용에 biotinylated 방지 streptavidin 항체를 소개하고 (그림 2) hybridized LNA 프로브 당 신호 출력을 증가 따라서 streptavidin 염색과 두 번째 시간을 얼룩에 의해 증폭됩니다 . </li><li> 1 μg / ML 100 μL를 추가 1X PBS, resuspen에 방지 streptavidin 항체를 biotinylated25 D는 세포, 그리고 품어 ° C를 가끔 믹싱과 함께 30 분. 펠렛 전지 (7K, 2 분), 뜨는을 제거하고 400 μL 1X PBST로 두 번 씻는다. </li><li> 2 μg / 세포 ML streptavidin 염색 용액의 50 μL를 추가, 철저하게 혼합, 25 12 분 동안 품어 ° 소용돌이 또는 thermomixer에 지속적인 혼합과 C. &#39;아니오 염료&#39;제어를위한, 50 μL 1X 차단 버퍼를 추가합니다. </li><li> 500 μL 0.1X SSCT 버퍼와 한번 세포를 씻어 한번와 400 μL 1X PBST. </li><li> 4 200 μL 1X PBST와 저장소의 세포를 Resuspend ° C 유동세포계측법 분석 준비까지. 작은 박테리아 세포의 핵심 크기를 감소 느린 흐름 속도가 설정할 수 있습니다. 또한, 앞으로 산란 임계값 cutoffs와 흐름 cytometers위한 컷오프가 작은 세균의 세포가 감지되도록 가능한 낮은 설정해야합니다. </li><li> DyLight 488 감지, 흐름 cytometer은 488 nm의 레이저 및 표준 방출을 갖추고 있어야FITC를위한 필터. 최소한 2x10 4 이벤트가 수집되어야합니다. 다른 레이저가 장착된 흐름 cytometers과의 호환성을 위해 다른 streptavidin - 복합 fluorophores이 프로토콜을 사용할 수 있습니다. </li></ol> 8. 대표 결과 고정하고 효과적으로 permeabilized 아르 세포의 예제는 그림 3A에서 유동세포계측법의 도트 음모에 표시됩니다. permeabilization에 대해 위에서 설명한 조건을 사용하는 경우, 세포 인구가 작고 동질적인 나타내는 몇 가지 세포 집계입니다. 라이 소 자임 높은 (5 밀리그램 / ML) 농도를 사용하는 경우 전지 집계 가능성이 더 높습니다 그리고 큰 입자 (그림 3B)을 나타내는 전방 산란 증가 값을 보여줍니다. 성공적인 LNA 흐름 물고기 실험에서 유동세포계측법 데이터의 예제는 그림 4에 표시됩니다. 히스토그램 세 부정적인 컨트롤과 함께 대상 sRNA의 특정 감지를 보여줍니다.&#39;아니오 염료&#39;부정적인 통제는 &#39;노 LNA&#39;과 &#39;비 표현 sRNA&#39;부정적인 컨트롤 다음에 적어도 형광을 생산하고 있습니다. 마지막으로, sRNA 특정 LNA 프로브와 샘플이 최고의 형광을 생산하고 있습니다. 방법과 LNA 프로브가 이러한 방식으로 확인되면, 추가적인 실험은 돌연변이나 다양한 문화 환경 등에 대한 응답으로, 시간이 지남에 따라 sRNA 신호의 변화를 모니터링하기위한 수 <img alt="그림 1." src="/files/ftp_upload/3655/3655fig1.jpg" /> 그림 1. 박테리아 sRNA의 검출을위한 LNA 흐름 물고기 실험의 전반적인 계획의 묘사. <img alt="그림 2." src="/files/ftp_upload/3655/3655fig2.jpg" /> 그림 2. LNA 흐름 생선 신호의 얼룩 및 증폭. biotinylated LNA 프로브의) 하이브 리다이 제이션. 형광 DyLight 488 streptavidin의 활용과 함께 B) 염색법. C) biotinylated 방지 s의 바인딩DyLight 488 streptavidin에 treptavidin 항체. 항체는 항원 결합 사이트를 통해 streptavidin을 바인딩할 수 또는 비오틴 잔류물을 통해 streptavidin 구속 수 있습니다. 형광 DyLight 488 streptavidin의 활용과 함께 추가로 얼룩에 의해 신호의 D) 증폭. <img alt="그림 3." src="/files/ftp_upload/3655/3655fig3.jpg" /> 그림 3.) 1 MG / ML 라이 소 자임, 3 μg / ML proteinase K permeabilization와 B) 5 밀리그램 / ML 라이 소 자임, 3 μg / ML proteinase K에 permeabilization에 대한 측면 산란 결과 비교 전달 보여주 유동세포계측법의 도트 플롯. <img alt="그림 4." src="/files/ftp_upload/3655/3655fig4.jpg" /> 그림 4. LNA 흐름 생선 결과의 히스토그램 분석. 각 샘플에서 생성된 형광 신호가 네 가지 성분에 의해 표시됩니다 : 블랙 - sRNA 특정 LNA 프로브, 빨간색 - &#39;비 표현 sRNA&#39;부정적인 제어, 파랑 - &#39;없이 LNA&#39;부정적인 제어, 보라색 -&#39;아니오 염색&#39;부정 제어할 수 있습니다.

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G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fluorescence+in+Situ+Hybridization+Analysis+of+Transcript+Dynamics+in+Cells.">Fluorescence in Situ Hybridization Analysis of Transcript Dynamics in Cells.</a> Methods. 25, 111-118 (2001).</li><li>Silveira, A. C. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Identification+of+non-coding+RNAs+in+environmental+vibrios.">Identification of non-coding RNAs in environmental vibrios.</a> Microbiology. 156, 2452-2458 (2010).</li></ol>

저자는 공개 아무것도 없어.

여기에 제시 LNA 흐름 생선 방법은 그의 표현 이전에 microarray 기반 표현 프로 파일링 및 역방향 전사 중합 효소 사슬 반응 16을 통해 확인되었습니다 그람 음성 해양 박테리아 비브리오 campbellii에서 sRNA의 표현을 감지하는 데 사용되었다. 지금까지, 우리는 RNAs (단백질 활동 riboswitches, 그리고 mRNA를 조절 예를 들어 횡단 인코딩 sRNA, sRNA)의 다양한 표현을 모니터하기 위해이 방법을 사용했습니다. 따라서, 우리는 방법을 적용할 수 있으며 모든 sRNA 또는 mRNA 대상을 감지하고 어떤 세균 종 또는 셀 타입에 사용하기 위해 수정할 수 있습니다 사용될 수 있다고 확신하고 있습니다. 이 프로토콜의 수정이 다른 세포 유형에 필요한 경우 조작 고려하는 가장 중요한 변수는 permeabilization 단계입니다. 예를 들어, 여기에서 설명한 permeabilization 조건을 수정할 때, 라이 소 자임하고 proteinase K의 농도 변화는 테스트를해야합니다. 우리는 또는 배로 증가를 발견라이 소 자임하고 proteinase K의 양을 tripling하면 LNA 흐름 생선 결과의 주요 변경 결과. 또한, 추가 permeabilization 조건을 테스트를 할 때, 세포는 세포 손실, 및 배경 형광 비율에 최고의 신호를 얻을 수 clumping에 대해 분석한다. 세포 clumping의 범위는 현미경 및 / 또는 유동세포계측법에 의해 테스트할 수 있습니다. 앞으로 대 측면 분산형 점 플롯과 올바른 permeabilization 방법에 꼬리이 붙었다 영향을 최소화하므로 유동세포계측법으로 세포 대단히 짧은 시간이 흐릅니다. 같은 digoxigenin 다른 haptens으로 표시 추가 LNA 프로브는 하이브 리다이 제이션 단계에서 추가한 후 안티 digoxigenin 항체 및 보조 항체 - 형광단의 활용과 포착할 수로이 방법도 설명 프로토콜에 대대적인 개조없이 멀티 플렉스 sRNA 검색 의무가 있습니다. 현재 우리가이 방법으로 발생하는 유일한 한계는 약하게 전에서 충분한 신호를 생성하기 위해 무능력이다누르면 sRNA 종 (种)과 노력 (셀 당 절대 사본 번호)를 탐지 임계값을 결정하기 위해 진행되고 있습니다. 전반적으로, LNA 흐름 물고기 방법은 존재 sRNA 종의 상대적 풍부하고 표현이 다양 정도에 대한 통찰력을 제공하는 높은 처리량 방식으로 단일 세포 수준에서 세균 sRNA 또는 mRNA 발현을 측정하는 기회를 제공 인구 인치

<table border="1"><tbody><tr><td> 시약의 이름 </td><td> 회사 </td><td> 카탈로그 번호 </td><td> 댓글 </td></tr><tr><td> 10X 인산은 식염수 (PBS), pH를 7.4 버퍼 </td><td> 응용 Biosystems / Ambion </td><td> AM9625 </td><td></td></tr><tr><td> Nuclease없는 물 </td><td> 응용 Biosystems / Ambion </td><td> AM9932 </td><td> (DEPC가 치료되지 않음) </td></tr><tr><td> 32 % paraformaldehyde </td><td> 전자 현미경 과학 </td><td> RT 15,714 </td><td> 에탄올 무료 </td></tr><tr><td> 초산 </td><td> Acros의 생명체 </td><td> 327,290,010 </td><td></td></tr><tr><td> 디에틸 pyrocarbonate (DEPC) </td><td> 시그마 알드리치 </td><td> D5758 </td><tD&gt; 계속 desiccated </td></tr><tr><td> 라이 소 자임 </td><td> 시그마 알드리치 </td><td> L2879 </td><td></td></tr><tr><td> Proteinase K (20 MG / ML) </td><td> 응용 Biosystems / Ambion </td><td> AM2546 </td><td></td></tr><tr><td> 포름 아미드 </td><td> 응용 Biosystems / Ambion </td><td> AM9342 </td><td> Deionized, 나누어지는 및 동결 </td></tr><tr><td> Dextran 황산 MW&gt; 500,000 </td><td> 시그마 알드리치 </td><td> D8906 </td><td> 나누어지는 60 % 솔루션과 동결 </td></tr><tr><td> Denhardt의 솔루션 50X 농축물 </td><td> 시그마 알드리치 </td><td> D2532 </td><td> 나누어지는 및 냉동 </td></tr><tr><td> 나트륨 구연산 버퍼 20X </td><td> 응용 Biosystems / Ambion </td><td> AM9770 </td><td></td></tr><tr> &lt;TD&gt; 연어 정자 DNA (빠졌어) 10 밀리그램 / ML </td><td> 응용 Biosystems / Ambion </td><td> AM9680 </td><td> 나누어지는 및 냉동 </td></tr><tr><td> 효모 tRNA (10 MG / ML) </td><td> 생명 기술 / Invitrogen </td><td> 15401-011 </td><td> 나누어지는 및 냉동 </td></tr><tr><td> 십대 초반 - 2​​0 </td><td> 시그마 알드리치 </td><td> P9416 </td><td></td></tr><tr><td> 원위치 하이브리드화 차단 용액에 5 배 </td><td> 벡터 연구소 </td><td> 메가바이트 - 1220 </td><td></td></tr><tr><td> DyLight 488 streptavidin </td><td> 벡터 연구소 </td><td> SA - 5488-1 </td><td></td></tr><tr><td> Biotinylated 방지 streptavidin </td><td> 벡터 연구소 </td><td> BA - 0500 </td><td> 나누어지는 및 냉동 </td></tr></tbody></table>

locked nucleic acid flow cytometry-fluorescence in situ hybridization (lna flow-fish): a method for bacterial small rna detection

원위치 하이브리드화 (물고기)의 형광은 세포 환경에서 특정 핵산 시퀀스를 감지하고 집중하는 데 사용하는 강력한 기술입니다. 처리량을 향상시키기 위해, 생선은 개별 세포의 수천 대상 핵산 시퀀스의 감지를 활성화 유동세포계측법 (흐름 - 물고기)와 함께하실 수 있습니다. 각 셀을함으로써 강력한 통계와 분산 분석을 허용, 독립적인 관찰로 취급되기 때문에 그 결과, 흐름 - 물고기 lysate / 앙상블 기반의 핵산 검출 방법에 비해 뚜렷한 장점을 제공합니다. 이러한 특성은 다른 응용 프로그램의 여러 물고기와 흐름 - 물고기 방법의 사용을하라는 메시지가 표시하고 이러한 방법의 유틸리티는 성공적으로 바이러스 증식을 모니터링, telomere 길이 결정 1,2, 휴대폰 식별 및 유전자 발현 3,4에서 보여준되었습니다 감염된 세포 5, 세균성 지역 사회의 분석 및 열거6. 전통적으로, 물고기와 흐름 - 물고기 방법의 특이성은 DNA의 oligonucleotide 프로브에 의해 이수했습니다. 최근 그러나 물고기와 흐름 - 물고기 프로브와 같은 핵산 analogs로의 DNA oligonucleotide 프로브의 교체로 인해 자연적인 핵산 7,8 이러한 analogs의 높은 용융 온도 (T m) 각 기법의 감도와 특이성을 모두 증가 . 옥내 핵산 (LNA) 프로브는 DNA 또는 RNA 시퀀스 9,10에 걸쳐 마약을 LNA 세포핵을 포함 핵산 아날로그의 유형입니다. 흐름 - 물고기와 결합하면, LNA 프로브는 이전에 기존의 DNA 프로브 7,11 들보다 뛰어난 실력을 보이고 표시되었습니다 성공적으로 오 포유 동물 세포의 진핵세포 mRNA 12 바이러스 RNA를 감지하는 데 사용되었습니다. 여기 우리는이 능력을 확장하고 세균 세포에서 RNA의 특정 감지를 허용 LNA 흐름 생선 방법을 설명의 (그림 1). 특히, 우리의 검색에 관심이있는 작은 비 코딩 그들은 많은 중요한 세포 과정 13 주요 규제 요소 역할을하는 것으로 확인되었습니다대로 지난 몇 년 동안 상당한 관심을 얻고있다 규제 RNA (sRNA을). 그러나, sRNAs 및 박테리아 세포에 sRNA을 감지의 도전 연구에 국한 도구 부분에 상대적으로 작은 크기 (일반적으로 길이 50​​-300 세포핵)와 sRNA 분자의 낮은 풍부한뿐만 아니라 작업의 일반적인 어려움으로 인해 없습니다 세포 세포막을 변화와 함께 작은 생물 학적 세포와 함께. 이 방법에서는, 우리는 세균 세포의 구조를 보존하고 LNA 프로브의 침투뿐만 아니라 낮은 풍부한 sRNA의 특정 검출 (그림 2)를 활성화 신호 증폭 단계를 허용 고정하고 permeabilzation 조건을 설명합니다.

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Locked Nucleic Acid Flow Cytometry-fluorescence in situ Hybridization LNA flow-FISH: a Method for Bacterial Small RNA Detection

소설 높은 처리량 방법은 고정 핵산 프로브 및 흐름 cytometry - 형광을 사용하여 하나의 세균 세포의 발견과 작은 RNA와 mRNA의 표현의 상대 quantitation 수있게되는 설명<em&gt; 현장에서</em&gt; 하이브 리다이 제이션.

옥내 핵산 흐름 Cytometry - 형광 현장에서 하이브 리다이 제이션 (LNA 흐름 - 물고기) : 세균의 소형 RNA 감지하는 방법

Fluorescence in situ hybridization (FISH) is a powerful technique that is used to detect and localize specific nucleic acid sequences in the cellular ...

locked-nucleic-acid-flow-cytometry-fluorescence-situ-hybridization

Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

Locked Nucleic Acid Flow Cytometry-fluorescence in situ Hybridization (LNA flow-FISH): a Method for Bacterial Small RNA Detection

25.2K 조회수.  Naval Research Laboratory. 소설 높은 처리량 방법은 고정 핵산 프로브 및 흐름 cytometry - 형광을 사용하여 하나의 세균 세포의 발견과 작은 RNA와 mRNA의 표현의 상대 quantitation 수있게되는 설명 현장에서 하이브 리다이 제이션.

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Combination of Adhesive-tape-based Sampling and Fluorescence in situ Hybridization for Rapid Detection of Salmonella on Fresh Produce

This protocol describes a simple approach for adhesive-tape-based sampling of tomato and other fresh produce surfaces, followed by on-tape fluorescence in situ hybridization (FISH) for rapid culture-independent detection of Salmonella spp. Cell-charged tapes can also be placed face-down on selective agar for solid-phase enrichment prior to detection. Alternatively, low-volume liquid enrichments (liquid surface miniculture) can be performed on the surface of the tape in non-selective broth, followed by FISH and analysis via flow cytometry. To begin, sterile adhesive tape is brought into contact with fresh produce, gentle pressure is applied, and the tape is removed, physically extracting microbes present on these surfaces. Tapes are mounted sticky-side up onto glass microscope slides and the sampled cells are fixed with 10% formalin (30 min) and dehydrated using a graded ethanol series (50, 80, and 95%; 3 min each concentration). Next, cell-charged tapes are spotted with buffer containing a Salmonella-targeted DNA probe cocktail and hybridized for 15 - 30 min at 55&deg;C, followed by a brief rinse in a washing buffer to remove unbound probe. Adherent, FISH-labeled cells are then counterstained with the DNA dye 4',6-diamidino-2-phenylindole (DAPI) and results are viewed using fluorescence microscopy. For solid-phase enrichment, cell-charged tapes are placed face-down on a suitable selective agar surface and incubated to allow in situ growth of Salmonella microcolonies, followed by FISH and microscopy as described above. For liquid surface miniculture, cell-charged tapes are placed sticky side up and a silicone perfusion chamber is applied so that the tape and microscope slide form the bottom of a water-tight chamber into which a small volume (&le; 500 &mu;L) of Trypticase Soy Broth (TSB) is introduced. The inlet ports are sealed and the chambers are incubated at 35 - 37&deg;C, allowing growth-based amplification of tape-extracted microbes. Following incubation, inlet ports are unsealed, cells are detached and mixed with vigorous back and forth pipetting, harvested via centrifugation and fixed in 10% neutral buffered formalin. Finally, samples are hybridized and examined via flow cytometry to reveal the presence of Salmonella spp. As described here, our "tape-FISH" approach can provide simple and rapid sampling and detection of Salmonella on tomato surfaces. We have also used this approach for sampling other types of fresh produce, including spinach and jalape&ntilde;o peppers.

Combination of Adhesive-tape-based Sampling and Fluorescence in situ Hybridization for Rapid Detection of Salmonella on Fresh Produce

This protocol describes a simple adhesive-tape-based approach for sampling of tomato and other fresh produce surfaces, followed by rapid whole cell detection of Salmonella using fluorescence in situ hybridization (FISH).

접착제 테이프 기반의 샘플링 및 형광의 조합 현장에서</em의 신속한 감지를 위해> 하이브 리다이 제이션 살모넬라균 신선한 농산물에 대한

This protocol describes a simple approach for adhesive-tape-based sampling of tomato and other fresh produce surfaces, followed by on-tape fluorescence in ...

연구

면역학 및 감염병학

Transfection and Mutagenesis of Target Genes in Mosquito Cells by Locked Nucleic Acid-modified Oligonucleotides

Plasmodium parasites, the causative agent of malaria, are transmitted through the bites of infected Anopheles mosquitoes resulting in over 250 million new infections each year. Despite decades of research, there is still no vaccine against malaria, highlighting the need for novel control strategies. One innovative approach is the use of genetically modified mosquitoes to effectively control malaria parasite transmission. Deliberate alterations of cell signaling pathways in the mosquito, via targeted mutagenesis, have been found to regulate parasite development 1. From these studies, we can begin to identify potential gene targets for transformation. Targeted mutagenesis has traditionally relied upon the homologous recombination between a target gene and a large DNA molecule. However, the construction and use of such complex DNA molecules for generation of stably transformed cell lines is costly, time consuming and often inefficient. Therefore, a strategy using locked nucleic acid-modified oligonucleotides (LNA-ONs) provides a useful alternative for introducing artificial single nucleotide substitutions into episomal and chromosomal DNA gene targets (reviewed in 2). LNA-ON-mediated targeted mutagenesis has been used to introduce point mutations into genes of interest in cultured cells of both yeast and mice 3,4. We show here that LNA-ONs can be used to introduce a single nucleotide change in a transfected episomal target that results in a switch from blue fluorescent protein (BFP) expression to green fluorescent protein (GFP) expression in both Anopheles gambiae and Anopheles stephensi cells. This conversion demonstrates for the first time that effective mutagenesis of target genes in mosquito cells can be mediated by LNA-ONs and suggests that this technique may be applicable to mutagenesis of chromosomal targets in vitro and in vivo.

Oligonucleotides can be used to site specifically substitute a single nucleotide of transfected target genes in both Anopheles gambiae and Anopheles stephensi cells.

옥내 핵산 - 수정 Oligonucleotides에 의해 Transfection 및 모기 세포 대상 유전자의 돌연변이 유발

Plasmodium parasites, the causative agent of malaria, are transmitted through the bites of infected Anopheles mosquitoes resulting in over 250 million new ...

'Bioluminescent' Reporter Phage for the Detection of Category A Bacterial Pathogens

Yersinia pestis and Bacillus anthracis are Category A bacterial pathogens that are the causative agents of the plague and anthrax, respectively 1. Although the natural occurrence of both diseases&#39; is now relatively rare, the possibility of terrorist groups using these pathogens as a bioweapon is real. Because of the disease&#39;s inherent communicability, rapid clinical course, and high mortality rate, it is critical that an outbreak be detected quickly. Therefore methodologies that provide rapid detection and diagnosis are essential to ensure immediate implementation of public health measures and activation of crisis management.
Recombinant reporter phage may provide a rapid and specific approach for the detection of Y. pestis and B. anthracis. The Centers for Disease Control and Prevention currently use the classical phage lysis assays for the confirmed identification of these bacterial pathogens 2-4. These assays take advantage of naturally occurring phage which are specific and lytic for their bacterial hosts. After overnight growth of the cultivated bacterium in the presence of the specific phage, the formation of plaques (bacterial lysis) provides a positive identification of the bacterial target. Although these assays are robust, they suffer from three shortcomings: 1) they are laboratory based; 2) they require bacterial isolation and cultivation from the suspected sample, and 3) they take 24-36 h to complete. To address these issues, recombinant &#34;light-tagged&#34; reporter phage were genetically engineered by integrating the Vibrio harveyi luxAB genes into the genome of Y. pestis and B. anthracis specific phage 5-8. The resulting luxAB reporter phage were able to detect their specific target by rapidly (within minutes) and sensitively conferring a bioluminescent phenotype to recipient cells. Importantly, detection was obtained either with cultivated recipient cells or with mock-infected clinical specimens 7.
For demonstration purposes, here we describe the method for the phage-mediated detection of a known Y. pestis isolate using a luxAB reporter phage constructed from the CDC plague diagnostic phage &#934;A1122 6,7 (Figure 1). A similar method, with minor modifications (e.g. change in growth temperature and media), may be used for the detection of B. anthracis isolates using the B. anthracis reporter phage W&#946;::luxAB 8. The method describes the phage-mediated transduction of a biolumescent phenotype to cultivated Y. pestis cells which are subsequently measured using a microplate luminometer. The major advantages of this method over the traditional phage lysis assays is the ease of use, the rapid results, and the ability to test multiple samples simultaneously in a 96-well microtiter plate format.
<img alt="Figure 1" src="/files/ftp_upload/2740/2740fig1.jpg" /> 
Figure 1. Detection schematic. The phage are mixed with the sample, the phage infects the cell, luxAB are expressed, and the cell bioluminesces. Sample processing is not necessary; the phage and cells are mixed and subsequently measured for light.

&#039;Bioluminescent&#039; Reporter Phage for the Detection of Category A Bacterial Pathogens

A simple method for the identification of priority bacterial pathogens is to use genetically engineered reporter phage. These reporter phage, which are specific to their particular host species, are capable of rapidly transducing a bioluminescent signal response to host cells. Herein, we describe the use of reporter phage for the detection of Yersinia pestis.

카테고리의 감지 세균성 병원균에 대한 &#39;발광 생물&#39;리포터 파지

Yersinia pestis and Bacillus anthracis are Category A bacterial pathogens that are the causative agents of the plague and anthrax, respectively 1. ...

Hybridization in situ of Salivary Glands, Ovaries, and Embryos of Vector Mosquitoes

Mosquitoes are vectors for a diverse set of pathogens including arboviruses, protozoan parasites and nematodes. Investigation of transcripts and gene regulators that are expressed in tissues in which the mosquito host and pathogen interact, and in organs involved in reproduction are of great interest for strategies to reduce mosquito-borne disease transmission and disrupt egg development. A number of tools have been employed to study and validate the temporal and tissue-specific regulation of gene expression. Here, we describe protocols that have been developed to obtain spatial information, which enhances our understanding of where specific genes are expressed and their products accumulate. The protocol described has been used to validate expression and determine accumulation patterns of transcripts in tissues related to mosquito-borne pathogen transmission, such as female salivary glands, as well as subcellular compartments of ovaries and embryos, which relate to mosquito reproduction and development. 
 The following procedures represent an optimized methodology that improves the efficiency of various steps in the protocol without loss of target-specific hybridization signals. Guidelines for RNA probe preparation, dissection of soft tissues and the general procedure for fixation and hybridization are described in Part A, while steps specific for the collection, fixation, pre-hybridization and hybridization of mosquito embryos are detailed in Part B.

Hybridization in situ of Salivary Glands, Ovaries, and Embryos of Vector Mosquitoes

Temporal and spatial gene expression analyses have a crucial role in functional genomics. Whole-mount hybridization in situ is useful for determining the localization of transcripts within tissues and subcellular compartments. Here we outline a hybridization in situ protocol with modifications for specific target tissues in mosquitoes.

이종 교잡<em&gt; 현장에서</em&gt; 침샘, 난소, 그리고 벡터 모기의 태아의

Mosquitoes are vectors for a diverse set of pathogens including arboviruses, protozoan parasites and nematodes.  Investigation of transcripts and gene ...

Fluorescent in situ Hybridization on Mitotic Chromosomes of Mosquitoes

Fluorescent in situ hybridization (FISH) is a technique routinely used by many laboratories to determine the chromosomal position of DNA and RNA probes. One important application of this method is the development of high-quality physical maps useful for improving the genome assemblies for various organisms. The natural banding pattern of polytene and mitotic chromosomes provides guidance for the precise ordering and orientation of the genomic supercontigs. Among the three mosquito genera, namely Anopheles, Aedes, and Culex, a well-established chromosome-based mapping technique has been developed only for Anopheles, whose members possess readable polytene chromosomes 1. As a result of genome mapping efforts, 88% of the An. gambiae genome has been placed to precise chromosome positions 2,3 . Two other mosquito genera, Aedes and Culex, have poorly polytenized chromosomes because of significant overrepresentation of transposable elements in their genomes 4, 5, 6. Only 31 and 9% of the genomic supercontings have been assigned without order or orientation to chromosomes of Ae. aegypti 7 and Cx. quinquefasciatus 8, respectively. Mitotic chromosome preparation for these two species had previously been limited to brain ganglia and cell lines. However, chromosome slides prepared from the brain ganglia of mosquitoes usually contain low numbers of metaphase plates 9. Also, although a FISH technique has been developed for mitotic chromosomes from a cell line of Ae. aegypti 10, the accumulation of multiple chromosomal rearrangements in cell line chromosomes 11 makes them useless for genome mapping. Here we describe a simple, robust technique for obtaining high-quality mitotic chromosome preparations from imaginal discs (IDs) of 4th instar larvae which can be used for all three genera of mosquitoes. A standard FISH protocol 12 is optimized for using BAC clones of genomic DNA as a probe on mitotic chromosomes of Ae. aegypti and Cx. quinquefasciatus, and for utilizing an intergenic spacer (IGS) region of ribosomal DNA (rDNA) as a probe on An. gambiae chromosomes. In addition to physical mapping, the developed technique can be applied to population cytogenetics and chromosome taxonomy/systematics of mosquitoes and other insect groups.

Fluorescent in situ Hybridization on Mitotic Chromosomes of Mosquitoes

Among the three mosquito genera, namely Anopheles, Aedes, and Culex, physical genome mapping techniques were established only for Anopheles, whose members possess readable polytene chromosomes. For the genera of Aedes and Culex, however, cytogenetic mapping remains challenging because of the poor quality of polytene chromosomes. Here we present a universal protocol for obtaining high-quality preparations of mitotic chromosomes and an optimized FISH protocol for all three genera of mosquitoes.

형광성의<em&gt; 현장에서</em모기의 Mitotic의 염색체에&gt; 하이브리드

Fluorescent in situ hybridization (FISH) is a technique routinely used by many laboratories to determine the chromosomal position of DNA and RNA probes. ...

Bacterial Artificial Chromosomes: A Functional Genomics Tool for the Study of Positive-strand RNA Viruses

Reverse genetics, an approach to rescue infectious virus entirely from a cloned cDNA, has revolutionized the field of positive-strand RNA viruses, whose genomes have the same polarity as cellular mRNA. The cDNA-based reverse genetics system is a seminal method that enables direct manipulation of the viral genomic RNA, thereby generating recombinant viruses for molecular and genetic studies of both viral RNA elements and gene products in viral replication and pathogenesis. It also provides a valuable platform that allows the development of genetically defined vaccines and viral vectors for the delivery of foreign genes. For many positive-strand RNA viruses such as Japanese encephalitis virus (JEV), however, the cloned cDNAs are unstable, posing a major obstacle to the construction and propagation of the functional cDNA. Here, the present report describes the strategic considerations in creating and amplifying a genetically stable full-length infectious JEV cDNA as a bacterial artificial chromosome (BAC) using the following general experimental procedures: viral RNA isolation, cDNA synthesis, cDNA subcloning and modification, assembly of a full-length cDNA, cDNA linearization, in vitro RNA synthesis, and virus recovery. This protocol provides a general methodology applicable to cloning full-length cDNA for a range of positive-strand RNA viruses, particularly those with a genome of &gt;10 kb in length, into a BAC vector, from which infectious RNAs can be transcribed in vitro with a bacteriophage RNA polymerase.

Here, a protocol is presented for creating an infectious bacterial artificial chromosome containing a full-length cDNA of the positive-strand genomic RNA of Japanese encephalitis virus. This protocol can be used to construct a functional cDNA of other positive-strand RNA viruses, making it a powerful genomic tool for studying virus biology.

세균 인공 염색체 : RNA 바이러스 양성 가닥의 연구에 대한 기능 유전체학 도구

Reverse genetics, an approach to rescue infectious virus entirely from a cloned cDNA, has revolutionized the field of positive-strand RNA viruses, whose ...

Rapid, Safe, and Simple Manual Bedside Nucleic Acid Extraction for the Detection of Virus in Whole Blood Samples

The rapid diagnosis of an infection is essential for the outbreak management, risk containment, and patient care. We have previously shown a method for the rapid bedside inactivation of the Ebola virus during blood sampling for safe nucleic acid (NA) tests by adding a commercial lysis/binding buffer directly into the vacuum blood collection tubes. Using this bedside inactivation approach, we have developed a safe, rapid, and simplified bedside NA extraction method for the subsequent detection of a virus in lysis/binding buffer-inactivated whole blood. The NA extraction is directly performed in the blood collection tubes and requires no equipment or electricity. 
After the blood is collected into the lysis/binding buffer, the contents are mixed by flipping the tube by hand, and the mixture is incubated for 20 min at room temperature. Magnetic glass particles (MGPs) are added to the tube, and the contents are mixed by flipping the collection tube by hand. The MGPs are then collected on the side of the blood collection tube using a magnetic holder or a magnet and a rubber band. The MGPs are washed three times, and after the addition of elution buffer directly into the collection tube, the NAs are ready for NA tests, such as qPCR or isothermal loop amplification (LAMP), without the removal of the MGPs from the reaction. The NA extraction method is not dependent on any laboratory facilities and can easily be used anywhere (e.g., in field hospitals and hospital isolation wards). When this NA extraction method is combined with LAMP and a portable instrument, a diagnosis can be obtained within 40 min of the blood collection.

Here, we present a protocol for the rapid virus nucleic acid extraction from the virus-inactivated whole blood. The extraction is performed directly in the blood collection tubes and requires no equipment or electricity. The method is not dependent on laboratory facilities and can be used anywhere (e.g., in field hospitals).

전체 혈액 샘플에서 바이러스의 검출, 안전, 신속 하 고 간단한 수동 침대 핵 산 추출

The rapid diagnosis of an infection is essential for the outbreak management, risk containment, and patient care. We have previously shown a method for ...

Quantitative Fluorescence In Situ Hybridization (FISH) and Immunofluorescence (IF) of Specific Gene Products in KSHV-Infected Cells

Mechanistic insight arrives from careful study and quantification of specific RNAs and proteins. The relative locations of these biomolecules throughout the cell at specific times can be captured with fluorescence in situ hybridization (FISH) and immunofluorescence (IF). During lytic herpesvirus infection, the virus hijacks the host cell to preferentially express viral genes, causing changes in cell morphology and behavior of biomolecules. Lytic activities are centered in nuclear factories, termed viral replication compartments, which are discernable only with FISH and IF. Here we describe an adaptable protocol of RNA FISH and IF techniques for Kaposi's sarcoma-associated herpesvirus (KSHV)-infected cells, both adherent and in suspension. The method includes steps for the development of specific anti-sense oligonucleotides, double RNA FISH, RNA FISH with IF, and quantitative calculations of fluorescence intensities. This protocol has been successfully applied to multiple cell types, uninfected cells, latent cells, lytic cells, time-courses, and cells treated with inhibitors to analyze the spatiotemporal activities of specific RNAs and proteins from both the human host and KSHV.

Quantitative Fluorescence In Situ Hybridization FISH and Immunofluorescence IF of Specific Gene Products in KSHV-Infected Cells

We describe a protocol utilizing fluorescence in situ hybridization (FISH) to visualize multiple herpesviral RNAs within lytically infected human cells, either in suspension or adherent. This protocol includes quantification of fluorescence producing a nucleocytoplasmic ratio and can be extended for simultaneous visualization of host and viral proteins with immunofluorescence (IF).

KSHV 감염 세포에서 특정 유전자 제품의 시투 혼성화 (FISH) 및 면역 형광 (IF)의 정량형 형광

Mechanistic insight arrives from careful study and quantification of specific RNAs and proteins. The relative locations of these biomolecules throughout ...

Modeling Hepatitis B Virus Infection in Non-Hepatic 293T-NE-3NRs Cells

HBV mainly infects human hepatocytes, but it has also been found to infect extrahepatic tissues such as kidney and testis. Nonetheless, cell-based HBV models are limited to hepatoma cell lines (such as HepG2 and Huh7) overexpressing a functional HBV receptor, sodium taurocholate co-transporting polypeptide (NTCP). Here, we used 293T-NE-3NRs (293T&#160;overexpressing human NTCP, HNF4&#945;, RXR&#945; and PPAR&#945;) and HepG2-NE (HepG2 overexpressing NTCP) as model cell lines.&#160;HBV infection in these cell lines was performed either by using concentrated HBV virus particles from HepG2.2.15 or co-culturing HepG2.2.15 with the target cell lines. HBcAg immunofluorescence for HBcAg was performed to confirm HBV infection. The two methods presented here will help us study HBV infection in non-hepatic cell lines.&#160;&#160;

This manuscript describes a detailed protocol for Hepatitis B virus (HBV) infection in novel engineered 293T cells (293T-NE-3NRs, expressing human NTCP, HNF4&#945;, RXR&#945; and PPAR&#945;) and traditional hepatic cells (HepG2-NE, expressing human NTCP).

비 간염 293T-NE-3NRs 세포에 있는 B형 간염 바이러스 감염을 모델링

HBV mainly infects human hepatocytes, but it has also been found to infect extrahepatic tissues such as kidney and testis. Nonetheless, cell-based HBV ...

A Non-Coding Small RNA MicC Contributes to Virulence in Outer Membrane Proteins in Salmonella Enteritidis

A non-coding small RNA (sRNA) is a new factor to regulate gene expression at the post-transcriptional level. A kind of sRNA MicC, known in Escherichia coli and Salmonella Typhimurium, could repress the expression of outer membrane proteins. To further investigate the regulation function of micC in Salmonella Enteritidis, we cloned the micC gene in the Salmonella Enteritidis strain 50336, and then constructed the mutant 50336&#916;micC by the &#955; Red-based recombination system and the complemented mutant 50336&#916;micC/pmicC carrying recombinant plasmid pBR322 expressing micC. qRT-PCR results demonstrated that transcription of ompD in 50336&#916;micC was 1.3-fold higher than that in the wild type strain, while the transcription of ompA and ompC in 50336&#916;micC were 2.2-fold and 3-fold higher than those in the wild type strain. These indicated that micC represses the expression of ompA and ompC. In the following study, the pathogenicity of 50336&#916;micC was detected by both infecting 6-week-old Balb/c mice and 1-day-old chickens. The result showed that the LD50 of the wild type strain 50336, the mutants 50336&#916;micC and 50336&#916;micC/pmicC for 6-week-old Balb/c mice were 12.59 CFU, 5.01 CFU, and 19.95 CFU, respectively. The LD50 of the strains for 1-day-old chickens were 1.13 x 109 CFU, 1.55 x 108 CFU, and 2.54 x 108 CFU, respectively. It indicated that deletion of micC enhanced virulence of S. Enteritidis in mice and chickens by regulating expression of outer membrane proteins.

A Non-Coding Small RNA MicC Contributes to Virulence in Outer Membrane Proteins in Salmonella Enteritidis

An &#955;-Red-mediated recombination system was used to create a deletion mutant of a small non-coding RNA micC.

암호화되지 않은 작은 RNA MicC는 살모넬라 엔테리티디스의 외막 단백질에서 독성에 기여합니다

A non-coding small RNA (sRNA) is a new factor to regulate gene expression at the post-transcriptional level. A kind of sRNA MicC, known in Escherichia ...