이 작품에 공헌하고 대부분의 구조 캐 프리 막 및 기능 생물학 그룹, 과거와 현재 회원 모두에서 많은 사람이 있습니다. 모든, 특히 Jingquan 단, 요셉 라이언스에, 우리는 따뜻한 감사와 감사를 확장합니다. 이 작품은 과학 재단 (NSF) 아일랜드 (07/IN.1/B1836), 국립 보건원 (GM75915, P50GM073210 및 U54GM094599) 및 FP7 COST와 마리 퀴리 작업 (CM0902와 PIEF-GA-2009 교부금의 일부 지원이 -235612).

1. 실험실 설정 사전 수확 <ol><li> 수확을위한 준비, 액체 질소로 건조 폼 Dewar을 입력 수확이 자리를 대신하는 것입니다 현미경 옆에 놓으십시오. </li><li> 잠기 저장 퍽은 폼 Dewar 내부의 액체 질소에 끝을 열고 그에게 완전히 시원한 수 있습니다. </li><li> 자기 지팡이 (그림 5)에 수확 할 크리스탈 일치하는 크기의 마이크로 마운트를 고정합니다. 그것은 손에 그 사람 bolus에서 여러 결정을 수확 할 필요가있는 상황을 수용하기 위해 마이크로 마운트가 미리로드 예비 자기 지팡이의 번호가하는 것이 중요합니다. 예비 지팡이는 항상 사용할 수 있습니다. </li><li> micropipette, 도움말 및 수확 현미경 옆에 크리스탈의 성장에 사용 된 침전제 솔루션을 배치합니다. 이 mesophase을 커버하고 잘 열 때 건조 방지하기 위해 필요할 수 있습니다. </li><li> 벤치에 노트북과 펜 가까운 및 / 또는 한컴퓨터 엽니 다. 이러한들은 cryo - 냉각, 수확 및 저장에 배치하기 때문에 결정의 품질, 외관, 위치, 저장 퍽 번호, 등을에 관한 관찰을 기록하는 데 사용됩니다. </li><li> 조수는 사람이 분명히 다음 될 프로토콜의 여러 단계가 진행되는 순서, 그리고 전체 과정에서 그들의 역할을 이해해야 수확에 도움을 사용할 수있는 경우. </li></ol> 장소에 자재 및 장비의 모두와 우리의 다음 작업은 다음과 같습니다 : 2. 크리스탈을 포함 접시와 웰스를 식별 <ol><li> harvestable 크리스탈을 찾기위한 가장 간단하고 직접적인 방법은 일반으로하고 짓밟 편광과 현미경을 사용하여 손으로 우물을 검사하는 것입니다. 현미경의 조명 빛의 강도를 조정하는 결정을 찾는데에 도움을 줄 수 있습니다. </li><li> 또한, 플레이트는 보통 자동으로 검사되고 영상이 극성을 넘어D 빛이, 결정을 찾기 위해 사용할 수 있습니다. </li><li> 눈으로 평가는 컴퓨터 모니터에 디지털 이미지를 기록했다. </li><li> 분명 크기, 품질 및 노트북에 mesophase 또는 컴퓨터에있는 크리스탈의 위치에 수확과 기록 덧글에 대한 결정과 함께 그 우물을 표시합니다. </li><li> 영상에서 수확에 대한 결정을 포함하는 플레이트를 제거합니다. </li></ol> 3. 입방 mesophase과 잘 열기. 방법 1 결정은 meso 방법에 의해 성장하는 번호판은 유리 샌드위치 플레이트 (그림 2)입니다. mesophase과 그 안에 결정에 액세스하려면, 그것은 우물을 열 필요가 있습니다. 이 문제는 잘 밀봉 한 다음 제거 할 수있는 상부 coverglass을 잘라 유리 절단 도구를 사용하여 수행됩니다. 절단 잘 결정을 통해에서 coverglass를 제거하는 여러 가지 방법이 있습니다. 사용하는 하나의 유형 O에 의해 결정됩니다F mesophase있는 크리스탈이 성장 발견됩니다. 이것은 매우 점성과 끈적 입방 단계 (그림 3A) 또는 이상 유체 변형, 스폰지 단계 (그림 3B)이 될 수 있습니다. 이 동영상 글에서 우리는 우물을 열려면 이러한 호스팅 자료 모두에서 결정을 수확하는 방법을 보여줍니다. <ol><li> 가벼운 현미경의 무대에 유리 샌드위치 결정 플레이트를 배치합니다. </li><li> 스페이서 위에 불과 우물의 경계 외곽에 위치한이 동심 서클과 가볍게 유리 절삭 공구 점수 coverglass을 사용합니다. 새로운 절삭 도구, 채점은 최소한의 적용 압력이 필요합니다. 점수에 필요한 압력도 fractionally 증가하는 하나의 도구를 교체,이 일반적으로 10 우물을 열 후에 발생합니다. </li><li> 내부 coverglass을 출시하기위한 목적으로 두 골을 원 사이의 공간에 유리를 봐라. 이 유리 파편과 먼지를 많이 생성합니다. moistened과 함께 치워종이 타월. </li><li> 좋은 스쳐 핀셋과 거리에서 틸팅을 함께하고 잘 나가지을 그립하여 석방 coverglass를 제거합니다. 이 경우 입방 단계는 붙어 남아 우물의 기초 판에 장소 인치 </li><li> 지금 크리스탈 수확에 사용하기위한 준비가 입방 mesophase의 선명한보기를 얻을 확대합니다. </li></ol> 4. 큐빅 Mesophase로 잘 열기. 방법 2 <ol><li> 잘의 한면과 잘 자체에 걸쳐 연장이 coverglass 똑바로 평행 선 도구 점수를 절단 유리를 사용합니다. 이 쉽게 핀셋의 액세스 및 coverglass 제거 할 수 있습니다. </li></ol> 이 특정 예제에서, coverglass은 끈적 스페이서 표면에서 coverglass을 자유롭게에 웃긴다. 이 과정에서 coverglass 위치에 연속 근무 침전제는 입방 단계에서 분리합니다. coverglass가 해제 될 때 침전제 중 일부는 함께갑니다. 우리는 노출 B로 남아 있습니다모든 주변 침전제없이 mesophase의 olus. 즉시, 나가 건조 및 결정에 손상을 줄 수 위상 변화를 겪고에서 mesophase을 방지하기 위해 micropipette를 사용하여 bolus의 상단에 1 μl 신선한 침전제를 추가합니다. bolus 지금은 크리스탈 수확에 사용 할 준비가되어 있습니다. 5. 스폰지 단계로 잘 열기. 실패 스폰지 단계 때문에 흐름에 그 능력과 함께 일을 할 덜 관대합니다. 잘 모세관 현상의 경계에 연락 스폰지 단계에서 그 흐름 결과는 mesophase을 끌어되고 결정이 손실됩니다. 이런 일이 있었는지의 예는이 비디오 클립에 표시됩니다. <ol><li> 스펀지 단계에서의 확대와 스폰지 단계에서 결정을 찾습니다 정상과에 X 편광간에 전환 할 수 있습니다. </li><li> 잘 점수를 열고 제 3 항에 설명 된대로 coverglass을 잘라 준비합니다. 이 과정에서 coverglass가 웃긴다. 시도잘 균열의 방향으로 거꾸로의 변화를 엽니 다 들죠 결국은 스페이서과 접촉. 침전제는 스폰지 위상 및 손실 크리스탈의화물의 일부를 간다와 함께. </li></ol> 이 특정 순서에서 현미경에 polarizers는 완전히 교차되지 않고 결정은 잘하고 내용이 표시 유지를 동시에 밝은 객체로 볼 수 있습니다. 6. 스폰지 단계로 잘 열기. 성공적으로 <ol><li> 스펀지 단계를 확대하고 두 정상과에 X 편광의 크리스탈을 파악할 수 있습니다. </li><li> 점수는 섹션 4.1에서와 같이 잘 다루는 coverglass의 한 부분을 잘라 제거합니다. 불완전하게 교차 편광는 크리스탈을 추적하는 데 사용됩니다. </li><li> 그냥 침전제 솔루션을 감동까지 coverglass의 개구를 통해하고 잘 건조로 조직 종이를 소개합니다. 주의 솔루션을 멀리 위크통증은 거의 모두 사라졌다 한 후 조직을 제거 할 때까지. 이 coverglass 아래 철회, 장소는 아직 결정으로, 나머지 침전제와 스폰지 단계가 발생합니다. </li><li> 점수는, 잘라 내기, 섹션 4.1에서와 같이 핀셋 coverglass의 나머지 부분과 제거 할 수 있습니다. 이 경우 스폰지 단계는 분할, 일부는 coverglass에 잘 일부 막대기에 남아 있습니다. 크리스탈은 coverglass에 bolus에 있습니다. 거의 거꾸로의 존재가 있기 때문에, 스폰지 단계에서 건조에 가능성 때문에 위상 전환을 받아야하기 시작합니다. 이것은 bolus의 중심으로 마이그레이션 복굴절의 고리로 볼 수 있습니다. 즉시 전환을 중단 할 bolus에 침전제 추가 할 수 있습니다. bolus 지금은 크리스탈 수확에 사용할 수 있습니다. </li></ol> 7. 큐빅 단계에서 수확 및 Cryo 냉각 크리스털 <ol><li> 오픈 잘에 입방 상 bolus로 결정을 찾습니다 정상과에 X 편광간에 이동합니다. t에서최대 네 복굴절 결정에 자신의 동영상 순서가있는 것 같은데 편광과 입방 상 bolus로 볼 수 있습니다. </li><li> 사용 cryo 루프 (그림 5) 수확 즉시 Dewar에서 액체 질소로, 결정에 대한 신선한 노출 mesophase에 꼽는 결정을 낚시하고 다음을 내려가하려면 cryo 루프에 포함 된 장착.주세요 이상적으로, 수확 및 스냅 - 냉각 하나의 연속과 빠른 움직임에 발생합니다. 가능성이 조금은 준수 mesophase은 크리스탈과 함께 수확해야합니다. 우리의 경험에서, cryo-protectant는에 meso-재배 결정으로 필요하지 않습니다. </li><li> 그것은 바로 크리스탈이 성공적으로 수확 된 것을 암시가 더 이상 없다는 것을 확인하는 수확에 사용되는 mesophase의 bolus를 검사 수확 후 cryo-루프에서 크리스탈을 찾기 위해 수 없습니다 때문입니다. </li></ol> 8. 스폰지 단계에서 수확 및 Cryo 냉각 크리스털 <ol><li> 오픈 잘에있는 스폰지 위상 bolus로 결정을 찾습니다 정상과에 X 편광간에 이동합니다. 이 비디오 시퀀스에서 여러 복굴절 결정가있는 것 같은데 편광 아래의 bolus로 볼 수 있습니다. </li><li> 사용 cryo - 루프 (그림 5) 수확 즉시 Dewar에서 액체 질소로, 스폰지 단계에서 결정을 낚시하고이를 내려가하기 위해, 또는 cryoloop에 포함 장착.주세요 입방 단계에서 수확과 마찬가지로, 이상적으로, cryo - 냉각 과정은 크리스탈이 실제 수확 이벤트 사이에 elapsing 및 액체 질소로 폭락 가능한 한 짧은 시간에 수확 즉시 발생합니다. 가능성이 조금은 준수 스폰지 단계는 크리스탈과 함께 수확해야합니다. 명시된 바와 같이, cryo-protectant는에 meso-재배 결정으로 필요하지 않습니다. </li></ol> 9. Dewars에 크리스탈을 저장 <ol><li> 액체 NI에 탑재 된 루프를 급락 것으로trogen는 폼 Dewar에 저장 퍽의 보관 슬롯 중 하나에 배치합니다. 모든 조작은 루프를 완료, 자기 지팡이와 퍽의 상단은 액체 질소에 잠겨. </li><li> 노트북 및 / 또는 컴퓨터에서 위치와 세부 사항 수확과 cryo 냉각 크리스탈을 기록합니다. </li><li> 폼 Dewar에 퍽 전체 또는 일이 저장 또는 운송 Dewar에 선반 퍽 홀더에 퍽 전송 완료에 수확 할 때 액체 질소로 가득. 결정은 회절 데이터 수집을위한 싱크로트론 시설에 수송 Dewars에 배송 할 수 있습니다. </li></ol> 10. 대표 결과 수확 및 cryo 냉각 연습의 목적은, cryo-루프로 호스팅 mesophase에서 크리스탈을 전송할 고리 크리스탈 약품으로하고 Dewar의 액체 질소에 보관에 배치하는 것입니다 여기에 보여 주었다. 수확 및 C 위치를 이상적인 상황은료 냉각은 크리스탈의 회절 품질이 과정에서 보존하는 방식으로 이루어집니다. 가능한 한 작은 mesophase은 크리스탈과 함께 수확해야합니다. 이 크리스탈을 찾아하고 vitrification에 전망 cryo - 냉각 속도를하고, 회절 데이터 수집 동안 mesophase의 배경 분산을 방해 최소화하기 위해, X-선 빔이 훨씬 도전에 중심하는 것입니다. 크리스탈은 볼 수없는 수 cryo 냉각 샘플의 예는 그림 6에 표시됩니다. 크리스탈은 눈으로 볼 수없는 곳은 데이터 수집 27의 빔에 크리스탈을 발견하고 그 중심에하기 위해 회절 rastering에 의존하는 보통 필요합니다. <img src="/files/ftp_upload/4001/4001fig1.jpg" alt="그림 1" /> 그림 1.와있는 지질 이중층을 표시하는 생물 멤브레인의 개략도 ARe는 단백질의 다양한 위치하고 있습니다. <img src="/files/ftp_upload/4001/4001fig2.jpg" alt="그림 2" /> 그림 2. 완전히로드와 봉인 96 - 웰 유리 샌드위치 결정 판. 각각의 잘 50 NL 입방 단계 1 μl 침전제 솔루션이 포함되어 있습니다. 명확성을 위해, 입방 단계는 수단 레드 물들과 침전제 솔루션은 메틸렌 블루를 포함하고 있습니다. 인용 발명 5에서. <img src="/files/ftp_upload/4001/4001fig3.jpg" alt="그림 3" /> 그림 3. lipidic mesophase에서 성장 막 단백질의 크리스털.. H.에서 bacteriorhodopsin의 크리스탈과 입방 상 E.에서 비타민 B12 수용체 / 전송, BtuB의 크리스탈을 포함하는 halobium. B. 스폰지 단계, 대장균. 참조 25 일부터. 입방와 스폰지 단계는 appea를 대비 한rances는 패널에게를 비교하여 명확하고 원래의 모양이 매우 점성하고 유지에 입방 단계 B.. 이 흐르지 않습니다. 이 거칠게 모습을 mesophase bolus의 가장자리에서 특히 명백합니다. 계약으로 스폰지 단계는 상당히 적은 점성하고 흐름을하지 않습니다. 따라서, 스폰지 단계는 원래의 모양을 유지하는 데 실패하고 가장자리는 특질 상 부드러운 있습니다. Jeffamine을 포함 Precipitants, PEG 400, 2 - 메틸-2 ,4-pentandiol, propoxylate butanediol 및 헥산 디올 pentaerythritol은 입방에서 스폰지 단계 4,26으로 전환 될 수 있습니다. <img src="/files/ftp_upload/4001/4001fig4.jpg" alt="그림 4" /> 그림 4는. 순서도는 meso-재배 막 단백질 결정의 생산, 수확 및 cryo - 냉각 (A)에 관련된 단계를 요약 한 것입니다. 점선 빨간색으로 둘러싸인 만 단계선, 그리고 (B)에 자세히 설명은이 목성 문서에 나와 있습니다. A는 인용 발명 3부터 패널. <a href="http://www.jove.com/files/ftp_upload/4001/4001fig4large.jpg" target="_blank">더 큰 그림을 보려면 여기를 클릭하십시오</a> . <img src="/files/ftp_upload/4001/4001fig5.jpg" alt="그림 5" /> 그림 5. 빈 cryo-루프는 자기 지팡이에 장소에 개최되는 핀에 장착. 핀 (A) 및 마이크로 마운트의 확장 전망 (B) 수확 및 cryo 냉각이 중요한 도구로 표시됩니다. B의 마이크로 마운트의 끝 부분에 빈 루프는 직경 30 μm이다. 광범위하게 다른 루프 형식을 테스트하지면서, 우리는 MiTeGen는 입방와 스폰지 단계 모두 잘 표시 작업을 루프 것을 알게됩니다. <img src="/files/ftp_upload/4001/4001fig6.jpg" alt="그림 6" /> cryo-루프와 같은 싱크로트론 빔라인에서 인라인 현미경으로 보았습니다. A, B의 막 단백질의 그림 6. 수확 및 cryo 냉각 결정. 수확 결정의 예 (caa3 시토크롬 산화 효소 34 (A), diacylglycerol의 키나아제, DgkA (B)) 크리스탈 (파란색 화살표)는 수확 크리스탈은 cryo 루프에 cryo 냉각 mesophase에 표시되지 곳의 cryo 루프. C. 예에 cryo 냉각 mesophase를 통해 볼 수있는 곳. 루프의 끝은 빨간색 화살표로 식별됩니다. 준수 cryo 냉각 mesophase는 파란색 화살표로 식별됩니다.

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T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structure+and+function+of+an+irreversible+agonist-beta(2)+adrenoceptor+complex.">Structure and function of an irreversible agonist-beta(2) adrenoceptor complex.</a> Nature. 469, 236-240 (2011).</li><li>Shimamura, T., Shiroishi, M., Weyand, S., Tsujimoto, H., Winter, G., Katritch, V., Abagyan, R., Cherezov, V., Liu, W., Han, G. W., Kobayashi, T., Setvens, R. C., Iwata, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structure+of+the+human+histamine+H1+receptor+complex+with+doxepin.">Structure of the human histamine H1 receptor complex with doxepin.</a> Nature. 475, 65-70 (2011).</li><li>Thompson, A. A., Liu, W., Chun, E., Katritch, V., We, H., Vardy, E., Huang, X. P., Trapella, C., Guerrini, R., Calo, G., Roth, B. L., Cherezov, V., Stevens, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structure+of+the+nociceptin/orphanin+FQ+receptor+in+complex+with+a+peptide+mimetic.">Structure of the nociceptin/orphanin FQ receptor in complex with a peptide mimetic.</a> Nature. 485, 395-399 (2012).</li><li>Wu, B., Chien, E. Y., Mol, C. D., Fenalti, G., Liu, W., Katritch, V., Abagyan, R., Brooun, A., Wells, P., Bi, F. C., Hamel, D. J., Kuhn, P., Handel, T. M., Cherezov, V., Stevens, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structures+of+the+CXCR4+Chemokine+GPCR+with+Small-Molecule+and+Cyclic+Peptide+Antagonists.">Structures of the CXCR4 Chemokine GPCR with Small-Molecule and Cyclic Peptide Antagonists.</a> Science. 330, 1066-1071 (2010).</li><li>Wu, H., Wacker, D., Mileni, M., Katritch, V., Han, G. W., Vardy, E., Liu, W., Thompson, A. A., Huang, X. P., Carroll, F. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structure+of+the+human+kappa-opioid+receptor+in+complex+with+JDTic.">Structure of the human kappa-opioid receptor in complex with JDTic.</a> Nature. 485, 327-332 (2012).</li><li>Cherezov, V., Abola, E., Stevens, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Recent+progress+in+the+structure+determination+of+GPCRs,+a+membrane+protein+family+with+high+potential+as+pharmaceutical+targets.">Recent progress in the structure determination of GPCRs, a membrane protein family with high potential as pharmaceutical targets.</a> Methods Mol. Biol. 654, 141-168 (2010).</li><li>Liu, W., Cherezov, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Crystallization+of+membrane+proteins+in+lipidic+mesophases.">Crystallization of membrane proteins in lipidic mesophases.</a> J. Vis. Exp. , (2011).</li><li>Cherezov, V., Caffrey, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Nano-volume+plates+with+excellent+optical+properties+for+fast,+inexpensive+crystallization+screening+of+membrane+proteins.">Nano-volume plates with excellent optical properties for fast, inexpensive crystallization screening of membrane proteins.</a> J. Appl. Cryst. 36, 1372-1377 (2003).</li><li>Cherezov, V., Caffrey, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Picolitre-scale+crystallization+of+membrane+proteins.">Picolitre-scale crystallization of membrane proteins.</a> J. Appl. Cryst. 39, 604-606 (2006).</li><li>W&#246;hri, A. B., Johansson, L. C., Wadsten-Hindrichsen, P., Wahlgren, W. Y., Fischer, G., Horsefield, R., Katona, G., Nyblom, M., Oberg, F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+Lipidic-Sponge+Phase+Screen+for+Membrane+Protein+Crystallization.">A Lipidic-Sponge Phase Screen for Membrane Protein Crystallization.</a> Structure. 16, 1003-1009 (2008).</li><li>Cherezov, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rastering+strategy+for+screening+and+centring+of+microcrystal+samples+of+human+membrane+proteins+with+a+sub-10+microm+size+X-ray+synchrotron.">Rastering strategy for screening and centring of microcrystal samples of human membrane proteins with a sub-10 microm size X-ray synchrotron.</a> 6, 587-597 (2009).</li><li>Caffrey, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+lipid's+eye+view+of+membrane+protein+crystallization+in+mesophases.">A lipid's eye view of membrane protein crystallization in mesophases.</a> Curr. Opin. Struct. Biol. 10, 486-497 (2000).</li><li>Briggs, J., Chung, H., Caffrey, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+temperature-composition+phase+diagram+and+mesophase+structure+characterization+of+the+monoolein/water+system.">The temperature-composition phase diagram and mesophase structure characterization of the monoolein/water system.</a> J. Phys. Ii. 6, 723-751 (1996).</li><li>Qiu, H., Caffrey, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+phase+diagram+of+the+monoolein/water+system:+metastability+and+equilibrium+aspects.">The phase diagram of the monoolein/water system: metastability and equilibrium aspects.</a> Biomaterials. 21, 223-234 (2000).</li><li>Misquitta, Y., Cherezov, V., Havas, F., Patterson, S., Mohan, J. M., Wells, A. J., Hart, D. J., Caffrey, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Rational+design+of+lipid+for+membrane+protein+crystallization.">Rational design of lipid for membrane protein crystallization.</a> J. Struct. Biol. 148, 169-175 (2004).</li><li>Caffrey, M., Porter, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Crystallizing+Membrane+Proteins+for+Structure+Determination+using+Lipidic+Mesophases.">Crystallizing Membrane Proteins for Structure Determination using Lipidic Mesophases.</a> J. Vis. Exp. , e1712 (2010).</li><li>Li, D., Boland, C., Walsh, K., Caffrey, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Use+of+a+robot+for+high-throughput+crystallization+of+membrane+proteins+in+lipidic+mesophase.">Use of a robot for high-throughput crystallization of membrane proteins in lipidic mesophase.</a> J. Vis. Exp. , e4000 (2012).</li><li>Lyons, J. A., Aragao, D., Slattery, O., Pisliakov, A. V., Soulimane, T., Caffrey, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Structure+insights+into+electron+transfer+in+caa(3)-type+cytochrome+oxidase.">Structure insights into electron transfer in caa(3)-type cytochrome oxidase.</a> Nature. 10, (2012).</li></ol>

관심 없음 충돌이 선언 없습니다.

이 동영상 글에서 우리는 lipidic mesophase에서 재배 결정은 수확과 회절 데이터 수집에 사용하기 위해 준비하고 궁극적으로 구조 결정에 대한 cryo - 냉각하는 방법을 보여 주었다. 호스팅 mesophase은 점성과 끈적 입방 단계 또는 더 유연 스폰지 4 단계가 될 수 있습니다. 유리 샌드위치 판을 열 방법과 결정은 매우 수확하는 방법은 mesophase 유형에 따라 달라집니다. 그것은 미리 처리되어 두 사람의인지 알아 것이 중요합니다. 호스팅 지질 및 사용 침전제의 신원은이 문제와 관련하여 중요한 있으며, 결정의 mesophase bolus의 신체적 인 외모가 잘 (그림 3)을 구별하는 데 사용할 수 있습니다. 두 mesophase 형식에서 수확는이 문서에서 설명되었다. 유리 샌드위치 플레이트의 lipidic mesophase의 작은 결정을 수확하는 것은 시간, 기술, exper을 요구하는 정성 과정ience, 인내와 침착. 모든 물자와 장비를 사전에 손에 있습니다 있도록 그것은 수확 시간의 적절한 금액을 따로 설정하고 실험을 설정하는 것이 중요합니다. 수확을 지원하는 두 번째 사람이 중요하지 않지만 권장합니다. 그 사람은 수확을하는 개인에게 사전 마크 접시를 공급뿐만 아니라 저장 퍽에 수확 결정으로 cryo 냉각 장착 루프를 배치에 도움을 줄 수 있습니다. 조수는 회절 데이터 수집 동안 중요한할만한 수확하는 동안 한 결정에 관찰을 문서화하는 데 중요한 지원 역할을 재생할 수 있습니다. 비서의 부재에서 음성 반응 오디오 녹음 장치가 문서에 유리하게 사용될 수있다. 이 문서에서 설명하는 프로토콜을 따라하면 뷰어의 설치 및 크리스탈 수확을 실행하는 데 도움이됩니다. 그러나 프로세스가 간단하지 않으며 것을 감사하는 것이 중요하다 레슨ctice는 귀중한 막 단백질 결정 수확을 실행하기 전에 필요합니다. 그것은 특히 유용한하지 않은 단백질의 결정과 테스트 판을 처음으로 실험을 할 수하는 것이 좋습니다. 이 유리를 절단의 귀중한 경험과 초보 사제을 제공 할 것, 유리 파편을 제거 mesophase 이상에서 coverglass를 리프팅, 결정을 확인하고 수확하는 동안 그들을 추적하는 현미경에 편광 기능을 사용하여, 마지막 mesophases의 다른 유형을 취급 그들과 수확. , 및 확장 결정을 수확 할 수있는 용이성에 의해, mesophase의 질감이 결정하는 동안 시간이 변경됩니다. 그것은 가치가 덜하고 결정을하지만 더 가치들과 같은 조건에서 재배 한 그 사람들과 수확 연습을하는 것이 중요합니다. 이 meso 또는 lipidic 입방 단계 방법 28에 의해 라이소자임과 thaumatin의 결정 성장을 할 수 있으며, 이것들은 consid해야자료와 방법으로 친숙를 취득 의해 ered. 하나는 또한 vagaries의 내용은 첫째 단백질 무료 mesophase 작업을 고려해야합니다. 여기를 입증 절차는 모두 편안한 20 ° C에서 또는 그 당시 수행되었다. 그것은 낮은 온도에서 meso 방법에 의해 결정 성장을 할 수 있습니다. 따라서, metastable 단계 상태에서 호스팅 지질 등의 monoolein은 4 ° C 1,2,29,30에서 사용할 수 있습니다. 대안은 저온 결정화 31 이성적으로 설계된 7.9 MAG을 사용하는 것입니다. 우리는 특정 막 단백질 타겟 정기적으로 저온 crysallogenesis 해. 이 경우, 크리스탈 성장과 수확은 대형 4 ° C 냉장고에서 이루어집니다. 이러한 조건 하에서 일하는 것은 따뜻하고 편안한 복장이 필요하지 않습니다 적어도 고유의 문제가 있습니다. macromolecular의 crys를 사용하여 구조 결정의 전체 프로세스의 다음 단계tallography이 결정 수확이 문서에서 보여준 것처럼 스냅인 냉각에 회절 데이터를 수집하는 것입니다. meso 자체에서 결정은 일반적으로 작은 수 있습니다. 그러나, 유용한 회절 데이터 수집은 20 μm 9 최대 크기를 갖는 결정 가능했습니다. 이를 위해, 마이크로 빔 싱크로트론 X-방사선를 사용하고이 시리즈 32,33에서 별도의 주피터 기사의 초점입니다.

<table border="1"><tbody><tr><td> 시약의 이름 </td><td> 회사 </td><td> 카탈로그 번호 </td><td> 구성 요소들 </td></tr><tr><td> 구부러진 핀셋 </td><td> 시그마 </td><td> F4142 </td><td> 수단 </td></tr><tr><td> 일회용 피펫 팁 </td><td> Gilson </td><td> 여러 </td><td> 처분 할 수있는 </td></tr><tr><td> 폼 dewar </td><td> Spearlab </td><td> FD-500 </td><td> 수단 </td></tr><tr><td> 유리와 금속 폐기물 용기 </td><td> 다니엘스 건강 </td><td> DD479OL </td><td> 수단 </td></tr><tr><td> 수확 루프 </td><td> MiTeGen </td><td> 여러 </td><td> 수단 </td></tr><tr><td> 현미경을 수확 </td><td> 니콘 </td><td> SMZ1500 </td><td> 수단 </td></tr><tr><td> 랩 노트 </td><td> 여러 </td><td> NA </td><td> 수단 </td></tr><tr><td> 자기 추진버튼 샘플 로딩 지팡이 </td><td> 햄튼 연구 / 분자 크기 </td><td> HR4-729/MD7-411 </td><td> 수단 </td></tr><tr><td> 원본 퍽 (단 ALS 스타일의 로봇과 함께 사용하기 위해) </td><td> 크리스탈 위치 확인 시스템 </td><td> CP-111-035 </td><td> 수단 </td></tr><tr><td> Pipetting 장치 </td><td> Gilson </td><td> 여러 </td><td> 수단 </td></tr><tr><td> 침전제 솔루션 </td><td> 여러 </td><td> 여러 </td><td> 시약 </td></tr><tr><td> 퍽 벤트 Cryo-통 </td><td> 크리스탈 위치 확인 시스템 </td><td> CP-111-030 </td><td> 수단 </td></tr><tr><td> 갈고리 핸들 및 잠금 막대와 퍽 선반 운송 지팡이 (원본 ALS-스타일) </td><td> 크리스탈 위치 확인 시스템 </td><td> CP-111-029 </td><td> 수단 </td></tr><tr><td> 물을 정화 </td><td> Millipore </td><td></td><td> 시약 </td></tr><tr><td> 안전 고글 </td><tD&gt; 다양한 </td><td> NA </td><td> 수단 </td></tr><tr><td> 샘플 핀베이스 - 자기 (비 구리) </td><td> 크리스탈 위치 확인 시스템 </td><td> CP-111-015 </td><td> 수단 </td></tr><tr><td> 배송 dewar </td><td> 테일러 - 워튼 </td><td> CX100 </td><td> 수단 </td></tr><tr><td> 조직 </td><td> NA </td><td> NA </td><td> 처분 할 수있는 </td></tr><tr><td> 텅스텐 탄화물 유리 커터 (TCT 선침) </td><td> Silverline 도구 (Yeovil, 영국) </td><td> 633657 </td><td> 수단 </td></tr></tbody></table>

harvesting and cryo-cooling crystals of membrane proteins grown in lipidic mesophases for structure determination by macromolecular crystallography

단백질은 기계론의 수준에서 작동하는 방법 이해에 중요한 경로는 이상적으로 원자 해상도에서 사용할 수있는 대상 단백질의 구조를 가지고하는 것입니다. 현재이 통합 막 단백질 (그림 1), 그리고 그들이 형성 단지에 적용과 같은 정보를 캡처하는 방법은 하나이며, 그 방법은 macromolecular X-선 결정학 (MX)입니다. MX 회절 품질 결정은 막 단백질의 경우, 어떤이 필요한하려면 쉽게 형성하지 않습니다. lipidic mesophases, 특히 입방와 스폰지 단계 1-5,의 사용을 포함 막 단백질을 crystallizing하기위한 방법은 (는 G 단백질 결합 수용체 필드 6-21에있었습니다 성공에 늦게 인해 상당한 관심을 받고있다 <a href="http://www.mpdb.tcd.ie" target="_blank">WWW . mpdb.tcd.ie</a> ). 그러나, 방법, 금후 meso 또는 lipidic 입방 단계 방법에라고, 자신의 기술을 갖추고 있습니다도전. 이러한 인해 종종 마이크로 결정하는 결정이 성장하는 lipidic mesophase의 일반적으로 점성과 끈적 자연, 부분적으로 발생합니다. 결정을 조작하는 것은 22,23 수확하는 동안 결과로 어렵고 특히 이렇게된다. 문제는 cryo - 냉각 및 최종 X, 수확을 위해 결정 안에 결정합니다 (그림 2) 24,25 성장하는 유리 샌드위치 플레이트가 mesophase의 bolus를 노출 개설하는 요구되는 수확 앞에 단계에서 너무 발생하고, 선 회절 데이터 수집. 결정을 수확해야되는 입방와 스폰지 mesophase 변종 (그림 3)은 아주 다른 rheologies에게 4,26가 있습니다. 입방 단계는 두꺼운 치약과 유사한 점성과 끈적입니다. 대조적으로, 스폰지 단계 흐름에 뚜렷한 경향으로 더 많은 액체입니다. 개방 결정 우물 containi에 따라서, 서로 다른 접근 방식입방와 스폰지 단계에서 성장 NG 결정은 정말로 다른 방법이 두 mesophase 형식에서 결정을 수확하는 데 필요한대로에라고합니다. 세련되고 구현 된 막 구조 및 기능 생물학 (MS &amp; FB) 그룹에,이 목성 문서 (그림 4)에 자세히 설명되어 있습니다되었습니다 만 이에 대한 프로토콜. 예는 결정이 성공적으로 수확하고 cryo - 냉각되는 상황으로 주어집니다. 우리는 또한 문제가 크리스탈 회복 할 수없는 손해에 해당 리드를 발생 가지 경우 예를 제공하고 이러한 문제를 방지 할 수 있습니다 방법에 대해 설명합니다. 이 문서에서는 Viewer는 수확을 위해, 유리 샌드위치 결정 우물을 열 및 입방와 스폰지 단계의 성장을 막 단백질의 cryo - 냉각 결정에 대한 단계별 지침을 제공합니다.

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Harvesting and Cryo-cooling Crystals of Membrane Proteins Grown in Lipidic Mesophases for Structure Determination by Macromolecular Crystallography

여기가 macromolecular X-선 결정학을 사용하여 구조 결정에 사용하기 위해 lipidic 입방와 스폰지 단계에서 재배 수확 및 cryo-시원한 막 단백질 결정에 대한 구조 및 기능 생물학 그룹 팀장 막에서 구현 절차를 설명합니다.

Macromolecular의 결정학에 의해 구조 결정에 대한 Lipidic Mesophases에서 재배 막 단백질의 수확 및 Cryo 냉각 크리스털

An important route to understanding how proteins function at a mechanistic level is to have the structure of the target protein available, ideally at ...

harvesting-cryo-cooling-crystals-membrane-proteins-grown-lipidic

Research

JoVE Journal

Biology

24.7K 조회수.  Trinity College Dublin. 여기가 macromolecular X-선 결정학을 사용하여 구조 결정에 사용하기 위해 lipidic 입방와 스폰지 단계에서 재배 수확 및 cryo-시원한 막 단백질 결정에 대한 구조 및 기능 생물학 그룹 팀장 막에서 구현 절차를 설명합니다.

비디오: Harvesting and Cryo-cooling Crystals of Membrane Proteins Grown in Lipidic Mesophases for Structure Determination by Macromolecular Crystallography

Crystallizing Membrane Proteins for Structure Determination using Lipidic Mesophases

A detailed protocol for crystallizing membrane proteins by using lipidic mesophases is described. This method has variously been referred to as the lipidic cubic phase or in meso method. The method has been shown to be quite versatile in that it has been used to solve X-ray crystallographic structures of prokaryotic and eukaryotic proteins, proteins that are monomeric, homo- and hetero-multimeric, chromophore-containing and chromophore-free, and alpha-helical and beta-barrel proteins. Recent successes using in meso crystallization are the human engineered beta2-adrenergic and adenosine A2a G protein-coupled receptors. Protocols are presented for reconstituting the membrane protein into the monoolein-based mesophase, and for setting up crystallizations in the manual mode. Additional steps in the overall process, such as crystal harvesting, are to be addressed in future video articles. The time required to prepare the protein-loaded mesophase and to set up a crystallization plate manually is about one hour.

Herein is described the procedure implemented in the Caffrey Membrane Structural and Functional Biology Group to set up manually crystallization trials of membrane proteins in lipidic mesophases.

Lipidic Mesophases를 사용하여 구조 결정을위한 막 단백질 Crystallizing

A detailed protocol for crystallizing membrane proteins by using lipidic mesophases is described. This method has variously been referred to as the ...

연구

생물학

The Importance of Correct Protein Concentration for Kinetics and Affinity Determination in Structure-function Analysis 

In this study, we explore the interaction between the bovine cysteine protease inhibitor cystatin B and a catalytically inactive form of papain (Fig. 1), a plant cysteine protease, by real-time label-free analysis using Biacore X100. Several cystatin B variants with point mutations in areas of interaction with papain, are produced. For each cystatin B variant we determine its specific binding concentration using calibration-free concentration analysis (CFCA) and compare the values obtained with total protein concentration as determined by A280. After that, the kinetics of each cystatin B variant binding to papain is measured using single-cycle kinetics (SCK). We show that one of the four cystatin B variants we examine is only partially active for binding. This partial activity, revealed by CFCA, translates to a significant difference in the association rate constant (ka) and affinity (KD), compared to the values calculated using total protein concentration. Using CFCA in combination with kinetic analysis in a structure-function study contributes to obtaining reliable results, and helps to make the right interpretation of the interaction mechanism.

The Importance of Correct Protein Concentration for Kinetics and Affinity Determination in Structure-function Analysis

We apply label-free protein interaction analysis using Biacore X100 for structure-function analysis of the binding of several cystatin B mutants to papain through kinetic characterization. Calibration-free concentration analysis (CFCA) measures the concentration of protein with retained binding activity without the need for a standard curve. We show that confirmation of concentrations using CFCA increases the reliability of the kinetic analysis and that kinetic constants can reliably be determined even if the activity of a recombinant protein is reduced.

동력학 및 구조 기능 분석의 선호도 결정에 대한 올바른 단백질 농도의 중요성

In this study, we explore the interaction between the bovine cysteine protease inhibitor cystatin B and a catalytically inactive form of papain (Fig. 1), ...

Assessing Two-dimensional Crystallization Trials of Small Membrane Proteins for Structural Biology Studies by Electron Crystallography

Electron crystallography has evolved as a method that can be used either alternatively or in combination with three-dimensional crystallization and X-ray crystallography to study structure-function questions of membrane proteins, as well as soluble proteins. Screening for two-dimensional (2D) crystals by transmission electron microscopy (EM) is the critical step in finding, optimizing, and selecting samples for high-resolution data collection by cryo-EM. Here we describe the fundamental steps in identifying both large and ordered, as well as small 2D arrays, that can potentially supply critical information for optimization of crystallization conditions.
By working with different magnifications at the EM, data on a range of critical parameters is obtained. Lower magnification supplies valuable data on the morphology and membrane size. At higher magnifications, possible order and 2D crystal dimensions are determined. In this context, it is described how CCD cameras and online-Fourier Transforms are used at higher magnifications to assess proteoliposomes for order and size.
While 2D crystals of membrane proteins are most commonly grown by reconstitution by dialysis, the screening technique is equally applicable for crystals produced with the help of monolayers, native 2D crystals, and ordered arrays of soluble proteins. In addition, the methods described here are applicable to the screening for 2D crystals of even smaller as well as larger membrane proteins, where smaller proteins require the same amount of care in identification as our examples and the lattice of larger proteins might be more easily identifiable at earlier stages of the screening.

Evaluating two-dimensional (2D) crystallization trials for the formation of ordered membrane protein arrays is a highly critical and difficult task in electron crystallography. Here we describe our approach in screening for and identifying 2D crystals of predominantly small membrane proteins in the range of 15 &#x2013; 90kDa.

전자 Crystallography에 의해 구조 생물학 연구에 대한 작은 막 단백질의 2 차원 결정화 평가판을 평가

Electron crystallography has evolved as a method that can be used either alternatively or in combination with three-dimensional crystallization and X-ray ...

Crystallization of Membrane Proteins in Lipidic Mesophases

Membrane proteins perform critical functions in living cells related to signal transduction, transport and energy transformations, and, as such, are implicated in a multitude of malfunctions and diseases. However, a structural and functional understanding of membrane proteins is strongly lagging behind that of their soluble partners, mainly, due to difficulties associated with their solubilization and generation of diffraction quality crystals. Crystallization in lipidic mesophases (also known as in meso or LCP crystallization) is a promising technique which was successfully applied to obtain high resolution structures of microbial rhodopsins, photosynthetic proteins, outer membrane beta barrels and G protein-coupled receptors. In meso crystallization takes advantage of a native-like membrane environment and typically produces crystals with lower solvent content and better ordering as compared to traditional crystallization from detergent solutions. The method is not difficult, but requires an understanding of lipid phase behavior and practice in handling viscous mesophase materials. Here we demonstrate a simple and efficient way of making LCP and reconstituting a membrane protein in the lipid bilayer of LCP using a syringe mixer, followed by dispensing nanoliter portions of LCP into an assay or crystallization plate, conducting pre-crystallization assays and harvesting crystals from the LCP matrix. These protocols provide a basic guide for approaching in meso crystallization trials; however, as with any crystallization experiment, extensive screening and optimization are required, and a successful outcome is not necessarily guaranteed.

The protocols describe the essential steps for obtaining diffraction quality crystals of a membrane protein starting from reconstitution of the protein in a lipidic cubic phase (LCP), finding initial conditions with LCP-FRAP pre-crystallization assays, setting up LCP crystallization trials and harvesting crystals.

Lipidic Mesophases의 막 단백질의 결정화

Membrane proteins perform critical functions in living cells related to signal transduction, transport and energy transformations, and, as such, are ...

High-throughput Crystallization of Membrane Proteins Using the Lipidic Bicelle Method

Membrane proteins (MPs) play a critical role in many physiological processes such as pumping specific molecules across the otherwise impermeable membrane bilayer that surrounds all cells and organelles. Alterations in the function of MPs result in many human diseases and disorders; thus, an intricate understanding of their structures remains a critical objective for biological research. However, structure determination of MPs remains a significant challenge often stemming from their hydrophobicity. 
MPs have substantial hydrophobic regions embedded within the bilayer. Detergents are frequently used to solubilize these proteins from the bilayer generating a protein-detergent micelle that can then be manipulated in a similar manner as soluble proteins. Traditionally, crystallization trials proceed using a protein-detergent mixture, but they often resist crystallization or produce crystals of poor quality. These problems arise due to the detergent&prime;s inability to adequately mimic the bilayer resulting in poor stability and heterogeneity. In addition, the detergent shields the hydrophobic surface of the MP reducing the surface area available for crystal contacts. To circumvent these drawbacks MPs can be crystallized in lipidic media, which more closely simulates their endogenous environment, and has recently become a de novo technique for MP crystallization.
Lipidic cubic phase (LCP) is a three-dimensional lipid bilayer penetrated by an interconnected system of aqueous channels1. Although monoolein is the lipid of choice, related lipids such as monopalmitolein and monovaccenin have also been used to make LCP2. MPs are incorporated into the LCP where they diffuse in three dimensions and feed crystal nuclei. A great advantage of the LCP is that the protein remains in a more native environment, but the method has a number of technical disadvantages including high viscosity (requiring specialized apparatuses) and difficulties in crystal visualization and manipulation3,4. Because of these technical difficulties, we utilized another lipidic medium for crystallization-bicelles5,6 (Figure 1). Bicelles are lipid/amphiphile mixtures formed by blending a phosphatidylcholine lipid (DMPC) with an amphiphile (CHAPSO) or a short-chain lipid (DHPC). Within each bicelle disc, the lipid molecules generate a bilayer while the amphiphile molecules line the apolar edges providing beneficial properties of both bilayers and detergents. Importantly, below their transition temperature, protein-bicelle mixtures have a reduced viscosity and are manipulated in a similar manner as detergent-solubilized MPs, making bicelles compatible with crystallization robots. 
Bicelles have been successfully used to crystallize several membrane proteins5,7-11 (Table 1). This growing collection of proteins demonstrates the versatility of bicelles for crystallizing both alpha helical and beta sheet MPs from prokaryotic and eukaryotic sources. Because of these successes and the simplicity of high-throughput implementation, bicelles should be part of every membrane protein crystallographer&prime;s arsenal. In this video, we describe the bicelle methodology and provide a step-by-step protocol for setting up high-throughput crystallization trials of purified MPs using standard robotics.

Bicelles are lipid/amphiphile mixtures that maintain membrane proteins (MPs) within a lipid bilayer but have unique phase behavior that facilitates high-throughput screening by crystallization robots. This technique has successfully produced a number of high-resolution structures from both prokaryotic and eukaryotic sources. This video describes protocols for generating the lipidic bicelle mixture, incorporating MPs into the bicelle mixture, setting up crystallizations trials (manually as well as robotically) and harvesting crystals from the medium.

Lipidic Bicelle 방법을 사용하여 막 단백질의 높은 처리량 결정

Membrane proteins (MPs) play a critical role in many physiological processes such as pumping specific molecules across the otherwise impermeable membrane ...

Use of a Robot for High-throughput Crystallization of Membrane Proteins in Lipidic Mesophases

Structure-function studies of membrane proteins greatly benefit from having available high-resolution 3-D structures of the type provided through macromolecular X-ray crystallography (MX). An essential ingredient of MX is a steady supply of ideally diffraction-quality crystals. The in meso or lipidic cubic phase (LCP) method for crystallizing membrane proteins is one of several methods available for crystallizing membrane proteins. It makes use of a bicontinuous mesophase in which to grow crystals. As a method, it has had some spectacular successes of late and has attracted much attention with many research groups now interested in using it. One of the challenges associated with the method is that the hosting mesophase is extremely viscous and sticky, reminiscent of a thick toothpaste. Thus, dispensing it manually in a reproducible manner in small volumes into crystallization wells requires skill, patience and a steady hand. A protocol for doing just that was developed in the Membrane Structural &amp; Functional Biology (MS&amp;FB) Group1-3. JoVE video articles describing the method are available1,4. 
The manual approach for setting up in meso trials has distinct advantages with specialty applications, such as crystal optimization and derivatization. It does however suffer from being a low throughput method. Here, we demonstrate a protocol for performing in meso crystallization trials robotically. A robot offers the advantages of speed, accuracy, precision, miniaturization and being able to work continuously for extended periods under what could be regarded as hostile conditions such as in the dark, in a reducing atmosphere or at low or high temperatures. An in meso robot, when used properly, can greatly improve the productivity of membrane protein structure and function research by facilitating crystallization which is one of the slow steps in the overall structure determination pipeline. 
In this video article, we demonstrate the use of three commercially available robots that can dispense the viscous and sticky mesophase integral to in meso crystallogenesis. The first robot was developed in the MS&amp;FB Group5,6. The other two have recently become available and are included here for completeness.	
An overview of the protocol covered in this article is presented in Figure 1. All manipulations were performed at room temperature (~20 &deg;C) under ambient conditions.

Herein is described a robotic approach to high-throughput crystallization of membrane proteins in lipidic mesophases for use in structure determination using macromolecular X-ray crystallography. Three robots capable of handling the viscous and sticky protein-laden mesophase integral to the method are introduced.

Lipidic Mesophases의 막 단백질의 높은 처리량을 결정하기위한 로봇의 사용

Structure-function studies of membrane proteins greatly benefit from having available high-resolution 3-D structures of the type provided through ...

Intravital Microscopy for Imaging Subcellular Structures in Live Mice Expressing Fluorescent Proteins

Here we describe a procedure to image subcellular structures in live rodents that is based on the use of confocal intravital microscopy. As a model organ, we use the salivary glands of live mice since they provide several advantages. First, they can be easily exposed to enable access to the optics, and stabilized to facilitate the reduction of the motion artifacts due to heartbeat and respiration. This significantly facilitates imaging and tracking small subcellular structures. Second, most of the cell populations of the salivary glands are accessible from the surface of the organ. This permits the use of confocal microscopy that has a higher spatial resolution than other techniques that have been used for in vivo imaging, such as two-photon microscopy. Finally, salivary glands can be easily manipulated pharmacologically and genetically, thus providing a robust system to investigate biological processes at a molecular level.
In this study we focus on a protocol designed to follow the kinetics of the exocytosis of secretory granules in acinar cells and the dynamics of the apical plasma membrane where the secretory granules fuse upon stimulation of the beta-adrenergic receptors. Specifically, we used a transgenic mouse that co-expresses cytosolic GFP and a membrane-targeted peptide fused with the fluorescent protein tandem-Tomato. However, the procedures that we used to stabilize and image the salivary glands can be extended to other mouse models and coupled to other approaches to label in vivo cellular components, enabling the visualization of various subcellular structures, such as endosomes, lysosomes, mitochondria, and the actin cytoskeleton.

Intravital microscopy is a powerful tool that enables imaging various biological processes in live animals. In this article, we present a detailed method for imaging the dynamics of subcellular structures, such as the secretory granules, in the salivary glands of live mice.

형광 단백질을 표현 라이브 마우스의 이미징 세포 이하의 구조물의 intravital 현미경

Here we describe a procedure to image subcellular structures in live rodents that is based on the use of confocal intravital microscopy. As a model organ, ...

Immunodetection of Outer Membrane Proteins by Flow Cytometry of Isolated Mitochondria

Methods to detect and monitor mitochondrial outer membrane protein components in animal tissues are vital to study mitochondrial physiology and pathophysiology. This protocol describes a technique where mitochondria isolated from rodent tissue are immunolabeled and analyzed by flow cytometry. Mitochondria are isolated from rodent spinal cords and subjected to a rapid enrichment step so as to remove myelin, a major contaminant of mitochondrial fractions prepared from nervous tissue. Isolated mitochondria are then labeled with an antibody of choice and a fluorescently conjugated secondary antibody. Analysis by flow cytometry verifies the relative purity of mitochondrial preparations by staining with a mitochondrial specific dye, followed by detection and quantification of immunolabeled protein. This technique is rapid, quantifiable and high-throughput, allowing for the analysis of hundreds of thousands of mitochondria per sample. It is applicable to assess novel proteins at the mitochondrial surface under normal physiological conditions as well as the proteins that may become mislocalized to this organelle during pathology. Importantly, this method can be coupled to fluorescent indicator dyes to report on certain activities of mitochondrial subpopulations and is feasible for mitochondria from the central nervous system (brain and spinal cord) as well as liver.

Described here is a method to detect and quantify mitochondrial outer membrane proteins by immunolabeling of mitochondria isolated from rodent tissue and analysis by flow cytometry. This method can be extended to assess functional aspects of mitochondrial subpopulations.

고립 된 미토콘드리아의 유동 세포 계측법에 의해 외부 막 단백질의 면역

Methods to detect and monitor mitochondrial outer membrane protein components in animal tissues are vital to study mitochondrial physiology and ...

Green Fluorescent Protein-based Expression Screening of Membrane Proteins in Escherichia coli

The production of recombinant membrane proteins for structural and functional studies remains technically challenging due to low levels of expression and the inherent instability of many membrane proteins once solubilized in detergents. A protocol is described that combines ligation independent cloning of membrane proteins as GFP fusions with expression in Escherichia coli detected by GFP fluorescence. This enables the construction and expression screening of multiple membrane protein/variants to identify candidates suitable for further investment of time and effort. The GFP reporter is used in a primary screen of expression by visualizing GFP fluorescence following SDS polyacrylamide gel electrophoresis (SDS-PAGE). Membrane proteins that show both a high expression level with minimum degradation as indicated by the absence of free GFP, are selected for a secondary screen. These constructs are scaled and a total membrane fraction prepared and solubilized in four different detergents. Following ultracentrifugation to remove detergent-insoluble material, lysates are analyzed by fluorescence detection size exclusion chromatography (FSEC). Monitoring the size exclusion profile by GFP fluorescence provides information about the mono-dispersity and integrity of the membrane proteins in different detergents. Protein: detergent combinations that elute with a symmetrical peak with little or no free GFP and minimum aggregation are candidates for subsequent purification. Using the above methodology, the heterologous expression in E. coli of SED (shape, elongation, division, and sporulation) proteins from 47 different species of bacteria was analyzed. These proteins typically have ten transmembrane domains and are essential for cell division. The results show that the production of the SEDs orthologues in E. coli was highly variable with respect to the expression levels and integrity of the GFP fusion proteins. The experiment identified a subset for further investigation.

Green Fluorescent Protein-based Expression Screening of Membrane Proteins in Escherichia coli

A streamlined approach to screening for the expression of recombinant membrane proteins in Escherichia coli based on fusion to green fluorescent protein is presented.

막 단백질의 녹색 형광 단백질 기반의 표현 상영에<em&gt; 대장균</em

The production of recombinant membrane proteins for structural and functional studies remains technically challenging due to low levels of expression and ...

Functional Reconstitution and Channel Activity Measurements of Purified Wildtype and Mutant CFTR Protein

The Cystic Fibrosis Transmembrane Conductance Regulator (CFTR) is a unique channel-forming member of the ATP Binding Cassette (ABC) superfamily of transporters. The phosphorylation and nucleotide dependent chloride channel activity of CFTR has been frequently studied in whole cell systems and as single channels in excised membrane patches. Many Cystic Fibrosis-causing mutations have been shown to alter this activity. While a small number of purification protocols have been published, a fast reconstitution method that retains channel activity and a suitable method for studying population channel activity in a purified system have been lacking. Here rapid methods are described for purification and functional reconstitution of the full-length CFTR protein into proteoliposomes of defined lipid composition that retains activity as a regulated halide channel. This reconstitution method together with a novel flux-based assay of channel activity is a suitable system for studying the population channel properties of wild type CFTR and the disease-causing mutants F508del- and G551D-CFTR. Specifically, the method has utility in studying the direct effects of phosphorylation, nucleotides and small molecules such as potentiators and inhibitors on CFTR channel activity. The methods are also amenable to the study of other membrane channels/transporters for anionic substrates.

Described here is a rapid and effective procedure for functional reconstitution of purified wild-type and mutant CFTR protein that preserves activity for this chloride channel, which is defective in Cystic Fibrosis. Iodide efflux from reconstituted proteoliposomes mediated by CFTR allows studies of channel activity and the effects of small molecules.