저자는 실험실 소모품의 관리에 그녀의 도움 태미 Esmaili 감사드립니다. AA는 알츠하이머 질병 연구 및 치료, 의료 과학, 에디스 코완 대학교 학교의 우수의 센터에서 박사 장학금의 수상자이다. MC는 로타리 클럽, 퍼스 (Perth)에서 박사 자금 지원을받습니다. AM, GV, KT, 그리고 RNM은 McCusker 알츠하이머 연구 재단의 지원을받는됩니다.

1. 시스템 유지 보수 <ol><li> Zebrafish는 지속적으로 필터 순환 시스템에 보관하고 건강한 수산 환경에 필요한 수질을 유지하기 위해 시스템 물을 aerates 있습니다. 순환 시스템은 또한 과도한 음식과 생선 배설물을 필터링 할 수 있습니다. 다른 회사는 zebrafish 시스템을 제공하지만, 우리는 우리의 실험실에서, 미국 수중 서식지에서 시스템을 사용합니다. (: 어두운 빛) 실내 온도 또​​는 탱크 온도는 일반적으로 26-28.5 사이 ° C와 조명 조건이 14시 10분 시간 아르 유지됩니다. 수중 서식지에서 zebrafish 시스템 (예를 들어, Benchtop 시스템) 비용 ~ 9,000 USD. 이 선반이있는이 benchtop 시스템은 각 선반은 여섯 10 리터, 3 리터 12 년에서 20 1.5 리터 탱크를 보유 할 수 있습니다. 물고기의 여러 라인 (예를 들어, 유전자 변형, 돌연변이 야생 형)도 동일한 시스템에 보관 될 수 있습니다. </li><li> 필터의 다양한 종류의 세트가 시스템에 사용됩니다. 모든 탱크 PA의 시스템에서, 물120 마이크론 필터 패드, 50 마이크론 통 필터, 생물 필터, 활성 탄소 흡수 필터와 UV 살균 필터를 통해 sses는 전에 탱크로 다시 순환된다. De-chlorinated/aged 물은 zebrafish 시스템에 사용됩니다. 물은 최소 48 시간을 위해 노화에 의해 DE-염소화 할 수 있습니다. 이상적인 조건에서 물을 따뜻하게하기 위해 물을 순환 펌프로 저수지에 보관하고, 드 - 염소화을 신속하게해야합니다. </li><li> 시스템 물의 pH는 매일 확인하고 6.8과 7.5 사이에 유지해야합니다. 필요한 경우, 나트륨 중탄산염은 pH를 증가하는 데 사용됩니다. </li><li> 물고기 탱크는 정기적으로 청소해야합니다. , 수조 청소이 탱크에 물 흐름을 닫고, 뒤로 기울이기 탱크에 의해 초과 물을 배수하고 시스템에서주의 깊게 탱크를 제거하려면 다음과 같이하십시오. 먼지와 조류 성장은 탱크의 바닥과 측면에 명백 할 것이다. </li><li> 깨끗한 탱크에 배플을 배치하고, 디 - 염화 물 (일명 시스템 WA로 작성적이). 조심스럽게 물고기 그물이 수조에 물고기를 전송합니다. 뚜껑을 닫고 탱크의 이름 태그를 전송할 수 있습니다. 조심스럽게 시스템으로 깨끗한 탱크를 배치하고 물 공급을 전환 할 수 있습니다. </li><li> 70 %의 에탄올과 물고기 그물, 스프레이를 오염을 제거하다하기 위해 물에 헹구고, 다시 사용하기 전에이 건조 보자. 더러운 탱크에서 배플을 제거하고 70 % 에탄올로 두 부분을 스프레이. 수돗물로 깨끗이 씻어 탱크를 허용하고 다시 사용하기 전에 완전히 건조 배플. </li><li> 순환 시스템 필터는 선택과 적절한 기능을 보장하기 위해 정기적으로 변경해야합니다. 이 필터는 모든 물고기 탱크에 적절하고 깨끗한 물 공급을 보장하기 위해 정기적으로 변경해야합니다. </li><li> 120 마이크론 필터 패드는 일반적으로 재배치 또는 매일 교체, 새로운 하나를 교체하기 전에 완전히 사용하려면 물 흐름으로 변경할 수 있습니다. </li><li> 용기 필터는 주 단위 변경해야합니다. 용기 필터를 변경하려면, 개미을 왜곡하여 필터 유닛을 제거렌치 나 손으로 iclockwise. 플라스틱 시트 나 물 spillage를 방지하거나 흡수 아래에 타월을 놓습니다. 새와 용기 필터를 교체하고 필터 유닛 다시 시스템에 맞게 신중 손과 렌치 필요한 경우를 조입니다. </li><li> 탄소 필터 (2 주마다) 격주 변경해야합니다. 탄소 필터를 변경하려면 렌치로 조심스럽게 탄소 필터 장치를 제거합니다. 사용 된 활성탄을 취소하고 새로운 활성탄으로 대체합니다. 탄소 홀더를 다시 맞게 및 필터 장치에 다시 넣으십시오. 시스템에 필터 유닛을 다시 맞 춥니 다. 시스템에 전환하고 물이 필터에 흐르는 확인합니다. 필요한 경우, 시스템에 필터를 맞는 전에 파이프에 먼지를 청소하기 위해 파이프를 통해 물을 플러시. </li><li> 생물학적 필터는 6 개월마다 청소해야합니다. 생물학적 필터는 일반적으로 순환 시스템에서 깡통와 탄소 필터 사이에 위치하고 있습니다. 생물학적 필터 수치를 변경하려면시스템에서 필터 장치를 ove. 압력 해제 버튼을 눌러 필터의 압력을 놓습니다. 렌치로 돌려서 필터를. 일반적으로 두 사람이이 단계가 필요합니다. 필터 장치의 뚜껑을 제거합니다. 물에서 siporax을 분리 할 수​​있는 sieved 용기에 필터의 내용을 비 웁니다. 참고 : Siporax는 질화 및 드 - 질화을 모두 수행 할 수있는 능력을 가진 고급 기공 바이오 필터 미디어입니다. </li><li> siporax이 아주 더러운 경우 새로운로 대체합니다. 시스템 물 (드 - 염화 물)과 필터 장치를 기입, 뚜껑을 닫고, 시스템 및 물 공급에 스위치 필터 유닛을 반환합니다. 참고 : 적응 수족관에서 siporax 여러 nitrifying 박테리아의 고향 될 것입니다. 이 미생물은 아질산 스파이크 다음, 심각한 암모니아 증가 될 수있는 수족관 내에서 질소 사이클을 유지하고, 생물학적 필터 (오염 siporax)에 대한 기본 주택을 제거 중요한하는 동안 N우 생물학적 필터 (새 siporax 포함)입니다 다시 설정. 질소 사이클의 이러한 중간 상태 모두 수생 생물에 독성이 될 수 있으며, 적절하게 답변을하지 않을 경우 zebrafish를 죽일 수 있습니다. 따라서 새로운 siporax에 다음과 같은 중요한 미생물의 빠른 repopulation를 허용하도록 다른 zebrafish 주택 시스템 (예를 들어, 수중 서식지 시스템에서 수집 탱크에)에 보조 생물학적 필터가하는 것이 중요합니다. </li><li> UV 필터는 시스템 생물학적 오염 물질 (예 : 박테리아 등)를 제어하는​​ 데 사용되며 모든 9~10개월 교체해야합니다. 그것은 UV 필터 살균 선량 속도 ~ 110 MJ / 램프 수명의 시작 부분에 cm (2) 및 선량률이가 아직도있는 것 같습니다 경우에도 전 세계를 교체 할 필요가 있습니다 따라서, 시간의 과정을 통해 감소 것에주의해야 할것이다 기능. </li></ol> 2. 급송 <ol><li> Zebrafish는 애벌레의 t 100 마이크론의 건조 식품 (식품 크기 공급 될 수O 300 / 성인 생선) 또는 라이브 식품 (염수 새우) 400 미크론. 염수 새우 (Artemia SP.) 계란은 현지 애완 동물 상점에서 사용할 수 있으며 아래에 설명 된 간단한 단계를 수행하여 실험실에서 부화 할 수 있습니다. <ol class="lalpha"><li> 더 나은 용해도에 대한 자기 교반기에 소금 비커를 배치하여 노인 물에 붉은 바다 소금을 분해. 또한, 소금은 폭기 튜브로 aerating하여 물에 용해 할 수 있습니다. 붉은 바다 소금이 사용할 수없는 경우 즉시 바다 소금은 부화 솔루션으로 사용할 수 있습니다. 소금물 새우는 염분의 다양한 용납 할 수 있지만, 우리는 30-35그램 / L 붉은 바다 소금 물 우리의 염수 새우 (10-15그램)를 부화. 참고 : 경우 염수 새우 계란 한 다음 캡슐화 염수 새우도 새우 부화장에 추가하기 전에 일괄 적으로 &quot;를 decapping&quot;후 사용할 수있는 지역 애완 동물 상점에서 쉽게 사용할 수 없습니다. 이것은 또한 애완 동물 가게에 자주 여행을 피할 수 있습니다. </li><li> SA와 염수 새우 까는 채우기이건 물과 1.2 큰술 / 리터의 농도에 새우 달걀을 추가합니다. 공기 펌프로 적극적으로 까는를 폭기와 ~ 48 시간에 부화하기 염수 새우 달걀을 두십시오. 참고 :이 해제 강화 염수 새우는 영양 매 시간 후 부화을 잃어 있다는 것을 알아야한다. 따라서 24 시간 이상 중 해치에 적합한이거나 염수 새우의 최대 영양 가치를 얻기 위해 48 시간 동안 풍성하게 할 수 있습니다. </li><li> 부화 시스템에서 폐기물 물은 표백제와 소독을하고 나중에 처리 할 수​​ 검역 폐기물에 추가됩니다. </li></ol></li><li> 염수 새우를 수집하려면 공기 파이프를 제거하고 문화가 아니라 이상 10 분에 4-5 분 동안 해결 할 수 있습니다. 부화 염수 새우는 해쳐 하단에 모입니다. <ol class="lalpha"><li> 까는 하단에있는 탭을 사용하여 염수 새우를 수집합니다. 해제 - 부화 염수 새우 달걀로 구성되어 초기 흐름을 폐기하십시오. </li><li&gt;을 폐기 한 후 해제 - 부화 염수 새우는 zebrafish 식품으로 사용됩니다 부화 염수 새우를 수집합니다. </li><li> 염수 새우 수집 망을 (~ 350 마이크론 나일론 메쉬)를 사용하여, 소금물에서 염수 새우를 분리합니다. 시스템 물을 사용하여 용기에 넷에서 염수 새우를 씻어. </li></ol></li><li> 수집 된 염수 새우는 일반적으로 그것을 대신 오렌지 색상을 제공 컨테이너의 하단에있는 높은 농도에 존재한다. </li><li> 피펫이나 스포이트 / squeezy 병을 사용하여 zebrafish에 염수 새우에게 먹이를. 투여 음식의 양 개별 탱크의 인구 크기에 따라 달라집니다. zebrafish에 대한 일반적으로 인정 비율은 하루에 음식 체중의 4 %를 받게하는 것입니다. 이 물고기는 과식으로 인해 죽을 수 있으므로 가능성의 사육, 또는 생존에 영향을 미치는, 물에 질산 수준을 높일 수 있으므로 Zebrafish는 overfed 안됩니다. <ol class="lalpha"><li> 로 음식을 주입시물, 배고픈 물고기는 염수 새우를 잡는 수영. </li></ol></li><li> 드라이 수유는 수중 에코 시스템의 / 수중 서식지 간단한 스프링 기반 생선 식품 디스펜서를 사용하여 수행 할 수 있습니다. 또한, 건조 먹이은 간단한 스푼을 사용하여 수행하거나에게 작은 스푼의 모양을 제공하기 위해 가위로 대각선 플라스틱 스포이트를 절단하여 할 수 있습니다. </li></ol> 3. 증식 <ol><li> 빛의 발병에 번식을 시작 Zebrafish. 수정 된 알은 인 - 탱크 번식 또는 pairwise 번식 통해 얻을 수있다. 인 탱크 번식보다 노동 효율적이며, 저희 연구실에서 일반 배아 수집을 위해 구현되는 동안 유전자 또는 변이가 개별 생선 상영 할 때, pairwise 사육하는 것이 좋습니다. </li><li> 인 탱크 사육를 들어, 인 - 탱크 증식을 구성하고 빛의 발병 후 수조에 천천히 내려. 또한, 인 - 탱크 번식 설정은 어항에 밤새 남길 수 있습니다. </li><li> 엘eave 약 15 분의의 - 탱크 증식는 물고기 탱크에서 증식을 제거하고 계란을 수집하기 전에 짝짓기를 할 수 있습니다. </li><li> Pairwise의 번식은 보통 먹이 후 오후에 늦게 설정되어 있습니다. </li><li> 번식 탱크를 조립하고 노인 시스템 물을 채운다. </li><li> 번식 탱크의 반대편에 한 여자와 남자를 전송합니다. 여성 때문에 자신의 더 큰 급소의 남성 구별 할 수 있습니다. 그들은 여성보다 색이 더 슬림하고 어두운이기 때문에 남성은 여성 구별 할 수 있습니다. 또한, 남성은 여성 (그림 1 참조)에 비해 항문 지느러미에 더 많은 노란색 착색을 갖추고 있습니다. 때 여성 zebrafish의 산란관 (그림 4 참조) 의심 모습 인치 </li><li> 곧 빛의 발병 후 다음 날 아침 분배기를 제거합니다. 태아의 충분한 번호는 탱크의 바닥에 떨궈 될 때까지 20 분 또는 방해받지 발생하는 결합 수 있습니다. </li><li> 번식 후,자신의 탱크에 물고기를 반환합니다. 스트레이너를 사용하여 알을 수집합니다. </li><li> 시스템 물 철저 배아를 씻으십시오. </li><li> 일명 EM3 (NaCl, 13.7 MM; KCl, 0.54 MM, MgSO 4, 1.0 MM, CaCl 2, 1.3 MM, 오세영 2 HPO 4, 0.025 MM, 배아 매체로 걸러 린스하여 페트리 접시에 배아를 전송 KH 2 PO 4, 0.044 MM, NaHCO 3, 4.2 ㎜). </li><li> 태아는 현미경으로 관찰 할 수 있습니다. 수정 된 알은 다음 바늘과 피펫을 (그림 3 참조)를 사용하여 unfertilized 계란에서 분리됩니다. </li></ol> 4. 애벌레의 육아 <ol><li> 수정 된 알은 인큐베이터 (~ 28.5는 ° C) 72 시간의 유충이 부화 될 때까지에 보관됩니다. </li><li> 이제 애벌레 자유롭게들이 메인 수조에 이전 할 준비가 융모막, 수영이 부족합니다. 유충은 (조성에 설명 된 오일 후 수정을 (dpf)에서 공급해야하고 배아 매체에 보관제 3 부, 10) 또는 시스템 물. 유충은 물 ~ 50 % 이상이 그 안에 매일 변경과 둥근 접시에 보관하실 수 있습니다. 물 변화가 죽었거나 병에 걸린 애벌레 및 기타 이물질을 제거하는 포함해야합니다. </li><li> 작은 크기의 배플을 (약 300-400 마이크론의)이 포함 된 탱크에 부드럽게 애벌레를 전송합니다. 죽어서 병에 걸린 유충을 제거해야하며 물을 몇 밀리리터은 매일 천천히 추가해야합니다. </li><li> 14 일 후에, 애벌레 탱크는 시스템에 선반이 될 수 있으며, 사이클링 물 작은 스트림 (초 1-2 드랍스)와 함께 제공. 애벌레의 성장에 따라, 물 흐름이 증가 할 수 있습니다. 배플의 다른 크기는 성인 물고기에 사용되어야하는 애벌레 (예 배플 크기 300-400, 500, 700-750, 1000 미크론) 및 일반 플라스틱 배플의 크기에 따라 사용할 수 있습니다. </li><li> 배아는 성적으로 성숙 성인으로 발전하는 것이 보통 3개월 소요됩니다. </li></ol>

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관심 없음 충돌이 선언 없습니다.

북부 인도에서 갠지스 강에서 발생한을 Zebrafish 및 스펜스 외를 검토, 그들의 성인과 애벌레의 단계 2 모두에서 연구에 인기를 끌고있다. 3. Zebrafish는 높은 생산력, 유지 보수의 편의성, 배아의 광 통관, 빠른 배아 개발, 낮은 유지 보수 비용 등의 동물 모델 이상의 몇 가지 장점을 가지고 있습니다. 그들은 유전자 조작 6 의무가 높은 처리량 약물 검사 4,5 적합합니다. 그들의 기름지게는 발달 생물 학자에 의해 자신의 사용을위한 이익이되는 외부입니다. 이러한 유리한 특성으로 인해, zebrafish는 유전학 7, 약리 8, 및 행동 연구 9,10에서 인기를 받고 있습니다. 배아를 얻기 위해 zebrafish 시설 및 zebrafish의 가정을 유지하기 위해 도전에는 여러가지가 있습니다. 여기, 우리는 이러한 도전과 O를 해결에서 우리의 경험과 권장 사항을 설명시스템 유지 보수를위한 프로토콜, 먹이를 사육하고 유충의 양육을 utline. 시스템 유지 보수 건강 상태 zebrafish을 유지하려면이 제대로 작동 수족관 시스템의 깨끗한 환경을 제공하는 것이 중요합니다. 이 중요한 부분은 정기적으로 혼자서 모든 탱크가 적절한 물 흐름과 깨끗한 물을받을 수 시스템 필터를 변화하고 있습니다. 이 차단 시스템 파이프로 인해 각 탱크에 자전거 물 공급의 실패를 방지하기 위해 매우 중요합니다. 막힘이 발생하면 파이프는 일반 물 압력보다 높은과 흐름을 사용하여 청소 할 수 있습니다. 이상적으로, 시스템의 물 약 10 %가 좋은 수질을 유지하기 위해 매일 교체해야합니다. 깡통 또는 탄소 필터를 변경하는 동안 또는 물을 교체 할 수 있습니다. 이 필터를 연결하는 파이프에 입금 먼지가 제거 보장합니다. 물 품질은 정기적으로 확인해야합니다. 이러한 알칼리도, 산도, temperat 등의 매개 변수우레, 경도, 암모니아, 용존 산소, 염분 및 전도성은 시스템 물 (자세한 내용은 표 2 참조)의 품질을 나타내는에 중요한 요소로 간주해야합니다. 최소한 질산염에서 산도, 온도가 주택 zebrafish에 대한 좋은 수질을 보장​​하는 정기적으로 모니터링해야합니다. 이상적인 질산염 (NO 3 -) 수준은 &lt;50 MG / L 11, 높은 경우에는 이러한 수준은 신선한 시스템 물 순환 시스템에 물을 교체하여 감소 될 수있다.주세요 경우에 따라, 필터는 잘 맞지되고이를 필터 변경 이후에 누출이 있는지 확인하는 것이 좋습니다 때문에 누출하지 않습니다. 주요 저수지의 물 흐름은 워터 펌프를 변경하거나 필터를 변경 한 후에는 하나 차단하면 물 흐름이 느슨해 또는 파이프에서 생성되는 모든 진공을 출시 할 몇 초 동안 필터를 제거에 의해 복원 할 수 있습니다. 필터를 변경하는 데 필요한 시간은 총 생물 부하 O 등 다양한 요인에 따라 다를 수 있습니다N 시스템, 다른 필터 청결하고 먼지가 파이프에 입금. 사람들은 부패 나타나는 경우 또는 모든 탱크가 올바른 물 공급을받지 못한 경우 따라서, 필터는 즉시 변경해야합니다. 또한 물고기 그물은 70 % 에탄올로 세척하고, 그것을 오염을 제거하다하는 물에 헹구어하고, 다시 사용하기 전에 건조하도록 허용하는 것이 좋습니다. 건조는 달리 생선에 독성 에탄올의 증발을 보장합니다. zebrafish 시스템의 대부분은 드 - 염화 수돗물을 사용하지만, 일부 시스템은 탈 이온수를 사용합니다. 그것은이 물고기는 몸의 소금을 유지하는 데 필요한 에너지를 감소로 300 ~ 1,500 μS 사이에 시스템 물 전도성을 유지하는 것이 중요합니다. 소금은 최적의 전도성 수준을 유지하기 위해 추가하지 않는 한 따라서, zebrafish는 deionised 물에 보관 할 수 없습니다. 탄소 필터가 구리를 제거하지 않기 때문에 수돗물을 사용하는 경우 시스템 물에서 가능한 높은 구리 농도의 위험이 있습니다. 따라서, Users은 구리 농도를 확인하고 가능한 배관 구리를 방지해야합니다. 급송 어떤 물고기는 과식으로 인해 죽을 수 있으므로이 가능성의 사육 11 또는 생존에 영향을 미치는, 물에 질산 수준을 높일 수 있으므로 Zebrafish는 overfed 안됩니다. 우리는 물고기의 탱크로 10 분 이내에 완료 할 수 있습니다보다 한 수유하는 동안 더 이상 음식을 제공하지 것이 좋습니다. 그것은 과잉 소금 농도가 사망의 원인으로 zebrafish에 먹이를하기 전에 소금물 새우에서 소금을 제거하는 것이 매우 중요합니다. 더 많은 ze​​brafish 달걀이 필요하면 생선은 하루에 세 번 먹 할 수 있습니다. 매일 증식 물고기 탱크를 청소하면 계란 생산의 수준을 향상시킵니다. 수중 서식지 시스템에서 먹이를 때 우리는 일반적으로 물고기는 10 분의 음식을 먹을 수 있도록 물 펌프 및 공기 펌프를 해제합니다. 이 필터로 세탁 식량의 양을 감소시킵니다. 그러나, 사용자는 수치에 조심해야다시 나중에이 펌프를 켜 엠버. 증식 Zebrafish는 ~ 3 세 18 개월 사이의 최적의 사육 조건에서 일반적입니다. Pairwise의 번식이 연속 2 일 11 수행 할 수 없습니다하지만, 인 - 탱크 번식은 탱크로 매일 수행 할 수는 연속 이틀 동안 사육되는 물고기의 동일한 쌍의 기회를 줄일 수 많은 물고기를 수용 할 수 있습니다. 번식은 계란이 필요하지 않더라도 정기적으로 수행해야합니다. 이 과정은 물고기의 번식주기가 유지되어 있는지 확인합니다. 이것은 번식의 남성 설정보다 더 많은 여성이 있다는 것을 권장합니다. 남성 zebrafish 더이 추천을 지원하는 매일 (12)에 자신 여성 파트너를 변경합니다. 또한, 저희 연구실에서 우리는 처음에 설정 문제를 해결 도움이 번식에 남성보다 더 많은 여성을 사용하지만, 번식에 문제가 발생했습니다. 또한, 고 단백질 콘테와 공급NT 다이어트와 염수 새우 2-3 회, 설정 27 및 28 사이 ° C 및 차단 난소 튜브로 여성의 배를 쥐어하면 사용 번식의 온도를 유지하는 다른 탱크 (다른 부모의)에서 혼합 물고기 부드러운 마사지 더 계란 생산을 향상. 우리는 물고기 라인 / 기원의 기록 형제 자매 사이 - 번식에 방지하기 위해 유지하는 것이 좋습니다. 이 더 배아 생산을 향상시킵니다. 각 탱크에서 물고기가 마련 배아의 수에 대한 기록을 유지하는 것은 또한 추천합니다. 이 가장 번식 물고기 탱크의 트랙을 유지 계란을 가는게 아냐 물고기에 번식을 개선하기위한 조치를 지원합니다. 애벌레의 육아 유충의 먹이 5 dpf (일 게시물 수정을)에서 시작해야합니다. 영 애벌레는 ~ 100 사이즈 마이크론 (예를 들어, ZM100) 또는 paramecium 및 rotifers (성장을 자극하는)과 같은 라이브 식품의 건조 식품을 공급 할 수 있습니다. 음식 크기가 서서히 증가 될 수있다200 미크론 (예 : ZM200) 또는 400분의 300 미크론 (예 : ZM300)로 변경합니다. 성인 물고기의 인구는 물 리터 당 6-7 주위에 물고기가 있어야합니다. 이러한 행위를 탱크에 이르기까지 BOD (생물학적 산소 요구량)의 더 나은 유지 보수를 권장합니다.

<table border="1"><tbody><tr><td> 시약 / 장비의 이름 </td><td> 회사 </td><td> 카탈로그 번호 </td><td></td></tr><tr><td> Zebrafish 순환 시스템 </td><td> 수상 서식지, USA </td><td> 독립형 AHAB, 벤치 탑 시스템 </td><td></td></tr><tr><td> 나트륨 중탄산염 </td><td> 시그마 알드리치 </td><td> S6297 </td><td></td></tr><tr><td> 생선 식품 디스펜서 / 건조 식품 피더 </td><td> 수상 서식지, USA </td><td> AH19 </td><td></td></tr><tr><td> 현미경 </td><td> 하늘 </td><td> SZX12 </td><td></td></tr><tr><td> 건조 식품 </td><td> ZM 생선 식품, 영국 </td><td> ZM100, ZM200, ZM300 </td><td></td></tr><tr><td> 소금물 새우 계란 </td><td> 소금 크릭, 주식회사, USA </td><td> 프리미엄 학년 </td><td></td></tr><tr><td> 인 탱크 브</td><td> 수상 서식지, USA </td><td> ITSTS-A </td><td></td></tr><tr><td> 활성탄 </td><td> 펜 - Plax 프로 - 게, USA </td><td> PBC3MF </td><td></td></tr><tr><td> 사육 탱크 </td><td> 수상 서식지, USA </td><td> SBTANK (1L) 증식 탱크-2 (2L) </td><td></td></tr><tr><td> 홍해 (Red Sea) 소금 </td><td> 홍해 (Red Sea) 소금, USA </td><td> 지역 애완 동물 상점 / <a href="http://www.redseafish.com" target="_blank">www.redseafish.com</a> </td><td></td></tr><tr><td> 필터 (용기, 필터 패드, 그리고 UV) </td><td> 수상 서식지, USA </td><td> <a href="http://www.aquatichabitats.com" target="_blank">aquatichabitats.com</a> </td><td></td></tr><tr><td> Siporax 미디어 </td><td> 수상 서식지, USA </td><td> BF 820 </td><td></td></tr><tr><td> 소금물 새우 그물 </td><td> 수상 서식지, USA </td><td> BSN1 </td><td></td></tr><tr><td> 소금물 새우 까는 </td><td> 수상 서식지, USA </td><td> BS252 </td><td></td></tr><tr><td> 배플 </td><td> 수상 서식지, USA </td><td> <a href="http://www.aquatichabitats.com" target="_blank">aquatichabitats.com</a> </td><td></td></tr><tr><td></td><td></td><td></td><td> 표 1.이 프로토콜에 사용되는 특정 시약 및 장비 표. </td></tr></tbody></table>

regular care and maintenance of a zebrafish (danio rerio) laboratory: an introduction

이 프로토콜은 zebrafish 연구소의 정기적 인 관심과 유지 보수를 설명합니다. Zebrafish 지금은 유전학, 약리 및 행동 연구에 인기를 얻기 있습니다. 척추으로 인간과 함께 zebrafish 공유 상당한 유전자 시퀀스 유사성은 다양한 인간의 질병 상태에 대한 동물 모델로 사용하고 있습니다. 다른 일반적인 척추 동물 모델에 비해 zebrafish의 장점은 높은 생산력, 낮은 유지 보수 비용, 투명 배아 및 신속한 개발이 포함되어 있습니다. zebrafish 연구, 생산 zebrafish 주택 시설을 구축 및 유지 관리 할 필요가에 대한 관심의 평 때문에도 증가하고있다. 문학은 zebrafish 실험실의 유지에 사용할 수 있지만, 간결 비디오 프로토콜은 부족합니다. 이 동영상은, 먹이를 사육하고 zebrafish 애벌레의 제기, 일반 주택 프로토콜을 보여줍니다. 이 과정은 연구자 zebrafis의 자연 동작과 최적의 조건을 이해하는 데 도움이됩니다H 축산 및 따라서는 생선 축산 조건에서 발생한 실험 문제를 해결. 이 프로토콜은 zebrafish 연구소를 설립하고, 또한 동물 모델로 zebrafish를 사용하는 장래 학생들을 졸업 할 계획 연구원에 엄청난 도움이 될 것입니다.

Zebrafish 주택 및 유지 보수는 전통적인 쥐 모델보다 쉽고 저렴합니다. 수천 zebrafish는 작은 실험실에 자리 잡고 할 수 있습니다. 이 프로토콜의 결과로, 연구팀은 zebrafish에 건강한 환경을 제공 할 것입니다 zebrafish 시설을 관리 할 수​​ 있습니다. 또한 다음 그림 식별 수정 된 계란, 성인 zebrafish, 그들의 음식을 도움이 될 것입니다. 남자 zebrafish (그림 1A)과 여성 zebrafish (그림 1B 및 1C)의 그림은 연구자들이 남성과 목적을 번식 여성 zebrafish를 구분하기 위해 표시됩니다 그림 2의 미세한 전망 묘사,. 12 배의 염수 새우 (그림을 2A), 90X (그림 2B)에서 하나의 염수 새우, 그리고 90X (그림 2C)에서 unfertilized 염수 새우 계란. 이 트럼프에 대한 unfertilized 및 수정 된 염수 새우의 차이를 이해 도움이 될 것입니다응급실 이송의 목적. 수정 된 및 unfertilized 계란은 그림 3에 표시됩니다. 그림 3A는 수정 된 및 unfertilized 배아의 미세한보기를 보여줍니다. Unfertilized 배아는 융모막 내부 파열 셀 (들) (검은 색 화살표) 수정 된 배아를하면서이 손상 및 (zebrafish 배아의 다양한 단계에 대한 세부 읽기 1 참조) 다음 세포 분열 상태로 성장 나타납니다과 일반적으로 불투명 및 / 또는 있습니다. 수정 된과 unfertilized 계란은 각각 그림 3B에 표시하고 3C 있습니다. 그림 4의 높은 배율보기 연구자 남성과 여성 zebrafish를 구분하는 데 도움이 여자 zebrafish의 산란관을 보여줍니다. zebrafish 실험실에서 발생할 수있는 몇 가지 중요한 문제가 / 개인 모두 하우징 시스템의 탱크, 낮은 물 품질 및 순환 시스템의 파이프 또는 저장소의 누설에 대한 물 공급의 막힘 등이 있습니다. 또한,번식의 배아를 얻기에 문제가 또 다른 문제가 될 수 있습니다. 이러한 문제의 해결은 아래에 설명되어 있습니다. <img src="/files/ftp_upload/4196/4196fig1.jpg" alt="그림 1" /> 그림 1. 남성 zebrafish (A)과 여성 zebrafish (B, C)의 그림. <img src="/files/ftp_upload/4196/4196fig2.jpg" alt="그림 2" /> 그림 2. 12 배 (A), 90X (B)에서 하나의 염수 새우, 그리고 90X (C)에서 unfertilized 염수 새우 계란의 염수 새우의 현미경보기. <img src="/files/ftp_upload/4196/4196fig3.jpg" alt="그림 3" /> 그림 3. 두 달걀 unfertilized 아르 수정 된 및 unfertilized 계란의 미세보기 (16X)가, unfertilized 달걀 (A) 검은 색 화살표로 표시됩니다. 높은 배율의 전망 (90X) 수정 된 (B)와 unfertilized 계란 (C). <img src="/files/ftp_upload/4196/4196fig4.jpg" alt="그림 4" /> 그림 4. 여자 zebrafish의 산란관 (검은 색 화살표로 표시) 그림. <table border="1"><tbody><tr><td fo:width="2in"> 매개 변수 </td><td fo:width="3in"> 최적의 범위 </td></tr><tr><td> 알칼리도 </td><td> 50-150 MG / L CaCO 3 </td></tr><tr><td> 피에이치 </td><td> 6.8-7.5 (6.0-8.5은 용납) </td></tr><tr><td> 온도 </td><td> 26-28.5 ° C </td></tr><tr><td> 경도 </td><td> 50-100 MG / L CaCO 3 </td></tr><tr><td> 취소 이온화 암모니아 </td><td> &lt;0.02 MG / L </td></tr><tr><td> 질산염 (NO 3 -) </td><td> &lt;50 MG / L </td></tr><tr><td> 아질산 (NO이 없습니다 -) </td><td> &lt;0.1 ​​MG / L </td></tr><tr><td> 용존 산소 </td><td> &gt; 6.0 MG / L </td></tr><tr><td> 염분 </td><td> 0.5-1 g / L </td></tr><tr><td> 전도성 </td><td> 300 -1,500 μS </td></tr></tbody></table> 표 2. 수질 매개 변수입니다. 수질 매개 변수입니다. zebrafish 수족관 11 환경 매개 변수의 최적 범위입니다.

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Regular Care and Maintenance of a Zebrafish Danio rerio Laboratory: An Introduction

이 프로토콜은 zebrafish 축산을위한 최적의 조건을 유지하기 위해 정기적 인 유지 보수 및 관리를 간략하게 설명합니다. 비디오 시스템 유지 보수, 일반 주택, 먹이, 사육하고, zebrafish 애벌레의 양육에 대한 프로토콜을 보여줍니다.

Zebrafish의 일반 관리 및 유지 관리 (<em&gt; Danio rerio</em&gt;) 실험실 : 소개

This protocol describes regular care and maintenance of a zebrafish laboratory. Zebrafish are now gaining popularity in genetics, pharmacological and ...

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Research

JoVE Journal

Biology

Regular Care and Maintenance of a Zebrafish (Danio rerio) Laboratory: An Introduction

88.3K 조회수.  Edith Cowan University. 이 프로토콜은 zebrafish 축산을위한 최적의 조건을 유지하기 위해 정기적 인 유지 보수 및 관리를 간략하게 설명합니다. 비디오 시스템 유지 보수, 일반 주택, 먹이, 사육하고, zebrafish 애벌레의 양육에 대한 프로토콜을 보여줍니다.

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Gross and Fine Dissection of Inner Ear Sensory Epithelia in Adult Zebrafish (Danio rerio)

Neurosensory epithelia in the inner ear are the crucial structures for hearing and balance functions. Therefore, it is important to understand the cellular and molecular features of the epithelia, which are mainly composed of two types of cells: hair cells (HCs) and supporting cells (SCs). Here we choose to study the inner ear sensory epithelia in adult zebrafish not only because the epithelial structures are highly conserved in all vertebrates studied, but also because the adult zebrafish is able to regenerate HCs, an ability that mammals lose shortly after birth. We use the inner ear of adult zebrafish as a model system to study the mechanisms of inner ear HC regeneration in adult vertebrates that could be helpful for clinical therapy of hearing/balance deficits in human as a result of HC loss.
Here we demonstrate how to do gross and fine dissections of inner ear sensory epithelia in adult zebrafish. The gross dissection removes the tissues surrounding the inner ear and is helpful for preparing tissue sections, which allows us to examine the detailed structure of the sensory epithelia. The fine dissection cleans up the non-sensory-epithelial tissues of each individual epithelium and enables us to examine the heterogeneity of the whole epithelium easily in whole-mount epithelial samples.

Gross and Fine Dissection of Inner Ear Sensory Epithelia in Adult Zebrafish Danio rerio

The inner ear sensory epithelium of adult zebrafish is a good model system for understanding the mechanisms of hair cell regeneration in adult vertebrates. This protocol demonstrates the fine dissection of the epithelia, through which we can get tissue samples for studying the regenerative events at cellular and subcellular levels.

성인 Zebrafish에서 내이 (内耳) 감각 상피 조직의 총과 파인 해부 ( Danio rerio)

Neurosensory epithelia in the inner ear are the crucial structures for hearing and balance functions. Therefore, it is important to understand the ...

연구

생물학

Heart Dissection in Larval, Juvenile and Adult Zebrafish, Danio rerio

Zebrafish have become a beneficial and practical model organism for the study of embryonic heart development (see recent reviews1-6), however, work examining post-embryonic through adult cardiac development has been limited7-10. Examining the changing morphology of the maturing and aging heart are restricted by the lack of techniques available for staging and isolating juvenile and adult hearts. In order to analyze heart development over the fish's lifespan, we dissect zebrafish hearts at numerous stages and photograph them for further analysis11. The morphological features of the heart can easily be quantified and individual hearts can be further analyzed by a host of standard methods. Zebrafish grow at variable rates and maturation correlates better with fish size than age, thus, post-fixation, we photograph and measure fish length as a gauge of fish maturation. This protocol explains two distinct, size dependent dissection techniques for zebrafish, ranging from larvae 3.5mm standard length (SL) with hearts of 100&mu;m ventricle length (VL), to adults, with SL of 30mm and VL 1mm or larger. Larval and adult fish have quite distinct body and organ morphology. Larvae are not only significantly smaller, they have less pigment and each organ is visually very difficult to identify. For this reason, we use distinct dissection techniques.
We used pre-dissection fixation procedures, as we discovered that hearts dissected directly after euthanization have a more variable morphology, with very loose and balloon like atria compared with hearts removed following fixation. The fish fixed prior to dissection, retain in vivo morphology and chamber position (data not shown). In addition, for demonstration purposes, we take advantage of the heart (myocardial) specific GFP transgenic Tg(myl7:GFP)twu34 (12), which allows us to visualize the entire heart and is particularly useful at early stages in development when the cardiac morphology is less distinct from surrounding tissues. Dissection of the heart makes further analysis of the cell and molecular biology underlying heart development and maturation using in situ hybridization, immunohistochemistry, RNA extraction or other analytical methods easier in post-embryonic zebrafish. This protocol will provide a valuable technique for the study of cardiac development maturation and aging.

Heart Dissection in Larval, Juvenile and Adult Zebrafish, Danio rerio

A clear, standardized method for dissection and isolation of the zebrafish heart at multiple developmental stages are described. Annotation and quantification techniques are also discussed.

애벌레의 심장 해부, 소년과 성인 Zebrafish, Danio rerio</em

Zebrafish have become a beneficial and practical model organism for the study of embryonic heart development (see recent reviews1-6), however, work ...

In Vivo Modeling of the Morbid Human Genome using Danio rerio

Here, we present methods for the development of assays to query potentially clinically significant nonsynonymous changes using in vivo complementation in zebrafish. Zebrafish (Danio rerio) are a useful animal system due to their experimental tractability; embryos are transparent to enable facile viewing, undergo rapid development ex vivo, and can be genetically manipulated.1 These aspects have allowed for significant advances in the analysis of embryogenesis, molecular processes, and morphogenetic signaling. Taken together, the advantages of this vertebrate model make zebrafish highly amenable to modeling the developmental defects in pediatric disease, and in some cases, adult-onset disorders. Because the zebrafish genome is highly conserved with that of humans (~70% orthologous), it is possible to recapitulate human disease states in zebrafish. This is accomplished either through the injection of mutant human mRNA to induce dominant negative or gain of function alleles, or utilization of morpholino (MO) antisense oligonucleotides to suppress genes to mimic loss of function variants. Through complementation of MO-induced phenotypes with capped human mRNA, our approach enables the interpretation of the deleterious effect of mutations on human protein sequence based on the ability of mutant mRNA to rescue a measurable, physiologically relevant phenotype. Modeling of the human disease alleles occurs through microinjection of zebrafish embryos with MO and/or human mRNA at the 1-4 cell stage, and phenotyping up to seven days post fertilization (dpf). This general strategy can be extended to a wide range of disease phenotypes, as demonstrated in the following protocol. We present our established models for morphogenetic signaling, craniofacial, cardiac, vascular integrity, renal function, and skeletal muscle disorder phenotypes, as well as others.

In Vivo Modeling of the Morbid Human Genome using Danio rerio

Here, we present a systematic approach for developing physiologically relevant, sensitive and specific in vivo assays for interpreting variation in human pathology. Transient genetic manipulation via microinjection of WT and mutant human mRNA and morpholino (MO) antisense oligonucleotides harness the tractability of the developing zebrafish embryo to rapidly assay pathogenic mutations, especially, but not exclusively, in the context of human developmental disorders.

Danio rerio를 사용하여 병적 인 인간 게놈의 생체 모델링에

Here,  we present methods for the development of assays to query potentially clinically  significant nonsynonymous changes using in  vivo complementation ...

High Throughput Danio Rerio Energy Expenditure Assay

Zebrafish are an important model organism with inherent advantages that have the potential to make zebrafish a widely applied model for the study of energy homeostasis and obesity. The small size of zebrafish allows for assays on embryos to be conducted in a 96- or 384-well plate format, Morpholino and CRISPR based technologies promote ease of genetic manipulation, and drug treatment by bath application is viable. Moreover, zebrafish are ideal for forward genetic screens allowing for novel gene discovery. Given the relative novelty of zebrafish as a model for obesity, it is necessary to develop tools that fully exploit these benefits. Herein, we describe a method to measure energy expenditure in thousands of embryonic zebrafish simultaneously. We have developed a whole animal microplate platform in which we use 96-well plates to isolate individual fish and we assess cumulative NADH2 production using the commercially available cell culture viability reagent alamarBlue. In poikilotherms the relationship between NADH2 production and energy expenditure is tightly linked. This energy expenditure assay creates the potential to rapidly screen pharmacological or genetic manipulations that directly alter energy expenditure or alter the response to an applied drug (e.g. insulin sensitizers).

High Throughput Danio Rerio Energy Expenditure Assay

Zebrafish are an important model organism for the study of energy homeostasis. By utilizing a NADH2 sensitive redox indicator, alamar Blue, we have developed an assay that measures the metabolic rate of zebrafish larvae in a 96 well plate format and can be applied to drug or gene discovery.

높은 처리량<em&gt; 다니오 레 리오 (rerio)</em&gt; 에너지 지출 분석

Zebrafish are an important model organism with inherent advantages that have the potential to make zebrafish a widely applied model for the study of ...

Maintenance of a Drosophila melanogaster Population Cage

Large quantities of DNA, RNA, proteins and other cellular components are often required for biochemistry and molecular biology experiments. The short life cycle of Drosophila enables collection of large quantities of material from embryos, larvae, pupae and adult flies, in a synchronized way, at a low economic cost. A major strategy for propagating large numbers of flies is the use of a fly population cage. This useful and common tool in the Drososphila community is an efficient way to regularly produce milligrams to tens of grams of embryos, depending on uniformity of developmental stage desired. While a population cage can be time consuming to set up, maintaining a cage over months takes much less time and enables rapid collection of biological material in a short period. This paper describes a detailed and flexible protocol for the maintenance of a Drosophila melanogaster population cage, starting with 1.5 g of harvested material from the previous cycle.

Maintenance of a Drosophila melanogaster Population Cage

This manuscript reports a detailed protocol for culturing, on a regular basis, a population of Drosophila melanogaster using a fly population cage.

(A)의 유지 보수<em&gt; 노랑 초파리</em&gt; 인구 케이지

Large quantities of DNA, RNA, proteins and other cellular components are often required for biochemistry and molecular biology experiments. The short life ...

Nephrotoxin Microinjection in Zebrafish to Model Acute Kidney Injury

The kidneys are susceptible to harm from exposure to chemicals they filter from the bloodstream. This can lead to organ injury associated with a rapid decline in renal function and development of the clinical syndrome known as acute kidney injury (AKI). Pharmacological agents used to treat medical circumstances ranging from bacterial infection to cancer, when administered individually or in combination with other drugs, can initiate AKI. Zebrafish are a useful animal model to study the chemical effects on renal function in vivo, as they form an embryonic kidney comprised of nephron functional units that are conserved with higher vertebrates, including humans. Further, zebrafish can be utilized to perform genetic and chemical screens, which provide opportunities to elucidate the cellular and molecular facets of AKI and develop therapeutic strategies such as the identification of nephroprotective molecules. Here, we demonstrate how microinjection into the zebrafish embryo can be utilized as a paradigm for nephrotoxin studies.

Renal injuries incurred from nephrotoxins, which include drugs ranging from antibiotics to chemotherapeutics, can result in complex disorders whose pathogenesis remains incompletely understood. This protocol demonstrates how zebrafish can be used for disease modeling of these conditions, which can be applied to the identification of renoprotective measures.

Zebrafish의에서 콩팥 세포 독소 미세 주입은 급성 신장 손상을 모델링하기

The kidneys are susceptible to harm from exposure to chemicals they filter from the bloodstream. This can lead to organ injury associated with a rapid ...

Detecting Estrogenic Ligands in Personal Care Products using a Yeast Estrogen Screen Optimized for the Undergraduate Teaching Laboratory

The Yeast Estrogen Screen (YES) is used to detect estrogenic ligands in environmental samples and has been broadly applied in studies of endocrine disruption. Estrogenic ligands include both natural and manmade &#34;Environmental Estrogens&#34; (EEs) found in many consumer goods including Personal Care Products (PCPs), plastics, pesticides, and foods. EEs disrupt hormone signaling in humans and other animals, potentially reducing fertility and increasing disease risk. Despite the importance of EEs and other Endocrine Disrupting Chemicals (EDCs) to public health, endocrine disruption is not typically included in undergraduate curricula. This shortcoming is partly due to a lack of relevant laboratory activities that illustrate the principles involved while also being accessible to undergraduate students. This article presents an optimized YES for quantifying ligands in personal care products that bind estrogen receptors alpha (ER&#945;) and/or beta (ER&#946;). The method incorporates one of the two colorimetric substrates (ortho-nitrophenyl-&#946;-D-galactopyranoside (ONPG) or chlorophenol red-&#946;-D-galactopyranoside (CPRG)) that are cleaved by &#946;-galactosidase, a 6-day refrigerated incubation step to facilitate use in undergraduate laboratory courses, an automated application for LacZ calculations, and R code for the associated 4-parameter logistic regression analysis. The protocol has been designed to allow undergraduate students to develop and conduct experiments in which they screen products of their choosing for estrogen mimics. In the process, they learn about endocrine disruption, cell culture, receptor binding, enzyme activity, genetic engineering, statistics, and experimental design. Simultaneously, they also practice fundamental and broadly applicable laboratory skills, such as: calculating concentrations; making solutions; demonstrating sterile technique; serially diluting standards; constructing and interpolating standard curves; identifying variables and controls; collecting, organizing, and analyzing data; constructing and interpreting graphs; and using common laboratory equipment such as micropipettors and spectrophotometers. Thus, implementing this assay encourages students to engage in inquiry-based learning while exploring emerging issues in environmental science and health.

This article presents an optimized yeast estrogen screen for quantifying ligands in Personal Care Products (PCPs) that bind estrogen receptors alpha (ER&#945;) and/or beta (ER&#946;). The method incorporates two colorimetric substrate options, a six-day refrigerated incubation for use in undergraduate courses, and statistical tools for data analysis.

학부 교육 연구소에 대 한 효 모 에스트로겐 화면 최적화를 사용 하는 퍼스널 케어 제품에서 Estrogenic Ligands를 검출

The Yeast Estrogen Screen (YES) is used to detect estrogenic ligands in environmental samples and has been broadly applied in studies of endocrine ...

Anaerobic Growth and Maintenance of Mammalian Cell Lines

Most mucosal surfaces along with the midpoints in tumors and stem cell niches are geographic areas of the body that are anoxic. Previous studies show that the incubation in normoxic (5% CO2 in air) or hypoxic (low oxygen levels) conditions followed by an anoxic incubation (an absence of free oxygen) results in limited viability (2&#8211;3 days). A novel methodology was developed that enables an anoxic cell cultivation (for at least 17 days; the maximum time tested). The most critical aspect of this methodology is to ensure that no oxygen is introduced into the system. This is obtained by the degassing of media, and by flushing tubes, dishes, flasks, and pipettes with an anaerobic gas mixture (H2, CO2, N2) followed by permitting the materials to equilibrate to the anoxic (non-oxygen) environment prior to usage.&#160;Additional care must be exercised when acquiring photomicrographs to ensure that the micrographs obtained do not contain artifacts. In the absence of oxygen, cell morphology is significantly altered. Two distinct morphotypes are noted for all anaerobically-grown cells. The ability to grow and maintain mammalian cells in the absence of oxygen can be applied to the analysis of cell physiology, polymicrobial interactions, and the characterization of biosynthetic pathways for novel cancer drug development.

Here, we describe a new method that enables the anaerobic long-term cultivation of established cell lines. The maximum survival time that was tested is 17 days. This method is suitable for the testing of cytotoxic agents and exploring the physiology of anoxically replicating cells.

혐 기성 성장 및 포유류 세포의 유지 보수

Most mucosal surfaces along with the midpoints in tumors and stem cell niches are geographic areas of the body that are anoxic. Previous studies show that ...

Establishment and Maintenance of Gnotobiotic American Cockroaches (Periplaneta americana)

Gnotobiotic animals are a powerful tool for the study of controls on microbiome structure and function. Presented here is a protocol for the establishment and maintenance of gnotobiotic American cockroaches (Periplaneta americana). This approach includes built-in sterility checks for ongoing quality control. Gnotobiotic insects are defined here as cockroaches that still contain their vertically transmitted endosymbiont (Blattabacterium) but lack other microbes that normally reside on their surface and in their digestive tract. For this protocol, egg cases (oothecae) are removed from a (nonsterile) stock colony and surface sterilized. Once collected and sterilized, the oothecae are incubated at 30 &#176;C for approximately 4&#8722;6 weeks on brain-heart infusion (BHI) agar until they hatch or are removed due to contamination. Hatched nymphs are transferred to an Erlenmeyer flask containing a BHI floor, sterile water, and sterile rat food. To ensure that the nymphs are not housing microbes that are unable to grow on BHI in the given conditions, an additional quality control measure uses restriction fragment-length polymorphism (RFLP) to test for nonendosymbiotic microbes. Gnotobiotic nymphs generated using this approach can be inoculated with simple or complex microbial communities and used as a tool in gut microbiome studies.

Establishment and Maintenance of Gnotobiotic American Cockroaches Periplaneta americana

This protocol is used in establishing and maintaining gnotobiotic American cockroaches (Periplaneta americana) by surface sterilizing the egg cases (oothecae) prior to hatching. These gnotobiotic insects contain their vertically transmitted Blattabacterium endosymbionts but have axenic guts.

그노토바이오틱 아메리칸 바퀴벌레설립 및 유지보수(페리플라나 아메리카나)

Gnotobiotic animals are a powerful tool for the study of controls on microbiome structure and function. Presented here is a protocol for the establishment ...

Fluorescence In Situ Hybridization on DNA Halo Preparations to Reveal Whole Chromosomes, Telomeres and Gene Loci

The genome is associated with several structures inside cell nuclei, in order to regulate its activity and anchor it in specific locations. These structures are collectively known as the nucleoskeleton and include the nuclear lamina, the nucleoli, and nuclear bodies. Although many variants of fluorescence in situ hybridization (FISH) exist to study the genome and its organization, these are often limited by resolution and provide insufficient information on the genome&#39;s association with nuclear structures. The DNA halo method uses high salt concentrations and nonionic detergents to generate DNA loops that remain anchored to structures within nuclei through attachment regions within the genome. Here, soluble nuclear proteins, such as histones, lipids, and DNA not tightly bound to the nuclear matrix, are extracted. This leads to the formation of a halo of unattached DNA surrounding a residual nucleus which itself contains DNA closely associated with internal nuclear structures and extraction-resistant proteins. These extended DNA strands enable increased resolution and can facilitate physical mapping. In combination with FISH, this method has the added advantage of studying genomic interactions with all the structures that the genome is anchored by. This technique, termed HALO-FISH, is highly versatile whereby DNA halos can be coupled with nucleic acid probes to reveal gene loci, whole chromosomes, alpha satellite, telomeres and even RNA. This technique provides an insight into nuclear organization and function in normal&#160;cells and in disease progression such as with cancer.

Combining DNA halo preparations with fluorescence in situ hybridization enables high-resolution analysis of genomic interactions with the nucleoskeleton. Attached genome leads to hybridized fluorescent signals located within the residual extracted nuclei, whereas non-attached genome is in the halo of DNA surrounding the residual nuclei.