저자는 Brogan, 손님 미셸 위버, 그리고 순영이 Lippert을 인정하고 싶습니다. 본 연구를위한 기금은 NIH 그랜트 R03EB009237뿐만 아니라 국민의 생명 이미징 및 생물 공학 연구소와 T32HL076124-05에서 NIH 교육 교부금 T32EB001026-06에 의해 제공되었다.

1. 조직 준비 및 실험 설정 <ol><li> 즉시 도살장 또는 연구 시설에서 안락사 이후 초과 피가 묻은 손을 씻어 수확 돼지의 기관. 심방과 대동맥을 그대로 유지 초과 지방 및 조직의 마음을 잘라. 거리에 대동맥에서 폐동맥을 분리 할 지방 트림. 조직에 상처가있는 경우, 적절하게 폐기하십시오. </li><li> 냉동고 종이에 개별적으로 마음을 정리하고 완전한 냉동을 보장하기 위해 최소 24 시간에 -80 ° C의 냉동고에있는 모든 조직을 저장합니다. </li><li> 할 때 사용 (보통 미만 3 개월), 밤 4 ° C.에서 4 L의 비커에 잠겨 1 형 물에 해동 한 그대로 냉동 돼지의 심장 준비 </li><li> 마음이 완전히 해동 한 후, 심장이 건조 두드려 마음을 무게, 그리고 무게를 기록합니다. 시장 무게 돼지의 심장은 약 3백75-4백50g 무게해야합니다. </li><li> 가시 감속기의 ¼ &quot;끝으로 크기를 18 Masterflex 관을 연결합니다. 가시 감속기를 넣고대동맥 내부 튜브. 단지 팔 머리 트렁크 아래의 장소 2 호스 클램프 또는 대동맥 주위 안전한 우편 관계. 감속기와 튜브는 대동맥 밸브 위에 유지해야하며, 관상 동맥이 (그림 1) perfused 할 수 있도록. </li><li> 유형 I 물 튜브를 채우기 위해 30 또는 60 ML의 주사기를 사용합니다. 대략 중간 지점에 Masterflex 롤러 펌프의 카트리지 내에 튜브를 삽입합니다. 유입 물 2.5 L로 가득 4 L의 비커의 바닥에있는 튜브의 끝과 튜브를 확보 잠기. </li><li> 물이 담겨있는 비커에 심장과 기포를 제거하는 주요 펌프를 놓으십시오. 거품이 튜브가 삽입되어있는 대동맥에서 오는 관찰하는 경우 대동맥 추가 관계로 재배치 또는 보안해야 할 수 있습니다. 밀폐 씰은 decellularization 프로세스 (그림 2)에 적절한 압력을 유지하는 것이 중요합니다. </li><li> 0.2 % Trypsin/0.05 % EDTA/0.05 % 할머니 3 L를 포함하는 4 L의 비커를 놓고판을 저어 37에 따뜻하게에 ° C decellularization 과정의 준비 3 솔루션입니다. </li></ol> 2. 조직 린스 <ol><li> 올바른 튜​​브 크기가 선택되어 있도록, 400 ML / 분의 유량으로 펌프를 설정합니다. 15-25 분 동안 I 물을 입력으로 마음을 플러시. 펌프가 시작되면서 마음은 팽창과 심실에서 혈액을 발산한다. 신선한 솔루션은 모든 5-10 분 대체, 또는 심장에서 제거 혈액의 양에 따라 필요합니다. 혈액은 심장에서 했소하지 않는 경우, 필요에 따라 튜브와 클램프를 조정합니다. </li><li> 펌프를 중지하고 배 인산로 가득 별도의 비커에 마음을 전송할는 식염 (PBS)를 버퍼. 튜브는 솔루션에 잠수 한 후, 펌프를 시작하고 700 ML / 분으로 유량을 향상시킬 수 있습니다. 마음이 솔루션마다 5 분을 변경, 15 분에 대한 솔루션 유지됩니다. 각 솔루션 변경 사항은 조직과 튜브가 이동하는 동안 일시적으로 중지 할 펌프가 필요합니다새로운 비커합니다. </li><li> 10 분에 I 물을 입력하고 750 ML / 분으로 유량을 증가 심장을 전송합니다. </li></ol> 3. Decellularization 및 솔루션 재관류 <ol><li> 37 세 할머니 0.2 % Trypsin/0.05 % EDTA/0.05 %를 포함하는 비커에 마음을 전송 ° C. 1200 ML / 분에 펌프 속도를 증가하고 펌프를 시작합니다. 비커에 솔루션을 순환 할 수있는 비커의 바닥에 배치 저어 줄을 사용하십시오. 마음은 3 시간 총 37 ° C에서 0.2 % Trypsin/0.05 % EDTA/0.05 % 할머니 3 솔루션에 남아 있어야합니다. 1 시간 후, 1500 ML / 분에 펌프 속도를 향상시킬 수 있습니다. 추가 시간 후, 1800 ML / 분에 펌프 속도를 향상시킬 수 있습니다. 조직은 천천히 조건 조직을로 증가 관류 속도를 받게과 혈관의 파열을 방지합니다. 마음은 프로토콜이 단계에서 크기로 팽창 거의 두 번합니다. 조직 회에 걸쳐 심방에서 꼭대기까지 진행, 자연 색상을 잃게됩니다전자 프로토콜 (그림 3). </li><li> 각 솔루션 재관류 후, 린스 두 단계는 세포 파편, 화학 잔류 물, 그리고 원조 세포 용해를 제거하는 수행됩니다. 각 린스은 10 분으로 구성되어 전 10 분 뒤에 물이 상온에서 2 배 PBS 솔루션을 씻어 유형에 씻어. 각 헛된 솔루션을 헹굼 추가, 침수 마음을 포함하고있는 비커 안에 perfusate를 순환, 원래 비커의 용액의 제거로 구성되어 있습니다. 다음 0.2 % Trypsin/0.05 % EDTA/0.05 % 할머니 3 해결책 후, perfuse 1900 ML / 분의 물과 1950 ML / 분에서 2 배 PBS를 perfuse. </li><li> 3퍼센트 상온에서 튼 X-100/0.05 % EDTA/0.05 % 할머니 3의 솔루션으로 마음을 전송합니다. 2000 ML / 1 시간 분, perfuse 솔루션에 펌프 속도를 향상시킬 수 있습니다. 비커의 용액을 제거하고 신선한 솔루션으로 교체 2100 ML / 분에 펌프 속도를 높일 수 있으며, 추가 시간 반 동안 신선한 솔루션을 perfuse, 총 시간을 가져3퍼센트 튼 X-100/0.05 % EDTA/0.05 % 할머니 3 2.5 시간합니다. </li><li> 2180 ML / 10 분 각각에 대한 분에 2150 ML / 분, 배 PBS에서 유형 I 물에 조직을 씻어. </li><li> 실온에서 4 % 나트륨 Deoxycholate 솔루션에 마음을 전송합니다. 2200 ML / 분, 3 시간에 perfuse 솔루션에 펌프 속도를 향상시킬 수 있습니다. </li><li> 에서 유형 I 물에 조직을 씻어 배 PBS 2200에서 각 솔루션 5-10 분 후 솔루션을 변경하는 15 분마다에 대한 ML / 분. 설명 재관류 단계는 두 번 헹굼 단계를 수행, 4 ° C에서 하루 아침에 첨부 된 튜브로 마음을 저장하여 여러 일 동안 분할 및 유형 I 물에 잠겨 할 수 있습니다. </li><li> 다음 날, 5 분 ML / 분 1,500에서 1X PBS로 씻어 5 분 뒤에, 750 ML / 분에서 유형 I 물로 씻어 수행합니다. 프로토콜은 다음 적절한 솔루션에 설명 된 유속으로 계속 될 수 있습니다. </li></ol> 4. 소독 및 최종 처리 <ol><li> 0.1 % perac로 마음을 전송etic 산 / 2200 ML / 분에서 4 %의 에탄올 솔루션과 1.5 시간에 대한 perfuse 솔루션입니다. </li><li> 조직에 대한 최종 린스는 모두 2200 ML / 분에서 수행됩니다. 유형 I 물에 두 개의 5 분 세차 다음 15 분을 위해 1X PBS로 조직을 Perfuse. 린스의이 시리즈는 솔루션 재관류 절차를 완료하기 위해 한번 더 반복됩니다. </li><li> 펌프를 끄고 마음을 배수하는 솔루션에서 마음을 제거합니다. 대동맥의 인연을 끊고, 모든 튜브를 제거하고 1 시간에 소모 할 수있는 빈 비커에 마음을 놓으십시오. 초과 액체는 정기적으로 배수해야합니다. 완전히 마음 (그림 4) 배수하기 위해 흡수 패드에 마음을 놓는다. </li><li> 물 대부분이 제거되면 심장 세포 외 기질 (C-ECM)의 무게를 기록합니다. 심장은 decellularization 과정에서 초기 체중의 약 20~25%을 잃게 할 것으로 예상 할 수 있습니다. </li><li> 오른쪽과 왼쪽 심실뿐만 아니라, DNA quantificati에 대한 심실 중격을 관통 해부와 조직 학적 처리 위해서는 조직 전체 decellularization (그림 5) 확인합니다. </li><li> lyophilization 전에 최소한 2 시간에 -80 ° C에서 C-ECM을 멈춰 봐. </li></ol>

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	<li>Ott, H. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Regeneration+and+orthotopic+transplantation+of+a+bioartificial+lung.">Regeneration and orthotopic transplantation of a bioartificial lung.</a> Nat. Med. 16, 927-933 (2010).</li><li>Ott, H. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Perfusion-decellularized+matrix:+using+nature's+platform+to+engineer+a+bioartificial+heart.">Perfusion-decellularized matrix: using nature's platform to engineer a bioartificial heart.</a> Nat. Med. , (2008).</li><li>Petersen, T. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Tissue-engineered+lungs+for+in+vivo+implantation.">Tissue-engineered lungs for in vivo implantation.</a> Science. 329, 538-541 (2010).</li><li>Uygun, B. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Organ+reengineering+through+development+of+a+transplantable+recellularized+liver+graft+using+decellularized+liver+matrix.">Organ reengineering through development of a transplantable recellularized liver graft using decellularized liver matrix.</a> Nat. Med. , (2010).</li><li>Wainwright, J. 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W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Strategies+for+tissue+and+organ+decellularization.">Strategies for tissue and organ decellularization.</a> Journal of cellular biochemistry. , (2012).</li><li>Gilbert, T. W., Sellaro, T. L., Badylak, S. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Decellularization+of+tissues+and+organs.">Decellularization of tissues and organs.</a> Biomaterials. 27, 3675-3683 (2006).</li><li>Akhyari, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+quest+for+an+optimized+protocol+for+whole-heart+decellularization:+a+comparison+of+three+popular+and+a+novel+decellularization+technique+and+their+diverse+effects+on+crucial+extracellular+matrix+qualities.">The quest for an optimized protocol for whole-heart decellularization: a comparison of three popular and a novel decellularization technique and their diverse effects on crucial extracellular matrix qualities.</a> Tissue Eng. 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M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Right+ventricular+outflow+tract+repair+with+a+cardiac+biologic+scaffold.">Right ventricular outflow tract repair with a cardiac biologic scaffold.</a> Cells, tissues, organs. 195, 159-170 (2012).</li></ol>

길버트 박사는 연구가 완료하는 동안 ACell 주식회사에서 과학 자문위원회에 있었는데, 최근 연구 및 개발의 부사장이되었다. ACell, Inc는 방광 매트릭스을 판매하고 본 연구에 상업적 관심이 없습니다.

현재 연구는 돼지의 마음의 일관되고 효율적인 decellularization에 대한 방법론을 설명했다. 프로토콜은 이전에 다음 ID로 출판 보고서 1 변형 등의 반복적 인 결과를 제공 흐름에 더 이상 노출 증가 압력을, 포함되어 있습니다. 그 결과 decellularized 조직은 조직이 성공적으로 decellularization에 게시 된 기준을 모두 만났다. 자주 솔루션으로 변경되며, 변경된 사항은 조직에 세포 물질의 재...

<table border="1"><tbody><tr><td> 시약 / 재료의 이름 </td><td> 회사 </td><td> 카탈로그 번호 </td><td> 코멘트 </td></tr><tr><td> 트립신 </td><td> Gibco </td><td> 15,090 </td><td></td></tr><tr><td> EDTA (에틸렌 다이아 민 테트라 초산) </td><td> 어부 </td><td> BP120-500 </td><td></td></tr><tr><td> 앤 3 </td><td> 시그마 </td><td> S2002-500G </td><td></td></tr><tr><td> 트리톤 X-100 </td><td> 시그마 </td><td> X100-1L </td><td></td></tr><tr><td> 10X PBS </td><td> 어부 </td><td> BP399-20 </td><td></td></tr><tr><td> 나트륨 Deoxycholate </td><td> 시그마 </td><td> D6750-500G </td><td></td></tr><tr><td> Peracetic 산 </td><td> Pfaltz와 바우어 </td><td> P05020 </td><td> 35% CAS # 79-21-0 </td></tr><tr><td> 에탄올 </td><td> Pharmco </td><td> 111000200 </td><td></tD&gt; </tr><tr><td> Masterflex 펌프 드라이브 </td><td> 콜 Parmer </td><td> SI-07524-50 </td><td></td></tr><tr><td> Masterflex 관 </td><td> 콜 Parmer </td><td> 96400-18 </td><td> 크기 18 </td></tr><tr><td> 가시 감속기 </td><td> 콜 Parmer </td><td> EW-30612-20 </td><td></td></tr><tr><td> 4L 비커 </td><td> 피셔 과학 </td><td> 02-540T </td><td></td></tr></tbody></table>

procedure for decellularization of porcine heart by retrograde coronary perfusion

크게 비계의 기본 구조를 유지하면서 재관류 기반 전체 오르간 decellularization은 최근, 특정 사이트 세포 외 기질 공사장 공중 발판을 만들 수있는 수단으로 조직 공학 분야에 대한 관심을 얻었습니다. 현재까지이 방식은 심장, 폐, 간 1-5을 포함한 장기 시스템의 다양한 활용되었습니다. 쉽게 접근 할 수 혈관 네트워크가없는 조직에 대한 이전 decellularization 방법은 세제, 산, 또는 주변 세포 환경 6-8에서 세포와 핵 구성 요소를 제거하는 수단으로 효소 트리트먼트 솔루션에 조직의 장시간 노출시 의존하고 있습니다. 그러나, 솔루션의 능력에 따라 이러한 방법 힌지의 효과는 확산을 통해 조직을 침투합니다. 대조적으로, 자연 혈관 시스템을 통해 기관의 재관류 효과적으로 확산 거리와 decellularizati의 촉진 수송을 감소조직에서 조직과 세포의 구성 요소에 에이전트 있습니다. 여기, 우리는 완전히 관상 동맥 재관류 역행을 통해 그대로 돼지의 심장을 decellularize하는 방법을 설명합니다. 프로토콜은 그대로 심장의 3 차원 구조를 완벽하게 decellularized 심장 세포 외 기질 (C-ECM) 비계를 굴복. 우리의 방법은 효소, 세제, 그리고 세포의 용해 및 제거에 도움 hypertonic과 hypotonic 린스와 커플 링 산 일련의를 사용했습니다. 프로토콜은 세포 물질의 제거에 도움 튼 X-100과 나트륨 deoxycholate 솔루션 다음 행렬의 세포를 분리하는 트립신 솔루션을 사용했습니다. 설명 프로토콜은보다 큰 2 L / 오랜 시간 동안 분 재관류 속도를 사용합니다. 세포 파편의 오염없이 조직에 대리인의 교통편을 허용 및 솔루션 변경과 결합 높은 유량은 조직의 린스 효과 보장. 설명 방법은 nati의 모든 핵 물질을 제거응용 프로그램의 다양한 사용할 수있는 특정 사이트 심장 ECM 비계를 만들고, 돼지의 심장 조직이 있어요.

전체 돼지의 마음에 decellularization의 효과는 자연적으로 크기의 차이, 압력 및 선박 배열로 인해 다릅니다. 따라서 파생 된 세포 외 기질 공사장 공중 발판의 정확한 구성은 마음에서 마음으로 동일하지 않습니다. 설명 프로토콜의 완성은 세포 물질의 손실을 나타내는 흰색 또는 반투명 나타납니다 마음을 얻을 것입니다. 그러나, 널리 조직이 몇 양적 매개 변수 팔의 조합에 따라 &quot;decellu...

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Procedure for Decellularization of Porcine Heart by Retrograde Coronary Perfusion

신속하고 완벽하게 역행 재관류를 통해 그대로 돼지의 심장에서 세포 구성 요소를 제거하는 방법이 설명되어 있습니다. 이 방법은 여러 임상 응용 프로그램에서 사용하기 위해 가능성이있는 사이트 특정 심장 세포 외 기질 비계를 산출.

퇴행성 관상 재관류에 의한 돼지 심장의 Decellularization 절차

Perfusion-based  whole organ decellularization has recently gained interest in the field of  tissue engineering as a means to create site-specific ...

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Research

JoVE Journal

Bioengineering

23.7K 조회수.  McGowan Institute for Regenerative Medicine. 신속하고 완벽하게 역행 재관류를 통해 그대로 돼지의 심장에서 세포 구성 요소를 제거하는 방법이 설명되어 있습니다. 이 방법은 여러 임상 응용 프로그램에서 사용하기 위해 가능성이있는 사이트 특정 심장 세포 외 기질 비계를 산출.

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Decellularization and Recellularization of Whole Livers

The liver is a complex organ which requires constant perfusion for delivery of nutrients and oxygen and removal of waste in order to survive1. Efforts to recreate or mimic the liver microstructure with grounds up approach using tissue engineering and microfabrication techniques have not been successful so far due to this design challenge. In addition, synthetic biomaterials used to create scaffolds for liver tissue engineering applications have been limited in inducing tissue regeneration and repair in large part due to the lack of specific cell binding motifs that would induce the proper cell functions2. Decellularized native tissues such blood vessels3and skin4on the other hand have found many applications in tissue engineering, and have provided a practical solution to some of the challenges. The advantage of decellularized native matrix is that it retains, to an extent, the original composition, and the microstructure, hence enhancing cell attachment and reorganization5.
In this work we describe the methods to perform perfusion-decellularization of the liver, such that an intact liver bioscaffold that retains the structure of major blood vessels is obtained. Further, we describe methods to recellularize these bioscaffolds with adult primary hepatocytes, creating a liver graft that is functional in vitro, and has the vessel access necessary for transplantation in vivo.

Perfusion decellularization is a novel technique to produce whole liver scaffolds that retains the organ's extracellular matrix composition and microarchitecture. Herein, the method of preparing whole organ scaffolds using perfusion decellularization and subsequent repopulation with hepatocytes is described. Functional and transplantable liver grafts can be generated using this technique.

전체 간은의 Decellularization 및 Recellularization

The liver is a complex organ which requires constant perfusion for delivery of nutrients and oxygen and removal of waste in order to survive1. Efforts to ...

연구

생체공학

Procedure for Decellularization of Rat Livers in an Oscillating-pressure Perfusion Device

Decellularization and recellularization of parenchymal organs may enable the generation of functional organs in vitro, and several protocols for rodent liver decellularization have already been published. We aimed to improve the decellularization process by construction of a proprietary perfusion device enabling selective perfusion via the portal vein and/or the hepatic artery. Furthermore, we sought to perform perfusion under oscillating surrounding pressure conditions to improve the homogeneity of decellularization. The homogeneity of perfusion decellularization has been an underestimated factor to date. During decellularization, areas within the organ that are poorly perfused may still contain cells, whereas the extracellular matrix (ECM) in well-perfused areas may already be affected by alkaline detergents. Oscillating pressure changes can mimic the intraabdominal pressure changes that occur during respiration to optimize microperfusion inside the liver. In the study presented here, decellularized rat liver matrices were analyzed by histological staining, DNA content analysis and corrosion casting. Perfusion via the hepatic artery showed more homogenous results than portal venous perfusion did. The application of oscillating pressure conditions improved the effectiveness of perfusion decellularization. Livers perfused via the hepatic artery and under oscillating pressure conditions showed the best results. The presented techniques for liver harvesting, cannulation and perfusion using our proprietary device enable sophisticated perfusion set-ups to improve decellularization and recellularization experiments in rat livers.

The presented techniques for liver harvesting, cannulation and perfusion using our proprietary device enable sophisticated perfusion set-ups to improve decellularization and recellularization experiments in rat livers.

진동 압 관류 장치에서 쥐 간을의 탈세 포화 절차

Decellularization and recellularization of parenchymal organs may enable the generation of functional organs in vitro, and several protocols for rodent ...

Decellularization of Whole Human Heart Inside a Pressurized Pouch in an Inverted Orientation

The ultimate solution for patients with end-stage heart failure is organ transplant. But donor hearts are limited, immunosuppression is required, and ultimately rejection can occur. Creating a functional, autologous bio-artificial heart could solve these challenges. Biofabrication of a heart comprised of scaffold and cells is one option. A natural scaffold with tissue-specific composition as well as micro- and macro-architecture can be obtained by decellularizing hearts from humans or large animals such as pigs. Decellularization involves washing out cellular debris while preserving 3D extracellular matrix and vasculature and allowing &#34;cellularization&#34; at a later timepoint. Capitalizing on our novel finding that perfusion decellularization of complex organs is possible, we developed a more &#34;physiological&#34; method to decellularize non-transplantable human hearts by placing them inside a pressurized pouch, in an inverted orientation, under controlled pressure. The purpose of using a pressurized pouch is to create pressure gradients across the aortic valve to keep it closed and improve myocardial perfusion. Simultaneous assessment of flow dynamics and cellular debris removal during decellularization allowed us to monitor both fluid inflow and debris outflow, thereby generating a scaffold that can be used either for simple cardiac repair (e.g. as a patch or valve scaffold) or as a whole-organ scaffold.

This method enables decellularization of a complex solid organ using a simple protocol based on osmotic shock and perfusion of ionic detergent with minimal organ matrix disruption. It comprises a novel decellularization technique for human hearts inside a pressurized pouch with real-time monitoring of flow dynamics and cellular debris outflow.

거꾸로 방향 가압된 주머니 안에 전체 인간의 마음의 decellularization

The ultimate solution for patients with end-stage heart failure is organ transplant. But donor hearts are limited, immunosuppression is required, and ...

Isolation and Decellularization of a Whole Porcine Pancreas

Tissue engineering of the whole pancreas can improve current treatments for diabetes mellitus. The ultimate goal is to tissue engineer pancreas from an allogeneic or xenogeneic source with human cells. A demonstration of methods for the efficient dissection, decellularization, and recellularization of porcine pancreas might benefit the field. Akin to human pancreases, porcine pancreases have a special anatomical arrangement with three lobes (splenic, duodenal, and connection) rounded by the duodenum and small intestine. The duodenal lobe of the pancreas connects to the duodenum by several small blood vessels. Tissue engineering of the pancreas is complicated because of its exocrine and endocrine nature. In this paper, we show a detailed protocol to dissect the whole porcine pancreas and decellularize it with detergents while saving its structure and some extracellular matrix components. To achieve complete perfusion, the aorta is chosen as inlet and the portal vein as outlet. The other blood vessels (hepatic artery, splenic vein, splenic artery,&#160;mesenteric artery and vein tree) and bile duct are ligated. To prevent the formation of thrombus, the pig is heparinized and, immediately after dissection, the organ is flushed with cold heparin. To inhibit the action of exocrine enzymes, the pancreas decellularization is set at 4 &#176;C. The decellularization is performed by perfusion of Triton X-100, sodium deoxycholate, and deoxyribonuclease, with an intermittent and final extensive washing. With a successful decellularization, the pancreas appears white, and a histological evaluation with hematoxylin and eosin shows an absence of nuclei with a preserved extracellular matrix structure. Thus, the proposed method can be used to successfully dissect and decellularize whole porcine pancreas.

Tissue engineering of the whole pancreas is a challenge because of its exocrine and endocrine functions. We show a method for the dissection of an intact porcine pancreas and the process of successful decellularization by perfusion of detergents Triton X-100, sodium deoxycholate, and deoxyribonuclease.

절연 및 전체 돼지 췌 장 Decellularization

Tissue engineering of the whole pancreas can improve current treatments for diabetes mellitus. The ultimate goal is to tissue engineer pancreas from an ...

Detection of Endotoxin in Nano-formulations Using Limulus Amoebocyte Lysate (LAL) Assays

When present in pharmaceutical products, a Gram-negative bacterial cell wall component endotoxin (often also called lipopolysaccharide) can cause inflammation, fever, hypo- or hypertension, and, in extreme cases, can lead to tissue and organ damage that may become fatal. The amounts of endotoxin in pharmaceutical products, therefore, are strictly regulated. Among the methods available for endotoxin detection and quantification, the Limulus Amoebocyte Lysate (LAL) assay is commonly used worldwide. While any pharmaceutical product can interfere with the LAL assay, nano-formulations represent a particular challenge due to their complexity. The purpose of this paper is to provide a practical guide to researchers inexperienced in estimating endotoxins in engineered nanomaterials and nanoparticle-formulated drugs. Herein, practical recommendations for performing three LAL formats including turbidity, chromogenic and gel-clot assays are discussed. These assays can be used to determine endotoxin contamination in nanotechnology-based drug products, vaccines, and adjuvants.

Detection of Endotoxin in Nano-formulations Using Limulus Amoebocyte Lysate LAL Assays

Detection of endotoxins in engineered nanomaterials represents one of the grand challenges in the field of nanomedicine. Here, we present a case study that describes the framework composed of three different LAL formats to estimate potential endotoxin contamination in nanoparticles.

나노 제형에도 Limulus Amoebocyte Lysate (LAL) 분석 실험을 사용 하 여

When present in pharmaceutical products, a Gram-negative bacterial cell wall component endotoxin (often also called lipopolysaccharide) can cause ...

Time-Resolved In Vivo Measurement of Neuropeptide Dynamics by Capacitive Immunoprobe in Porcine Heart

The ability to measure biomarkers in vivo relevant to the assessment of disease progression is of great interest to the scientific and medical communities. The resolution of results obtained from current methods of measuring certain biomarkers can take several days or weeks to obtain, as they can be limited in resolution both spatially and temporally (e.g., fluid compartment microdialysis of interstitial fluid analyzed by enzyme-linked immunosorbent assay [ELISA], high-performance liquid chromatography [HPLC], or mass spectrometry); thus, their guidance of timely diagnosis and treatment is disrupted. In the present study, a unique technique for detecting and measuring peptide transmitters in vivo through the use of a capacitive immunoprobe biosensor (CI probe) is reported. The fabrication protocol and in vitro characterization of these probes are described. Measurements of sympathetic stimulation-evoked neuropeptide Y (NPY) release in vivo are provided. NPY release is correlated to the sympathetic release of norepinephrine for reference. The data demonstrate an approach for the fast and localized measurement of neuropeptides in vivo. Future applications include intraoperative real-time assessment of disease progression and minimally invasive catheter-based deployment of these probes.

Time-Resolved In Vivo Measurement of Neuropeptide Dynamics by Capacitive Immunoprobe in Porcine Heart

Established immunochemical methods to measure peptide transmitters in vivo rely on microdialysis or bulk fluid draw to obtain the sample for offline analysis. However, these suffer from spatiotemporal limitations. The present protocol describes the fabrication and application of a capacitive immunoprobe biosensor that overcomes the limitations of the existing techniques.

돼지 심장에서 용량 성 면역 프로브에 의한 신경 펩티드 역학의 시간 해결 생체 내 측정

The ability to measure biomarkers in vivo relevant to the assessment of disease progression is of great interest to the scientific and medical ...

Procurement and Perfusion-Decellularization of Porcine Vascularized Flaps in a Customized Perfusion Bioreactor

Large volume soft tissue defects lead to functional deficits and can greatly impact the patient&#39;s quality of life. Although surgical reconstruction can be performed using autologous free flap transfer or vascularized composite allotransplantation (VCA), such methods also have disadvantages. Issues such as donor site morbidity and tissue availability limit autologous free flap transfer, while immunosuppression is a significant limitation of VCA. Engineered tissues in reconstructive surgery using decellularization/recellularization methods represent a possible solution. Decellularized tissues are generated using methods that remove native cellular material while preserving the underlying extracellular matrix (ECM) microarchitecture. These acellular scaffolds can then be subsequently recellularized with recipient-specific cells.
This protocol details the procurement and decellularization methods used to achieve acellular scaffolds in a pig model. In addition, it also provides a description of the perfusion bioreactor design and setup. The flaps include the porcine omentum, tensor fascia lata, and the radial forearm. Decellularization is performed via ex vivo perfusion of low concentration sodium dodecyl sulfate (SDS) detergent followed by DNase enzyme treatment and peracetic acid sterilization in a customized perfusion bioreactor.
Successful tissue decellularization is characterized by a white-opaque appearance of flaps macroscopically. Acellular flaps show the absence of nuclei on histological staining and a significant reduction in DNA content. This protocol can be used efficiently to generate decellularized soft tissue scaffolds with preserved ECM and vascular microarchitecture. Such scaffolds can be used in subsequent recellularization studies and have the potential for clinical translation in reconstructive surgery.

The protocol describes the surgical procurement and subsequent decellularization of vascularized porcine flaps by the perfusion of sodium dodecyl sulfate detergent through the flap vasculature in a customized perfusion bioreactor.

맞춤형 관류 생물 반응기에서 돼지 혈관 플랩의 조달 및 관류-탈세포화

Large volume soft tissue defects lead to functional deficits and can greatly impact the patient&#39;s quality of life. Although surgical reconstruction ...

Procurement and Decellularization of Rat Hindlimbs Using an Ex Vivo Perfusion-Based Bioreactor for Vascularized Composite Allotransplantation

Patients with severe traumatic injuries and tissue loss require complex surgical reconstruction. Vascularized composite allotransplantation (VCA) is an evolving reconstructive avenue for transferring multiple tissues as a composite subunit. Despite the promising nature of VCA, the long-term immunosuppressive requirements are a significant limitation due to the increased risk of malignancies, end-organ toxicity, and opportunistic infections. Tissue engineering of acellular composite scaffolds is a potential alternative in reducing the need for immunosuppression. Herein, the procurement of a rat hindlimb and its subsequent decellularization using sodium dodecyl sulfate (SDS) is described. The procurement strategy presented is based upon the common femoral artery. A machine perfusion-based bioreactor system was constructed and used for ex vivo decellularization of the hindlimb. Successful perfusion decellularization was performed, resulting in a white translucent-like appearance of the hindlimb. An intact, perfusable, vascular network throughout the hindlimb was observed. Histological analyses showed the removal of nuclear contents and the preservation of tissue architecture across all tissue compartments.

Procurement and Decellularization of Rat Hindlimbs Using an Ex Vivo Perfusion-Based Bioreactor for Vascularized Composite Allotransplantation

We describe the surgical technique and decellularization process for composite rat hindlimbs. Decellularization is conducted using low-concentration sodium dodecyl sulfate through an ex vivo machine perfusion system.

혈관화된 복합 동종 이식을 위한 생체 내 관류 기반 생물반응기를 사용한 쥐 뒷다리의 조달 및 탈세포화

Patients with severe traumatic injuries and tissue loss require complex surgical reconstruction. Vascularized composite allotransplantation (VCA) is an ...

Assessment of hydrodynamic properties in Mounted Porcine Aortic Valves (장착된 돼지 대동맥 판막의 유체역학적 특성 평가)

An Ex Vivo Porcine Model for Hydrodynamic Testing of Experimental Aortic Valve Procedures and Novel Medical Devices

The options for testing new cardiac procedures and investigative medical devices prior to use in an animal model are limited. In this study, we present a method for mounting a porcine aortic valve in a pulse duplicator to evaluate its hydrodynamic properties. These properties can then be evaluated before and after the procedure under investigation is performed and/or the investigative medical device is applied. Securing the inflow segment presents some difficulty owing to the lack of circumferential myocardium in the left ventricular outflow tract. This method addresses that issue by securing the inflow segment using the anterior leaflet of the mitral valve and then suturing the left ventricular free wall around the inflow fixture. The outflow segment is secured simply by inserting the fixture into an incision in the superior aspect of the aortic arch. We found that specimens had significantly different hydrodynamic properties before and after tissue fixation. This finding induced us to use fresh specimens in our testing and should be considered when using this method. In our work, we used this method to test novel intracardiac patch materials for use in the valvular position by performing an aortic valve neocuspidization procedure (Ozaki procedure) on the mounted porcine aortic valves. These valves were tested before and after the procedure to assess the change in hydrodynamic properties in comparison to the native valve. Herein, we report a platform for hydrodynamic testing of experimental aortic valve procedures that enables comparison with the native valve and between different devices and techniques used for the procedure under investigation.

저자 스포트라이트: 대형 동물 연구에 착수하기 전에 심장 시술 검사의 발전 

We present a method for mounting a porcine aortic valve on a pulse duplicator to test its hydrodynamic properties. This method can be used to determine the change in hydrodynamics after the application of an experimental procedure or novel medical device prior to use in a large animal model.

실험적 대동맥 판막 시술 및 새로운 의료 기기의 유체역학 테스트를 위한 생체 외 돼지 모델

The options for testing new cardiac procedures and investigative medical devices prior to use in an animal model are limited. In this study, we present a ...