우리는 그들의 조언과 도움 의견을 Tsirka 실험실의 구성원을 감사드립니다. 이 작품은 JCN에 RB, NSF-3MT IGERT와 LT에 터너 논문 교제와 NSF-3MT IGERT로 12PRE12060489을 설정하려면 R01NS42168에 의해 지원되었다.

1. 해부 (0 일) <ol><li> 저체온증을 가진 P0-2 마우스 새끼로 마취를 유도. 조직을 소독하기 위해 70 % 에탄올에 담가 Kimwipe와 새끼의 머리를 닦습니다. </li><li> 10cm 배양 접시 당 4 새끼을 사용하여 가위로 머리를 제거합니다. 얼음처럼 차가운 행크의 버퍼를 포함하는 페트리 접시에 머리를 놓습니다. </li><li> 눈 소켓을 통해 곡선 집게를 사용하여 머리를 고정하고 조심스럽게 똑바로 microforceps와 두개골을 덮고있는 피부를 제거합니다. </li><li> 구멍을 뚫거나 손상 피질을에주의를 사용하여 직선 microforceps와 두개골 뼈를 제거합니다. 가장 효과적인 방법은이 영역이 삭제됩니다로서, 머리의 기지에 위치한 소뇌 근처부터 제거를 시작하는 것입니다. </li><li> 작은 주걱으로 두뇌를 제거하고 얼음처럼 차가운 행크의 버퍼를 포함하는 새로운 배양 접시에 (4) 머리를 놓습니다. </li><li> 이 시점에서 모든 단계 microforceps를 활용들이 상자에서 수행됩니다ction의 현미경. 두뇌의 복부 측면에서 시작 소뇌을 잡고 조직을 고정하고 중뇌의 양쪽에 두 개의 작은 절개를합니다. 피질이 지역에서 중뇌 덮개로 조직을 통해 모든 방법을 절단하지 않도록주의해야합니다. </li><li> 조심스럽게 두 피질에서 한 조각의 중뇌와 소뇌를 애타게. 두 피질은 오목한 모양을 형성한다. </li><li> 자세한 해부 최대 내측에 두 피질과 방향을 하나의 외피를 분리합니다. 해마 관찰하기 어려울 수 있지만 피질의 뾰족한 끝 부분에 작은 결절로 나타납니다 후각 망울의 맞은 편에 위치해 있습니다. </li><li> 초승달 모양을하고 있습니다 해마를 제거합니다. 등의 측면을 볼 수 피질을 뒤집어. </li><li> 시작 지점으로 후각 전구를 사용하여, 모든 수막과​​ 피질에서 후각 망울 자체를 제거합니다. </li><li> 해부 피질로는 Col의 14 ML과 15 ML 원뿔 튜브에 배치해야얼음 D 행크의 버퍼 식염수. </li></ol> 2. 세포 배양 (0 일) <ol><li> 37 ℃에서 3 시간 동안 멸균 물에 희석 폴리-D-라이신 (PDL) 5 ㎍ / ㎖로 미리 코트 10cm 조직 문화 요리 </li><li> 멸균 물을 한 번 PDL 및 세척 접시를 대기음. 20 분 조직 문화 후드에서 UV 하에서 건조 판. 이 단계는 해부 과정 직전에 수행해야합니다. </li><li> 4 두뇌에서 각각 피질을 포함하는 튜브의 흡인 행크의 버퍼, 1X 트립신 / EDTA (에틸렌 다이아 민 테트라 초산) 솔루션의 4 ML을 적용, ° C 배양기 15 분 37 P1000 팁, 장소 튜브로 조직을 씹다. </li><li> 소화 효소, 혼합을 중지하고 5 분 1.5K rpm에서 내용을 스핀 다운 튜브 당 전체 미세 아교 미디어의 4 ML을 추가합니다. </li><li> 뜨는을 대기음하고 완벽한 미디어의 4 ml의 세척을 반복합니다. 40 마이크로를 통해 10 완전한 미세 아교 미디어의 ML (10 % FBS와 DMEM, 1 %의 나트륨 피루 베이트, 0.08 %의 젠타 마이신), 및 필터에있는 세포를 resuspendN 메쉬 셀 스트레이너. </li><li> 37 조직 문화 인큐베이터에서 10 센티미터 조직 배양 플레이트와 장소에 10 ㎖ 당 8 피질의 밀도에 플레이트 ° C와 5 % CO 2 (성인 소교 세포 프로토콜을 참조하십시오.) </li></ol> (3 일) <ol><li> 전체 미세 아교 미디어 모두 세포 배양 접시에 용지를 변경합니다. </li></ol> (주 10) <ol><li> 60 mm의 400 μl를 10 cm 조직 문화 판의 중간과 15 분 동안 실온 (RT)에 배양에 HBSS (미세 아교 세포를 분리)에 리도카인을 추가합니다. </li><li> 판에서 용지 / 세포 현탁액을 수집하고, 행크의 버퍼를 한 번 접시를 씻으십시오. 남아있는 미세 아교 세포를 복구하는 세척 버퍼를 수집합니다. </li><li> 50 μM이나 1 / 100 희석 최종 농도로 세포 현탁액을 5 밀리미터 EDTA (에틸렌 다이아 민 테트라 초산) (산도 8.0)을 추가합니다. </li><li> 5 분 1,000 XG (1,500 RPM)에서 세포 현탁액을 스핀 1 % FBS와 1 ML DMEM에 다시 일시 중지합니다. </li><li> (생균 수를 세는 성인 미 당croglia 3.1/3.2) 및 원하는 실험 밀도 조직 배양 접시에 세포를 분할. 약 1X10 6 미세 아교 세포는 4 뇌에서 피질을 포함하는 10cm 플레이트에서 수확된다. 면역 들어, 18mm의 coverslip에 당 2.5x10 4 세포의 밀도가 권장됩니다. </li><li> 미세 아교 세포의 적어도 24 시간을 완전히 사용하기 전에 자신의를내는, 휴식 상태로 돌아갑니다 수 있습니다. </li></ol> 프로토콜 텍스트 (성인 소교 세포) 1. 조직 컬렉션 <ol><li> 37 3 시간 동안 폴리-D-라이신 (PDL)과 코트 조직 배양 플레이트 ° C 또는 하룻​​밤에 ° C. 멸균 물을 한 번 사용하기 직전에 접시를 씻으십시오. </li><li> CO 2 질식 및 안락사가 완료되었음을 확인할하여 마우스를 안락사. 70 % 에탄올로 척수 영역을 청소합니다. </li><li> 가위를 사용하면 척수의 위쪽에 피부를 잘라 한 후 지역 T1에서 T12로 척수를 잘라 진행합니다. 절단척수의 양쪽의 나머지 근육 해제. </li><li> 천천히 부드럽게 손가락으로 척수를 누르고있는 microscissors를 사용하여 척추를 잘라. 조직이 매우 소프트로 구멍 척수하지 않도록주의해야합니다. 천천히 microforceps을 사용하여 척수 압축을 풉니 다. </li><li> 얼음처럼 차가운 HBSS를 포함하는 배양 접시에있는 잠수함 척수를. 광학 현미경을 사용하여 microforceps을 사용하여 모든 눈에 보이는 수막을 제거 </li><li> 여러 단편을 생성 할 정도로 작은 횡단 세그먼트로 척수를 잘라. 조각의 두께는 효율적인 소화를 촉진하기 위해 2mm 이하이어야한다. 1 ML 얼음처럼 차가운 HBSS를 포함하는 15 ML 원뿔 튜브에 척수 조각을 전송합니다. 소화 단계까지 얼음에 튜브를 유지합니다. </li></ol> 2. 조직의 소화 <ol><li> 척수 조직을 포함하는 15 ML 원뿔 튜브에서 HBSS를 대기음. 조직의 조각을 대기음하지 않도록주의하십시오. </li><li> 트립신 (2 1 ML을 추가합니다.5g / L 조사 돼지의 트립신과 HBSS 0.2 g / L EDTA (에틸렌 다이아 민 테트라 초산))과는 30 분 동안 37 ° C에서 알을 품다. </li><li> 소화 트립신을 제거하고 소화 효소를 중단하는 혈청이 포함 기본 미세 아교 세포 배지 3 ㎖를 추가 중지합니다. </li><li> 피펫 아래 조직을 쫓아합니다. 40 μm의 셀 스트레이너를 사용하여 세포 현탁액을 필터링합니다. </li></ol> 3. 셀 카운트 및 도금 <ol><li> 세포 현탁액 및 DAPI 용액의 같은 양을 섞는다. </li><li> 혈구를 사용하여 세포를 계산합니다. </li><li> 5 7X10 5 세포 / PDL-코팅 35 X 10mm 요리 ML 사이의 밀도 접시. 세포는 35 X 10mm 요리에 비해 작은 영역을 가지고 12 잘 접시에서 배양 한 경우에도 낮은 밀도에서 도금 세포의 성장을 방해. </li></ol>

<ol>
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Neurosci. 26, 1880-1887 (2006).</li><li>Sasmono, R., Oceandy, D., Pollard, J., Tong, W., Pavli, P., Wainwright, B., Ostrowski, M., Himes, S., Hume, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+macrophage+colony-stimulating+factor+receptor-green+fluorescent+protein+transgene+is+expressed+throughout+the+mononuclear+phagocyte+system+of+the+mouse.">A macrophage colony-stimulating factor receptor-green fluorescent protein transgene is expressed throughout the mononuclear phagocyte system of the mouse.</a> Blood. 101, 1155-1163 (2003).</li><li>Ekdahl, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microglial+activation+-+tuning+and+pruning+adult+neurogenesis.">Microglial activation - tuning and pruning adult neurogenesis.</a> Front Pharmacol. 3, 14 (2012).</li><li>Sierra, A., Gottfried-Blackmore, A., McEwen, B., Bulloch, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Microglia+derived+from+aging+mice+exhibit+an+altered+inflammatory+profile.">Microglia derived from aging mice exhibit an altered inflammatory profile.</a> Glia. 55, 412-424 (2007).</li></ol>

저자는 공개 아무것도 없어.

미세 아교 세포는 중추 신경계에게 정상적인 기능뿐만 아니라 다양한 병리에 염증 반응을 조절. 미세 아교 세포에 의하여 기능적인 시냅스 리모델링 정상적인 뇌의 항상성 (15)의 유지 보수에 연루되어있다. 신경성 놓기 동안 그들은 해마 4, 16 이가있는 이랑의 신경 전구 세포의 정리에 참여할 수 있습니다. 따라서, 미세 아교 세포가 여러 개별 기능을 갖고 걸쳐 개발 및 성인의 광?...

미세 아교 세포에 가장 가까운 구조와 기능 1 말초 대식 세포를 닮은 CNS의 주민 면역 세포입니다. 그것은 최근 출생 미세 아교 세포가 원시 골수 전구 세포에서 파생 출생 조혈 전구 세포는 성인 뇌의 2 미세 아교 세포의 근원이라는 기존 개념을 upending, 배 발생의 여덟 번째 날 이전에 생성 된 것을 증명하고있다. 그들은 여러 신경 질환의 주요 역할을 담당하고 신속하게 프로 염증 또는 항 염증성 사이토 카인에게 3 출시하여 감염이나 부상에 응답 할 수 있습니다. 따라서 미세 아교 세포는 질병의 진행에 영향을 조작 할 수 CNS의 독립형 장치를 포함. 분리하는 강력하고 재현 방식과 문화 신생아 또는 성인 미세 아교 세포를 개발하는 것은 미래의 연구에 중요합니다. 미세 아교 세포는 뇌 병변의 수가 중요한 선수로 알려져있다. 더 최근에, ROLES는 해마 1, 4의 이가있는 이랑의 미세 아교 세포 phagocytose 초과 신경 전구 세포의 정상적인 두뇌 발달과 기능에있는 셀에 등장하고있다. 미세 아교 세포는 또한 MS와 같은 척수에 영향을주는 여러 가지 신경 학적 상태, 신경 병증 성 통증, 척수 손상 5-7를 조절 할 수 있습니다. 척수 미세 아교 세포는 지역 환경의 차이 때문인 활성화 신호를 8, 9,에 대한 응답으로 뇌의 미세 아교 세포에 비해 다르게 반응합니다. 따라서 문화 체외 시스템에 적절한 설정 및 척수의 미세 아교 세포를 연구하는 것이 중요합니다. 신생아 미세 아교 세포는 IFN-γ 나 TNF-10,11 특정 질병의 맥락에서 미세 아교를 공부하는 성인 세포를 사용하는 필요성을 강조 더.와 생체 자극 후 성인 세포에 비해 프로 염증성 사이토 카인 질소 산화물의 훨씬 더 생산 우리는 세제곱에 실험실에서 채용 프로토콜lture 신생아 미세 아교 세포는 세포 배양 플라스크 (12)의 표면에서 미세 아교를 제거하기위한 노력의 일환으로 혼합 된 아교 문화의 흔들림 활용 최근 방법의 변형입니다. 우리는 또한 첫 번째 깨갱 거리는 소리, 등 (13)에 의해 기술 된 프로토콜을 기반으로 성인 마우스의 척수에서 문화 미세 아교로하는 방법을 설명합니다. 이 방법은 다른 사용 가능한 프로토콜 14에 비해 문화 성인 세포에 빠른 방법을 제공합니다. 그 결과 준비는 70 % 미세 아교이며 나머지 비율은 성상 세포로 구성되어 있습니다. 우리 문화의 순도가 다른 발표 방법 13에 비해 낮은 있지만,이 문화 시스템은 주로 척수에 영향을 미치는 질병의 연구를위한 다양한 활성화 자극뿐만 아니라 문화의 응답에 아교를 탐험하는 데 유용합니다 강한되는 염증 반응이 주요 기능입니다. 설명 된 모든 프로토콜은 스토니 브룩 Universi에 의해 승인되었습니다타이 IACUC.

<table border="1">
		<tbody>
		 <tr>
			<td>Name of the reagent</td>
			<td>Company</td>
			<td>Catalogue number</td>
			<td>Comments (optional)</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>EDTA, 5mM</td>
			<td>Invitrogen</td>
			<td>15567-028</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Lidocaine, 60mM</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>L-5647</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Trypan Blue</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>T8154</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Trypsin/EDTA</td>
			<td>Cellgro</td>
			<td>25-052-CI</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>DMEM, 1X</td>
			<td>Cellgro</td>
			<td>10-017</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Sodium Pyruvate</td>
			<td>Cellgro</td>
			<td>25-000-Cl</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Gentamycin Sulfate</td>
			<td>Biowittaker</td>
			<td>17-518Z</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>35 x 10mm tissue culture dish</td>
			<td>Falcon</td>
			<td>353001</td>
			<td></td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>Poly-D-Lysine, 100 &mu;g/ml</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Dilute 1:20</td>
		 </tr>
		 <tr>
			<td>HBSS, 1X</td>
			<td>Cellgro</td>
			<td>20-023-CV</td>
			<td></td>
		 </tr>
		</tbody>
 </table>

culturing microglia from the neonatal and adult central nervous system

미세 아교 같은 같은 CNS 개발의 성숙, 다발성 경화증, 척수 손상 등의 생리 및 병리 과정에서 중요한 역할을 가지고, 중추 신경계 (CNS)의 주민 대식 세포와 같은 호텔입니다. 미세 아교 세포가 활성화하고 MS 또는 뇌졸중으로 인한 허혈성 뇌 손상에서 볼 축삭 손상과 같은 신경 손상이나 자극에 의​​해 행동을 모집 할 수 있습니다. CNS의 이러한 면역 멤버도 아닌 병적 인 상태에서 시냅스 가소성의 역할을하는 것으로 생각된다. 우리는 다른 CNS 세포의 종류와 세포 배양 파편의 존재 등의 혼란 변수를 최소화하면서 가능한 세포 수를 극대화하기위한 것이다 신생아 및 성인 조직에서 배양 미세 아교 세포에 대한 프로토콜을 사용합니다. 우리는 전체 프로세스가 가능하고 재현하게 크고 쉽게 뚜렷한 CNS 구성 요소 (예를 들어, 피질 척수 세그먼트), 사용합니다. 성인 세포의 사용많은 병리는 주로 출생 후 척수에 영향을 미칠 공부로들, 신생아 뇌 미세 아교 세포의 사용에 적합한 대안이다. 이러한 문화 시스템은 또한 어느 억제 또는 아교 활성화를 촉진 할 수 화합물의 효과를 테스트하는 데 유용합니다. 미세 아교 활성화가 성인 CNS의 질병의 결과를 형성 할 수 있기 때문에, 신생아 및 성인 미세 아교 세포는 배양하고 연구 할 수있는 생체 시스템이 필요하다.

<html> 휴식 및 활성화 미세 아교 세포의 예는 그림 1에 표시됩니다. 미세 아교 세포는 도금 후 24 시간을 시각화 (그림 1a)과를내는 (휴식) 형태를 전시 하였다. 프라이밍 시약에 노출되면 세포와 같은 아교 형태의 변화 그람 음성 세균의 세포벽 성분 인 lipopolysaccharide (LPS) 결과 (그림 1b)가 활성화 될. 도금 세포를 계산의 예는 그림 2에</...

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Culturing Microglia from the Neonatal and Adult Central Nervous System

우리는 신생아 대뇌 피질 성인 척수 가능한 미세 아교 세포의 효율적이고 신속한 분리 / 문화 방법을 설명합니다. 대뇌 피질의 미세 아교 세포의 해부 및 도금은 초기 박리 다음 장소 ~ 10 일을 복용 이후 미세 아교 수확으로 90 분 이내에 수행 할 수 있습니다.

신생아와 성인 중추 신경계에서 배양 소교 세포

Microglia are the resident macrophage-like cells of the central nervous system (CNS) and, as such, have critically important roles in physiological and ...

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Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

27.5K 조회수.  Stony Brook University. 우리는 신생아 대뇌 피질 성인 척수 가능한 미세 아교 세포의 효율적이고 신속한 분리 / 문화 방법을 설명합니다. 대뇌 피질의 미세 아교 세포의 해부 및 도금은 초기 박리 다음 장소 ~ 10 일을 복용 이후 미세 아교 수확으로 90 분 이내에 수행 할 수 있습니다.

비디오: Culturing Microglia from the Neonatal and Adult Central Nervous System

Primary Microglia Isolation from Mixed Glial Cell Cultures of Neonatal Rat Brain Tissue

Microglia account for approximately 12% of the total cellular population in the mammalian brain. While neurons and astrocytes are considered the major cell types of the nervous system, microglia play a significant role in normal brain physiology by monitoring tissue for debris and pathogens and maintaining homeostasis in the parenchyma via phagocytic activity 1,2. Microglia are activated during a number of injury and disease conditions, including neurodegenerative disease, traumatic brain injury, and nervous system infection 3. Under these activating conditions, microglia increase their phagocytic activity, undergo morpohological and proliferative change, and actively secrete reactive oxygen and nitrogen species, pro-inflammatory chemokines and cytokines, often activating a paracrine or autocrine loop 4-6. As these microglial responses contribute to disease pathogenesis in neurological conditions, research focused on microglia is warranted.
	Due to the cellular heterogeneity of the brain, it is technically difficult to obtain sufficient microglial sample material with high purity during in vivo experiments. Current research on the neuroprotective and neurotoxic functions of microglia require a routine technical method to consistently generate pure and healthy microglia with sufficient yield for study. We present, in text and video, a protocol to isolate pure primary microglia from mixed glia cultures for a variety of downstream applications. Briefly, this technique utilizes dissociated brain tissue from neonatal rat pups to produce mixed glial cell cultures. After the mixed glial cultures reach confluency, primary microglia are mechanically isolated from the culture by a brief duration of shaking. The microglia are then plated at high purity for experimental study.
	The principle and protocol of this methodology have been described in the literature 7,8. Additionally, alternate methodologies to isolate primary microglia are well described 9-12. Homogenized brain tissue may be separated by density gradient centrifugation to yield primary microglia 12. However, the centrifugation is of moderate length (45 min) and may cause cellular damage and activation, as well as, cause enriched microglia and other cellular populations. Another protocol has been utilized to isolate primary microglia in a variety of organisms by prolonged (16 hr) shaking while in culture 9-11. After shaking, the media supernatant is centrifuged to isolate microglia. This longer two-step isolation method may also perturb microglial function and activation. We chiefly utilize the following microglia isolation protocol in our laboratory for a number of reasons: (1) primary microglia simulate in vivo biology more faithfully than immortalized rodent microglia cell lines, (2) nominal mechanical disruption minimizes potential cellular dysfunction or activation, and (3) sufficient yield can be obtained without passage of the mixed glial cell cultures.
	It is important to note that this protocol uses brain tissue from neonatal rat pups to isolate microglia and that using older rats to isolate microglia can significantly impact the yield, activation status, and functional properties of isolated microglia. There is evidence that aging is linked with microglia dysfunction, increased neuroinflammation and neurodegenerative pathologies, so previous studies have used ex vivo adult microglia to better understand the role of microglia in neurodegenerative diseases where aging is important parameter. However, ex vivo microglia cannot be kept in culture for prolonged periods of time. Therefore, while this protocol extends the life of primary microglia in culture, it should be noted that the microglia behave differently from adult microglia and in vitro studies should be carefully considered when translated to an in vivo setting.

Isolating primary microglia from the cellular heterogeneity of the brain is essential to investigate their role in both physiological and pathological conditions. This protocol describes a mechanical isolation and mixed cell culture technique that provides high yield and high purity, viable primary microglial cells for in vitro study and downstream applications.

신생아 쥐 뇌 조직의 혼합 Glial 세포 배양의 기본 Microglia 격리

Microglia account for approximately 12% of the  total cellular population in the mammalian brain. While neurons and astrocytes are considered  the major ...

연구

면역학 및 감염병학

Purification and Visualization of Lipopolysaccharide from Gram-negative Bacteria by Hot Aqueous-phenol Extraction

Lipopolysaccharide (LPS) is a major component of Gram-negative bacterial outer membranes. It is a tripartite molecule consisting of lipid A, which is embedded in the outer membrane, a core oligosaccharide and repeating O-antigen units that extend outward from the surface of the cell1, 2. LPS is an immunodominant molecule that is important for the virulence and pathogenesis of many bacterial species, including Pseudomonas aeruginosa, Salmonella species, and Escherichia coli3-5, and differences in LPS O-antigen composition form the basis for serotyping of strains. LPS is involved in attachment to host cells at the initiation of infection and provides protection from complement-mediated killing; strains that lack LPS can be attenuated for virulence6-8. For these reasons, it is important to visualize LPS, particularly from clinical isolates. Visualizing LPS banding patterns and recognition by specific antibodies can be useful tools to identify strain lineages and to characterize various mutants. 
In this report, we describe a hot aqueous-phenol method for the isolation and purification of LPS from Gram-negative bacterial cells. This protocol allows for the extraction of LPS away from nucleic acids and proteins that can interfere with visualization of LPS that occurs with shorter, less intensive extraction methods9. LPS prepared this way can be separated by sodium dodecyl sulfate (SDS)-polyacrylamide gel electrophoresis (PAGE) and directly stained using carbohydrate/glycoprotein stains or standard silver staining methods. Many anti-sera to LPS contain antibodies that cross-react with outer membrane proteins or other antigenic targets that can hinder reactivity observed following Western immunoblot of SDS-PAGE-separated crude cell lysates. Protease treatment of crude cell lysates alone is not always an effective way of removing this background using this or other visualization methods. Further, extensive protease treatment in an attempt to remove this background can lead to poor quality LPS that is not well resolved by any of the aforementioned methods. For these reasons, we believe that the following protocol, adapted from Westpahl and Jann10, is ideal for LPS extraction.

We describe a modified hot aqueous-phenol extraction method for purifying lipopolysaccharide (LPS) from Gram-negative bacteria. Once extracted, the LPS can be subsequently analyzed by SDS-PAGE and visualized by direct staining or Western immunoblot.

핫 수성 - 페놀 추출에 의한 그람 음성 박테리아에서 정화와 Lipopolysaccharide의 시각화

Lipopolysaccharide (LPS)  is a major component of Gram-negative bacterial outer membranes. It is a tripartite molecule consisting of  lipid A, which is ...

Isolation of Cortical Microglia with Preserved Immunophenotype and Functionality From Murine Neonates

Isolation of microglia from CNS tissue is a powerful investigative tool used to study microglial biology ex vivo. The present method details a procedure for isolation of microglia from neonatal murine cortices by mechanical agitation with a rotary shaker. This microglia isolation method yields highly pure cortical microglia that exhibit morphological and functional characteristics indicative of quiescent microglia in normal, nonpathological conditions in vivo. This procedure also preserves the microglial immunophenotype and biochemical functionality as demonstrated by the induction of morphological changes, nuclear translocation of the p65 subunit of NF-&#954;B (p65), and secretion of the hallmark proinflammatory cytokine, tumor necrosis factor-&#945; (TNF-&#945;), upon lipopolysaccharide (LPS) and Pam3CSK4 (Pam) challenges. Therefore, the present isolation procedure preserves the immunophenotype of both quiescent and activated microglia, providing an experimental method of investigating microglia biology in ex vivo conditions.

One key to successful investigation of microglial biology is the preservation of microglial immunofunction ex vivo during isolation from CNS tissue. Isolating microglia via rotary shaking results in highly pure and immunofunctional cell cultures as assessed by fluorescent imaging, immunocytochemistry, and ELISA following microglia activation with the proinflammatory stimuli lipopolysaccharide (LPS) and Pam3CSK4 (Pam).

쥐과 신생아에서 보존 면역 표현형과 기능으로 두피 소교 세포의 분리

Isolation of microglia from CNS tissue is a powerful investigative tool used to study microglial biology ex vivo. The present method details a procedure ...

Development of a Hepatitis B Virus Reporter System to Monitor the Early Stages of the Replication Cycle

Currently, it is possible to construct recombinant forms of various viruses, such as human immunodeficiency virus 1 (HIV-1) and hepatitis C virus (HCV), that carry foreign genes such as a reporter or marker protein in their genomes. These recombinant viruses usually faithfully mimic the life cycle of the original virus in infected cells and exhibit the same host range dependence. The development of a recombinant virus enables the efficient screening of inhibitors and the identification of specific host factors. However, to date the construction of recombinant hepatitis B virus (HBV) has been difficult because of various experimental limitations. The main limitation is the compact genome size of HBV, and a fairly strict genome size that does not exceed 1.3 genome sizes, that must be packaged into virions. Thus, the size of a foreign gene to be inserted should be smaller than 0.4 kb if no deletion of the genome DNA is to be performed. Therefore, to overcome this size limitation, the deletion of some HBV DNA is required. Here, we report the construction of recombinant HBV encoding a reporter gene to monitor the early stage of the HBV replication cycle by replacing part of the HBV core-coding region with the reporter gene by deleting part of the HBV pol coding region. Detection of recombinant HBV infection, monitored by the reporter activity, was highly sensitive and less expensive than detection using the currently available conventional methods to evaluate HBV infection. This system will be useful for a number of applications including high-throughput screening for the identification of anti-HBV inhibitors, host factors and virus-susceptible cells.

Here we describe a newly developed hepatitis B virus (HBV) reporter system to monitor the early stages of the HBV life cycle. This simplified in vitro system will aid in the screening of anti-HBV agents using a high-throughput strategy.

B 형 간염 바이러스 리포터 시스템 개발은 복제주기의 초기 단계를 모니터링하기

Currently, it is possible to construct recombinant forms of various viruses, such as human immunodeficiency virus 1 (HIV-1) and hepatitis C virus (HCV), ...

Analysis of Microglia and Monocyte-derived Macrophages from the Central Nervous System by Flow Cytometry

Numerous studies have demonstrated the role of immune cells, in particular macrophages, in central nervous system (CNS) pathologies. There are two main macrophage populations in the CNS: (i) the microglia, which are the resident macrophages of the CNS and are derived from yolk sac progenitors during embryogenesis, and (ii) the monocyte-derived macrophages (MDM), which can infiltrate the CNS during disease and are derived from bone marrow progenitors. The roles of each macrophage subpopulation differ depending on the pathology being studied. Furthermore, there is no consensus on the histological markers or the distinguishing criteria used for these macrophage subpopulations. However, the analysis of the expression profiles of the CD11b and CD45 markers by flow cytometry allows us to distinguish the microglia (CD11b+CD45med) from the MDM (CD11b+CD45high). In this protocol, we show that the density gradient centrifugation and the flow cytometry analysis can be used to characterize these CNS macrophage subpopulations, and to study several markers of interest expressed by these cells as we recently published. Thus, this technique can further our understanding of the role of macrophages in mouse models of neurological diseases and can also be used to evaluate drug effects on these cells.

This protocol provides an analysis of the macrophage subpopulations in the adult mouse central nervous system by flow cytometry and is helpful for the study of multiple markers expressed by these cells.

유동 세포 계측법에 의한 중추 신경계에서 유래 된 대장 세포 및 단구 세포 유래 대 식세포의 분석

Numerous studies have demonstrated the role of immune cells, in particular macrophages, in central nervous system (CNS) pathologies. There are two main ...

Isolating Lymphocytes from the Mouse Small Intestinal Immune System

The intestinal immune system plays an essential role in maintaining the barrier function of the gastrointestinal tract by generating tolerant responses to dietary antigens and commensal bacteria while mounting effective immune responses to enteropathogenic microbes. In addition, it has become clear that local intestinal immunity has a profound impact on distant and systemic immunity. Therefore, it is important to study how an intestinal immune response is induced and what the immunologic outcome of the response is. Here, a detailed protocol is described for the isolation of lymphocytes from small intestine inductive sites like the gut-associated lymphoid tissue Peyer&#39;s patches and the draining mesenteric lymph nodes and effector sites like the lamina propria and the intestinal epithelium. This technique ensures isolation of a large numbers of lymphocytes from small intestinal tissues with optimal purity and viability and minimal cross compartmental contamination within acceptable time constraints. The technical capability to isolate lymphocytes and other immune cells from intestinal tissues enables the understanding of immune responses to gastrointestinal infections, cancers, and inflammatory diseases.

Here we describe a detailed protocol for the isolation of lymphocytes from the inductive sites including the gut-associated lymphoid tissue Peyer&#39;s patches and the draining mesenteric lymph nodes, and the effector sites including the lamina propria and the intestinal epithelium of the small intestinal immune system.

마우스 작은 장의 면역 시스템에서 세포를 분리

The intestinal immune system plays an essential role in maintaining the barrier function of the gastrointestinal tract by generating tolerant responses to ...

A Positioning Device for the Placement of Mice During Intranasal siRNA Delivery to the Central Nervous System

Intranasal (IN) drug delivery to the brain has emerged as a promising method to bypass the blood-brain barrier (BBB) for the delivery of drugs into the central nervous system (CNS). Recent studies demonstrate the use of a peptide, RVG9R, incorporating the minimal receptor-binding domain of the Rabies virus glycoprotein, in eliciting the delivery of siRNA into neurons in the brain. In this protocol, the peptide-siRNA formulation is delivered intranasally with a pipette in the dominant hand, while the anesthetized mouse is restrained by the scruff with the nondominant hand in a "head down-and-forward position" to avoid drainage into the lung and stomach upon inhalation. This precise gripping of mice can be learned but is not easy and requires practice and skill to result in effective CNS uptake. Furthermore, the process is long-drawn, requiring about 45 min for the administration of a total volume of ~20-30 &#181;L of solution in 1-2 &#181;L droplet volumes per inhalation, with 3-4 min rest periods between each inhalation. The objective of this study is to disclose a mouse positioning device that enables the appropriate placement of mice for efficient IN administration of the peptide-siRNA formulation. Multiple features are incorporated into the design of the device, such as four or eight positioning chairs with adjustable height and tilt to restrain anesthetized mice in the head down-and-forward position, enabling easy visualization of the mice's nares and a built-in heating pad to maintain the mice's body temperatures during the procedure. Importantly, the ability to treat four or eight mice simultaneously with RVG9R-siRNA complexes in this manner enables studies on a much quicker time scale, for the testing of an IN therapeutic siRNA approach. In conclusion, this device allows for appropriate and controlled mouse head positioning for IN application of RVG9R-siRNA and other therapeutic molecules, such as nanoparticles or antibodies, for CNS delivery.

Here, we present a protocol using a mouse positioning device that enables the appropriate placement of mice for the intranasal administration of a brain-targeting peptide-siRNA formulation enabling effective gene silencing in the central nervous system.

중추 신경계에 비강 siRNA 전달 하는 동안 마우스의 배치에 대 한 위치 장치

Intranasal (IN) drug delivery to the brain has emerged as a promising method to bypass the blood-brain barrier (BBB) for the delivery of drugs into the ...

Flow Cytometric Analysis of Lymphocyte Infiltration in Central Nervous System during Experimental Autoimmune Encephalomyelitis

Multiple sclerosis (MS) is an autoimmune disease of the central nervous system (CNS) caused by the combination of environmental factors and susceptible genetic background. Experimental autoimmune encephalomyelitis (EAE) is a typical disease model of MS widely used for investigating the pathogenesis in which T lymphocytes specific for myelin antigens initiate an inflammatory reaction in CNS. It is very important to assess how lymphocytes in the CNS regulate the development of disease. However, the approach for measuring the quantity and quality of infiltrated lymphocytes in the CNS is very limited due to the difficulties in isolating and detecting infiltrated lymphocytes from the brain. This manuscript presents a protocol for that is useful for the isolation, identification, and characterization of infiltrated lymphocytes from the CNS and will be helpful for our understanding of how lymphocytes are involved in the development of the CNS autoimmune disease.

This manuscript presents a protocol to induce active experimental autoimmune encephalomyelitis (EAE) in mice. A method for the isolation and characterization of the infiltrated lymphocytes in the central nervous system (CNS) is also presented to show how lymphocytes are involved in the development of CNS autoimmune disease.

실험적인 자가면역 뇌척수염 중 중추신경계에서 림프구 침투의 흐름 세포 분석

Multiple sclerosis (MS) is an autoimmune disease of the central nervous system (CNS) caused by the combination of environmental factors and susceptible ...

Isolating Central Nervous System Tissues and Associated Meninges for the Downstream Analysis of Immune cells

The central nervous system (CNS) is comprised of the brain and spinal cord and is enveloped by the meninges, membranous layers serving as a barrier between the periphery and the CNS. The CNS is an immunologically specialized site, and in steady state conditions, immune privilege is most evident in the CNS parenchyma. In contrast, the meninges harbor a diverse array of resident cells, including innate and adaptive immune cells. During inflammatory conditions triggered by CNS injury, autoimmunity, infection, or even neurodegeneration, peripherally derived immune cells may enter the parenchyma and take up residence within the meninges. These cells are thought to perform both beneficial and detrimental actions during CNS disease pathogenesis. Despite this knowledge, the meninges are often overlooked when analyzing the CNS compartment, because conventional CNS tissue extraction methods omit the meningeal layers. This protocol presents two distinct methods for the rapid isolation of murine CNS tissues (i.e., brain, spinal cord, and meninges) that are suitable for downstream analysis via single-cell techniques, immunohistochemistry, and in situ hybridization methods. The described methods provide a comprehensive analysis of CNS tissues, ideal for assessing the phenotype, function, and localization of cells occupying the CNS compartment under homeostatic conditions and during disease pathogenesis.

This paper presents two optimized protocols for examining resident and peripherally derived immune cells within the central nervous system, including the brain, spinal cord, and meninges. Each of these protocols helps to ascertain the function and composition of the cells occupying these compartments under steady state and inflammatory conditions.

면역 세포의 다운스트림 분석을 위한 중추신경계 조직 및 관련 수막 분리

The central nervous system (CNS) is comprised of the brain and spinal cord and is enveloped by the meninges, membranous layers serving as a barrier ...

Economical and Efficient Protocol for Isolating and Culturing Bone Marrow-derived Dendritic Cells from Mice

The demand for dendritic cells (DCs) is gradually increasing as immunology research advances. However, DCs are rare in all tissues. The traditional method for isolating DCs primarily involves inducing bone marrow (BM) differentiation into DCs by injecting large doses (&#62;10 ng/mL) of granulocyte-macrophage colony-stimulating factor/interleukin-4 (GM-CSF/IL-4), making the procedure complex and expensive. In this protocol, using all BM cells cultured in 10 ng/mL GM-CSF/IL-4 medium, after 3-4 half-culture exchanges, up to 2.7 x 107 CD11c+ cells&#160;(DCs) per mouse (two femurs) were harvested with a purity of 80%-95%. After 10 days in culture, the expression of CD11c, CD80, and MHC II increased, whereas the number of cells decreased. The number of cells peaked after 7 days of culture. Moreover, this method only took 10 min to harvest all bone marrow cells, and a high number of DCs were obtained after 1 week of culture.

Here, we present an economical and efficient method to isolate and generate high-purity bone marrow-derived dendritic cells from mice after 7 days of culture with 10 ng/mL GM-CSF/IL-4.

마우스로부터 골수 유래 수지상 세포를 분리하고 배양하기 위한 경제적이고 효율적인 프로토콜

The demand for dendritic cells (DCs) is gradually increasing as immunology research advances. However, DCs are rare in all tissues. The traditional method ...