이러한 결과로 이어지는 연구는 N 부여 계약에 따라 유럽 연합의 제 7 차 프레임 워크 프로그램 (FP7/2007-2013)로부터 자금을 받았다. 228334과 241526. 이 연구 프로젝트는 인간 프론티어 과학 프로그램의 연구 보조금 (RGP0027/2009)에서 지원하고있다 플래그십 프로젝트 Nanomax의 프레임 워크의 교육, 대학과 연구 이탈리아 교육부와의 틀에서 건강 이탈리아 교육부 &quot;줄기 세포는 제안에 대해 전화&quot;. 이 연구는 &quot;접대 카사 디 Risparmio 디 피렌체&quot;에서 지원 ICON 재단의 연구 활동의 프레임 워크에서 수행되었습니다.

1. 조직의 제조 및 저장 <ol><li> 0.01 M PBS에 4 % 파라 포름 알데히드 100 ㎖ 다음에 20 ml의 0.01 M 인산염 완충 생리 식염수 (PBS) 솔루션, 표준 transcardial 관류 (13)를 통해 마우스의 뇌를 수정. 조심스럽게 7.6 두 솔루션의 pH를 조정한다 : pH가 약간 낮은 값은 EGFP의 형광을 해소 할 수 있습니다. </li><li> 4 ° C에서 파​​라 포름 알데히드 4 %에서 하룻밤을 절제 뇌를 사후 수정 </li><li> 4 ° C에서 0.01 M PBS에 0.​​01 M PBS 및 저장에 두 번 (30 분마다)를 씻어 </li></ol> 2. 탈수 및 지우기 참고 :. 탈수 및 삭제를위한 프로토콜은 밀접하게 베커 등 (10)에 의해 설명 된 다음 <ol><li> 강력하게 채도를 사용하여 기본 활성 산화 알루미늄 (활동 등급 브록 I, THF 약 250g / L)와 XFP 형광, 필터 THF를 해소 탈수 용매 (테트라 하이드로 퓨란, THF)에서 과산화물을 제거하려면열 그래피 참조. 과산화물 제거를 줄일 수있는 열 균열 마십시오. </li><li> THF 이미 여과 전에 안정화 된 경우에도, 최종 용액에 안정제 (부틸 화 히드 록시 톨루엔, 250 ㎎ / L)를 첨가. 안정제없이 THF 과산화물 많은 양의 개발 수 있으며, 폭발 위험 할 수 있습니다 안정제는 산화 알루미늄에 의해 유지 사실이다. </li><li> 다음, 50 %, 70 %, 80 %, 90 %, 96 %, 100 %, 1 시간마다, 100 % 밤새 : 전체 마우스 순수 THF의 등급 시리즈 뇌 탈수. 회전하는 바퀴에 샘플 병을 놓습니다. 빛의 노출을 방지하기 위해 알루미늄 호일로 튜브를 감싸줍니다. </li><li> 산화 알루미늄과 청산 용매 (디 벤질 에테르, DBE)를 필터 (활성화 기본, 활동 성적 브록 I, DBE의 약 250 G / L) 필터링 깔때기를 사용하여. </li><li> 100 % DBE에서 샘플을 취소합니다. 3, 6 시간 후 솔루션을 변경합니다. </li></ol> 3. 설치 표본 <ol><li> 뇌는 눈 (전형적으로 투명하게 보이는 경우두 번째 DBE 변경 후 으로 1 시간), 다음 방법 중 하나를 사용하여 흘린 이미징 플레이트에 마운트 : </li><li><ol><li> 직접 설치는 - 조심스럽게 조언 중 하나 (그림 3a)에 샘플을 뛰어. </li><li> 아가 디스크 - 팁에 6 % 아가로 오스 겔로 만들어진 디스크를 플 런지. 부드럽게 아크릴 접착제를 가진 아가로 오스 디스크에 샘플을 고정합니다 (그림 3B). 치료를 위해 약 1 분을 기다립니다. </li><li> 아가로 오스 비커 - 팁에 3 % 아가로 오스 겔 만든 비커 플 런지. 부드럽게 비커의 바닥 (그림 3C)에 샘플을 놓습니다. </li></ol></li></ol> 주 1 :이 그 전체 샘플을 이미징 중요한 경우 아가 비이커에 실장하는 것은 바람직 할 수 있어야하지만, 시험편을 둘러싼 아가 로스 겔은 이미지 품질에 유해 할 수있는 추가적인 광 산란을 발생시킨다. 샘플의 작은 부분이 촬상 대상에서 제외 될 수있는 경우, 투기를 탑재 낫다아가로 오스 디스크에 직접 끝에 imen. 전자의 방법은 가장 (후각 전구의 일부를 이미징 또는 척수 제외) 수직 뇌를 유지하기 위해 수평 뇌 (뇌의 복부 나 등의 부분을 이미징 제외)​​, 후자를 유지하기에 적합합니다. 주 2 : 그것은 분명 투명 보이는 때까지 아가 로스 젤 (50 % 및 100 % 4 시간마다) THF와 탈수, 물을 준비하고 DBE 100 % 클리어 4 시간 동안이나해야한다. <ol start="3"><li> 이전의 방법 중 하나를 아래의 시험편을 장착 한 후, 핀셋을 이용하여 시료 챔버 내부 이미징 플레이트를 위치. 솔루션을 삭제와 챔버를 입력합니다. </li></ol> 4. 단층 촬영 준비 <ol><li> 가능한 한 많은 형광을 수집하는 슬릿을 제거합니다. </li><li> 광표백을 방지하기 위해 낮은 레이저 파워를 이용하여 시료를 조명. </li><li> 소프트웨어 기반의 마이크로 위치 syste을을 사용하여 세 방향에서 샘플을 이동m. 각 방향에 대한 샘플이 조명과 카메라 (그림 4a)의 시야 내에되는 최소 및 최대 좌표를 확인합니다. </li><li> &#39;사전 단층 촬영&#39;서브 루틴에 대한 매개 변수로 위의 좌표를 삽입합니다. 또한 단층 촬영에 사용될 인접한 스택 사이의 거리이고, z 방향의 전 단층 샘플링 단계를 지정. </li><li> (4.4)에 지정된 Z 샘플링과 모든 스택의 이미지를 수집하는 전 단층 촬영을 시작합니다. </li></ol> 주 : 수집 된 이미지는 시험편 형상 및 위치의 거친지도의 촬상 시간을 감소시키고, 따라서 photobleaching에, 실제로 시료에 의해 ​​점유 부피 단층 획득 제한 수 (도 4b)를 준비하는 소프트웨어에 의해 사용된다. 5. 단층 촬영 취득 <ol><li> 마이크로 위치 시스템을 이용하여 광 시트의 외부 시료를 이동. </li><li> Inc의rease 레이저 파워와 시야의 중심에만 고정 회선을 조명하기 위하여, 모든 주사 시스템의 동작을 멈춘다. </li><li> 슬릿을 장착하고 청소 솔루션에서 자기 형광 신호를 사용하여 정렬합니다. 당신은 명확하게보기의 필드의 중앙에 슬릿 라인을 볼 수 있습니다. </li><li> 주사 시스템을 다시 활성화하는 레이저 파워를 줄이고 마이크로 위치 시스템을 이용하여 광 시트 내부에 샘플을 이동. 슬릿 사용한 레이저 파워는, 빛의 공간 필터 블록시기 무시할 분획없이 사용 된 것보다 더 높을 것이다 유의. </li><li> 이미지가 명확하고 밝게 보일 때까지의 진폭을 조정하고 제어 소프트웨어와 함께 스캐닝 및 레드 스캐닝 시스템의 오프셋. </li><li> 실험에 적합한 Z 단계를 설정 한 후, 단층 수집 소프트웨어를 실행합니다. 볼륨은 많은 병렬, 부분 오버랩 스택 (도 5a)에 결상되고, 이미지는 저장됩니다계층 적 폴더 구조. </li></ol> 6. 바느질 및 시각화 <ol><li> 자동화 된 소프트웨어 (그림 4C)를 사용하여 합성 블랙 이미지와 함께 (수집의 동일한 유형 및 크기의 예 이미지들 -하지만 영 강도) 획득 볼륨을 작성합니다. 이 단계는 전체 체적 다루는 스티칭 소프트웨어 위해 필수적이다. </li><li> 시작 Vaa3D 소프트웨어 (자유에서 다운로드 <a href="http://www.vaa3d.org/" target="_blank">http://www.vaa3d.org/</a> TeraStitcher 및 TeraManager 설치된 플러그인과 함께). </li><li> TeraStitcher 플러그인을로드합니다. 이미지가 볼륨이 들어있는 디렉토리를 선택 (참조에 대한 좌표계를 오른 손잡이) 축의 상대적 방향을 표시하고 복셀 크기. </li><li> 바느질의 첫 번째 부분을 실행합니다. 이 소프트웨어는 스택의 부부 사이의 상대 변위를 계산하고, 전체 최적의 placem를 찾을 것입니다모두 함께 스택에 대한 ENT (그림 5B). </li><li> 단일 해상도 또는 다중 해상도 형식으로 스티치 볼륨을 저장하기 위해 선택합니다. 후자는 TeraManager 플러그인으로 다중 해상도 시각화 할 수 있습니다. 높은 해상도 이미지는 수 기가 바이트보다 클 경우 두 경우 모두, 또한 양상에 저장 멀티 스택을 선택하고 개별 substacks의 크기를 지정한다. 이는 저장된 데이터에 효율적으로 액세스 할 수있게됩니다. </li><li> 바느질의 두 번째 부분을 실행합니다. 이 소프트웨어는 정렬 된 스택을 병합하고, 하나의 단일 또는 다중 스택 모드 (그림 5C 및 5D)에 저장됩니다. 끝에서 TeraStitcher 플러그인을 닫습니다. </li><li> TeraManager 플러그인을로드합니다. 다중 스택 다중 해상도 볼륨 폴더를 선택하고 복셀 크기를 표시하고 방향을 축. 볼륨이 최소 해상도로로드됩니다. </li><li> 높은 해상도로 확대하려면 마우스 오른쪽 단추로 클릭 modalit를 사용하여 랜드 마크를 선택Vaa3D의 Y를 선택한 후, 마우스 스크롤을 사용하여 확대. 또는 당신은 직접 마우스 오른쪽 클릭으로 확대 할 투자 수익 (ROI)을 선택하거나, 그 볼륨의 좌표를 지정할 수 있습니다. </li><li> 낮은 해상도로 확대하려면 마우스 스크롤을 사용합니다. </li></ol>

<ol>
	<li>Lichtman, J. W., Denk, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=The+big+and+the+small:+challenges+of+imaging+the+brain's+circuits.">The big and the small: challenges of imaging the brain's circuits.</a> Science. 334, 618-623 (2011).</li><li>Mayerich, D., Abbott, L., McCormick, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Knife-edge+scanning+microscopy+for+imaging+and+reconstruction+of+three-dimensional+anatomical+structures+of+the+mouse+brain.">Knife-edge scanning microscopy for imaging and reconstruction of three-dimensional anatomical structures of the mouse brain.</a> J. Microsc. 231, 134-143 (2008).</li><li>Li, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Micro-optical+sectioning+tomography+to+obtain+a+high-resolution+atlas+of+the+mouse+brain.">Micro-optical sectioning tomography to obtain a high-resolution atlas of the mouse brain.</a> Science. 330, 1404-1408 (2010).</li><li>Gong, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Continuously+tracing+brain-wide+long-distance+axonal+projections+in+mice+at+a+one-micron+voxel+resolution.">Continuously tracing brain-wide long-distance axonal projections in mice at a one-micron voxel resolution.</a> Neuroimage. 74, 87-98 (2013).</li><li>Ragan, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Serial+two-photon+tomography+for+automated+ex+vivo+mouse+brain+imaging.">Serial two-photon tomography for automated ex vivo mouse brain imaging.</a> Nat. Methods. 9, 255-258 (2012).</li><li>Keller, P. J., Dodt, H. U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Light+sheet+microscopy+of+living+or+cleared+specimens.">Light sheet microscopy of living or cleared specimens.</a> Curr. Opin. Neurobiol. 22, 138-143 (2012).</li><li>Erturk, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three-dimensional+imaging+of+solvent-cleared+organs+using+3DISCO.">Three-dimensional imaging of solvent-cleared organs using 3DISCO.</a> Nat. Protoc. 7, 1983-1995 (2012).</li><li>Dodt, H. U., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Ultramicroscopy:+three-dimensional+visualization+of+neuronal+networks+in+the+whole+mouse+brain.">Ultramicroscopy: three-dimensional visualization of neuronal networks in the whole mouse brain.</a> Nat. Methods. 4, 331-336 (2007).</li><li>Silvestri, L., Bria, A., Sacconi, L., Iannello, G., Pavone, F. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Confocal+light+sheet+microscopy:+micron-scale+neuroanatomy+of+the+entire+mouse+brain.">Confocal light sheet microscopy: micron-scale neuroanatomy of the entire mouse brain.</a> Opt. Express. 20, 20582-20598 (2012).</li><li>Becker, K., Jahrling, N., Saghafi, S., Weiler, R., Dodt, H. U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Chemical+clearing+and+dehydration+of+GFP+expressing+mouse+brains.">Chemical clearing and dehydration of GFP expressing mouse brains.</a> PLoS One. 7, e33916 (2012).</li><li>Bria, A., Iannello, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=TeraStitcher+-+A+Tool+for+Fast+Automatic+3D-Stitching+of+Teravoxel-Sized+Microscopy+Images.">TeraStitcher - A Tool for Fast Automatic 3D-Stitching of Teravoxel-Sized Microscopy Images.</a> BMC Bioinformatics. 13, 316 (2012).</li><li>Peng, H., Ruan, Z., Long, F., Simpson, J. H., Myers, E. 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(65), e3564 (2012).</li><li>Hama, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Scale:+a+chemical+approach+for+fluorescence+imaging+and+reconstruction+of+transparent+mouse+brain.">Scale: a chemical approach for fluorescence imaging and reconstruction of transparent mouse brain.</a> Nat. Neurosci. 14, 1481-1488 (2011).</li><li>Booth, M. J., Neil, M. A. A., Wilson, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Aberration+correction+for+confocal+imaging+in+refractive-index-mismatched+media.">Aberration correction for confocal imaging in refractive-index-mismatched media.</a> J. Microsc. 192, 90-98 (1998).</li><li>Huisken, J., Swoger, J., Del Bene, F., Wittbrodt, J., Stelzer, E. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optical+sectioning+deep+inside+live+embryos+by+selective+plane+illumination+microscopy.">Optical sectioning deep inside live embryos by selective plane illumination microscopy.</a> Science. 305, 1007-1009 (2004).</li><li>Keller, P. J., Schmidt, A. D., Wittbrodt, J., Stelzer, E. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Reconstruction+of+zebrafish+early+embryonic+development+by+scanned+light+sheet+microscopy.">Reconstruction of zebrafish early embryonic development by scanned light sheet microscopy.</a> Science. 322, 1065-1069 (2008).</li><li>Jahrling, N., Becker, K., Schonbauer, C., Schnorrer, F., Dodt, H. U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Three-dimensional+reconstruction+and+segmentation+of+intact+Drosophila+by+ultramicroscopy.">Three-dimensional reconstruction and segmentation of intact Drosophila by ultramicroscopy.</a> Front Syst. Neurosci. 4, 1 (2010).</li></ol>

저자는 더 경쟁 재정적 이익이 없다는 것을 선언합니다.

화학 청소와 결합 CLSM은 형광 프로브, 단백질 중 하나 또는 합성 염료로 표지 전체 마우스 뇌의 신경 해부학을 연구 할 수있는 강력한 도구를 나타냅니다. 초점면 외부에서 방출 된 빛이 물리적 공간 필터에 의해 차단되어 있기 때문에 빛 시트 건축의 전형적인 높은 프레임 속도를 유지하면서, 고 대비 영상은, 두꺼운 표본 수있다. 설명 된 방법을 사용하는 경우를 처리하는 주요 문제는 대비의 극대화이다. 실제로, 가능 신호는 화학 및 광학 요소에 의해 모두 감소된다. 뷰의 화학적 관점에서, 유기 용매를 기반으로 소거 절차는 형광 단백질 및 다른 형광 염료 (7)로부터 방출 급냉있다. 베커 등. 10에서 설명한 바와 같이 용매의 여과, 과산화물을 제거하고, 용매 맑게 조직에서도 형광의 양호한 수준을 유지한다. 게시전체 쥐의 뇌를 처리 할 때 ED 물 기반의 청소 방법 (14)은 적어도 선형 광학 기술과, 형광 효율을 줄일 수 있지만, 가난한 투명성을 초래하지 않습니다. 한편, 순간 고 굴절률 (N ≈ 1.56) 사용한 해법을 맑게 보정 긴 작동 거리를 갖는 상업적인 목적은 없다. 따라서, 샘플이 침지되는 매체와 대물 설계 한 간의 굴절율 부정합이 강한 구면 수차를 일으킨다. 현미경의 해상도를 감소시키는 것 외에도, 이러한 수차는 광이 넓은 영역에 확산되어 있기 때문에, 이미지 세기 및 콘트라스트의 저하가 발생할. 이 문제에 대한 가능한 해결 방법은 적응 광학 (15) 및 / 또는 정적 비구면 보정기의 사용을 포함한다. 의 짧은 이후 이미지 콘트라스트와 강도의 모든 개선은 쉽게, 또한 영상의 속도에 영향을 미치는이미지 당 tegration 시간을 선택할 수 있습니다. 순간 CLSM은 100 밀리 초 (9)의 카메라의 노출 시간에 따라, 대략 106 μm의 3 / 초의 촬상 속도를 수득 할 수있다. 이 속도로 샘플 크기에 따라 1-3 일에서 이미지에 전체 마우스의 두뇌를 사용합니다. 이미지 품질에 큰 저하는 대부분 빛 때문에 시트 조명 (6)의 고유 저 광표백 같은 긴 영상 세션에 걸쳐 관찰되지 않지만, 오랜 시간이 하나의 마우스의 두뇌가 실제로 CLSM의 적용 가능성을 줄일 수있는 이미지를 필요로했다. 검출을위한 고속 카메라를 이용하여 결합 된 시스템 효율이 10 배 증가는, 기재된 프로토콜의 일상적인 사용을 허용하는, 몇 시간에 촬상 시간을 줄이는 것이다. 모든 상기의 제한에도 불구하고, 이하 마이크론 규모의 해상도로 전체 마우스 두뇌를 재구성하기 위해 조직의 허가 화학 청산에 결합 CLSM 영상주. 전체 뇌 영상에 대한 다른 광학 방법은 CLSM보다 더 높은 해상도를 여유가 있지만, 더 이상 준비 및 / 또는 영상 시간 2 ~ 4의 가격, 또는 스파 스 Z 샘플링 5. 이 문서에서 설명하는 방법은 형광 표지에 대해 서로 다른 전략과 함께 이용 될 수있다 : 형질 전환 동물 등 선택의 연결 부분 집합, 바이러스 성 형질 전환, 뇌실질 내 염료 주입, 형광 단백질을 표현 실제로, 동물 희생을 앞의 모든 염색 전략 CLSM과 호환 . , 염색의 그런 종류가 가까운 미래에 가능하면 어쨌든, CLSM으로 재구성 할 수있는 표본의 수는 훨씬 더 될 것입니다, 사실, 전체 마우스 두뇌의 사후 형광 라벨은 지금까지 입증되지 않은 잠재적으로 인간 뇌 조직 등. 결론적으로, 광 시트 공 초점 현미경은 TIS와 병용고소 개간 및 다중 해상도의 데이터 관리 연구원은 대부분의 실험실의 손에 잘있다 기술적 노력, 마이크론 규모의 해상도로 거시적 인 표본을 재구성하고 분석 할 수 있습니다. CLSM의 잠재적 인 응용 프로그램은 신경 과학에 국한되지 물론이지만, 16, 17 및 작은 동물 (18)의 해부학 배아로, 빛 시트 현미경은 이미 사용 된 모든 연구 분야에 걸쳐있다.

분자 및 세포 기전 뇌 기능에 대한 우리의 이해에 비해, 미세 신경 해부학에 대한 우리의 지식은 초기 단계 1에 여전히 보인다. 사실, 우리는 여전히 뇌 전반에 걸쳐 신경 인 somata 또는 장거리 돌기의 위치의 포괄적 인지도를 부족합니다. 사실, 많은 기술적 노력이 현미경 해상도로 마우스의 두뇌를 재구성하기 위해 헌신하고 있습니다. 수지 내장 샘플의 일련 절편에 따라 광학 방법 칼날 스캐닝 현미경 (KESM)로 2, 마이크로 광학 단면 단층 촬영 (MOST) 3 형광 MOST (fMOST) 4, 서브 마이크론 입체 해상도에게 제공 할 수 있습니다 전체 마우스 뇌의 영상. 그러나, 하나의 샘플의 제조와 촬상에 필요한 전체 시간은 이러한 방법의 실제적 적용을 제한하는 여러 주의 순서이다. 직렬 절편에 따라 또 다른 기술 (그러나 수지 포함시키지 않고), 시리얼 두광자 단층 촬영 (STP) 5, 높은 입체 이미지를 해상도 수 있습니다. 그러나,이 기술은 1 섹션마다 50 ㎛ 5를 수집, 단지 매우 드문 드문 샘플링 전체 마우스의 뇌에서 설명하고 있으며, 우리의 지식 STP는 아직 쥐의 뇌의 전체 샘플링 재건을 생산하지 않았습니다. 고속으로 세 가지 차원에서 전체 표본을 재구성하는 최첨단 광학 방법은 빛 시트 현미경 6입니다. 이 광학 방식에서 샘플을 빛의 얇은 시트를 조명하고, 형광 방출은 조명 평면에 수직 축을 따라 수집됩니다. 이러한 방식에만 포커스에 형광체는 흥분하고 높은 프레임 속도를 보장 넓은 필드 구성의 광학 절편을 달성하는 것이 가능하다. 굴절률 정합 액 7 물 대신에 기반 프로토콜을 취소에 결합 할 때, 빛 시트 현미경에 적용되었습니다전체 마우스 두뇌 8과 같은 거시적 인 표본. 그러나, 획득 된 영상을 흐리게 전체를 추가 - 초점 형광의 여기로 이어지는 빛 시트를 저하도 삭제 표본에 영향을 미치는 빛의 산란을 표본 유도. 만을 선택적 포커스에있는 광자를 수집하기 위해, 우리는 최근에 공 초점 검출 방식 9 빛 시트의 조명을 결합. 공 초점 빛 시트 현미경 (CLSM)에서 포커스 아웃 흩어져 광자가 선형 공간 필터 (슬릿) 사전 탐지 (그림 1)에 의해 거부됩니다. 광 시트 구조의 촛점 작동을 달성하기 위해, 조도는 주사선에 의해 생성 및 검출 경로 레드 스캐닝 시스템은 슬릿의 위치에 여진 주사선의 정지 화상을 작성한다. 셋째 스캐닝 시스템은 카메라 센서에 2 차원 화상을 재구성한다. CLSM 클리어 마우스의 100 % 대비 향상을 준다종래의 광 시트 현미경에 대하여 뇌, 10Hz의 프레임 속도를 유지하면서. CLSM으로는 Z 2 XY μm의 9 μM의 해상도로 전체 마우스 두뇌를 재구성하고, 하나의 형광 표지 된 신경 세포를 식별 할 수있는 충분한 대비가 가능합니다. 이 문서에서 우리는 CLSM와 마우스의 뇌를 재구성하는 실험 파이프 라인에 대해 설명합니다. 알데히드 고정 마우스의 뇌가 과산화없는 테트라 하이드로 퓨란의 등급 일련의 탈수 및 이후 베커 등. 10 클리어 표본에 의해 개발 된 프로토콜에 따라 과산화수소없는 디 벤질 에테르 (그림 2)에서 삭제하는 것은 조심스럽게 흘린에 장착 플레이트와 주문품 공 초점 빛 시트 현미경의 영상 실에 위치. 대안은 삭제 아가 로스 젤의 디스크 (그림에 접착 할 수 있으며, 샘플은 직접 플레이트 (그림 3a)의 선단에 급락하여 장착 할 수 있습니다3B) 또는 삭제 아가로 오스 겔 (그림 3C)으로 만든 비커의 캐비티에 배치. 많은 병렬 인접 스택이 모두 뇌 용적 (그림 4)을 충당하기 위해 취득으로 전체 뇌의 광학 단층 촬영은 다음을 수행합니다. 표본 위치 및 모양의 거친지도를 생성 사전 단층 샘플링은, 촬상에만 시료가 차지하는 부피에서 수행되도록 보장한다. 단층 촬영 스택은 이후 주문품 소프트웨어와 함께 스티치와 다중 해상도 계층 구조 (11)에 저장됩니다. 마우스의 뇌는 결국 프로토 타입 다중 해상도 구글지도처럼 시각화 소프트웨어를 탐색 할 수 있습니다. 이 두 소프트웨어 악기는 오픈 소스 플랫폼 Vaa3D 12 플러그인으로 통합되어 있습니다. 우리는 마침내 좋은 쥐 neuroanatom 공부에 설명 된 실험 파이프 라인의 기능을 설명하기 위해 마우스 두뇌의 대표 이미지를 보여예.

<table border="1">
 <tbody>
 <tr>
 <td>Name of Reagent/Material</td>
 <td>Company</td>
 <td>Catalog Number</td>
 <td>Comments</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Phosphate Buffered Saline Tablets</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>P4417_100TAB</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Paraformaldehyde</td>
 <td>Agar Scientific</td>
 <td>R1018</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Peroxide-free Tetrahydrofuran</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>186562</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Aluminum oxide activated, basic, Brockmann I</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>199443</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Dibenzyl ether</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>108014</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Butylated hydroxytoluene</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>W218405 </td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Agarose Type III-A, High EEO</td>
 <td>Sigma-Aldrich</td>
 <td>A9793</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Acrylic glue</td>
 <td>Bostik</td>
 <td>D2498</td>
 <td></td>
 </tr>
 <tr>
 <td>Vaa3D software</td>
 <td>open source</td>
 <td></td>
 <td>freely downloadable from <a href="http://www.vaa3d.org/" target="_blank">http://www.vaa3d.org/</a> </td>
 </tr>
 </tbody>
</table>

micron-scale resolution optical tomography of entire mouse brains with confocal light sheet microscopy

단일 셀 해상도에서 포유 동물의 뇌의 구조를 이해하는 것은 신경 과학의 주요 이슈 중 하나입니다. 그러나, 뇌 전체에 걸쳐 신경 소마와 전망을 매핑 여전히 이미징 및 데이터 관리 기술에 대한 도전입니다. 사실, 거시적 인 볼륨은 테라 바이트 범위의 데이터 세트를 생산, 적당한 시간에 높은 해상도와 콘트라스트 재구성 될 필요가있다. 우리는 최근 광학 방법 향상된 녹색 형광 단백질 (EGFP)로 표지 전체 마우스 뇌의 마이크론 규모의 재건을 얻을 수 (공 초점 빛 시트 현미경, CLSM)를 보여 주었다. 빛 시트 조명 및 공 초점 검출을 결합, CLSM 고 대비 및 속도 거시적 삭제 표본 내부 깊은 영상을 수 있습니다. 여기에서 우리는 형광 단백질로 표지 전체 마우스 두뇌의 포괄적이고 사람이 읽을 수있는 이미지를 얻기 위해 실험을 할 파이프 라인을 설명합니다. 청산 장착 Procedures 함께 많은 병렬 인접 스택을 획득하여 전체 볼륨에 광학 단층 촬영을 수행하는 단계를 설명합니다. 우리는 여러 스택 및 다중 해상도 데이터 탐색의 스티치 있도록 오픈 소스 주문품 소프트웨어 도구의 사용을 보여 주었다. 모든 조롱박 세포가 선택적으로 표시되는 L7-GFP 유전자 변형 마우스, 및 임의의 스파 스의 연결 라벨을 특징으로하는 thy1-GFP-M 마우스에서 전체 뇌에서 소뇌 : 마지막으로, 우리는 뇌지도의 일부 예를 보여줍니다.

기술 된 프로토콜은 물리적 단면 처리를 필요로하지 않고, 마이크론 - 스케일 해상도 전체 쥐 뇌 또는 절제 부 하나와 함께 재구성하기 위해 사용될 수있다. 대표적인 결과로, 그림 6에서 L7-GFP 마우스 (산후 10 일)의 전체 소뇌가 표시됩니다. 이 동물의 모든 조롱박 신경은 EGFP으로 표시되어 있습니다. 우리는 확대하는 경우, 소뇌 피질의 전형적인 층상 구조는 (그림 7) 볼 수 있습니다. 또한 줌인 명확하게 각각의 조롱박 세포 소마 (그림 8)를 구별 할 수 있습니다. 설명 프로토콜은 이렇게 다양한 신경 발달 연구에서 신경 세포의 공간 조직을 선별하는 데 사용할 수 있습니다. 두 번째 대표적인 결과로, 우리는 성인 thy1-GFP-M 마우스의 unsectioned 뇌에서 이미지를 제시한다. 이 형질 전환 동물에서 EGFP는 임의의 스파 스의 연결 부분 집합으로 표현된다. 뇌의 오른쪽 절반은 그림 9에 표시됩니다. 로 우리더욱이 확대 및 추가 (10, 11 피규어), 신경 프로세스는 구별된다. 이 결과는 설명 프로토콜은 신경 퇴행성 질환의 마우스 모델에서 세포 해상도에서 전체 뇌 해부학을 공부의 가능성을 열어, 전체 성인 마우스 두뇌에서 마이크론 규모의 해상도의 영상을 수 있다는 점을 보여줍니다. <img alt="그림 1" fo:content-width="6in" src="/files/ftp_upload/50696/50696fig1.jpg" /> 그림 1. 여기 경로를 보여주는 장치의 공 초점 빛 시트 현미경 (CLSM)의 광학 방식. () 상위 뷰. 488 nm의 다이오드 펌프 고체 (DPSS) 레이저에서 레이저 방출은 제 망원경으로 확장 및 시준 한 후, 빔의 강도를 조절하는 음향 광학 가변 필터 (AOTF)를 입력합니다. 이어서, 제 망원경은 또한 빔을 확장한다. (Y를 따라) 수직 갈보 거울은 수 검사<html> 검출 경로를 나타내는 장치의 시료 챔버 내부 렌즈에 의해 집광되어 오전. (b) 측면보기. 검출 목적에 의해 수집 된 광은 수직 갈보 미러에 의해 descanned 및 이동 여진 라인의 정착 화상의 제조, 렌즈에 의해 집광된다. 정착 화상의 위치에서 선형 공간 필터 (슬릿) 배치된다. 슬릿 후, 4F 렌즈계 안에 배치 갈보 미러는 전자 승산 전하 결합 소자 (CCD-EM)의 칩 상에 2-dimentional 화상을 재구성한다. 형광 대역 통과 필터는 검출 전에 여기 길잃은 빛을 제거합니다. 여기 검색, 밴드 패스 필터링 검출 빛의 대표 광선은 각각 파란색, 밝은 파란색과 녹색 광선에 의해 묘사된다. 실제로 현미경에 사용 된 모든 렌즈의 초점 거리가 표시됩니다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/50696/50696fig1large.jpg" target="_blank">큰 그림을 보려면 여기를 클릭하십시오</a> . &quot;FO : 유지 - together.within 페이지 =&quot;jove_content 항상 &quot;&gt; <img alt="그림 2" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/50696/50696fig2.jpg" /> 그림 2. 표본을 취소합니다. 포름 알데히드 고정 마우스의 뇌, 4 ° C에서 PBS 0.1 M에 저장됩니다 (A), ((THF는, B) 및 이후 100 %의 디 벤질 에테르에 삭제 테트라 하이드로 퓨란의 등급 일련의 탈수 DBE , C). 탈수 단계는 일부 조직의 수축이 발생합니다. <img alt="그림 3" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/50696/50696fig3.jpg" /> 그림 3. 표본 CLSM 이미징 설치. 삭제 뇌는 직접 (), 클리어 아가로 오스 디스크 (B)에 접착, 또는 삭제 아가로 오스 비커 (c)에 삽입 된 팁 장착 판에 뛰어들 수있다. 그림 4. 단층 취득. 사전 단층 루틴 샘플 뇌 (a) 화상에 모든 시료를 필요한 병렬 인접한 스택의 개수 및 길이를 정의하기 위해 함유 직방체 (b). 단층 촬영 후, 검은 색 이미지가 평행으로 가상 획득 볼륨을 완료하기 위해 생성된다 (C). <img alt="그림 5" fo:content-width="4in" src="/files/ftp_upload/50696/50696fig5.jpg" /> 그림 5. 볼륨 바느질. 수집 이미지는 부분적 TeraStitcher 플러그인 (b)과의 정확한 정렬을 허용 (a) 서로간에 중첩 스택. 플러그인은 단일 스택 (C) 또는 다중 역 중 하나에 정렬 된 스택을 병합CKED (d) 다중 해상도 표현. <img alt="그림 6" fo:conteint-width="5in" src="/files/ftp_upload/50696/50696fig6.jpg" /> 그림 6. 모든 조롱박 신경이 EGFP. 스케일 바, 1mm으로 표시되는 P10 L7-GFP 마우스, 전체 소뇌. <img alt="그림 7" fo:content-width="4in" src="/files/ftp_upload/50696/50696fig7.jpg" /> 그림 7. 소뇌 피질. 스케일 바, 500 μM의 전형적인 층상 구조를 나타낸도 6에 도시 된 소뇌 부분의 줌인. <img alt="그림 8" fo:content-width="4in" src="/files/ftp_upload/50696/50696fig8.jpg" /> 그림 8. 도 6에 도시 된 소뇌 부의 또한 줌 기능이. 조롱박 세포 소마 명확하게 구별 될 수있다ED. 스케일 바, 200 μm의. <img alt="그림 9" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/50696/50696fig9.jpg" /> 그림 9. 스파 스 불특정 신경 EGFP 라벨. 스케일 바, 1mm 특징 성인 thy1-GFP-M 마우스에서 뇌의 오른쪽 절반. <img alt="그림 10" fo:content-width="4in" src="/files/ftp_upload/50696/50696fig10.jpg" /> 그림 10. 확대 - 그림 9의 절반 뇌의 일부를. 스케일 바, 200 μm의 해마와 피질의 일부를 표시합니다. <img alt="그림 11" fo:content-width="4in" src="/files/ftp_upload/50696/50696fig11.jpg" /> 그림 11. 피질도 9에 도시 된 하프 뇌의 일부분의 또 줌인. 몇몇 신경 돌기 깨끗이 구별 될 수있다. 스케일 바, 50 ㎛.

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Micron-scale Resolution Optical Tomography of Entire Mouse Brains with Confocal Light Sheet Microscopy

이 문서에서 우리는 높은 해상도, 형광 표지 된 마우스의 뇌의 미세 뇌 해부학과, 재구성하는 전체 실험 절차를 설명합니다. 설명 프로토콜은 샘플 준비 및 청소, 영상, 데이터 후 처리 및 다중 스케일의 시각화를 위해 설치 표본이 포함되어 있습니다.

공 초점 빛 시트 현미경 전체 마우스 두뇌의 마이크론 규모의 해상도 광학 단층 촬영

Understanding the architecture of mammalian  brain at single-cell resolution is one of the key issues of neuroscience.  However, mapping neuronal soma and ...

micron-scale-resolution-optical-tomography-entire-mouse-brains-with

Research

JoVE Journal

Neuroscience

16.5K 조회수.  European Laboratory for Non-linear Spectroscopy (LENS).  이 문서에서 우리는 높은 해상도, 형광 표지 된 마우스의 뇌의 미세 뇌 해부학과, 재구성하는 전체 실험 절차를 설명합니다. 설명 프로토콜은 샘플 준비 및 청소, 영상, 데이터 후 처리 및 다중 스케일의 시각화를 위해 설치 표본이 포함되어 있습니다. 

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Optical Recording of Suprathreshold Neural Activity with Single-cell and Single-spike Resolution

Signaling of information in the vertebrate central nervous system is often carried by populations of neurons rather than individual neurons. Also propagation of suprathreshold spiking activity involves populations of neurons. Empirical studies addressing cortical function directly thus require recordings from populations of neurons with high resolution. Here we describe an optical method and a deconvolution algorithm to record neural activity from up to 100 neurons with single-cell and single-spike resolution. This method relies on detection of the transient increases in intracellular somatic calcium concentration associated with suprathreshold electrical spikes (action potentials) in cortical neurons. High temporal resolution of the optical recordings is achieved by a fast random-access scanning technique using acousto-optical deflectors (AODs)1. Two-photon excitation of the calcium-sensitive dye results in high spatial resolution in opaque brain tissue2. Reconstruction of spikes from the fluorescence calcium recordings is achieved by a maximum-likelihood method. Simultaneous electrophysiological and optical recordings indicate that our method reliably detects spikes (&gt;97% spike detection efficiency), has a low rate of false positive spike detection (&lt; 0.003 spikes/sec), and a high temporal precision (about 3 msec) 3. This optical method of spike detection can be used to record neural activity in vitro and in anesthetized animals in vivo3,4.

Understanding the function of the vertebrate central nervous system requires recordings from many neurons because cortical function arises on the level of populations of neurons. Here we describe an optical method to record suprathreshold neural activity with single-cell and single-spike resolution, dithered random-access scanning. This method records somatic fluorescence calcium signals from up to 100 neurons with high temporal resolution. A maximum-likelihood algorithm deconvolves the underlying suprathreshold neural activity from the somatic fluorescence calcium signals. This method reliably detects spikes with high detection efficiency and a low rate of false positives and can be used to study neural populations in vitro and in vivo.

단일 셀 및 단일 스파이크 해상도 suprathreshold 신경 활동의 광 기록

Signaling of information in the vertebrate central nervous system is often carried by populations of neurons rather than individual neurons. Also ...

연구

신경과학

Optical Coherence Tomography: Imaging Mouse Retinal Ganglion Cells In Vivo

Structural changes in the retina are common manifestations of ophthalmic diseases. Optical coherence tomography (OCT) enables their identification in vivo&#8212;rapidly, repetitively, and at a high resolution. This protocol describes OCT imaging in the mouse retina as a powerful tool to study optic neuropathies (OPN). The OCT system is an interferometry-based, non-invasive alternative to common post mortem histological assays. It provides a fast and accurate assessment of retinal thickness, allowing the possibility to track changes, such as retinal thinning or thickening. We present the imaging process and analysis with the example of the Opa1delTTAG mouse line. Three types of scans are proposed, with two quantification methods: standard and homemade calipers. The latter is best for use on the peripapillary retina during radial scans; being more precise, is preferable for analyzing thinner structures. All approaches described here are designed for retinal ganglion cells (RGC) but are easily adaptable to other cell populations. In conclusion, OCT is efficient in mouse model phenotyping and has the potential to be used for the reliable evaluation of therapeutic interventions.

Optical Coherence Tomography: Imaging Mouse Retinal Ganglion Cells In Vivo

This manuscript describes a protocol for the in vivo imaging of the mouse retina with high-resolution spectral domain optical coherence tomography (SD-OCT). It focuses on retinal ganglion cells (RGC) in the peripapillary region, with several scanning and quantifying approaches described.

광학 일관성 단층 촬영: 마우스 망막 신경 절 세포에서 Vivo에서 화상 진 찰

Structural changes in the retina are common manifestations of ophthalmic diseases. Optical coherence tomography (OCT) enables their identification in ...

Visualization of Motor Axon Navigation and Quantification of Axon Arborization In Mouse Embryos Using Light Sheet Fluorescence Microscopy

Spinal motor neurons (MNs) extend their axons to communicate with their innervating targets, thereby controlling movement and complex tasks in vertebrates. Thus, it is critical to uncover the molecular mechanisms of how motor axons navigate to, arborize, and innervate their peripheral muscle targets during development and degeneration. Although transgenic Hb9::GFP mouse lines have long served to visualize motor axon trajectories during embryonic development, detailed descriptions of the full spectrum of axon terminal arborization remain incomplete due to the pattern complexity and limitations of current optical microscopy. Here, we describe an improved protocol that combines light sheet fluorescence microscopy (LSFM) and robust image analysis to qualitatively and quantitatively visualize developing motor axons. This system can be easily adopted to cross genetic mutants or MN disease models with Hb9::GFP lines, revealing novel molecular mechanisms that lead to defects in motor axon navigation and arborization.

Here, we describe a protocol for visualizing motor neuron projection and axon arborization in transgenic Hb9::GFP mouse embryos. After immunostaining for motor neurons, we used light sheet fluorescence microscopy to image embryos for subsequent quantitative analysis. This protocol is applicable to other neuron navigation processes in the central nervous system.

모터 축 삭 탐색 및 빛 시트 형광 현미경 검사 법을 사용 하 여 마우스 배아에서 축 삭 Arborization의 정량화의 시각화

Spinal motor neurons (MNs) extend their axons to communicate with their innervating targets, thereby controlling movement and complex tasks in ...

Free-floating Immunostaining of Mouse Brains

Immunohistochemical staining of mouse brains is a routine technique commonly used in neuroscience to investigate central mechanisms underlying the regulation of energy metabolism and other neurobiological processes. However, the quality, reliability, and reproducibility of brain histology results may vary among laboratories. For each staining experiment, it is necessary to optimize the key procedures based on differences in species, tissues, targeted proteins, and the working conditions of the reagents. This paper demonstrates a reliable workflow in detail, including intra-aortic perfusion, brain sectioning, free-floating immunostaining, tissue mounting, and imaging, which can be followed easily by researchers in this field.
Also discussed are how to modify these procedures to satisfy the individual needs of researchers. To illustrate the reliability and efficiency of this protocol, perineuronal nets were stained with biotin-labeled Wisteria florbunda agglutinin (WFA) and arginine vasopressin (AVP) with an anti-AVP antibody in the mouse brain. Finally, the critical details for the entire procedure have been addressed, and the advantages of this protocol compared to those of other protocols. Taken together, this paper presents an optimized protocol for free-floating immunostaining of mouse brain tissue. Following this protocol makes this process easier for both junior and senior scientists to improve the quality, reliability, and reproducibility of immunostaining studies.

This protocol describes an efficient and reproducible approach for mouse brain histological studies, including perfusion, brain sectioning, free-floating immunostaining, tissue mounting, and imaging.

마우스 뇌의 자유 부동 면역 염색

Immunohistochemical staining of mouse brains is a routine technique commonly used in neuroscience to investigate central mechanisms underlying the ...

Characterization of Neuromuscular Junctions in Mice by Combined Confocal and Super-Resolution Microscopy

Neuromuscular junctions (NMJs) are highly specialized synapses between lower motor neurons and skeletal muscle fibers that play an essential role in the transmission of molecules from the nervous system to voluntary muscles, leading to contraction. They are affected in many human diseases, including inherited neuromuscular disorders such as Duchenne muscular dystrophy (DMD), congenital myasthenic syndromes (CMS), spinal muscular atrophy (SMA), and amyotrophic lateral sclerosis (ALS). Therefore, monitoring the morphology of neuromuscular junctions and their alterations in disease mouse models represents a valuable tool for pathological studies and preclinical assessment of therapeutic approaches. Here, methods for labeling and analyzing the three-dimensional (3D) morphology of the pre- and postsynaptic parts of motor endplates from murine teased muscle fibers are described. The procedures to prepare samples and measure NMJ volume, area, tortuosity and axon terminal morphology/occupancy by confocal imaging, and the distance between postsynaptic junctional folds and acetylcholine receptor (AChR) stripe width by super-resolution stimulated emission depletion (STED) microscopy are detailed. Alterations in these NMJ parameters are illustrated in mutant mice affected by SMA and CMS.

This protocol describes a method for morphometric analysis of neuromuscular junctions by combined confocal and STED microscopy that is used to quantify pathological changes in mouse models of SMA and ColQ-related CMS.

결합된 공초점 및 초분해능 현미경에 의한 마우스의 신경근 접합부 특성 분석

Neuromuscular junctions (NMJs) are highly specialized synapses between lower motor neurons and skeletal muscle fibers that play an essential role in the ...

Registration of Calcium Transients in Mouse Neuromuscular Junction with High Temporal Resolution using Confocal Microscopy

Estimation of the presynaptic calcium level is a key task in studying synaptic transmission since calcium entry into the presynaptic cell triggers a cascade of events leading to neurotransmitter release. Moreover, changes in presynaptic calcium levels mediate the activity of many intracellular proteins and play an important role in synaptic plasticity. Studying calcium signaling is also important for finding ways to treat neurodegenerative diseases. The neuromuscular junction is a suitable model for studying synaptic plasticity, as it has only one type of neurotransmitter. This article describes the method for loading a calcium-sensitive dye through the cut nerve bundle into the mice's motor nerve endings. This method allows the estimation of all parameters related to intracellular calcium changes, such as basal calcium level and calcium transient. Since the influx of calcium from the cell exterior into the nerve terminals and its binding/unbinding to the calcium-sensitive dye occur within the range of a few milliseconds, a speedy imaging system is required to record these events. Indeed, high-speed cameras are commonly used for the registration of fast calcium changes, but they have low image resolution parameters. The protocol presented here for recording calcium transient allows extremely good spatial-temporal resolution provided by confocal microscopy.

The protocol describes the method of loading a fluorescent calcium dye through the cut nerve into mouse motor nerve terminals. In addition, a unique method for recording fast calcium transients in the peripheral nerve endings using confocal microscopy is presented.

Estimation of the presynaptic calcium level is a key task in studying synaptic transmission since calcium entry into the presynaptic cell triggers a ...

Coherent Anti-Stokes Raman Spectroscopy (CARS) Application for Imaging Myelination in Brain Slices

Coherent anti-Stokes Raman spectroscopy (CARS) is a technique classically employed by chemists and physicists to produce a coherent signal of signature vibrations of molecules. However, these vibrational signatures are also characteristic of molecules within anatomical tissue such as the brain, making it increasingly useful and applicable for Neuroscience applications. For example, CARS can measure lipids by specifically exciting chemical bonds within these molecules, allowing for quantification of different aspects of tissue, such as myelin involved in neurotransmission. In addition, compared to other techniques typically used to quantify myelin, CARS can also be set up to be compatible with immunofluorescent techniques, allowing for co-labeling with other markers such as sodium channels or other components of synaptic transmission. Myelination changes are an inherently important mechanism in demyelinating diseases such as multiple sclerosis or other neurological conditions such as Fragile X Syndrome or autism spectrum disorders is an emerging area of research. In conclusion, CARS can be utilized in innovative ways to answer pressing questions in Neuroscience and provide evidence for underlying mechanisms related to many different neurological conditions.

Coherent Anti-Stokes Raman Spectroscopy CARS Application for Imaging Myelination in Brain Slices

Visualizing myelination is an important goal for many researchers studying the nervous system. CARS is a technique that is compatible with immunofluorescence that can natively image lipids within tissue such as the brain illuminating specialized structures such as myelin.

뇌 조각의 수초화 이미징을 위한 일관된 안티-스톡스 라만 분광법(CARS) 애플리케이션

Coherent anti-Stokes Raman spectroscopy (CARS) is a technique classically employed by chemists and physicists to produce a coherent signal of signature ...

Whole-Brain Single-Cell Imaging and Analysis of Intact Neonatal Mouse Brains Using MRI, Tissue Clearing, and Light-Sheet Microscopy

Tissue clearing followed by light-sheet microscopy (LSFM) enables cellular-resolution imaging of intact brain structure, allowing quantitative analysis of structural changes caused by genetic or environmental perturbations. Whole-brain imaging results in more accurate quantification of cells and the study of region-specific differences that may be missed with commonly used microscopy of physically sectioned tissue. Using light-sheet microscopy to image cleared brains greatly increases acquisition speed as compared to confocal microscopy. Although these images produce very large amounts of brain structural data, most computational tools that perform feature quantification in images of cleared tissue are limited to counting sparse cell populations, rather than all nuclei.
Here, we demonstrate NuMorph (Nuclear-Based Morphometry), a group of analysis tools, to quantify all nuclei and nuclear markers within annotated regions of a postnatal day 4 (P4) mouse brain after clearing and imaging on a light-sheet microscope. We describe magnetic resonance imaging (MRI) to measure brain volume prior to shrinkage caused by tissue clearing dehydration steps, tissue clearing using the iDISCO+ method, including immunolabeling, followed by light-sheet microscopy using a commercially available platform to image mouse brains at cellular resolution. We then demonstrate this image analysis pipeline using NuMorph, which is used to correct intensity differences, stitch image tiles, align multiple channels, count nuclei, and annotate brain regions through registration to publicly available atlases.
We designed this approach using publicly available protocols and software, allowing any researcher with the necessary microscope and computational resources to perform these techniques. These tissue clearing, imaging, and computational tools allow measurement and quantification of the three-dimensional (3D) organization of cell-types in the cortex and should be widely applicable to any wild-type/knockout mouse study design.

This protocol describes methods for conducting magnetic resonance imaging, clearing, and immunolabeling of intact mouse brains using iDISCO+, followed by a detailed description of imaging using light-sheet microscopy, and downstream analyses using NuMorph.

MRI, 조직 투명화 및 라이트 시트 현미경을 사용한 온전한 신생아 마우스 뇌의 전뇌 단일 세포 이미징 및 분석

Tissue clearing followed by light-sheet microscopy (LSFM) enables cellular-resolution imaging of intact brain structure, allowing quantitative analysis of ...

Imaging the Aging Cochlea with Light-Sheet Fluorescence Microscopy

Deafness is the most common sensory impairment, affecting approximately 5% or 430 million people worldwide as per the World Health Organization1. Aging or presbycusis is a primary cause of sensorineural hearing loss and is characterized by damage to hair cells, spiral ganglion neurons (SGNs), and the stria vascularis. These structures reside within the cochlea, which has a complex, spiral-shaped anatomy of membranous tissues suspended in fluid and surrounded by bone. These properties make it technically difficult to investigate and quantify histopathological changes. To address this need, we developed a light-sheet microscope (TSLIM) that can image and digitize the whole cochlea to facilitate the study of structure-function relationships in the inner ear. Well-aligned serial sections of the whole cochlea result in a stack of images for three-dimensional (3D) volume rendering and segmentation of individual structures for 3D visualization and quantitative analysis (i.e., length, width, surface, volume, and number). Cochleae require minimal processing steps (fixation, decalcification, dehydration, staining, and optical clearing), all of which are compatible with subsequent high-resolution imaging by scanning and transmission electron microscopy. Since all the tissues are present in the stacks, each structure can be assessed individually or relative to other structures. In addition, since imaging uses fluorescent probes, immunohistochemistry and ligand binding can be used to identify specific structures and their 3D volume or distribution within the cochlea. Here we used TSLIM to examine cochleae from aged mice to quantify the loss of hair cells and spiral ganglion neurons. In addition, advanced analyses (e.g., cluster analysis) were used to visualize local reductions of spiral ganglion neurons in Rosenthal&#39;s canal along its 3D volume. These approaches demonstrate TSLIM microscopy&#39;s ability to quantify structure-function relationships within and between cochleae.

A light-sheet microscope was developed to image and digitize whole cochlea.

광시트 형광 현미경을 이용한 노화된 달팽이관 이미징

Deafness is the most common sensory impairment, affecting approximately 5% or 430 million people worldwide as per the World Health Organization1. Aging or ...

마우스 Retina OCT Fibergram Alignment with Confocal Images

Alignment of Visible-Light Optical Coherence Tomography Fibergrams with Confocal Images of the Same Mouse Retina

In recent years, in vivo retinal imaging, which provides non-invasive, real-time, and longitudinal information about biological systems and processes, has been increasingly applied to obtain an objective assessment of neural damage in eye diseases. Ex vivo confocal imaging of the same retina is often necessary to validate the in vivo findings especially in animal research. In this study, we demonstrated a method for aligning an ex vivo confocal image of the mouse retina with its in vivo images. A new clinical-ready imaging technology called visible light optical coherence tomography fibergraphy (vis-OCTF) was applied to acquire in vivo images of the mouse retina. We then performed the confocal imaging of the same retina as the &#34;gold standard&#34; to validate the in vivo vis-OCTF images. This study not only enables further investigation of the molecular and cellular mechanisms but also establishes a foundation for a sensitive and objective evaluation of neural damage in vivo.

저자 스포트라이트: 녹내장 진단 및 치료 개선을 위한 In Vivo 및 Ex Vivo 망막 영상의 발전 

The present protocol outlines the steps for aligning in vivo visible-light optical coherence tomography fibergraphy (vis-OCTF) images with ex vivo confocal images of the same mouse retina for the purpose of verifying the observed retinal ganglion cell axon bundle morphology in the in vivo images.

Align of Visible-Light Optical Coherence Tomography Fibergrams with Confocal Images of the Same Mouse Retina(가시광선 광간섭 단층 촬영 파이버그램과 동일한 마우스 망막의 컨포칼 이미지 정렬)

In recent years, in vivo retinal imaging, which provides non-invasive, real-time, and longitudinal information about biological systems and processes, has ...