NIH R01 DK55619, NIH R21 CA139063

1. 동물 <ol><li> 모든 절차는 뉴저지의 기관 동물 관리 및 사용 의과 대학위원회와 치과에 의해 승인되었다. </li><li> 그룹 하우스 남성 C57BL / 6 12 시간 light/12 인사 어두운 일정에 마우스 및 물과 음식에 대한 광고를 무제한으로 액세스 할 수 있습니다. 4-5개월 이전에 희생. 마우스의 안락사는 마취의 수술 비행기와 안락사의 보조 형태 (즉, 조리개를 통해 흉강에 절개를 관통)를 사용하여 수행 하였다. 이 안락사에 AVMA 가이드 라인과 일치한다. </li></ol> 2. 관류 솔루션, Coverslips는, 유리 피펫 및 미디어의 준비 <ol><li> 2.5 밀리미터의 KCl, 12 mM의 MgCl2를 1.25 밀리미터의 NaH 2 PO 4, 28 mM의 탄산 수소 나트륨, 0.5 mM의 염화칼슘으로 구성된 1L 관류 액을, 12 mM의 포도당, 1 mM의 아스 코르 빈산, 증류 dH보다 2 O 3 mM의 피루 베이트 에 ~ (30) 삼투압 조절약 80 g / L의 크로스를 사용하여 0 mOsm. 95 %, O2 / 5 % CO 2와 버블 링과 7.4로 pH를 조절하여 산소로. 각 실험은 관류 액의 약 200 ㎖가 필요합니다. 분취 량은 최대 2 개월 -20 ° C에 저장할 수 있습니다. </li><li> 포도당, 2.5 mM의 포도당, 100 U / ㎖ 페니실린 스트렙토 마이신없이 Neurobasal 매체를 포함하는 250 ㎖의 Neurobasal 재고를 확인합니다. 자당을 사용하여 280 mOsm로 Neurobasal 주식의 삼투압을 조절합니다. 500 ml의 포도당, 2.5 mM의 포도당, 100 U / ㎖ 페니실린 스트렙토 마이신없이 최대 절전 모드-A 매체가있는 주식을 최대 절전합니다. </li><li> Stericup 진공 필터 유닛을 사용하여 잘 주식과 필터 소독 모두를 저어. 유리 또는 교반 막대를 통해 포도당이나 기타 오염 물질을 소개하지 않도록주의하십시오. 빛으로부터 미디어를 보호하고 최대 2 개월 동안 4 ° C에 저장할 수 박의 병을 감싸십시오. </li><li> 팁이 더 싸다 없도록 4 멸균 유리 피펫 (9)의 팁을 불꽃NGER 날카로운 개구부 직경이 크고 (~ 0.9 mm), 중대형 (~ 0.7 mm), 중간 (~ 0.5 mm), 소규모 (~ 0.3 mm). 가장 큰 거의 연마해야하며, 최소는 직경의 제에 대한 있어야합니다. </li><li> 수확 신경, 70 % 에탄올을 사용하고 분젠 버너의 불꽃을 통해 전달 깨끗한 네 25mm 유리 coverslips는 전날에. 멸균 35mm 배양 접시에 각각의 커버 슬립을 놓고 2 ㎖ dH보다 2 O.에서 멸균 1 % 폴리-D-라이신을 추가 하룻밤 인큐베이터 (37 ℃)에서 요리를 넣어. 다음 날, 멸균 dH보다 2 O 3 배, 세척 커버 슬립이 완전히 건조 수 있습니다. </li><li> 1 M 유산균과 루타 200 ㎕의 분취 액 75 μL 씩 분주을, -20 ℃에서 보관 어느 정도의 균일 성을 보장하기 위해 사용하기 전에 젖산 루타의 분취 량을 해동. </li><li> 수확 뉴런의 날, 인슐린없이 1mM의 젖산, 0.5 루​​타, 2 %의 B27를 포함하는 최대 절전 모드 - 주식으로 구성된 신선한 배양액 30 ㎖로 만든다. 할머니rtex 1 N 수산화 나트륨을 사용하여 pH를 7.4로 조정한다. </li><li> 얼음에 60mm 유리 배양 접시에서 배양 배지 10 ㎖를 넣고, 얼음에 15 ML 원뿔 튜브에 2 ㎖를 넣고 실온에서 남아있는 용지를 보관하십시오. </li><li> 수확 뉴런의 날, 1 ㎜ 젖산, 0.5 ㎜ 루타, 인슐린없이 2 % B27를 포함 Neurobasal 주식으로 구성된 신선한 성장 매체의 25 ㎖로 만든다. 소용돌이와 1 N 수산화 나트륨을 사용하여 pH를 7.4로 조정한다. 신선한 성장 매체가 적어도 30 분 동안 인큐베이터 (37 ° C, 5 % CO 2)의 평형을 허용합니다. </li></ol> 3. 심장 관류 <ol><li> 완전 95 % O 2 / 5 더 적어도 15 분 동안 얼음 %의 CO 2와 함께 200 ㎖의 관류 액과 산소로 해동. </li><li> 아세톤, 70 % 에탄올, 및 dH보다 2 O와 vibratome 블레이드를 세척 vibratome에서 블레이드를 배치합니다. </li><li> dH보다 2 O와 vibratome 냉각 실 및 관류 튜브를 씻어 냉각 실 채우기 (4 ° C) 관류 솔루션과 산소를​​ 계속합니다. </li><li> 펜토 바르 비탈 나트륨 50 밀리그램 마우스를 마취 / ㎖, 멸균 물과 1:1로 희석, 복강 내 주입했다. 확인 마우스가 완전히 꼬리를 곤란하게하고 응답을 관찰하지에 의해 마취. </li><li> 단지 해부하기 전에 관류 저장 및 튜브에 차가운 관류 액을 붓는다. 뇌 해부를 위해 20 ~ 30 ㎖에 저장하고 얼음에 산소를 계속합니다. 튜브를 통해 높은 60 ML의 주사기에서 중력 흐름과 20 G 바늘 충분한 흐름을 제공합니다. 기포가 퇴색 될 때까지 솔루션을 실행할 수 있습니다. 산소를 계속합니다. </li><li> 마우스의 흉곽 위의 피부를 다시 잘라. 흉곽을 들어 올리고 조심스럽게 진동판을 통해 수평 절단을합니다. 마음을 노출하는 팔쪽으로 흉곽 업을 통해 두 가지 측면 상처를 확인합니다. 흉곽을 다시 개최하는 집게를 사용합니다. </li><li> 혈액이 vascu 밖으로 세척을위한 출구 지점을 제공하는 우심방에있는 작은 2mm 컷을고맙다 시스템. </li><li> 충분한 바늘 구멍을 삽입하려면 관류 바늘로 좌심실에 구멍. 한 손으로 제자리에 바늘을 잡고 다른 손으로 관류 액의 흐름을 시작한다. 관류 액의 10 ~ 15 ㎖를 한 후, 혈액을 세척해야하며, 유출 물이 취소됩니다. </li></ol> 4. 뇌 슬라이스 및 해부 <ol><li> 심장 재관류 후, 전송은 사용하기 직전에 얼음에 페트리 접시에 차가운 관류 솔루션을 산소. </li><li> 신속, 목을 벨 두개골에서 뇌를 제거하고 관류 솔루션으로 뇌를 놓습니다. 뇌 제거하려면 앞으로 피부를 당겨, 눈 소켓쪽으로 두개골의 정중선 컷을 만들어, 각각의 눈을 향해 2 측면 컷을 만드는, 다시 두개골의 각면을 당겨 눈 소켓 사이에 관상 컷을하고, 집게를 사용하여 부드럽게 관류 솔루션으로 뇌를 동축 케이블 주걱을 사용합니다. 필요한 경우 광학 책자를 가위로 잘라 사용합니다. hypothalami을 터치하지 마십시오C 영역이가 중간 예하와 기본 시상 하부 조직에 너무 많은 압력을두고 있기 때문에 광학 책자를 잡아 당기지 마십시오. </li><li> 조직이 (브레 그마 -3.52 mm) 잠수하는 동안 옆으로 시상 하부에 뇌 조직에게 약 3mm 후방 및 전방 트림 면도날과 바늘을 사용합니다. 뇌가 vibratome 척에 똑바로 앉아 있도록 전방 사이드 컷이 수평 위치하는 것이 특히 중요합니다. </li><li> 솔루션에 남아있는 뇌 조직을 제거하고 장착 뇌 섹션에서 솔루션을 멀리 윅 필터 용지를 사용하십시오. </li><li> vibratome 척에 슈퍼 접착제의 덩어리를 놓고 뇌의 크기에 접착제를 확산. 앞쪽면이 아래를 향과 시상 하부 칼날을 향하도록 접착제의 상단에있는 뇌 조직을 넣습니다. 심지 멀리 초과 접착제와는 vibratome 냉각 실에 척을 배치합니다. 이 솔루션으로 뇌 주위에 거품까지 배치 할 때와 같이 많은 접착제를 남기지 않도록주의하십시오. </li><li> vibratom로전자 느린 속도 (레벨 2) 높은 진폭 (레벨 9)으로 설정, 시상 하부 영역에 도달 할 때까지 300 ~ 500 μm의 조각을 만든다. 이제 앞쪽에 후방에서 절단은 100 μm의 조각을 만든다. 다음과 같이 시각적 인 신호입니다. 세 번째 뇌실 (-2.70 -2.30 mm 인 브레 그마) 아주 작은 것입니다 시상 하부에 후방. 브레 그마 -2.30 mm에서 세 번째 뇌실은 관상 조각에 지느러미와 복부 부분으로 분리된다. </li><li> 세 번째 뇌실 퓨즈의 섹션 (-2.18 -1.22 mm 인 브레 그마) VMH의 정확한 영역을 포함하는 두 개의 500 μm의 조각을하면. 앞쪽은 VMH에, 세 번째 뇌실은 더 이상 8 (-1.06 -0.82에 브레 그마) 두뇌의 복부 층으로 확장하지 않습니다. </li><li> 얼음 포함하는 배지에서 배양 접시에이 조각을 전송합니다. 도 1에 도시 된 바와 같이 VMH (VMN + ARC)를 해부. 부드럽게 얼음 배지 2 ㎖의 VMH 조각을 전송 피펫을 사용합니다. </li></ol> 5. 해리와 문화 <ol><li> 얼음에서 VMH를 제거하고 실내 온도에 배치합니다. 문화 미디어 4 ㎖에 20 U / ㎖ 파파인을 추가합니다. 34 ° C의 물을 욕조에 혼합 배치하는 반전. 소화 매체가 더 이상 흐린 때까지 매 순간을 검사하고 반전으로 섞는다. 멸균 플라스크에 (0.22 μm의) 필터 및 소화 매체로 조직을 전송합니다. </li><li> 30 분 동안 34 ° C에서 100 rpm으로 흔들어 조직을 소화. </li><li> 소화시 8 % 소 혈청 알부민 (BSA)을 함유하는 매체 1 ㎖를 준비한다. 원뿔 튜브에 문화 미디어와 필터 1 ㎖ (0.22 μm의)에 80 밀리그램의 BSA를 녹입니다. </li><li> 원뿔 튜브에서 배양 배지 5 ㎖로 전송 천천히 한 번 반전하여 조직을 씻으십시오. </li><li> 문화 미디어 6 ㎖에 30 μL의 DNA 분해 효소 효소를 추가하고 분쇄​​ 미디어를 만들기 위해 혼합한다. 세척 매체를 대기음 및 분쇄 매체의 3 ㎖를 추가합니다. </li><li> (L)의 순서로 씹다하는 유리 피펫을 사용argest 작은합니다. 조심스럽게 배를 씹다하고 해결하는 더 큰 조각이 4 분을 기다립니다. 새로운 원추형 튜브에 해리 된 세포 현탁액을 포함하는 베스트 2 ㎖를 전송하는 제 피펫을 사용한다. , 분쇄 매체의 2 ML을 추가 배를 씹다 3 분을 기다립니다. 세포 현탁액에 최고 2 ㎖를 전송하는 제 피펫을 사용합니다. 분쇄 매체, 씹다 5 배의 1 mL를 넣고 2 분을 기다립니다. 세포 현탁액 2 ㎖ 가기를 전송하는 제 피펫을 사용한다. </li><li> 혼합하지 않도록주의하고, 8 % BSA의 상단에있는 해리 세포 현탁액 레이어. 5 분 동안 1,000 rpm으로 원심 분리기. </li><li> 각 커버 슬립의 중심에 실린더를 복제 멸균 6mm X 8mm를 놓습니다. 커버 슬립이 완전히 건조해야한다. 기음과 440 ㎕의 따뜻한 성장 미디어에서 펠렛을 재현 탁. 20 분 동안 인큐베이터에있는 신경 세포의 서스펜션과 장소 실린더 복제를 입력합니다. </li><li> 복제 실린더를 제거하고 매우 조심스럽게 이물질을 씻어. 각 요리 위스콘신 채우기성장 배지 2 ㎖ 일. 어떤 분석이 수행되기 전에 세포가 적어도 1 시간 동안 복구 할 수 있습니다. </li></ol> 6. MPD 이미징을위한 준비 <ol><li> 121 mM의 NaCl을 4.7 밀리미터의 KCl, 2 mM의 염화칼슘, 0.1 mM의 MgCl2를, 1.2 ㎜ 망초, 0.97 mM의 K 2 HPO 4, 0.23 mM의 KH 2 PO 4, 5 mM의 탄산 수소 나트륨, 25 밀리미터로 구성된 레코딩 솔루션을 HEPES. 7.4으로 산도를 조정합니다. </li><li> 원하는 낮은 포도당 테스트 솔루션 (0.1 ~ 2.0 mM의 포도당)를 만들기 위해 포도당을 추가합니다. 철저하게 혼합 400 ML에게 낮은 혈당 기록 솔루션을 보유하고 있습니다. 2.5 mM의 포도당 레코딩 솔루션을 철저하게 혼합 나머지 600 ML에 포도당을 추가합니다. </li><li> 가능한 한 많은 빛으로부터 염료를 보호합니다. 블루 MPD 유리 병에 실온 버퍼의 4 ML을 추가합니다. 철저하게 혼합 ML 녹취 솔루션 당 5 μL 염료를 추가합니다. 솔루션 사이의 펫을 혼합하여 균일 한 용액을 유지합니다. 염료는 형광 M을 포함탈분극과 세포를 입력하고 분자 소광, 이는 세포막을 통과 할 수 olecules. 분취 량은 -20 ° C에 저장 4 일 이내에 사용할 수 있습니다. 냉동 - 해동을하지 마십시오 번 이상. </li><li> 30 분 동안 34 ° C에서 2.5 mM의 포도당 레코딩 솔루션 플러스 염료의 2 ml의 세포를 품어. 건식 가열 블록이 사용될 수있다. 빛으로부터 보호합니다. </li><li> 2.5 ㎜, 0.1 ㎜의 기록 솔루션 플러스 염료 주사기 펌프와 관류 시스템을 준비합니다. 60 ㎖를 주사기에서 튜브 매니 폴드에 연결되어 있어야합니다. </li><li> 매니 폴드에 솔루션을 전환하기 전에 10 초는 주사기의 압력 상승을 방지하기 위해 ~을 위해 모든 펌프를 정지 한 후, 기다립니다. 압력 변화는 이미지의 실험을 왜곡하는 동안 현미경의 초점의 변화를 일으키는 원인이되는 신경 세포를 포함하는 폐쇄 챔버에 유체 전달을 변경합니다. </li><li> 매니 폴드 출력 튜브 라인 히터와 밀폐 챔버에 연결 한 다음, 폴리에틸렌 배관에 접속되어야한다.<html> 거품이 삭제되어야하고, 관류 속도는 0.5 ㎖ / 분으로 설정해야합니다. 빛으로부터 보호합니다. </li><li> coverslip에 공기 방울을 소개 건조하지 수 있도록하지 않도록주의하고, 밀폐 된 챔버에 부착 신경과 25mm의 coverslip에 전송합니다. 슬립이 바닥 부분의 홈에 정렬되어, 레코딩 솔루션의 몇 방울 측면을 따라 배치하고, 상단 부분은 조심스럽게 제자리에 커버 슬립을 유지하기 위해 장착되어 있습니다. </li><li> 레코딩 솔루션과 챔버를 기입 한 후 상단에 18mm의 coverslip에 배치하기 위해 적기를 사용합니다. 조심스럽게 제자리에 작은 커버 슬립을 보유하는 챔버에 흰색 링에 맞게. 밀폐 된 챔버로 유입되는 공기 방울을 방지하기 위해 아주 천천히 가볍게 누르십시오. </li><li> 2.5 mM의 포도당 레코딩 솔루션, 아래로 흰색 링 프레스 주사기 펌프를 시작하고 밀폐 된 챔버에 연결합니다. 천천히 화이트 링에서 압력을 해제하고 폐기물 용기로 이어지는 배관에 연결합니다. </li></ol>전자 &quot;&gt; 7. MPD 이미징 <ol><li> 낮은 시야 빛을 사용하여 신경을 중앙에 배치합니다. 세포가 빛에 노출되는 시간의 양을 최소화하도록 시도한다. </li><li> 관류 시스템은 온도, 초점이 안정화 할 수 있도록 10 분 동안 실행하고 균형을 염색 할 수 있습니다. </li><li> 프라이밍 동안, Metamorph의 프로그램을 열고 뉴런의 밝은 이미지 필드 (10X)를 가지고 간다. 형광 이미지의 3 스택 (150 밀리 초, 좁은 Cy3에 필터, 10X)를 타고 5 μm의에서 초점을 결정하는 자동 초점 기능을 사용하십시오. 10 분 프라이밍 기간의 끝에서, 한번 더 초점을 확인. </li><li> 40 분에 형광 이미지마다 30 초를 기록하기 시작합니다. 10 분 동안 2.5 mM의 포도당에 기준을 설정 한 다음 15 분 동안 혈당을 감소, 그리고 마지막 15 분 동안 2.5 mM의 포도당으로 돌아갑니다. 솔루션은 주사기 펌프를 정지 10 초를 기다리고, 매니 폴드의 포트를 돌려, 다른 주사기 펌프를 시작하여 변경됩니다. 변경 사항이 미리 원하는 시점 바의 발생해야매니 폴드와 세포 사이의 지연에 나오지. </li><li> 모든 형광 이미지를 촬영 한 후, 신경의 시야 이미지를 촬영. </li></ol> 8. MPD 이미징 분석 <ol><li> 실험의 끝에서 찍은 밝은 이미지 필드의 각 셀 주위에 타원형 영역을 만드는 데 Metamorph의를 사용합니다. 영역들은 각 뉴런보다 약간 커야하고 셀의 다크 에지의 외측 1 화소로 할 수있다. , 건강에 해로운 중복, 또는 파편에 가까운 셀을 선택하지 마십시오. 건강하지 못한 세포는 종종 어두운 나타납니다. 마지막으로, 배경 측정에 대한 세포 파편을 가진 지역에 5 큰 타원형 영역을 만들 수 있습니다. </li><li> 모든 형광 이미지에 영역을 전송하고 어떤 운동 / 변화가 발생하지 않았는지 확인하기 위해 검사합니다. Excel 파일의 모든 이미지의 영역에 대한 각각의 형광 강도를 기록하는 측정 기능을 사용합니다. Metamorph의에서 저널의 사용을 권장합니다. </li><li> 엑셀에서 각 fluoresc위한 5 배경 영역의 평균을 만들엔트 이미지. 이것은 각 시점에서의 평균 배경 값을 나타낸다. 각각의 이미지 / 시점의 경우, 모든 영역 측정에서 배경을 뺍니다. 배경 차감-형광 강도는 강도 이하로 언급 될 것이다. </li><li> 각 셀의 경우, 분 녹화 2-8 동안의 평균 강도를 계산한다. 이 2.5 mM의 포도당에있는 세포의베이스 라인을 나타냅니다. 각 처리의 양단에 이분 버퍼는 노이즈를 최소화하기 위해 사용된다. </li><li> 각 셀의 경우,베이스 라인에서의 변화율을 계산 : (강도-기준) / 기준 </li><li> 대 시간 기준의 퍼센트 변화에 선 그래프를 만듭니다. </li><li> 18 ~ 23 분 동안 기준선에서 평균 변화율을 계산합니다. 35 ~ 40 분 동안 기준선에서 평균 변화율을 계산합니다. 화상 처리가 사용되지 않는 동안, 노이즈는 각 셀 영역 내의 강도의 평균값, 배경 빼기 및 5 분 O 이상의 영역 강도의 평균화를 통해 감소된다R 이상. </li><li> 2.5 mM의 포도당 기록 액을 2.5 mM의 포도당 기록 용액으로 교환되는 제어 실험은 노이즈 임계 값을 결정하기 위해 수행되어야한다. 최소 6 요리와 3 마우스의 경우 18 ~ 23 분 동안 기준선에서 평균 변화율을 계산합니다. 이 값의 평균과 표준 편차를 결정합니다. </li><li> 평균 플러스 2 표준 편차에 긍정적 인 탈분극 응답에 대한 임계 값을 설정합니다. 평균 플러스 2 표준 편차는 P &lt;0.05와의 차이에 해당한다. 우리의 제어 실험은 적절한 임계 값으로 기준에서 10 %의 변화를 공개했다. </li><li> 각 셀에 대해,이 기준에 따라 가역적 탈분극 반응을 평가. 첫째로, 18-23 분 동안 기준선에서 평균 변화율이 10 % 이상, 이전 단계에서 결정된 문턱 있어야한다. 둘째, 35 ~ 40 분 동안 기준선에서 평균 %의 변화가 적은의 평균 변화율의 절반 이상이어야합니다18 ~ 23 분 동안 기준. 이 글루타민산 염 또는 KCl을 함께 자극보다 더 엄격한 것으로 발견 된 이후 두 번째 기준은 선택되었다. 감소 포도당에 대한 그들의 반응은 되돌릴 수 없습니다에도 불구하고 건강에 해로운 신경 세포들은 글루타메이트 또는 KCl을 가진 자극에 반응한다. </li><li> 각각의 요리에, 탈 편광 뉴런의 %를 계산합니다. 이 값은 다른 치료 그룹 사이에 GI 신경 세포의 %를 정량화하는 데 사용됩니다. </li></ol>

<ol>
	<li>Routh, V. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Glucose-sensing+neurons:+are+they+physiologically+relevant?.">Glucose-sensing neurons: are they physiologically relevant?.</a> Physiol. Behav. 76, 403-413 (2002).</li><li>Canabal, D. D., Potian, J. G., Duran, R. G., McArdle, J. J., Routh, V. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Hyperglycemia+impairs+glucose+and+insulin+regulation+of+nitric+oxide+production+in+glucose-inhibited+neurons+in+the+ventromedial+hypothalamus.">Hyperglycemia impairs glucose and insulin regulation of nitric oxide production in glucose-inhibited neurons in the ventromedial hypothalamus.</a> Am. J. Physiol. 293, 592-600 (2007).</li><li>Canabal, D. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Glucose,+insulin,+and+leptin+signaling+pathways+modulate+nitric+oxide+synthesis+in+glucose-inhibited+neurons+in+the+ventromedial+hypothalamus.">Glucose, insulin, and leptin signaling pathways modulate nitric oxide synthesis in glucose-inhibited neurons in the ventromedial hypothalamus.</a> American journal of physiology. Reg. Integr. Comp. Physiol. 292, 1418-1428 (2007).</li><li>Murphy, B. A., Fakira, K. A., Song, Z., Beuve, A., Routh, V. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=AMP-activated+protein+kinase+and+nitric+oxide+regulate+the+glucose+sensitivity+of+ventromedial+hypothalamic+glucose-inhibited+neurons.">AMP-activated protein kinase and nitric oxide regulate the glucose sensitivity of ventromedial hypothalamic glucose-inhibited neurons.</a> Am. J. Physiol. Cell Physiol. 297, C750-C758 (2009).</li><li>Murphy, B. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Fasting+enhances+the+response+of+arcuate+neuropeptide+Y-glucose-inhibited+neurons+to+decreased+extracellular+glucose.">Fasting enhances the response of arcuate neuropeptide Y-glucose-inhibited neurons to decreased extracellular glucose.</a> Am. J. Physiol. Cell Physiol. 296, C746-C756 (2009).</li><li>Kang, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Glucokinase+is+a+critical+regulator+of+ventromedial+hypothalamic+neuronal+glucosensing.">Glucokinase is a critical regulator of ventromedial hypothalamic neuronal glucosensing.</a> Diabetes. 55, 412-420 (2006).</li><li>Kang, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Prior+hypoglycemia+enhances+glucose+responsiveness+in+some+ventromedial+hypothalamic+glucosensing+neurons.">Prior hypoglycemia enhances glucose responsiveness in some ventromedial hypothalamic glucosensing neurons.</a> Reg. Integr. Comp. Physiol. 294, R784-R792 (2008).</li><li>Paxinos, G., Franklin, K. B. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Mouse Brain in Stereotaxic Coordinates. , (2004).</li><li>Paxinos, G., Watson, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=.">.</a> The Rat Brain in Stereotaxic Coordinates. , (1998).</li><li>Song, Z., Levin, B. E., McArdle, J. J., Bakhos, N., Routh, V. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Convergence+of+pre-+and+postsynaptic+influences+on+glucosensing+neurons+in+the+ventromedial+hypothalamic+nucleus.">Convergence of pre- and postsynaptic influences on glucosensing neurons in the ventromedial hypothalamic nucleus.</a> Diabetes. 50, 2673-2681 (2001).</li><li>Song, Z., Routh, V. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Differential+effects+of+glucose+and+lactate+on+glucosensing+neurons+in+the+ventromedial+hypothalamic+nucleus.">Differential effects of glucose and lactate on glucosensing neurons in the ventromedial hypothalamic nucleus.</a> Diabetes. 54, 15-22 (2005).</li></ol>

우리는 공개 아무것도 없어.

성인 쥐에서 신경 세포의 활동을 연구 할 수있는 열쇠는 건강한 신경 세포를 해리 할 수​​있는 기능입니다. 성인 마우스의 시상 하부 신경 세포의 분리 청소년 쥐에서 신경 세포에 비해 프로토콜의 몇 가지 주요 단계에서 더 어렵습니다. 우리는 여러 가지 방법으로이 문제를 극복했다. 두께 500 μm의 뇌 조각을 만들기 젊은 쥐에서 뇌 조직에 사용되는 보통 250 ~ 350 μm의 슬라이스에 비해 신경 세?...

뇌는 신경 내분비 및 자율 신경 시스템을 통해 에너지 항상성을 조절한다. ventromedial 시상 하부 (VMH)에 ventromedial 핵 (VMN) 및 아치형 핵 (ARC)으로 구성된 에너지 항상성의 중추 조절에 중요​​하다. 전문 포도당 감지 뉴런은 VMH 내에서 신경 세포의 활동과 주변 포도당 항상성 1을 연결합니다. 포도당 여기 (GE) 포도당 (GI) 신경 세포의 포도당이 증가함에 따라 자신의 활동을 감소 억제하면서 신경 세포가 증가, 신경 세포를 감지하는 포도당의 두 가지 유형이 있습니다. VMH 포도당 감지 신경 세포는 일반적으로 전기 생리학 또는 칼슘 / 막 잠재력에 민감한 염료의 이미지를 사용하여 연구한다. 전기 생리학 패치 클램프 기술은 생체 신경 세포 활동의 연구에서 황금 표준으로 간주됩니다. 이 기술에서는, 유리 마이크로 피펫 전극은 높은 저항을 통해 세포막에 부착(GΩ) 인감. 패치 클램프 전극은 활동 전위의 주파수 (전류 클램프) 또는 이온 전도도 (전압 클램프)의 실시간 기록은 단일 신경 세포 내에서 변경 가능. 패치 클램프 기술은 특정 이온 채널 컨덕턴스의 변화에​​ 관한 상세 정보를 제공하는 반면, 주요 단점은 하나의 신경 세포가 동시에 관찰 할 수 있다는 것이다. 심지어 특정 실험 치료를 시작하기 전에 포도당 감지 신경 세포에서 하나가 기록되어 있는지 확인하기 위해 기록의 약 30 ~ 45 분입니다. 또한, GI와 GE 뉴런은 &lt;총 VMH의 신경 인구의 20 %를 포함한다. 이 문제를 복잡하게하는 것은 이들 뉴런 세포 마커의 식별 많은 경우에 부족이다. 따라서, 클리어 다른 기법, 패치 클램프 분석 힘드는 수 없다는 귀중한 전기 정보, 시간 소모 및 낮은 수율을 제공에도 불구. 해리 VMH 뉴런의 형광 이미징의 사용은 HU의 연구를 허용동시에 신경 세포의 ndreds. 칼슘 민감 염료 간접적 신경 활성의 변화와 상관이 세포 내 칼슘의 변화를 측정 할 수있다. 막 잠재력에 민감한 염료 막 잠재적 인 변경 사항을 모니터링하는 데 사용됩니다. 세포막 전위 측정은 세포 내 칼슘 수준의 변화에​​ 비해 신경 활성의 직접적인 지표이다. 또한, 막 잠재적 인 염료 (MPD) 영상은 잠재적으로 활동 전위 발사가 변경되지 않고 세포 내 칼슘 수준이 변경되지 않을 수 있습니다 막 전위에서 작은 변화를 감지합니다. 이러한 형광 이미징 기술은 모두 청소년 마우스 2-7에서 VMH 포도당 감지 신경 세포를 연구하는 데 사용되었습니다. 결과 패치 클램프 전기 생리학에 의한 것 이상 상세한 있지만, 영상 실험의 강도는 동시에 필연적으로 포도당 감지 신경 세포의 상당수를 포함 세포의 많은 인구를 평가하는 것입니다. MPD 이미징 I더 전체에 균일 VMH에 걸쳐 현지화 GI 신경을 공부에 특히 유용들, 따라서 해리 VMH (~ 15 % GI)에서 공부하는 적절한 인구를 제공한다. GE의 신경 세포가 밀집 ventrolateral-VMN와 ARC와 VMN 사이에 셀별로 지역 언어로 번역하면서 반면에, 그들은 VMH 내에서 신경 세포의 상당수 (&lt;1 % GE)을 대표하지 않습니다. 또한, 고립 된 신경 세포를 연구함으로써, 성상 세포와 시냅스 효과가 제거됩니다. 연결 및 생리적 과정이 손실되기 때문에 이것은 일차 신경 효과를 연구하는 장점뿐만 아니라 단점이 될 수있다. 패치 클램프 전기 생리학 및 MPD / 칼슘 염료 영상 모두에서 제한 요인은 젊은 동물 (예. 마우스 또는 쥐 &lt;8 주령)를 사용할 필요가있다. 이는 나이가 발생 감소 신경 세포의 생존 능력과 함께 증가 된 결합 조직에 주로있다. 뇌 슬라이스 전기 생리학 스터드이거, 증가 된 결합 조직은 더 어려워 신경을 시각화 할 수 있습니다. 증가 된 결합 조직은 어렵게 이미징 연구를위한 건강한 뉴런의 큰 숫자를 해리 할 수​​ 있습니다. 또한, 젊은 동물의 뉴런은 패치 클램프 녹음 또는 영상 중 하나를하는 동안 더 이상 생존. 그러나, 어린 마우스의 사용이 중요한 제한 될 수있다. 신경 세포의 활동 및 / 또는 신경 전달 물질 또는 순환 영양소에 대한 응답은 연령에 따라 변경합니다. 에너지 균형 밀접 생식 상태에 연결되어 있기 때문에 예를 들어, 에너지 균형을 조절하는 시상 하부 뉴런 postpubescent 동물 사전 VS에 다르게 응답 할 수있다. 또한, 많은 질병은 장기 치료를 필요로하거나 성인이 될 때까지 명시하지 않습니다. 이러한 질병의 국무 예는식이 비만이나 2 형 당뇨병이다. 포도당 감지 신경 세포는이 질병에있는 역할을 할 것으로 생각하고 있기 때문에 우리는 성공적으로 MPD 이미징 특급에 사용하기 위해 건강한 성인 VMH의 신경 세포를 배양하기위한 방법론을 개발eriments.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="947">
	<colgroup>
		<col />
		<col />
		<col />
		<col />
	</colgroup>
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:225px;">Neurobasal-A Medium (Custom)</td>
			<td style="width:115px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:180px;">0050128DJ</td>
			<td style="width:427px;">custom made glucose free</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:225px;">Hibernate-A Medium (Custom)</td>
			<td style="width:115px;">BrainBits</td>
			<td style="width:180px;"></td>
			<td>custom made glucose free</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:225px;">Penicillin streptomycin (20,000 U/ml)</td>
			<td style="width:115px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:180px;">15140</td>
			<td>other vendors acceptable</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:225px;">Stericup vacuum filter units (0.22 &#956;m)</td>
			<td style="width:115px;">Millipore</td>
			<td style="width:180px;"></td>
			<td>other vendors acceptable</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:225px;">25 mm Glass coverslips</td>
			<td style="width:115px;">Warner</td>
			<td style="width:180px;">#1 25mm round</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:225px;">18 mm Glass coverslips</td>
			<td style="width:115px;">Warner</td>
			<td style="width:180px;">#1 18mm round</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:225px;">GlutaMAX</td>
			<td style="width:115px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:180px;">35050</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:225px;">B27 minus insulin (50x)</td>
			<td style="width:115px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:180px;">0050129SA</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:225px;">Razor blade</td>
			<td style="width:115px;">VWR</td>
			<td style="width:180px;">55411</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:225px;">Vibratome &#38; cooling chamber</td>
			<td style="width:115px;">Vibratome</td>
			<td style="width:180px;">Series 1000 Sectioning system</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:225px;">Vibratome blades</td>
			<td style="width:115px;">Polysciences</td>
			<td style="width:180px;">22370</td>
			<td>injector or double edge blades from other vendors acceptable</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:225px;">Papain, suspension</td>
			<td style="width:115px;">Worthington</td>
			<td style="width:180px;">LS003124</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:225px;">BSA, suitable for cell culture</td>
			<td style="width:115px;">Sigma</td>
			<td style="width:180px;"></td>
			<td>other vendor acceptable</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:225px;">DNAse, for cell culture</td>
			<td style="width:115px;">Invitrogen</td>
			<td style="width:180px;"></td>
			<td>other vendor acceptable</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:225px;">cloning cylinders, 6 mm x 8 mm</td>
			<td style="width:115px;">Bellco Glass</td>
			<td style="width:180px;">2090-00608</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:225px;">Membrane Potential Dye (blue)</td>
			<td style="width:115px;">Molecular Devices</td>
			<td style="width:180px;">R8042</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:225px;">In-line heater</td>
			<td style="width:115px;">Warner</td>
			<td style="width:180px;">SF-28</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:225px;">Syringe pumps</td>
			<td style="width:115px;">WPI</td>
			<td style="width:180px;">sp100i</td>
			<td>other vendor acceptable</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:225px;">Closed chamber</td>
			<td style="width:115px;">Warner</td>
			<td style="width:180px;">RC-43C</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:225px;">Polyethylene tubing</td>
			<td style="width:115px;">Warner</td>
			<td style="width:180px;">PE-90</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:225px;">Metamorph</td>
			<td style="width:115px;">Molecular Devices</td>
			<td style="width:180px;"></td>
			<td>alternate image analysis software acceptable</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:225px;">Microscope</td>
			<td style="width:115px;">Olympus</td>
			<td style="width:180px;">BX61 WI</td>
			<td>
			used with 10X&#160;objective
			</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:225px;">Camera</td>
			<td style="width:115px;">Photometrics</td>
			<td style="width:180px;">Cool Snap HQ</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:225px;">Narrow Cy3 Filter Set</td>
			<td style="width:115px;">Chroma</td>
			<td style="width:180px;">41007a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:225px;">Illumination System</td>
			<td style="width:115px;">Sutter Instruments</td>
			<td style="width:180px;">Lambda DG-4</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

membrane potential dye imaging of ventromedial hypothalamus neurons from adult mice to study glucose sensing

신경 세포의 활동에 대한 연구는 종종 증가로 인해 결합 조직과 관련된 기술적 인 문제에 설치류 생후 2 달 이상에서 신경 세포를 사용하여 수행하고 나이가 발생하는 신경 세포의 생존 능력을 감소합니다. 여기, 우리는 성인 세 마우스의 건강한 시상 하부 신경 세포의 분리를위한 방법을 설명합니다. 성인 나이 든 쥐에서 신경 세포를 연구 할 수있는 능력은 나중에 나이에 명시 특정 연구에 대한 더 많은 발달 정확한 수 있습니다 질병 모델의 사용을 할 수 있습니다. 단일 신경 세포를 연구하는 전기 생리학을 사용하는 것이 아니라 해리 뉴런의 형광 이미징은 뉴런 집단의 활성을 연구하기 위해 이용 될 수있다. 원하는 신경 세포의 종류는 시상 하부의 포도당 감지 신경 세포에 대한 희귀되는 이기종의 연결 인구를 공부 할 때 특히 유용합니다. 우리는 차에 자신의 반응을 연구하는 성인 ventromedial 시상 하부의 신경 세포의 막 잠재적 인 염료 영상을 활용세포 포도당 nges. 포도당 감지 뉴런 에너지 균형의 조절에 중심적인 역할을하는 것으로 생각된다. 성인 설치류에서 포도당 감지 기능을 연구 할 수있는 능력은 장애 에너지 균형 (예. 비만) 연령 증가와 관련된 질병의 우세 이후에 특히 유용합니다.

멀리 다른 시상 하부 지역에서 VMH의 정확한 해부 일관된 결과를 얻을 것이 중요합니다. 다른 지역의 포함은 계산 감극 뉴런의 %를 변경, VMH 신경 인구를 희석 수 있습니다. 또한, 포도당 감지 신경 세포는 VMH 포도당 감지 신경 세포의 기능과 기계적으로 다를 수 있습니다 측면 시상 하부, 시상 하부와 같은 다른 지역에서 확인되었다. 1 적절한 해부에 대한 정확한 해부학 적 위치를 보여...

Watch this Scientific Journal Video about Membrane Potential Dye Imaging of Ventromedial Hypothalamus Neurons From Adult Mice to Study Glucose Sensing at JoVE.com

Membrane Potential Dye Imaging of Ventromedial Hypothalamus Neurons From Adult Mice to Study Glucose Sensing

성인 세 마우스의 단일 뉴런의 활동은 특정 뇌 영역에서 신경 세포를 해리와 형광 막 잠재적 인 염료 이미징을 사용하여 공부하실 수 있습니다. 포도당의 변화에​​ 시험 응답으로,이 기술은 성인 ventromedial 시상 하부 뉴런의 포도당 민감성을 연구하는데 사용될 수있다.

막 성인 쥐에서 Ventromedial 시상 하부 뉴런의 잠재적 인 염료 이미징은 포도당 감지를 연​​구하는

Studies of neuronal activity are often performed using neurons from rodents less than 2 months of age due to the technical difficulties associated with ...

membrane-potential-dye-imaging-ventromedial-hypothalamus-neurons-from

Research

JoVE Journal

Neuroscience

13.6K 조회수.  Rutgers New Jersey Medical School.  성인 세 마우스의 단일 뉴런의 활동은 특정 뇌 영역에서 신경 세포를 해리와 형광 막 잠재적 인 염료 이미징을 사용하여 공부하실 수 있습니다. 포도당의 변화에​​ 시험 응답으로,이 기술은 성인 ventromedial 시상 하부 뉴런의 포도당 민감성을 연구하는데 사용될 수있다. 

비디오: Membrane Potential Dye Imaging of Ventromedial Hypothalamus Neurons From Adult Mice to Study Glucose Sensing

Laser Capture Microdissection of Drosophila Peripheral Neurons

The dendritic arborization (da) neurons of the Drosophila peripheral nervous system (PNS) provide an excellent model system in which to investigate the molecular mechanisms underlying class-specific dendrite morphogenesis1,2. To facilitate molecular analyses of class-specific da neuron development, it is vital to obtain these cells in a pure population. Although a range of different cell, and tissue-specific RNA isolation techniques exist for Drosophila cells, including magnetic bead based cell purification3,4, Fluorescent Activated Cell Sorting (FACS)5-8, and RNA binding protein based strategies9, none of these methods can be readily utilized for isolating single or multiple class-specific Drosophila da neurons with a high degree of spatial precision. Laser Capture Microdissection (LCM) has emerged as an extremely powerful tool that can be used to isolate specific cell types from tissue sections with a high degree of spatial resolution and accuracy. RNA obtained from isolated cells can then be used for analyses including qRT-PCR and microarray expression profiling within a given cell type10-16. To date, LCM has not been widely applied in the analysis of Drosophila tissues and cells17,18, including da neurons at the third instar larval stage of development. 
Here we present our optimized protocol for isolation of Drosophila da neurons using the infrared (IR) class of LCM. This method allows for the capture of single, class-specific or multiple da neurons with high specificity and spatial resolution. Age-matched third instar larvae expressing a UAS-mCD8::GFP19 transgene under the control of either the class IV da neuron specific ppk-GAL420 driver or the pan-da neuron specific 21-7-GAL421 driver were used for these experiments. RNA obtained from the isolated da neurons is of very high quality and can be directly used for downstream applications, including qRT-PCR or microarray analyses. Furthermore, this LCM protocol can be readily adapted to capture other Drosophila cell types a various stages of development dependent upon the cell type specific, GAL4-driven expression pattern of GFP.

Laser Capture Microdissection of Drosophila Peripheral Neurons

In this video-article we present a method for isolating single or multiple Drosophila da neurons from third instar larvae using the infrared capture (IR) class of Laser Capture Microdissection (LCM). RNA obtained from the isolated neurons can be readily used for downstream applications including qRT-PCR or microarray analyses.

의 레이저 캡처 Microdissection Drosophila 주변 뉴런

The dendritic arborization (da) neurons of the Drosophila peripheral nervous system (PNS) provide an excellent model system in which to investigate the ...

연구

신경과학

Determination of Mitochondrial Membrane Potential and Reactive Oxygen Species in Live Rat Cortical Neurons

Mitochondrial membrane potential (&Delta;&Psi;m) is critical for maintaining the physiological function of the respiratory chain to generate ATP. A significant loss of &Delta;&Psi;m renders cells depleted of energy with subsequent death. Reactive oxygen species (ROS) are important signaling molecules, but their accumulation in pathological conditions leads to oxidative stress. The two major sources of ROS in cells are environmental toxins and the process of oxidative phosphorylation. Mitochondrial dysfunction and oxidative stress have been implicated in the pathophysiology of many diseases; therefore, the ability to determine &Delta;&Psi;m and ROS can provide important clues about the physiological status of the cell and the function of the mitochondria. 
Several fluorescent probes (Rhodamine 123, TMRM, TMRE, JC-1) can be used to determine &Delta;&psi;m in a variety of cell types, and many fluorescence indicators (Dihydroethidium, Dihydrorhodamine 123, H2DCF-DA) can be used to determine ROS. Nearly all of the available fluorescence probes used to assess &Delta;&Psi;m or ROS are single-wavelength indicators, which increase or decrease their fluorescence intensity proportional to a stimulus that increases or decreases the levels of &Delta;&Psi;m or ROS. Thus, it is imperative to measure the fluorescence intensity of these probes at the baseline level and after the application of a specific stimulus. This allows one to determine the percentage of change in fluorescence intensity between the baseline level and a stimulus. This change in fluorescence intensity reflects the change in relative levels of &Delta;&Psi;m or ROS. In this video, we demonstrate how to apply the fluorescence indicator, TMRM, in rat cortical neurons to determine the percentage change in TMRM fluorescence intensity between the baseline level and after applying FCCP, a mitochondrial uncoupler. The lower levels of TMRM fluorescence resulting from FCCP treatment reflect the depolarization of mitochondrial membrane potential. We also show how to apply the fluorescence probe H2DCF-DA to assess the level of ROS in cortical neurons, first at baseline and then after application of H2O2. This protocol (with minor modifications) can be also used to determine changes in &#x2206;&#x03A8;m and ROS in different cell types and in neurons isolated from other brain regions.

We demonstrate application of the fluorescence indicator, TMRM, in cortical neurons to determine the relative changes in TMRM fluorescence intensity before and after application of a specific stimulus. We also show application of the fluorescence probe H2DCF-DA to assess the relative level of reactive oxygen species in cortical neurons.

라이브 랫 두피 뉴런에서 Mitochondrial 분리막 잠재력과 반응 산소 종의 결정

Mitochondrial membrane potential (&Delta;&Psi;m) is critical for maintaining the physiological function of the respiratory chain to generate ATP.  A ...

Vibrodissociation of Neurons from Rodent Brain Slices to Study Synaptic Transmission and Image Presynaptic Terminals

Mechanical dissociation of neurons from the central nervous system has the advantage that presynaptic boutons remain attached to the isolated neuron of interest. This allows for examination of synaptic transmission under conditions where the extracellular and postsynaptic intracellular environments can be well controlled. A vibration-based technique without the use of proteases, known as vibrodissociation, is the most popular technique for mechanical isolation. A micropipette, with the tip fire-polished to the shape of a small ball, is placed into a brain slice made from a P1-P21 rodent. The micropipette is vibrated parallel to the slice surface and lowered through the slice thickness resulting in the liberation of isolated neurons. The isolated neurons are ready for study within a few minutes of vibrodissociation. This technique has advantages over the use of primary neuronal cultures, brain slices and enzymatically isolated neurons including: rapid production of viable, relatively mature neurons suitable for electrophysiological and imaging studies; superior control of the extracellular environment free from the influence of neighboring cells; suitability for well-controlled pharmacological experiments using rapid drug application and total cell superfusion; and improved space-clamp in whole-cell recordings relative to neurons in slice or cell culture preparations. This preparation can be used to examine synaptic physiology, pharmacology, modulation and plasticity. Real-time imaging of both pre- and postsynaptic elements in the living cells and boutons is also possible using vibrodissociated neurons. Characterization of the molecular constituents of pre- and postsynaptic elements can also be achieved with immunological and imaging-based approaches.

This report demonstrates a technique for mechanical isolation of individual viable neurons retaining attached presynaptic boutons. Vibrodissociated neurons have the advantages of rapid production, excellent pharmacological control and improved space-clamp without influence from neighboring cells. This method can be used for imaging of synaptic elements and patch-clamp recording.

쥐 뇌 조각에서 뉴런의 Vibrodissociation는 시냅틱 전송 및 이미지 Presynaptic 터미널 공부

Mechanical dissociation of neurons from the central nervous system has the advantage that presynaptic boutons remain attached to the isolated neuron of ...

Quantitative Analysis of Synaptic Vesicle Pool Replenishment in Cultured Cerebellar Granule Neurons using FM Dyes

After neurotransmitter release in central nerve terminals, SVs are rapidly retrieved by endocytosis. Retrieved SVs are then refilled with neurotransmitter and rejoin the recycling pool, defined as SVs that are available for exocytosis1,2. The recycling pool can generally be subdivided into two distinct pools - the readily releasable pool (RRP) and the reserve pool (RP). As their names imply, the RRP consists of SVs that are immediately available for fusion while RP SVs are released only during intense stimulation1,2. It is important to have a reliable assay that reports the differential replenishment of these SV pools in order to understand 1) how SVs traffic after different modes of endocytosis (such as clathrin-dependent endocytosis and activity-dependent bulk endocytosis) and 2) the mechanisms controlling the mobilisation of both the RRP and RP in response to different stimuli.
FM dyes are routinely employed to quantitatively report SV turnover in central nerve terminals3-8. They have a hydrophobic hydrocarbon tail that allows reversible partitioning in the lipid bilayer, and a hydrophilic head group that blocks passage across membranes. The dyes have little fluorescence in aqueous solution, but their quantum yield increases dramatically when partitioned in membrane9. Thus FM dyes are ideal fluorescent probes for tracking actively recycling SVs. The standard protocol for use of FM dye is as follows. First they are applied to neurons and are taken up during endocytosis (Figure 1). After non-internalised dye is washed away from the plasma membrane, recycled SVs redistribute within the recycling pool. These SVs are then depleted using unloading stimuli (Figure 1). Since FM dye labelling of SVs is quantal10, the resulting fluorescence drop is proportional to the amount of vesicles released. Thus, the recycling and fusion of SVs generated from the previous round of endocytosis can be reliably quantified.
Here, we present a protocol that has been modified to obtain two additional elements of information. Firstly, sequential unloading stimuli are used to differentially unload the RRP and the RP, to allow quantification of the replenishment of specific SV pools. Secondly, each nerve terminal undergoes the protocol twice. Thus, the response of the same nerve terminal at S1 can be compared against the presence of a test substance at phase S2 (Figure 2), providing an internal control. This is important, since the extent of SV recycling across different nerve terminals is highly variable11.
Any adherent primary neuronal cultures may be used for this protocol, however the plating density, solutions and stimulation conditions are optimised for cerebellar granule neurons (CGNs)12,13.

A live fluorescence imaging technique to quantify the replenishment and mobilisation of specific synaptic vesicle (SV) pools in central nerve terminals is described. Two rounds of SV recycling are monitored in the same nerve terminals providing an internal control.

FM 염료를 사용하여 양식 소뇌 과립 뉴런에서 시냅틱 소포 풀 보충의 정량 분석

After neurotransmitter release in central nerve terminals, SVs are rapidly retrieved by endocytosis.  Retrieved SVs are then refilled with ...

Isolation and Culture of Hippocampal Neurons from Prenatal Mice

Primary cultures of rat and murine hippocampal neurons are widely used to reveal cellular mechanisms in neurobiology. By isolating and growing individual neurons, researchers are able to analyze properties related to cellular trafficking, cellular structure and individual protein localization using a variety of biochemical techniques. Results from such experiments are critical for testing theories addressing the neural basis of memory and learning. However, unambiguous results from these forms of experiments are predicated on the ability to grow neuronal cultures with minimum contamination by other brain cell types. In this protocol, we use specific media designed for neuron growth and careful dissection of embryonic hippocampal tissue to optimize growth of healthy neurons while minimizing contaminating cell types (i.e. astrocytes). Embryonic mouse hippocampal tissue can be more difficult to isolate than similar rodent tissue due to the size of the sample for dissection. We show detailed dissection techniques of hippocampus from embryonic day 19 (E19) mouse pups. Once hippocampal tissue is isolated, gentle dissociation of neuronal cells is achieved with a dilute concentration of trypsin and mechanical disruption designed to separate cells from connective tissue while providing minimum damage to individual cells. A detailed description of how to prepare pipettes to be used in the disruption is included. Optimal plating densities are provided for immuno-fluorescence protocols to maximize successful cell culture. The protocol provides a fast (approximately 2 hr) and efficient technique for the culture of neuronal cells from mouse hippocampal tissue.

We provide a protocol for the culture of highly purified hippocampal neurons from prenatal mouse brains without the use of a feeder glial cell layer.

태아 쥐의 Hippocampal 신경 세포의 분리 및 문화

Primary cultures of rat and murine hippocampal neurons are widely used to reveal cellular mechanisms in neurobiology. By isolating and growing individual ...

Genetic Study of Axon Regeneration with Cultured Adult Dorsal Root Ganglion Neurons

It is well known that mature neurons in the central nervous system (CNS) cannot regenerate their axons after injuries due to diminished intrinsic ability to support axon growth and a hostile environment in the mature CNS1,2. In contrast, mature neurons in the peripheral nervous system (PNS) regenerate readily after injuries3. Adult dorsal root ganglion (DRG) neurons are well known to regenerate robustly after peripheral nerve injuries. Each DRG neuron grows one axon from the cell soma, which branches into two axonal branches: a peripheral branch innervating peripheral targets and a central branch extending into the spinal cord. Injury of the DRG peripheral axons results in substantial axon regeneration, whereas central axons in the spinal cord regenerate poorly after the injury. However, if the peripheral axonal injury occurs prior to the spinal cord injury (a process called the conditioning lesion), regeneration of central axons is greatly improved4. Moreover, the central axons of DRG neurons share the same hostile environment as descending corticospinal axons in the spinal cord. Together, it is hypothesized that the molecular mechanisms controlling axon regeneration of adult DRG neurons can be harnessed to enhance CNS axon regeneration. As a result, adult DRG neurons are now widely used as a model system to study regenerative axon growth5-7.
Here we describe a method of adult DRG neuron culture that can be used for genetic study of axon regeneration in vitro. In this model adult DRG neurons are genetically manipulated via electroporation-mediated gene transfection6,8. By transfecting neurons with DNA plasmid or si/shRNA, this approach enables both gain- and loss-of-function experiments to investigate the role of any gene-of-interest in axon growth from adult DRG neurons. When neurons are transfected with si/shRNA, the targeted endogenous protein is usually depleted after 3-4 days in culture, during which time robust axon growth has already occurred, making the loss-of-function studies less effective. To solve this problem, the method described here includes a re-suspension and re-plating step after transfection, which allows axons to re-grow from neurons in the absence of the targeted protein. Finally, we provide an example of using this in vitro model to study the role of an axon regeneration-associated gene, c-Jun, in mediating axon growth from adult DRG neurons9.

An in vitro model for genetic study of axon regeneration using cultured adult mouse dorsal root ganglion neurons is described. The method includes a re-suspension/re-plating step to allow axon re-growth from neurons undergoing genetic manipulation. This approach is especially useful for loss-of-function studies of axon regeneration using RNAi-based protein knockdown.

교양 성인 지느러미 루트 신경절의 신경 세포와 축삭 재생의 유전 연구

It is well known that mature neurons in the central nervous system (CNS) cannot regenerate their axons after injuries due to diminished intrinsic ability ...

Voltage-sensitive Dye Recording from Axons, Dendrites and Dendritic Spines of Individual Neurons in Brain Slices

Understanding the biophysical properties and functional organization of single neurons and how they process information is fundamental for understanding how the brain works. The primary function of any nerve cell is to process electrical signals, usually from multiple sources. Electrical properties of neuronal processes are extraordinarily complex, dynamic, and, in the general case, impossible to predict in the absence of detailed measurements. To obtain such a measurement one would, ideally, like to be able to monitor, at multiple sites, subthreshold events as they travel from the sites of origin on neuronal processes and summate at particular locations to influence action potential initiation. This goal has not been achieved in any neuron due to technical limitations of measurements that employ electrodes. To overcome this drawback, it is highly desirable to complement the patch-electrode approach with imaging techniques that permit extensive parallel recordings from all parts of a neuron. Here, we describe such a technique - optical recording of membrane potential transients with organic voltage-sensitive dyes (Vm-imaging) - characterized by sub-millisecond and sub-micrometer resolution. Our method is based on pioneering work on voltage-sensitive molecular probes 2. Many aspects of the initial technology have been continuously improved over several decades 3, 5, 11. Additionally, previous work documented two essential characteristics of Vm-imaging. Firstly, fluorescence signals are linearly proportional to membrane potential over the entire physiological range (-100 mV to +100 mV; 10, 14, 16). Secondly, loading neurons with the voltage-sensitive dye used here (JPW 3028) does not have detectable pharmacological effects. The recorded broadening of the spike during dye loading is completely reversible 4, 7. Additionally, experimental evidence shows that it is possible to obtain a significant number (up to hundreds) of recordings prior to any detectable phototoxic effects 4, 6, 12, 13. At present, we take advantage of the superb brightness and stability of a laser light source at near-optimal wavelength to maximize the sensitivity of the Vm-imaging technique. The current sensitivity permits multiple site optical recordings of Vm transients from all parts of a neuron, including axons and axon collaterals, terminal dendritic branches, and individual dendritic spines. The acquired information on signal interactions can be analyzed quantitatively as well as directly visualized in the form of a movie.

An imaging technique for monitoring of membrane potential changes with sub-micrometer spatial and sub-millisecond temporal resolution is described. The technique, based on laser excitation of voltage-sensitive dyes, allows measurements of signals in axons and axon collaterals, terminal dendritic branches, and individual dendritic spines.

Axons, 수석 및 뇌 슬라이스의 개별 뉴런의 수지상 쪽의 전압에 민감한 염료 기록

Understanding the biophysical properties and functional organization of single neurons and how they process information is fundamental for understanding ...

Imaging pHluorin-tagged Receptor Insertion to the Plasma Membrane in Primary Cultured Mouse Neurons

A better understanding of the mechanisms governing receptor trafficking between the plasma membrane (PM) and intracellular compartments requires an experimental approach with excellent spatial and temporal resolutions. Moreover, such an approach must also have the ability to distinguish receptors localized on the PM from those in intracellular compartments. Most importantly, detecting receptors in a single vesicle requires outstanding detection sensitivity, since each vesicle carries only a small number of receptors. Standard approaches for examining receptor trafficking include surface biotinylation followed by biochemical detection, which lacks both the necessary spatial and temporal resolutions; and fluorescence microscopy examination of immunolabeled surface receptors, which requires chemical fixation of cells and therefore lacks sufficient temporal resolution1-6 . To overcome these limitations, we and others have developed and employed a new strategy that enables visualization of the dynamic insertion of receptors into the PM with excellent spatial and temporal resolutions 7-17 . The approach includes tagging of a pH-sensitive GFP, the superecliptic pHluorin 18, to the N-terminal extracellular domain of the receptors. Superecliptic pHluorin has the unique property of being fluorescent at neutral pH and non-fluorescent at acidic pH (pH &lt; 6.0). Therefore, the tagged receptors are non-fluorescent when within the acidic lumen of intracellular trafficking vesicles or endosomal compartments, and they become readily visualized only when exposed to the extracellular neutral pH environment, on the outer surface of the PM. Our strategy consequently allows us to distinguish PM surface receptors from those within intracellular trafficking vesicles. To attain sufficient spatial and temporal resolutions, as well as the sensitivity required to study dynamic trafficking of receptors, we employed total internal reflection fluorescent microscopy (TIRFM), which enabled us to achieve the optimal spatial resolution of optical imaging (~170 nm), the temporal resolution of video-rate microscopy (30 frames/sec), and the sensitivity to detect fluorescence of a single GFP molecule. By imaging pHluorin-tagged receptors under TIRFM, we were able to directly visualize individual receptor insertion events into the PM in cultured neurons. This imaging approach can potentially be applied to any membrane protein with an extracellular domain that could be labeled with superecliptic pHluorin, and will allow dissection of the key detailed mechanisms governing insertion of different membrane proteins (receptors, ion channels, transporters, etc.) to the PM.

By tagging the extracellular domains of membrane receptors with superecliptic pHluorin, and by imaging these fusion receptors in cultured mouse neurons, we can directly visualize individual vesicular insertion events of the receptors to the plasma membrane. This technique will be instrumental in elucidating the molecular mechanisms governing receptor insertion to the plasma membrane.

이미징은 기본 양식 마우스 뉴런의 플라즈마 막에 수용체 삽입을 pHluorin 태그

A better understanding of the mechanisms governing receptor trafficking between the plasma membrane (PM) and intracellular compartments requires an ...

Brain Slice Biotinylation: An Ex Vivo Approach to Measure Region-specific Plasma Membrane Protein Trafficking in Adult Neurons

Regulated endocytic trafficking is the central mechanism facilitating a variety of neuromodulatory events, by dynamically controlling receptor, ion channel, and transporter cell surface presentation on a minutes time scale.&#160;There is a broad diversity of mechanisms that control endocytic trafficking of individual proteins. Studies investigating the molecular underpinnings of trafficking have primarily relied upon surface biotinylation to quantitatively measure changes in membrane protein surface expression in response to exogenous stimuli and gene manipulation.&#160;However, this approach has been mainly limited to cultured cells, which may not faithfully reflect the physiologically relevant mechanisms at play in adult neurons.&#160;Moreover, cultured cell approaches may underestimate region-specific differences in trafficking mechanisms.&#160;Here, we describe an approach that extends cell surface biotinylation to the acute brain slice preparation.&#160;We demonstrate that this method provides a high-fidelity approach to measure rapid changes in membrane protein surface levels in adult neurons.&#160;This approach is likely to have broad utility in the field of neuronal endocytic trafficking.

Brain Slice Biotinylation: An Ex Vivo Approach to Measure Region-specific Plasma Membrane Protein Trafficking in Adult Neurons

Neuronal membrane trafficking dynamically controls plasma membrane protein availability and significantly impacts neurotransmission.&#160;To date, it has been challenging to measure neuronal endocytic trafficking in adult neurons.&#160;Here, we describe a highly effective, quantitative method to measure rapid changes in surface protein expression ex vivo in acute brain slices.

뇌 슬라이스 바이오 티 닐화 :<em&gt; 전의 VIVO</em성인 뉴런에서 지역 고유의 플라즈마 막 단백질 인신 매매를 측정하는&gt; 접근

Regulated endocytic trafficking is the central mechanism facilitating a variety of neuromodulatory events, by dynamically controlling receptor, ion ...

Imaging Intracellular Ca2+ Signals in Striatal Astrocytes from Adult Mice Using Genetically-encoded Calcium Indicators

Astrocytes display spontaneous intracellular Ca2+ concentration fluctuations ([Ca2+]i) and in several settings respond to neuronal excitation with enhanced [Ca2+]i signals. It has been proposed that astrocytes in turn regulate neurons and blood vessels through calcium-dependent mechanisms, such as the release of signaling molecules. However, [Ca2+]i imaging in entire astrocytes has only recently become feasible with genetically encoded calcium indicators (GECIs) such as the GCaMP series. The use of GECIs in astrocytes now provides opportunities to study astrocyte [Ca2+]i signals in detail within model microcircuits such as the striatum, which is the largest nucleus of the basal ganglia. In the present report, detailed surgical methods to express GECIs in astrocytes in vivo, and confocal imaging approaches to record [Ca2+]i signals in striatal astrocytes in situ, are described. We highlight precautions, necessary controls and tests to determine if GECI expression is selective for astrocytes and to evaluate signs of overt astrocyte reactivity. We also describe brain slice and imaging conditions in detail that permit reliable [Ca2+]i imaging in striatal astrocytes in situ. The use of these approaches revealed the entire territories of single striatal astrocytes and spontaneous [Ca2+]i signals within their somata, branches and branchlets. The further use and expansion of these approaches in the striatum will allow for the detailed study of astrocyte [Ca2+]i signals in the striatal microcircuitry.

Imaging Intracellular Ca2+ Signals in Striatal Astrocytes from Adult Mice Using Genetically-encoded Calcium Indicators

The properties and functions of astrocyte intracellular Ca2+ signals in the striatum remain incompletely explored. We describe methods to express genetically encoded calcium indicators in striatal astrocytes using adeno-associated viruses of serotype 2/5 (AAV2/5), as well as procedures to reliably image Ca2+ signals within striatal astrocytes in situ.

막 성인 쥐에서 Ventromedial 시상 하부 뉴런의 잠재적 인 염료 이미징은 포도당 감지를 연​​구하는

막 성인 쥐에서 Ventromedial 시상 하부 뉴런의 잠재적 인 염료 이미징은 포도당 감지를 연구하는