Research at the Lewinson lab is supported by grants from the Israel Academy of Science, the Rappaport Institute for Biomedical research, the Meriuex Research Foundation, and the Marie Curie career reintegration grant (OL). EV is supported by the Fine scholarship and by the Technion Faculty of Medicine. NLL is supported by grants from the Israel Academy of Science.

1. 단백질 샘플 및 버퍼 준비 <ol><li> 샘플 준비 : 관심의 단백질을 정화하고 젤 여과 컬럼으로 또는 초 원심 분리에 의해 이전에 실험에 단백질을 주입하여, 모든 집계가 제거되어 있는지 확인 (100,000 XG 충분 보통 10 분에서). 주 : 바람직한 고순도의 단백질 제제는 필수는 아니지만. SPR 성공적으로보다 적게보다는 완벽한 정제를 함께 심지어 총 추출 8,9로 사용되어왔다. </li><li> 버퍼 준비 : <ol><li> ( &quot;버퍼를 실행 중&quot;이라고, 또는 RB) 실험의 버퍼를 준비합니다. 프로토콜은 여기에 설명을 위해, 50 mM의 pH 7.5 인 Tris-HCl, 150 mM의 염화나트륨 및 0.05 % (w / v)의 DDM (N- 도데 실 β-D​​-말토 사이드)를 사용한다. 버퍼 조성물의 선택은 쉽게 공부 시스템에 따라 변경 될 수 있음을 유의하십시오. </li><li> 0.22 μm의 필터를 사용하여 모든 버퍼 및 단백질 시료를 필터링합니다. 필터가 단백질 - 있는지 사전에 확인호환. 일반적으로, 최근에 판매 SPR 플랫폼은 인라인 드 GASSER를 포함; 이 경우, 탈 가스되지 않은 경우 종래에 사용하는 버퍼. </li><li> 밤새 투석 완충액 또는 불일치를 피하기 위해 RB에 대해 샘플을 희석한다. 고점도의 화학 물질을 사용하는 경우 투석 (또는 버퍼 교환 된 임의의 다른 방법)이 특히 바람직하다 (예를 들어, 수 크로스, 글리세롤, DMSO). 펌프 흡입구에 RB 병을 연결하기 전에 별도의 튜브에 따로 RB 10 ㎖를 유지합니다. </li></ol></li><li> 20 ㎍ / ml의 ~ 최종 농도로 농축 RB 리간드 스톡을 희석. 높은 농도, 높은 흐름과 짧은 주사 반대로 엄지 손가락의 규칙으로, 안정적인 리간드 고정화, 저 유량에서 더 이상 주사 낮은 리간드 농도를 사용합니다. </li><li> 원하는 농도 RB에 분석을 희석. 전형적으로, 10 배 희석액을 10 nm의 10 μM에서 알 친화 시스템의 농도 범위를 테스트한다. 항상 시작먼저 낮은 농도. </li></ol> 2. 센서 칩 <ol><li> 칩 선택 : 니트릴 산 (NTA) 올리고 히스티딘 태그로 단백질을 캡처하기에 적합한 결합 된 칩을 사용합니다. </li><li> 칩 사용 : <ol><li> 새로운 칩을 사용하는 경우, 칼집에서 칩을 꺼내 증류수 (DDW)으로 가볍게 씻어 섬세한 와이퍼를 사용하여 조심스럽게 남아있는 액체를 건조하고, 금 층 표면에 닿지 않도록해야합니다. (칩이 제대로 배치 할 때 삽입이 원활) 올바른 방향으로 다시 칼집에 칩을 놓습니다. </li><li> 칩을 재사용하는 경우, 버퍼에서 저장된 칩을 꺼내 전술 한 바와 같이 부드럽게 DDW 건조 깨끗이 씻어 원래 칼집에 배치합니다. 주 : 칩 비특이적 정크 물질의 축적은 그 생존력을 &#39;에 영향을 미칠 수있다. 이는 리간드 고정화 및 포스트 스트립 핑 된 RU를 비교함으로써 모니터링 될 수있다. 많은 측정 할 수 있지만같은 NiNTA 칩을 사용하여 수행, 장수의 문제는 &#39;명확한&#39;하지 않고 다른 칩 사이에 크게 다릅니다. </li></ol></li><li> 칩 도킹 : 센서 칩 문을 열고 칼집에 칩을 놓습니다. 새로운 칩을 사용하는 경우, 입력은 칩의 일련 번호는 사용 기록을 유지한다. 문를 눌러 &#39;독 칩&#39;을 닫습니다. </li></ol> 3. 온도 설정 <ol><li> 25 ° C (또는 선호하는 실험 온도)에 칩 셀 온도를 설정합니다. </li><li> 선택 사항 : 실험을하는 동안 안정적으로 단백질을 유지하기 위해 7 ° C에 샘플 구획​​을 설정합니다. </li></ol> 로드 및 스트리핑 4. 솔루션 H 2 O에 RB (RB 같이 최종 농도로 EDTA 용액에 세제를 추가)에 RB 0.5 mM의 NiCl 2, 350 mM의 EDTA, 0.25 % SDS, 및 H 100mm의 염산 :로드 및 제거에 대한 다음과 같은 솔루션을 준비 2 O. 마이크로 원심 분리기 욕조를 사용하는 경우ES하지 지정된 튜브 SPR, 튜브의 캡을 차단하는 것을 잊지 마세요. 5. 프라임 SPR 악기 RB와 6. 새로운 실행을 시작합니다 <ol><li> 실험 기간 동안 사용되는 유량을 설정한다. 여기에 설명 된 결과를 얻으려면 50 μL / 분에 흐름을 설정합니다. 참고 :이 매개 변수는 실험 기간 동안 수정 될 수 있습니다. </li><li> 유로 및 참조 빼기를 정의합니다. 여기에 설명 된 경로 된 Fc = 1 된 Fc = 2, 뺄셈 된 Fc = 2-1 결과 집합을 구하십시오. 참고 :이 프로그램은 실시간으로 측정 된 두 세포의 뺄셈을 표시합니다. 이 매개 변수는 실험 기간 동안 변경 될 수 있음을 유의하십시오. </li><li> 적합한 샘플을 선택 랙 (이는 샘플 량 소비에 영향을 미칠 수있다). </li><li> 결과 파일을 저장합니다. </li></ol> 7. 실험 사이클 각 실험 사이클로 구성되어, EA에서 수행 주사의 명확한 기록을 유지CH주기 및 리간드 &quot;로딩 버퍼의 빈 주입하고, 다른 사이클에 주입 분석 물을 분리. <ol><li> 사이클 1 : 칩 준비와 니켈로드 <ol><li> 6.1 및 6.2 단계에있어서의 흐름과 경로가 설정되어 있는지 확인합니다. </li><li> 1 분 먹다 남은 음식을 씻어 350 mM의 EDTA를 주입한다. </li><li> 10 μL / 분으로 설정 흐름. </li><li> 2 분 동안 0.5 mM의 NiCl 2를 주입한다. 주 : 이제 칩 수지 니켈 이온으로 코팅된다. </li></ol></li><li> 사이클 2 : 고정을 리간드 <ol><li> 15 μL / 분, 유로 된 Fc = 2로 설정 흐름. </li><li> 분자량 10 ~ 20 배이다 RU 값에 도달 할 때까지 리간드를 주입​​한다. 예를 들어, RU는 500 ~ 1,000 50 kDa의의 리간드를로드합니다. 달성 RU 값의 기록을 보관합니다. </li><li> 15 μL / 분, 유로 된 Fc = 1로 설정 흐름. </li><li> A. 리간드의 그 제어에 도움을 줄 감산 sensogram FC (= 2-1) 모니터와 같은 RU 값까지 리간드 B (대조군)을 주입주입 길이. </li><li> 50 μL / 분, 유로 된 Fc 된 Fc = 1 = 2로 설정 유량이, 기준선까지 5-20 분 동안 세척 시스템 (FC = 2-1)를 안정화시킨다. </li></ol></li><li> 사이클 3 : 빈 주입. 따라서, 주입 분석 물 자체를 제외하고, 피 분석 물 주입되는 모든 컴포넌트들을 포함 빈 빼기 위해 봉사한다. 주 : 사출 길이는 평형 (신호 고원)에 도달하는데 걸리는 시간에 따라 변할 수있다. <ol><li> 15 μL / 분, 유로 된 Fc = 1 된 Fc = 2, 된 Fc = 2-1 빼기로 설정 흐름. </li><li> 30 초 동안 ( &#39;대기&#39;로 이하 함) &#39;대기&#39;명령을 삽입 (안정 기준을 가지고). </li><li> 15 초 RB를 주입한다. 참고 분사의 기간들은 미리 평형 반응 속도 상수 (K 대부분의 a)에 따라, 상이한 시스템마다 다를 것이다. </li><li> 해리 상을 기록 120-600 초를 기다립니다. 참고 :이 단계의 길이에 따라 달라집니다 <em&gt; K D : 해리는 더 이상이 단계는 할 필요가 느리다. 매우 느린 해리 단지 (K d를 &lt;10-4 초 -1)의 경우, 10 ~ 15 분을 기다린 후 (나중에 참조) 재생 표면 진행합니다. </li></ol></li><li> 사이클 4 : 분석 주입 <ol><li> 복사 / 기준 주입 (사이클 3) 그래서이 두 주사 나중에 뺄 수에 사용되는 정확한 조건을 붙여 넣습니다. 검체 용액을 보유 하나 대조 용액을 잡고 하나의 랙의 슬롯의 위치를​​ 변경. 예상 K의 D보다 약간 농도를 선택합니다. 사전 지식을 사용할 수없는 경우, 좋은 출발점으로 1 μM을 선택한다. </li></ol></li><li> 사이클 5 : 버퍼 주입 <ol><li> 반복주기 3. </li></ol></li><li> 사이클 6 : 분석 주입 <ol><li> 반복주기 4. </li></ol></li><li> 사이클 7 : 칩이 벗겨 <ol><li> 50 μL / 분으로 설정 흐름. &lt;/ 리&gt; <li> 1 분 동안 350 mM의 EDTA를 주입한다. 이 단계를 두 번 더 반복합니다. 이 칩에 손상을 줄 수 있으므로 3 분의 단일 주사를 사용하지 마십시오. </li><li> 1 분 동안 0.25 % SDS를 주입한다. 이 단계를 두 번 더 반복합니다. 이 칩에 손상을 줄 수 있으므로 3 분의 단일 주사를 사용하지 마십시오. </li><li> 기준 레벨에 도달하지 않은 경우, 추가 제거 단계로서 1 분 동안 100 mM의 염산을 주입. </li><li> 대기 모드로 전환 &#39;최종 실행&#39;명령을 삽입합니다. </li></ol></li><li> 칩 저장 <ol><li> 센서 칩의 도킹을 해제하고 장비를 꺼내. </li><li> , 칼집에서 센서를 꺼내 표면에 손이 닿지 않도록, DDW 씻어하고, RB를 포함하는 50 ML 튜브에 장소. 4 ℃에서 보관하십시오. </li></ol></li></ol> 8. 데이터 분석은 평가 소프트웨어 지정 사용 <ol><li> 동역학 파라미터 유도 전에 SPR에 의해 얻어진 원 데이터를 처리하는 다음 단계를 수행한다. <ol><li> 평가 소프트웨어를 사용하여, 오픈결과 파일은 선택주기는 3-6 된 Fc = 2-1 (참조 데이터를 차감). </li><li> 축 이동 : <ol><li> 디스플레이 사이클 3-6. </li><li> 제로 네 곡선의 기준선 (각 사이클에서 초기 30 초 대기 시간)의 Y 축값. </li></ol></li><li> 네 개의 곡선의 X- 축에 맞 춥니 다. 발음 기능을 선택합니다 (예를 들어, 분사 개시 또는 마무리 스파이크) 완벽 X 축을 따라 네 개의 곡선을 정렬합니다. 제로 분석 (또는 제어 버퍼)의 시작 시간을 설정합니다. </li></ol></li><li> 참조 뺄셈 <ol><li> 사용 Y 축에서 찾을 수 커브 감산 동작 메뉴를 순환 시프트 (6)의 곡선으로부터 사이클 4 및 5 사이클 곡선의 곡선으로부터 사이클 (3)의 곡선을 뺀 배경 응답을 뺀다. 참고 : 그것은 표면의 굴절률에 영향을했을 수 있습니다 (분석과 관련이없는) 어떤 비특이적 구성 요소를 말살로이 단계를 수행하는 것이 중요합니다. <ol><li> t의 감산 곡선을 저장그는 다른 이름으로 프로젝트의 시트. </li></ol></li><li> &quot;이중 감산 곡선&quot;이들 곡선 참조 : 1 감산 모두 주사 수행 2-1 감산하며, 두 번째는 다른 하나의 곡선을 감산한다. 참고 : 이러한 두 참조는 SPR 실험에서 골드 표준입니다. </li><li> 앞서 설명한 바와 같이 축 이동을 수행하여 감산 곡선을 오버레이. </li></ol></li><li> 반응 속도 상수 및 모델 피팅의 결정 <ol><li> 운동 실험을 실시 <ol><li> 운동 상수 판정 용 데이터의 신뢰성을 갖도록 6-7 분석 물 농도의 일련의 주입한다. 에서 분석 농도를 선택 2-3 배 희석에, 추정 K D 아래의 10 배에 위의 10 배. 이상 (위 참조)을 두 번 참조 빼기에 사용되는 &quot;제로&quot;의 농도를 포함합니다. 3 회 반복하고 임의의 순서로 주사를 실시한다. </li><li> 맞 춥니 다및 모델 피팅 시도하기 전에 Y 축 및 X 축에 대하여 모든 커브 빼기. </li></ol></li><li> 모델 피팅 <ol><li> 적절한 분석 프로그램을 선택합니다. 주 : 대부분의 사용 가능한 피팅 프로그램은 피팅과​​ 운동 상수의 결정에 적용 할 수있는 몇 가지 모델을 제공합니다. </li><li> 분석과 피팅에 대한 리간드 사이의 상호 작용 (1) : 가역적 인 1 가정 간단한 모델 (랭 뮤어)를 적용합니다. 데이터를 설득하는 것이 더 복잡한 상호 작용의 존재에 대한 다른 실험 방법에서 사용할 수 있습니다하지 않는 한, 항상 간단한 랭 뮤어 모델을 사용하고 있습니다. </li></ol></li></ol></li></ol>

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All authors declare that they have no competing financial interests.

SPR은 분자 상호 작용을 연구하는 고감도 방법이며, 과도 (아직 중요) 상호 작용의 실시간 모니터링을 제공하는 유일한 방법은 많다. 예는 다른 방법 (풀 - 다운 분석법 리포좀 침강 분석법 6)에 의해 검출 될 수없는 본 명세서 과도 상호 작용한다. 다른 방법 (정량적 또는 정 성적 관계없이) 측정을 평형 제한되어 있지만 또한, SPR은 미리 평형 동역학을 측정 만 기술 중 하나이다. <p class="jo...

단백질 - 단백질 상호 작용 (PPI); 형성과 단백질 복합체의 해리는 많은 생물학적 과정 (예를 들어, 복제, 전사, 번역, 신호 전달, 세포 - 세포 통신)의 주요 이벤트입니다. PPI의 반 정량적 연구는 종종 풀다운 또는 면역 침전 실험을 사용하여 수행됩니다. 그러나 이러한 (유사한) 기술로 인해 이러한 기술에 내재 된 세척 단계로 측정 할 수있다 친화의 범위 (낮은 마이크로 몰과 높은 친 화성을) 제한됩니다. 이러한 &quot;엔드 포인트&quot;기술은 종종 큰 생물학적 결과의 일시적인 또는 선호도가 낮은 상호 작용을 식별 할 수 없습니다. 또한, 이러한 접근 방식의 시간 해상도는 극도의 반응 속도보다 느리다 보통 수주 제한된다. SPR은 인해 높아진 감도와 뛰어난 시간 해상도 1, 2에 이러한 단점을 극복한다. SPR과 같은, 라벨없는 방법(질량 변화를 검출 할 수있는 것이면), 분자 상호 작용은 측정 할 수있다. PPI 이외에, 그것은 광범위 단백질 - 리간드, 단백질 약물 (또는 작은 분자), 단백질 DNA, RNA 및 단백질 상호 작용 3-5을 특성화하는데 사용되어왔다. 결과 기록 및 실험 조건과 유연한 실험 설계의 신속한 수정을 가능하게 실시간에 그려집니다. SPR 기반 악기 뒤에 물리적 원리는 질량이 변화에 따라 센서면에서의 굴절률의 변화를 측정하는 광학 시스템의 이용이다. 상호 작용 파트너 (이하 리간드) 중 하나는 폴리머 매트릭스 칩과 상기 제 분자 (이하, 피검) 표면 상에 고정화 흐르게된다. 분석 물에 결합하는 리간드 칩 표면에 질량을 변화. 이러한 질량의 변화는 직접적으로 비례 표면의 굴절률의 변화에​​ 관한 것이다. 그 결과를 실시간으로 플롯 및시간의 함수로서 반응 단위 (RU)로 표시. 이러한 플롯은 sensogram이라고한다 (예를 들어, 그림 1). SPR은 상호 작용의 전체 시간 코스를 따르기 때문에, 미리 평형 운동 속도 상수는 평형 친화도에 부가하여, 유도된다. 아래에 설명 된 바와 같이, 주어진 시스템의 사전 평형 동작은 많은 정보를 보유하고, 혼자 평형보다 매우 다른 관점을 제공한다. 시스템이 교정되면, 실험은 매우 빠르며 (나노 그램 양하는 마이크로 그램) 단백질 물질의 소량을 필요로한다. 주어진 시스템의 전체 운동 정보를 수집하는 일 달성 될 수있다. SPR의 높은 민감도는 다른 기술 6을 사용 불가능 측정을 제공한다. 그러나이 감도는 위양성 데이터의 주요 원인이 될 수 있기 때문에 &#39;양날의 칼&#39;이다. 반사 지수에 영향을 미치는 요인은 기록 sensogram에 그려집니다. 같은 AP로방법은 적절한 제어는 가양를 제거하는 데 사용되어야하며, 상호 보완적인 접근 방식의 지원은 매우 좋습니다. 도 1은 NTA 코팅 센서 칩을 이용하여 SPR 실험의 진행을 도시한다. 패널에 sensogram는 NTA 매트릭스 위에 니켈 이온 (unsubtracted 데이터)의 주입을 도시하고, 패널은 BD 음성 대조군 세포로부터 유도 된 신호를 감산 한 후 데이터를 표시. 빨간색과 파란색 화살표는 각각 주입 시작과 끝을 보여준다. 분사가 종료 될 때까지의 칩 상에 리간드를 고정화 서서히 질량을 변경한다. 리간드의 분사 종료 후 관찰 안정 고원 표면 (그림 1B, 사이클 2)에 대한 리간드의 안정적인 관계를 반영한다. 안정한 기준선이 달성되면 버퍼 리간드 마도 주입 &#39;빈 제어 &quot;로서 기능 레퍼런스 셀 (사이클 3도 1b)을 통해 주입되고,되고분석에서 차감. 주입하면, 작은 변화는 칩을 통해 대량의 흐름을 반영, 기록됩니다. 그러면 별도의주기 (도 1b, 4 사이클)에서, 분석 물을 주입하고; RU의 점진적 증가는 리간드 분석의 관계를 나타냅니다. 평형에 도달 할 때까지 결합 부위가 점차 점유해진다. 즉시 분사가 종료로, RU에의 감소는 복잡한의 분리를 반영합니다. 미리 평형 평형 속도 상수가 도출 될 수 sensograms부터. (후에 참조) (1) 분석 물과 리간드 사이의 일시적인 상호 작용을 도시도. 상호 작용이 더 안정되면, RU 수준의 감소는 더 낮은 K D를 반영 느리다. 여기서 우리는, 동종의 기판 -6,7- 단백질 결합 막 수송 체 (세제가 용해) 및 그 기능 파트너 간의 상호 작용을 특성화 목표 SPR 실험을 설명한다. 선택 모드엘 시스템은 ATP 바인딩 카세트 (ABC) 수송, Archeaglobus 오글로 부스 풀기 두스의 ModBC-A이다. 이 시스템은 요금 &#39;온 / 오프&#39;, 그 재현성이 높은 결과 잡음비 높은 신호를 선택하고, 고전 하였다. 또한, 동체 ABC 트랜스 포터는 중요한 부정적인 컨트롤을 제공 할 수 있습니다. 수송 체는, ModBC (리간드)을 세제, 정제 상에 고정화 칩을 이용하여 막으로부터 추출 하였다. 그 용해 작용 파트너 모다는 피 분석이다. 음성 대조군 리간드, 다른 ABC 트랜스 포터는 RbsBC ( &quot;리간드 B&quot;)를 사용한다.

<table><tbody><tr><td>Biacore T200</td><td>GE Healthcare</td><td>28-9750-01</td><td></td></tr><tr><td>Sensor Chip NTA&amp;nbsp;</td><td>GE Healthcare</td><td>14100532</td><td></td></tr><tr><td>BIAevaluation</td><td>GE Healthcare</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Biacore T200 Software&amp;nbsp;</td><td>GE Healthcare</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Nickel chloride</td><td>Sigma</td><td>N6136</td><td></td></tr><tr><td>Sodium tungstate dihydrate</td><td>Sigma</td><td>T2629</td><td></td></tr><tr><td>Sodium Chloride&amp;nbsp;</td><td>Bio-Lab LTD.</td><td>19030591</td><td></td></tr><tr><td>Trizma base</td><td>Sigma</td><td>T1503</td><td></td></tr><tr><td>Ethyldiamine-tetraacetic acid disodium salt dihydrate (EDTA)</td><td>Sigma</td><td>E5134</td><td></td></tr><tr><td>n-Dodecyl-&amp;beta;-D-Maltopyranoside (DDM)</td><td>Affymetrix</td><td>D310</td><td></td></tr><tr><td>Sodium dodecyl sulfate solution&amp;nbsp;</td><td>Sigma</td><td>05030</td><td></td></tr><tr><td>Kimwipes KIMTECH</td><td>Kimberly-Clark</td><td>34120</td><td></td></tr><tr><td>Hydrochloric acid</td><td>GADOT</td><td>7647-01-0</td><td></td></tr><tr><td>Nylon (NY) Membrane Filter</td><td>Sartorius</td><td>25007--47------N</td><td></td></tr><tr><td>ModBC ABC transporter</td><td>Lewinson lab</td><td></td><td></td></tr><tr><td>RbsBC ABC transporter</td><td>Lewinson lab</td><td></td><td></td></tr><tr><td>ModA Substrate Binding Protein</td><td>Lewinson lab</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

real time measurements of membrane protein:receptor interactions using surface plasmon resonance (spr)

Protein-protein interactions are pivotal to most, if not all, physiological processes, and understanding the nature of such interactions is a central step in biological research. Surface Plasmon Resonance (SPR) is a sensitive detection technique for label-free study of bio-molecular interactions in real time. In a typical SPR experiment, one component (usually a protein, termed 'ligand') is immobilized onto a sensor chip surface, while the other (the 'analyte') is free in solution and is injected over the surface. Association and dissociation of the analyte from the ligand are measured and plotted in real time on a graph called a sensogram, from which pre-equilibrium and equilibrium data is derived. Being label-free, consuming low amounts of material, and providing pre-equilibrium kinetic data, often makes SPR the method of choice when studying dynamics of protein interactions. However, one has to keep in mind that due to the method's high sensitivity, the data obtained needs to be carefully analyzed, and supported by other biochemical methods. 
SPR is particularly suitable for studying membrane proteins since it consumes small amounts of purified material, and is compatible with lipids and detergents. This protocol describes an SPR experiment characterizing the kinetic properties of the interaction between a membrane protein (an ABC transporter) and a soluble protein (the transporter's cognate substrate binding protein).

본원에 기재된 시스템에서는, NiNTA 칩 그의 태깅 막 수송 -6,7- 고정화하기 위해 사용된다. 호모 다이머이기 때문에, 각각의 수송은 이중 그것 NiNTA 칩에 결합 개선, 태그됩니다. 니켈로드, 리간드 (관심 수송)을 따라하는 것은 RU 3,500 ~까지 된 Fc = 2에 고정화 (프로토콜주기 2, 그림 2A 블랙 라벨). 다음에, 동일한 흐름 및 분사 기간, 리간드 B (제어 리간드)를 사용하는 것은 초기까지...

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Real Time Measurements of Membrane Protein:Receptor Interactions Using Surface Plasmon Resonance SPR

표면 플라스 몬 공명 (SPR)은 실시간으로 생체 분자 상호 작용을 검출하기위한 라벨없는 방법이다. 여기서, 막 단백질을위한 프로토콜 : 기술의 장단점을 논의하는 동안 수용체 상호 작용 실험은 설명한다.

막 단백질의 실시간 측정 : 수용체 상호 작용은 표면 플라즈몬 공명 (SPR)

Protein-protein interactions are pivotal to most, if not all, physiological processes, and  understanding the nature of such interactions is a central ...

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Research

JoVE Journal

Biology

Real Time Measurements of Membrane Protein:Receptor Interactions Using Surface Plasmon Resonance (SPR)

22.6K 조회수.  The Technion-Israel Institute of Technology.  표면 플라스 몬 공명 (SPR)은 실시간으로 생체 분자 상호 작용을 검출하기위한 라벨없는 방법이다. 여기서, 막 단백질을위한 프로토콜 : 기술의 장단점을 논의하는 동안 수용체 상호 작용 실험은 설명한다. 

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Application of Biolayer Interferometry (BLI) for Studying Protein-Protein Interactions in Transcription

A transcription factor&#160;(TF) is a protein that regulates gene expression by interacting with the RNA polymerase, another TF, and/or template DNA. GrgA is a novel transcription activator found specifically in the obligate intracellular bacterial pathogen Chlamydia. Protein pulldown assays using affinity beads have revealed that GrgA binds two &#963; factors, namely &#963;66 and &#963;28, which recognize different sets of promoters for genes whose products are differentially required at developmental stages. We have used BLI to confirm and further characterize the interactions. BLI demonstrates several advantages over pulldown: 1) It reveals real-time association and dissociation between binding partners, 2) It generates quantitative kinetic parameters, and 3) It can detect bindings that pulldown assays often fail to detect. These characteristics have enabled us to deduce the physiological roles of GrgA in gene expression regulation in Chlamydia, and possible detailed interaction mechanisms. We envision that this relatively affordable technology can be extremely useful for studying transcription and other biological processes.

Application of Biolayer Interferometry BLI for Studying Protein-Protein Interactions in Transcription

Interactions of transcription factors (TFs) with the RNA polymerase are usually studied using pulldown assays. We apply a Biolayer Interferometry (BLI) technology to characterize the interaction of GrgA with the chlamydial RNA polymerase. Compared to pulldown assays, BLI detects real-time association and dissociation, offers higher sensitivity, and is highly quantitative.

전사에서 단백질-단백질 상호 작용을 연구하기 위한 생체층 간섭측정기(BLI) 적용

A transcription factor&#160;(TF) is a protein that regulates gene expression by interacting with the RNA polymerase, another TF, and/or template DNA. GrgA ...

연구

생화학

High-resolution Spatiotemporal Analysis of Receptor Dynamics by Single-molecule Fluorescence Microscopy

Single-molecule microscopy is emerging as a powerful approach to analyze the behavior of signaling molecules, in particular concerning those aspect (e.g., kinetics, coexistence of different states and populations, transient interactions), which are typically hidden in ensemble measurements, such as those obtained with standard biochemical or microscopy methods. Thus, dynamic events, such as receptor-receptor interactions, can be followed in real time in a living cell with high spatiotemporal resolution. This protocol describes a method based on labeling with small and bright organic fluorophores and total internal reflection fluorescence (TIRF) microscopy to directly visualize single receptors on the surface of living cells. This approach allows one to precisely localize receptors, measure the size of receptor complexes, and capture dynamic events such as transient receptor-receptor interactions. The protocol provides a detailed description of how to perform a single-molecule experiment, including sample preparation, image acquisition and image analysis. As an example, the application of this method to analyze two G-protein-coupled receptors, i.e., &#946;2-adrenergic and &#947;-aminobutyric acid type B (GABAB) receptor, is reported. The protocol can be adapted to other membrane proteins and different cell models, transfection methods and labeling strategies.

This protocol describes how to use total internal reflection fluorescence microscopy to visualize and track single receptors on the surface of living cells and thereby analyze receptor lateral mobility, size of receptor complexes as well as to visualize transient receptor-receptor interactions. This protocol can be extended to other membrane proteins.

단일 분자 형광 현미경에 의한 수용체 역학의 고해상도 시공간 분석

Single-molecule microscopy is emerging as a powerful approach to analyze the behavior of signaling molecules, in particular concerning those aspect (e.g., ...

생체공학

Fluorescence Biomembrane Force Probe: Concurrent Quantitation of Receptor-ligand Kinetics and Binding-induced Intracellular Signaling on a Single Cell

Membrane receptor-ligand interactions mediate many cellular functions. Binding kinetics and downstream signaling triggered by these molecular interactions are likely affected by the mechanical environment in which binding and signaling take place. A recent study demonstrated that mechanical force can regulate antigen recognition by and triggering of the T-cell receptor (TCR). This was made possible by a new technology we developed and termed fluorescence biomembrane force probe (fBFP), which combines single-molecule force spectroscopy with fluorescence microscopy. Using an ultra-soft human red blood cell as the sensitive force sensor, a high-speed camera and real-time imaging tracking techniques, the fBFP is of ~1 pN (10-12 N), ~3 nm and ~0.5 msec in force, spatial and temporal resolution. With the fBFP, one can precisely measure single receptor-ligand binding kinetics under force regulation and simultaneously image binding-triggered intracellular calcium signaling on a single live cell. This new technology can be used to study other membrane receptor-ligand interaction and signaling in other cells under mechanical regulation.

We describe a technique for concurrently measuring force-regulated single receptor-ligand binding kinetics and real-time imaging of calcium signaling in a single T lymphocyte.

형광 생체막 포스 프로브 : 하나의 세포에서 수용체 - 리간드 속도론의 동시 정량 및 바인딩에 의한 세포 내 신호

Membrane receptor-ligand interactions mediate many cellular functions. Binding kinetics and downstream signaling triggered by these molecular interactions ...

Measuring Nucleotide Binding to Intact, Functional Membrane Proteins in Real Time

We have developed a method to measure binding of adenine nucleotides to intact, functional transmembrane receptors in a cellular or membrane environment. This method combines expression of proteins tagged with the fluorescent non-canonical amino acid ANAP, and FRET between ANAP and fluorescent (trinitrophenyl) nucleotide derivatives. We present examples of nucleotide binding to ANAP-tagged KATP ion channels measured in unroofed plasma membranes and excised, inside-out membrane patches under voltage clamp. The latter allows for simultaneous measurements of ligand binding and channel current, a direct readout of protein function. Data treatment and analysis are discussed extensively, along with potential pitfalls and artefacts. This method provides rich mechanistic insights into the ligand-dependent gating of KATP channels and can readily be adapted to the study of other nucleotide-regulated proteins or any receptor for which a suitable fluorescent ligand can be identified.

This protocol presents a method for measuring adenine nucleotide binding to receptors in real time in a cellular environment. Binding is measured as F&#246;rster resonance energy transfer (FRET) between trinitrophenyl nucleotide derivatives and protein labeled with a non-canonical, fluorescent amino acid.

온전한 기능성 막 단백질에 대한 뉴클레오티드 결합을 실시간으로 측정

We have developed a method to measure binding of adenine nucleotides to intact, functional transmembrane receptors in a cellular or membrane environment. ...

A Label-free Technique for the Spatio-temporal Imaging of Single Cell Secretions

Inter-cellular communication is an integral part of a complex system that helps in maintaining basic cellular activities. As a result, the malfunctioning of such signaling can lead to many disorders. To understand cell-to-cell signaling, it is essential to study the spatial and temporal nature of the secreted molecules from the cell without disturbing the local environment. Various assays have been developed to study protein secretion, however, these methods are typically based on fluorescent probes which disrupt the relevant signaling pathways. To overcome this limitation, a label-free technique is required.
In this paper, we describe the fabrication and application of a label-free localized surface plasmon resonance imaging (LSPRi) technology capable of detecting protein secretions from a single cell. The plasmonic nanostructures are lithographically patterned onto a standard glass coverslip and can be excited using visible light on commercially available light microscopes. Only a small fraction of the coverslip is covered by the nanostructures and hence this technique is well suited for combining common techniques such as fluorescence and bright-field imaging.
A multidisciplinary approach is used in this protocol which incorporates sensor nanofabrication and subsequent biofunctionalization, binding kinetics characterization of ligand and analyte, the integration of the chip and live cells, and the analysis of the measured signal. As a whole, this technology enables a general label-free approach towards mapping cellular secretions and correlating them with the responses of nearby cells.

Inter-cellular communication is critical for controlling various physiological activities within and outside the cell. This paper describes a protocol for measuring the spatio-temporal nature of single cell secretions. To achieve this, a multidisciplinary approach is used which integrates label-free nanoplasmonic sensing with live cell imaging.

단일 세포 분비물의 공간 - 시간 영상의 레이블이없는 기술

Inter-cellular communication is an integral part of a complex system that helps in maintaining basic cellular activities. As a result, the malfunctioning ...

Real-time Monitoring of Ligand-receptor Interactions with Fluorescence Resonance Energy Transfer

FRET is a process whereby energy is non-radiatively transferred from an excited donor molecule to a ground-state acceptor molecule through long-range dipole-dipole interactions1. In the present sensing assay, we utilize an interesting property of PDA: blue-shift in the UV-Vis electronic absorption spectrum of PDA (Figure 1) after an analyte interacts with receptors attached to PDA2,3,4,7. This shift in the PDA absorption spectrum provides changes in the spectral overlap (J) between PDA (acceptor) and rhodamine (donor) that leads to changes in the FRET efficiency. Thus, the interactions between analyte (ligand) and receptors are detected through FRET between donor fluorophores and PDA. In particular, we show the sensing of a model protein molecule streptavidin. We also demonstrate the covalent-binding of bovine serum albumin (BSA) to the liposome surface with FRET mechanism. These interactions between the bilayer liposomes and protein molecules can be sensed in real-time. The proposed method is a general method for sensing small chemical and large biochemical molecules. Since fluorescence is intrinsically more sensitive than colorimetry, the detection limit of the assay can be in sub-nanomolar range or lower8. Further, PDA can act as a universal acceptor in FRET, which means that multiple sensors can be developed with PDA (acceptor) functionalized with donors and different receptors attached on the surface of PDA liposomes.

We demonstrate FRET between conjugated polymer polydiacetylene (PDA) and fluorophore attached to the surface of PDA liposomes for the sensing of biomolecules. PDA liposomes also contained receptor molecules on their surfaces for biomolecules to be used as probes. Ligand-receptor interactions lead to changes in the FRET efficiency between the fluorophore and PDA which is the basis of the sensing mechanism.

형광 공명 에너지 전송과 리간드 - 수용체 상호 작용의 실시간 모니터링

FRET is a process  whereby energy is non-radiatively transferred from an excited donor molecule to  a ground-state acceptor molecule through long-range ...

생물학

Real-Time Detection of Dynamic Affinity between Biomolecules Using Surface Plasmon Resonance (SPR) Technology

Surface plasmon resonance (SPR) technology is a sensitive precise method for detecting viruses, pathogenic molecular proteins, and receptors, determining blood types, and detecting food adulteration, among other biomolecular detections. This technology allows for the rapid identification of potential binding between biomolecules, facilitating fast and user-friendly, non-invasive screening of various indicators without the need for labeling. Additionally, SPR technology facilitates real-time detection for high-throughput drug screening. In this program, the application field and basic principles of SPR technology are briefly introduced. The operation process is outlined in detail, starting with instrument calibration and basic system operation, followed by ligand capture and multi-cycle analysis of the analyte. The real-time curve and experimental results of binding quercetin and calycosin to KCNJ2 protein were elaborated upon. Overall, SPR technology provides a highly specific, simple, sensitive, and rapid method for drug screening, real-time detection of related pharmacokinetics, virus detection, and environmental and food safety identification.

Real-Time Detection of Dynamic Affinity between Biomolecules Using Surface Plasmon Resonance SPR Technology

The present study aims to elucidate the principle and methodology of surface plasmon resonance (SPR) technology, which finds versatile applications across multiple domains. This article describes SPR technology, its operational simplicity, and its remarkable efficacy, with the goal of fostering broader awareness and adoption of this technology among readers.

Surface plasmon resonance (SPR) technology is a sensitive precise method for detecting viruses, pathogenic molecular proteins, and receptors, determining ...

의학

Multimodal Analytical Platform on a Multiplexed Surface Plasmon Resonance Imaging Chip for the Analysis of Extracellular Vesicle Subsets

Extracellular vesicles (EVs) are membrane-derived, tiny vesicles produced by all cells that range from 50 to several hundreds of nanometers in diameter and are used as a means of intercellular communication. They are emerging as promising diagnostic and therapeutic tools for a variety of diseases. There are two main biogenesis processes used by cells to produce EVs with differences in size, composition, and content. Due to their high complexity in size, composition, and cell origin, their characterization requires a combination of analytical techniques. This project involves the development of a new generation of multiparametric analytical platforms with increased throughput for the characterization of subpopulations of EVs. To achieve this goal, the work starts from the nanobioanalytical platform (NBA) established by the group, which allows an original investigation of EVs based on a combination of multiplexed biosensing methods with metrological and morphomechanical analyses by atomic force microscopy (AFM) of vesicular targets trapped on a microarray biochip. The objective was to complete this EV investigation with a phenotypic and molecular analysis by Raman spectroscopy. These developments enable the proposal of a multimodal and easy-to-use analytical solution for the discrimination of EV subsets in biological fluids with clinical potential

This paper proposes a new generation of multiparametric analytical platforms with increased throughput for the characterization of extracellular vesicle subsets. The method is based on a combination of multiplexed biosensing methods with metrological and morphomechanical analyses by atomic force microscopy, coupled with Raman spectroscopy, to qualify vesicular targets trapped on a microarray biochip.

세포외 소포 하위 집합 분석을 위한 Multiplexed Surface Plasmon Resonance Imaging Chip의 다중 모드 분석 플랫폼

Extracellular vesicles (EVs) are membrane-derived, tiny vesicles produced by all cells that range from 50 to several hundreds of nanometers in diameter ...

Surface Plasmon Resonance (SPR)

Surface plasmon resonance (SPR) is the underlying optical phenomenon behind label-free biosensors to evaluate the molecular affinity, kinetics, specificity, and concentration of biomolecules. In SPR, biomolecular interactions occur on a biosensor made of a thin layer of metal on a prism. Real-time interactions of biomolecules can be monitored by measuring the changes of light reflected off the underside of the metal.
This video describes the basic concepts of SPR and how it is used to analyze and visualize biomolecular interactions. This is followed by a sample preparation and experimental protocol for investigating binding rates using SPR. In the applications section, SPR imaging, localized SPR, and quantum dot enhanced SPR are explored.
<div class="chapter_text" id="script_0">
Surface plasmon resonance, or SPR, is the underlying phenomenon behind certain label-free biosensors for evaluating binding and adsorption interactions of biomolecules. Binding assays that require labeling, such as ELISA, can be a time-consuming process, and may alter the functionality of the analyte. In SPR, biomolecular interactions occur on a special sensor made of a thin layer of metal on one face of a prism. By monitoring the changes in light reflected off of the underside of the metal, SPR instruments visualize these interactions in real-time without the use of labels. This video will introduce the principles of SPR, a general procedure for SPR imaging, and some applications of in biochemistry.
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<div class="chapter_text" id="script_1">
An SPR sensor is usually made of a thin layer of a noble metal atop the face of a prism. To take readings from the sensor, light is reflected off of the prism-metal interface into a photodetector. The reflected light will have a high intensity except at a certain angle, related to the electronic properties of the metal surface, known as the &#34;surface plasmon resonance angle&#34;.
As molecules bind to the surface, the electronic properties of the metal change, which in turn adjusts the angle. As new proteins attach, forming complexes, the angle will shift further. By measuring relative changes in the SPR angle, interactions like these can be monitored in real-time.
Another technique called localized, or &#34;L&#34;SPR, uses metal nanoparticles as the sensor surface. The properties that affect the SPR angle are highly localized to each nanoparticle, which improves sensitivity and signal resolution.
When investigating binding interactions with standard SPR, the sensor is generally mounted in a platform that becomes the floor of a flow cell in the instrument. The biomolecules of interest are carried through the flow cell by buffer solution. The sensor surface is often first coated with a substrate that has a high affinity for the metal. This ensures that a significant amount of ligand, which in turn binds to the analyte of interest, will be immobilized onto the sensor and reduces the likelihood that the ligand will dissociate during the procedure.
Once the ligand is immobilized on the sensor, the analyte is flowed over the sensor in buffer. By monitoring the change in the SPR angle over time as the analyte binds to the ligand, the binding rate and other kinetic information can be calculated.
The reflectance data can also be used for SPR imaging, or SPRi, by directing the reflected light to a CCD detector. This produces a high-contrast, high-resolution image of the entire sensor surface. Using SPR and the related techniques, questions can be answered about molecular affinity, kinetics, specificity, and concentration.
Now that you understand what is being measured in an SPR experiment, let&#39;s look at a procedure for investigating binding rates.
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<div class="chapter_text" id="script_2">
Before beginning the procedure, the running and sample buffers must be prepared. The running buffer is used to deposit the ligand onto the sensor, and the sample buffer is used to deposit the analyte. The sensor chip is carefully cleaned and loaded into a sheath. Then, the device is placed into the instrument, where it becomes the bottom of the flow cell. The instrument software is set up for the experiment and subsequent analysis. If necessary, the sensor surface is primed with a substrate to capture the ligand. The ligand is flowed over the sensor surface in the running buffer, where it is captured by the substrate on the sensor surface.
Then, the analyte in the sample buffer is run through the flow cell, where it selectively binds to the immobilized ligand. The change in reflectance is plotted and compared against controls to determine rate constants and other reaction kinetics data for the investigated reaction.
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<div class="chapter_text" id="script_3">
Now that you understand how an SPR experiment is performed, let&#39;s look at a few other applications of SPR in biochemistry.
Here, SPR imaging was used to evaluate proteins with an array of eleven receptors on a sensor. 3D graphs of reflectivity versus time and receptor concentration were prepared from the reflectivity data for each protein. These &#34;profiles&#34; are characteristic to each protein, and thus could subsequently be used for protein identification.
In this experiment, cell secretions were studied using a custom-made LSPR sensor. The sensor was also compatible with SPRi and fluorescence microscopy. Upon depositing the cell on the sensor, the interaction of cell secretions with the nanoparticle array could be measured with high spatial resolution.
Here, the use of quantum dots, nanoscale semiconductors, as an SPR signal enhancement agent mixed with the analyte was investigated. This enhanced &#34;nano-SPRi&#34; method was compared to assays by standard SPRi and the ELISA method. The nano-SPRi method significantly improved the sensitivity and limit of detection while still being less time-consuming than the ELISA method.
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<div class="chapter_text" id="script_4">
You&#39;ve just watched JoVE&#39;s video on surface plasmon resonance. This phenomenon is used to monitor and image biomolecular interactions without the use of labels. This video introduced the principles of SPR, a typical protocol for performing an SPR experiment, and a few applications of SPR in biochemistry.
Thanks for watching!
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Surface Plasmon Resonance SPR: Label-Free Detection

표면 플라스몬 공명 (SPR)

Surface plasmon resonance (SPR) is the underlying optical phenomenon behind label-free biosensors to evaluate the molecular affinity, kinetics, ...

교육

JoVE Science Education

화학

Surface Plasmon Resonance to Study Biomolecular Interactions Using a Sensor Chip

Source: Maier, I. <a href="https://app.jove.com/v/63541">Engineering Antiviral Agents via Surface Plasmon Resonance.</a> J. Vis. Exp. (2022)
This video describes the surface plasmon resonance, or SPR, technique for studying the interaction between two molecules using a sensor chip. The change in resonance angle and the intensity of the reflected light are detected as a function of the association and dissociation of two molecules, and this provides information about the interactions between the two molecules.

센서 칩을 사용한 생체 분자 상호 작용을 연구하기 위한 표면 플라즈몬 공명

Source: Maier, I. Engineering Antiviral Agents via Surface Plasmon Resonance. J. Vis. Exp. (2022)
This video describes the surface plasmon resonance, or ...