Name: measuring spatial and temporal ca2+ signals in arabidopsis plants
Uploaded: 2014-09-02T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 12 s
Description: Watch this Scientific Journal Video about Measuring Spatial and Temporal Ca2+ Signals in Arabidopsis Plants at JoVE.com

We are grateful to B. Stevenson for technical assistance and Dr Marc R. Knight for providing Aequorin transgenic line. This work was funded by the National Institutes of Health Grant R01 GM059138.

FAS 시스템을 사용하여 1 애큐 오린 기반 칼슘 이미징 <ol><li> 발광 이미징을위한 모종을 준비합니다. 0.01 % 트리톤-100를 포함하는 10 % 표백제 용액으로 애큐 오린을 표현 애기 장대 식물의 종자를 소독. 전체 강도 MS (무라 시게와 스쿡 기초 소금의 혼합물), 1 %의 자당, 1.2 % 한천을 포함하는 사각형 접시 (격자 10 × 10cm 사각형 페트리 접시)에 멸균 씨앗을 뿌리고. 수직으로 이일 4 ° C (그림 1A)에서 층화 후 성장 챔버에 넣어 판. </li><li> 필름에 묘목을 전송합니다. 접시에 성장 7-10일 된 모종의 상단에 접착 필름 (그림 1B)를 놓습니다. 조심스럽게 모종 필름 (그림 1C)을 준수하는지 확인하기 위해 손으로 필름을 밀어 넣습니다. 모종이 필름에 부착 된 상태로 유지되도록 조심스럽게 필름을 벗겨 (그림 1D 및 1E) </li><li> 보조 인자 (cofactor)로 모종을 품어. 배치포함 된 각 접시 (10 × 10cm) 상에 dhered 모종 2 μg의 15 ㎖ / ML의 H-CTZ 물 (coelenterazine). 하룻밤 (그림 1 층)에 4 시간 동안 실온에서 묘목을 품어. </li><li> 발광 이미지를 준비합니다. 두 조각을 형성, H-CTZ 솔루션에서 필름을 가지고 중간을 잘라. 모종은 두 개의 서로 다른 판에 얼굴 필름의 각 조각을 놓습니다. 5 분 동안 어둠 속에서 판을 둡니다. </li><li> 발광 이미지를 획득. 어둠 속에서 옆에 발광 이미징 시스템 (그림 1G)의 무대에서 서로 두 판을 배치합니다. 동시에 즉시 플레이트에 자극 용액 20 ㎖를 첨가시에 화상을 취득. </li><li> 발광 이미지를 분석합니다. 모든 발광 이미지에 대해 동일한 표시 범위를 선택합니다. 관심 (ROI)의 영역을 자르기 및 JPEG 파일 (그림 2A)와 같은 이미지를 생성합니다. 또한, SPE 형식 파일로 이미지를 내보내고로 가져ImageJ에 이미지 분석 소프트웨어. ROI의 평균 그레이 값의 계산을위한 설정 측정. ROI 영역의 같은 크기를 선택하고 막대 그래프 (그림 2B)로 평균 그레이와 현재의 데이터를 측정합니다. </li></ol> 2 라이브 셀 공 촛점 칼슘 이미징 <ol><li> 공 촛점 이미징을위한 모종을 준비합니다. 0.01 % 트리톤을 포함하는 10 % 표백제 용액으로 case12을 표현 애기 장대 식물의 종자를 소독. 풀 강도 MS 염, 1 % 자당, 1.2 % 한천을 포함하는 접시에 무균 씨앗을 뿌리고. 이일 4 ° C에서 층화 후 성장 챔버에서 수직으로 배치 접시. </li><li> 설치 이미징 챔버 <ol><li> 슬라이드와 커버 슬립 (상공 회의소)를 사용하여 이미징 챔버를 조립합니다. 슬라이드의 중간에 물을 적신 탈지면의 조각을 놓습니다. 그런 다음 물에 적신 탈지면의 상단에 접시에서 하나 또는 두 개의 오일 된 모종을 전송합니다. 커버 슬립,의 각 모서리에 점토의 작은 조각 스틱커버 슬립 및 슬라이드 사이의 간격 (챔버) (그림 3A, 왼쪽 패널)를 만들 수있는 모종의 상단에 D 장소 coverslip에. 1 ML의 주사기에 폴리에틸렌 관 (0.58 mm 직경)의 한쪽 끝을 연결하고 챔버에 바로 인접 튜브의 다른 쪽 끝을 배치합니다. 테이프 (그림 3A, 오른쪽 패널)와 장소에 튜브를 잡습니다. </li><li> 플렉시 글라스 챔버 (챔버 B)를 사용하여 촬상 챔버를 조립한다. <ol><li> 플렉시 글라스 챔버의 양쪽에있는 채널로 코팅 된 튜브를 두 폴리에틸렌 관 (0.58 mm 직경)의 주위에 실리콘 그리스를 얇게 확산 누릅니다 (그림 3b는 왼쪽 패널). 튜브 홈을 포함하는 챔버의 표면 상에 실리콘 그리스를 얇게 펴고 챔버 개구 (잘라)의 한쪽을 밀봉하는 그리스로 커버 슬립을 누른다. </li><li> 챔버로 판에서 오일 된 묘목을 전송하고 상단 오에 물에 흠뻑 탈지면의 조각을 배치묘목 바. 챔버의 다른 표면에 실리콘 그리스를 확산하고, 인감 위에 다른 커버 슬립을 누릅니다. 1 ML의 주사기에 튜브 중 하나의 끝을 연결합니다. 다른 관 오픈 (그림 3B 오른쪽 패널)의 끝을 둡니다. </li></ol></li><li> 챔버 커버 유리 (챔버 C)를 사용하여 촬상 챔버를 준비한다. 70 % 에탄올로 챔버 커버 유리를 소독하고 건조까지 후드에 두십시오. 0.6 ML 또는 각각이 잘 챔버의 각 웰 또는 8 잘 챔버로 (그림 3C 오른쪽 패널)를 1 % 자당 및 0.5 % phytagel를 포함하는 전체 강도 MS 매체의 0.2 ML을 추가합니다. 종자를 소독하고 명확한 젤의 얇은 층을 포함하는 챔버 커버 유리에 직접 씨앗을 뿌리고 그들을 오일 (그림 3C)에 대해 수직으로 성장 할 수 있습니다. </li></ol></li><li> 공 초점 현미경을 사용하여 이미지를 획득. 얼음-COL 천천히 150 mM의 NaCl을 약 200 μl를 주입, 염분, 감기 나 과산화수소와 같은 스트레스 자극을 적용하려면직전에 각각의 이미지를 획득하거나 부드럽게 2 또는 8 잘 챔버의 웰에 자극 용액 500 ㎕를 100 μl를 추가로 실 (챔버 A 또는 B)에 D 물 또는 1 ㎜ H 2 O이 솔루션 . 이미지 캡처 즉시 20X 물 침지 렌즈 (개구 수 0.75) 반전 니콘 A1R 공 초점 레이저 주사 현미경을 사용하여 자극 솔루션을 적용한 후. 각각 550 나노 미터, 512 X 512 픽셀의 해상도에서 - 488 nm 내지 500의 여기 및 발광 파장의 4 초 간격으로 화상의 시계열을 모은다. </li><li> 이미지 분석 니콘 요소를 사용하여, ROI를 원하는 각 셀 (또는 영역)의 주위에 그려졌다. 각 투자 수익 (ROI) 내에서 전체 강도는 시간 측정 대화 상자 (ImageJ에 대신 사용될 수있다)를 사용하여 시간이 지남에 따라 측정 하였다. 전체 강도 측정은 수출 및 DataGraph에서 처리되었다. 칼슘 스파이크 진폭 번째로 피크 강도 마이너스 휴식 강도, 지속 기간으로 정의 하였다이 스파이크의 스파이크 인접한 피크 사이의 시간 간격 등의 개시 및 종료 스파이크 및 기간 간의 전자 시간. -test는 수단과 비교하는 데 사용 된 T. </li></ol>

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	<li>Kudla, J., Batistic, O., Hashimoto, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Calcium+signals:+the+lead+currency+of+plant+information+processing.">Calcium signals: the lead currency of plant information processing.</a> Plant Cell. 22 (3), 541-563 (2010).</li><li>Pan, Z., Zhao, Y., Zheng, Y., Liu, J., Jiang, X., Guo, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+high-throughput+method+for+screening+Arabidopsis+mutants+with+disordered+abiotic+stress-induced+calcium+signal.">A high-throughput method for screening Arabidopsis mutants with disordered abiotic stress-induced calcium signal.</a> J. Genet. 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H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Circadian+oscillations+of+cytosolic+and+chloroplastic+free+calcium+in+plants.">Circadian oscillations of cytosolic and chloroplastic free calcium in plants.</a> Science. 269 (5232), 489-503 (1995).</li><li>Knight, H., Trewavas, A. J., Knight, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Cold+calcium+signaling+in+Arabidopsis+involves+two+cellular+pools+and+a+change+in+calcium+signature+after+acclimation.">Cold calcium signaling in Arabidopsis involves two cellular pools and a change in calcium signature after acclimation.</a> Plant Cell. 8 (3), 489-503 (1996).</li><li>Logan, D. C., Knight, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Mitochondrial+and+cytosolic+calcium+dynamics+are+differentially+regulated+in+plants.">Mitochondrial and cytosolic calcium dynamics are differentially regulated in plants.</a> Plant Physiol. 133 (1), 21-24 (2003).</li><li>Mehlmer, N., Parvin, N., Hurst, C. H., Knight, M. R., Teige, M., Vothknecht, U. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=A+toolset+of+aequorin+expression+vectors+for+in+planta+studies+of+subcellular+calcium+concentrations+in+Arabidopsis+thaliana.">A toolset of aequorin expression vectors for in planta studies of subcellular calcium concentrations in Arabidopsis thaliana.</a> J. Exp. Bot. 63 (4), 1751-1761 (2012).</li><li>Kiegle, E., Moore, C. A., Haseloff, J., Tester, M. A., Knight, M. 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I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Genetically+encoded+Ca2++indicators:+using+genetics+and+molecular+design+to+understand+complex+physiology.">Genetically encoded Ca2+ indicators: using genetics and molecular design to understand complex physiology.</a> J. Physiol. 578 (Pt 1), 55-67 (2007).</li><li>Tian, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Imaging+neural+activity+in+worms,+flies+and+mice+with+improved+GCaMP+calcium+indicators.">Imaging neural activity in worms, flies and mice with improved GCaMP calcium indicators.</a> Nat methods. 6 (12), 875-881 (2009).</li><li>Akerboom, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=PubMed&cmd=Search&doptcmdl=Citation&defaultField=Title+Word&term=Optimization+of+a+GCaMP+calcium+indicator+for+neural+activity+imaging.">Optimization of a GCaMP calcium indicator for neural activity imaging.</a> J Neurosci. 32 (40), 13819-13840 (2012).</li></ol>

The authors have nothing to disclose.

우리는 애기 장대 모종의 공간 - 시간 칼슘 응답을 기록하는 FAS 시스템을 증명하고있다. 이 FAS 칼슘 기록 시스템은 칼슘 여기되게됩니다 비 생물 적 스트레스 자극뿐만 아니라 다양한 자극에 의해 발생 2 + 역 동성을 측정하기 위해 적용 할 수있는, 간단한 민감하고 강력한 접근 방식을 제공합니다. 이 시스템을 사용하여, 우리는 쉽게 전체 플랜트 레벨에서 조직 - 또는 자?...

식물 세포는 세포의 행동을 통해 시그널링 좌표 환경에 응답한다. 환경 자극에 대한 응답으로 이벤트를 신호 초기 셀은 일시적인 칼슘 증가이다. 자유 칼슘 농도의 패턴, 또는 일시적인 증가의 서명은 그 진폭, 주파수 및 시간에 의해 특징된다. 고유 시공간 칼슘 서명은 다른 세포 활동 한을 조절한다. 열, 냉기, 소금, 가뭄, 빛, 또는 식물 호르몬과 같은 특정 자극, 미세 조정할 수 막 화 된 칼슘 채널 및 / 또는 수송의 시공간적 활동을, 특정 칼슘 서명 결과. 칼슘 수송이 잘 특징으로되어 있지만, 작은 식물 하나의 칼슘 채널의 분자 정체성과 기능에 대한 알려져있다. 자극을 강조하는 변경 칼슘 반응과 돌연변이에 대한 유전 스크린은 효과적인 APPR 수 있습니다칼슘 서명을 구성하는 구성 요소를 식별하기위한 oach. 최근 몇 애큐 오린 기반 칼슘 탐지 시스템은 병원균의 공격과 비 생물 적 스트레스 2-4에 대한 응답으로 구성 요소를 신호 칼슘 2에 대한 유전 화면을 용이하게 개발되었다. 애큐 오린 처음 1990 년대 초에 5 칼슘보기 식물체에서 2 + 신호를 검출하는데 사용되었다. 그 이후로, 애큐 오린은 같은 칼슘이 특정 세포를 모니터링 할 수있는 루트에서 8 tonoplast 세포질 5, 핵 6, 엽록체 7, 미토콘드리아 9, 간질 열뿐만 아니라, 서로 다른 종류의 세포 등 다양한 세포 구획을 타겟으로하고있다 + 신호 11. 애큐 오린 기반 칼슘 측정은 자극을 강조하는 세포 집단의 공간과 시간 칼슘 반응을 알 수있다. 그러나 대부분의 경우, 하나의 셀의 칼슘 반응 unsynchroni 아르응답 조직 사에 데이빗. 따라서, 애큐 오린 칼슘 기록은 반드시 각각의 세포에서 칼슘 신호를보고하지 않습니다. 최근 몇 년 동안, 유전자 인코딩 형광 단백질 (FP)는 높은 해상도로 세포 내 신호 칼슘 2를 연구하는 데 사용 된 칼슘에게 같은 노란색 카멜레온 (YCS) 12 CASEs12 (13) 등 2 + 지표를 기반. YCS는 형광 공명 에너지 전달 (FRET)는 CFP를 포함, 칼슘에게 2 + 지표를 기반 및 YFP이 단백질 칼 모듈 린과 칼 모듈 린 결합 펩티드 M13을 -binding 2 + 칼슘에 의해 연결된 변종입니다. 이 칼슘 결합으로 칼 모듈 린함으로써 증가 된 에너지 전달 (FRET 강화)의 결과로, 더 가깝게 CFP와 YFP을 제공, 구조적 변화를 겪는다. CFP 신호 강도에 YFP의 비율로 대략적으로 계산 된 시간에 따른 FRET 레벨은, 내 Ca 2 +보기 역학을 반영한다. 여러 YC 버전은 식물에서 사용되어왔다. YC3.6은 t이었다세포질 14, 15, 16 핵, 미토콘드리아 (17) 및 세포막 (18), 그리고 YC4.6 및 D4ER에 argeted는 ER 15,19를 대상으로하고, D3cpv는 퍼 옥시 솜 (20)을 대상으로 하였다. YCS를 발현하는 형질 전환 식물은 서로 다른 세포 유형의 서로 다른 세포 구획 내 칼슘 역학의 라이브 세포 이미징을 할 수 있습니다. 케이스 (아마도 칼슘 lcium 자체 nsor)는 칼 모듈 린과 칼 모듈 린 결합 펩티드 M13을 품고 하나의 원 순열 형광 단백질 (cpFPs)입니다. 칼슘 이온에 결합되면, 경우는 형광 강도의 증가로 이어지는 구조 변화를 겪는다. CASE의 형광 반응과 칼슘 이온 농도의 상관 관계는 세포 내 칼슘 역학을 정량적으로 측정 할 수 있습니다. Case12 변형이 12 배는 칼슘 포화 지방 형태로 형광을 증가했다. N. benthiminana 식물 일시적으로 EXPR싱 Case12 또는 안정적으로 케이스 (12)를 표현하는 애기 장대 식물은 방어와 비 생물 적 스트레스 4,21에서 칼슘 신호 전달을 연구하는 데 사용되었다. 또는 탈수 스트레스에 병원균의 공격에 대응하는 세포에서 비동기 공간과 시간 칼슘 진동은 Case12 기반의 칼슘 이미징 공개되었다. 여기서 우리는 애기 모종 2 + 역학 칼슘 특정하고, 세포질의 공 초점 이미징 및 핵 CA의 조직 -와 자극의 애큐 오린 기반 발광 이미징에 대한 자세한 지침을 제시 FAS의 케이스 (12) 발광 영상을 표현 애기 루트 세포 2 + 역학 그대로 식물 또는 여기에 설명되지 않은 조직에서 스트레스에 의한 칼슘 역학을 분석하기 위해, 또는 2 + 신호 칼슘에 의한 변형 된 스트레스와 돌연변이에 대한 돌연변이 애기 장대 식물 집단을 선별 적용 할 수있다. 라이브 세포 칼슘 영상 설정은 칼슘을 분석하기에 적합 할 수다른 칼슘 지표를 사용하여 다른 subcelluar 구획 내에서 또는 서로 다른 세포 유형에서 2 + 역학.

<table><tbody><tr><td>10 cm x 10 cm square Petri dish</td><td>VWR</td><td>60872-310</td><td></td></tr><tr><td>Adhesive film</td><td>VWR</td><td>60941-062</td><td></td></tr><tr><td>Polyethylene tubing</td><td>PerkinElmer</td><td>9908265</td><td></td></tr><tr><td>1 ml syringe</td><td>VWR</td><td>53548-000</td><td></td></tr><tr><td>Silicone grease</td><td>Beckman</td><td>335148</td><td></td></tr><tr><td>2-well chambered cover glass&amp;nbsp;</td><td>Nalge Nunc international</td><td>155379</td><td></td></tr><tr><td>8-well chambered cover glass</td><td>Nalge Nunc international</td><td>155409</td><td></td></tr><tr><td>Luminescence imaging system</td><td>Princeton Instruments</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Inverted confocal laser-scanning microscope</td><td>Nikon Instruments Inc.</td><td>N/A</td><td>Nikon A1R&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>Imaging software</td><td>Nikon Instruments Inc.</td><td>N/A</td><td>Nikon Elements&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>DataGraph</td><td>Visual Data Tools Inc</td><td>N/A</td><td>DataGraph 3.1.1 is the newest version</td></tr><tr><td>Coelenterazine</td><td>NanoLight Technolgies</td><td>#301B NF-BCTZ-FB</td><td></td></tr><tr><td>All purpose bleach</td><td>Any local store</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Triton X-100</td><td>Fisher</td><td>BP151500</td><td></td></tr><tr><td>MS salt</td><td>Phytotechnology Labs</td><td>M524-50L</td><td></td></tr><tr><td>Sucrose</td><td>VWR</td><td>BDH8029-12KG</td><td></td></tr><tr><td>Agar</td><td>Sigma</td><td>A1296-5KG</td><td></td></tr><tr><td>Phytagel</td><td>Sigma</td><td>P8169-1KG</td><td></td></tr></tbody></table>

measuring spatial and temporal ca2+ signals in arabidopsis plants

발육 및 환경 단서 칼슘보기 식물 세포에서 2+ 변동을 유도한다. 자극 특정 시공간 칼슘 패턴이 칼슘 신호 폭포를 시작 세포의 칼슘 결합 단백질에 의해 감지된다. 그러나, 우리는 여전히 특정 칼슘 신호가 생성되는 자극 방법에 대한 약간 알고있다. 칼슘 신호의 특이성은 주어진 자극에 응답하여 칼슘 이온 채널들 및 / 또는 전송기의 활동 정교한 조절에 기인 할 수있다. 이들 세포 성분을 식별하고 그들의 기능을 이해하기 위해서는 조직 및 세포 수준에서 모두 칼슘 신호를 구분하고 강력한 기록을 허용 시스템을 사용하는 것이 중요하다. 서로 다른 세포 구획을 대상으로 유전자 인코딩 칼슘 지표 세포 칼슘 신호의 라이브 세포 공 촛점 이미징을위한 플랫폼을 제공하고 있습니다. 여기에서 우리는 명령을 설명이 칼슘 감지 시스템의 용도들 : FAS (필름 점착 모종), 발광 칼슘 이미징 기반 case12 생균 공 초점 형광 칼슘 이미징 기반의 애큐 오린. Case12를 이용한 생균 공 촛점 이미지는 높은 해상도 세포질과 핵 칼슘 신호의 동시 검출을 제공하면서 FAS 시스템을 사용하여 발광 이미징은 조직 수준에서 시공간적 칼슘 신호의 단순 견고하고 민감한 검출을 제공한다.

만니톨, 염화나트륨 및 H 2 O 2는 각각, 탈수, 소금 및 산화 스트레스 자극에 대한 프록시로서 사용 하였다. 중금속 이온의 Cu 2 +이 세 스트레스 자극 중 어느 synergizes 여부를 확인하기 위해, 우리는 2 +의 Cu의 존재 또는 부재의 각 자극에 칼슘 응답을 비교 하였다. 그림 2에 나타낸 바와 같이, FAS 발광 이미징 Arabidoposis 모종 탈수, 소금, 산화 스트레...

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Measuring Spatial and Temporal Ca2+ Signals in Arabidopsis Plants

칼슘 신호는 식물에서 다양한 생물학적 과정을 조절한다. 여기에 우리가 공간과 시간 칼슘에 의한 비 생물 적 스트레스를 모니터링하기위한 방법을 제시 애기 세포와 유전자 인코딩 칼슘 지표 애큐 오린 또는 Case12를 사용하여 조직에 2 + 신호.

측정 공간적 칼슘<sup&gt; 2 +</sup애기 장대 식물에서&gt; 신호

Developmental and environmental cues induce Ca2+ fluctuations in plant cells. Stimulus-specific spatial-temporal Ca2+ patterns are sensed by cellular Ca2+ ...

measuring-spatial-and-temporal-ca2-signals-in-arabidopsis-plants

Research

JoVE Journal

Biology

Measuring Spatial and Temporal Ca2+ Signals in Arabidopsis Plants

12.0K 조회수.  Purdue University.  칼슘 신호는 식물에서 다양한 생물학적 과정을 조절한다. 여기에 우리가 공간과 시간 칼슘에 의한 비 생물 적 스트레스를 모니터링하기위한 방법을 제시 애기 세포와 유전자 인코딩 칼슘 지표 애큐 오린 또는 Case12를 사용하여 조직에 2 + 신호. 

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Visualizing Cellular Gibberellin Levels Using the nlsGPS1 F&#246;rster Resonance Energy Transfer (FRET) Biosensor

The phytohormone gibberellin (GA) is a small, mobile signaling molecule that plays a key role in seed germination, cellular elongation, and developmental transitions in plants. Gibberellin Perception Sensor 1 (GPS1) is the first F&#246;rster resonance energy transfer (FRET)-based biosensor that allows monitoring of cellular GA levels in vivo. By measuring a fluorescence emission ratio of nuclear localized-GPS1 (nlsGPS1), spatiotemporal mapping of endogenously and exogenously supplied GA gradients in different tissue types is feasible at a cellular scale. This protocol will describe how to image nlsGPS1 emission ratios in three example experiments: steady-state, before-and-after exogenous gibberellin A4 (GA4) treatments, and over a treatment time-course. We also provide methods to analyze nlsGPS1 emission ratios using both Fiji and a commercial three-dimensional (3-D) micrograph visualization and analysis software and explain the limitations and likely pitfalls of using nlsGPS1 to quantify gibberellin levels.

Gibberellin Perception Sensor 1 (GPS1) is the first F&#246;rster resonance energy transfer-based biosensor for measuring the cellular levels of gibberellin phytohormones with a high spatiotemporal resolution. This protocol reports on the method to visualize and quantify cellular gibberellin levels using the genetically encoded nlsGPS1 biosensor in Arabidopsis hypocotyls and root tips.

머릿속 세포 지 베 렐 린 레벨 NlsGPS1 포스터 공명 에너지를 사용 하 여 전송 (무서 워) 바이오 센서

The phytohormone gibberellin (GA) is a small, mobile signaling molecule that plays a key role in seed germination, cellular elongation, and developmental ...

연구

발생학

Cell Specific Analysis of Arabidopsis Leaves Using Fluorescence Activated Cell Sorting

After initiation of the leaf primordium, biomass accumulation is controlled mainly by cell proliferation and expansion in the leaves1. However, the Arabidopsis leaf is a complex organ made up of many different cell types and several structures. At the same time, the growing leaf contains cells at different stages of development, with the cells furthest from the petiole being the first to stop expanding and undergo senescence1. Different cells within the leaf are therefore dividing, elongating or differentiating; active, stressed or dead; and/or responding to stimuli in sub-sets of their cellular type at any one time. This makes genomic study of the leaf challenging: for example when analyzing expression data from whole leaves, signals from genetic networks operating in distinct cellular response zones or cell types will be confounded, resulting in an inaccurate profile being generated.
To address this, several methods have been described which enable studies of cell specific gene expression. These include laser-capture microdissection (LCM)2 or GFP expressing plants used for protoplast generation and subsequent fluorescence activated cell sorting (FACS)3,4, the recently described INTACT system for nuclear precipitation5 and immunoprecipitation of polysomes6.
FACS has been successfully used for a number of studies, including showing that the cell identity and distance from the root tip had a significant effect on the expression profiles of a large number of genes3,7. FACS of GFP lines have also been used to demonstrate cell-specific transcriptional regulation during root nitrogen responses and lateral root development8, salt stress9 auxin distribution in the root10 and to create a gene expression map of the Arabidopsis shoot apical meristem11. Although FACS has previously been used to sort Arabidopsis leaf derived protoplasts based on autofluorescence12,13, so far the use of FACS on Arabidopsis lines expressing GFP in the leaves has been very limited4. In the following protocol we describe a method for obtaining Arabidopsis leaf protoplasts that are compatible with FACS while minimizing the impact of the protoplast generation regime. We demonstrate the method using the KC464 Arabidopsis line, which express GFP in the adaxial epidermis14, the KC274 line, which express GFP in the vascular tissue14 and the TP382 Arabidopsis line, which express a double GFP construct linked to a nuclear localization signal in the guard cells (data not shown; Figure 2). We are currently using this method to study both cell-type specific expression during development and stress, as well as heterogeneous cell populations at various stages of senescence.

Cell Specific Analysis of Arabidopsis Leaves Using Fluorescence Activated Cell Sorting

A method for producing Arabidopsis leaf protoplasts that are compatible with fluorescence activated cell sorting (FACS), allowing for studies of specific cell populations. This method is compatible with any Arabidopsis line that expresses GFP in a subset of cells.

의 세포 구체적인 분석<em&gt; Arabidopsis</em&gt; 형광 활성화 셀 정렬을 사용하여 잎

After initiation of the leaf primordium, biomass accumulation is controlled mainly by cell proliferation and expansion in the leaves1. However, the ...

생물학

Long-term, High-resolution Confocal Time Lapse Imaging of Arabidopsis Cotyledon Epidermis during Germination

Imaging in vivo dynamics of cellular behavior throughout a developmental sequence can be a powerful technique for understanding the mechanics of tissue patterning. During animal development, key cell proliferation and patterning events occur very quickly. For instance, in Caenorhabditis elegans all cell divisions required for the larval body plan are completed within six hours after fertilization, with seven mitotic cycles1; the sixteen or more mitoses of Drosophila embryogenesis occur in less than 24 hr2. In contrast, cell divisions during plant development are slow, typically on the order of a day 3,4,5 . This imposes a unique challenge and a need for long-term live imaging for documenting dynamic behaviors of cell division and differentiation events during plant organogenesis. Arabidopsis epidermis is an excellent model system for investigating signaling, cell fate, and development in plants. In the cotyledon, this tissue consists of air- and water-resistant pavement cells interspersed with evenly distributed stomata, valves that open and close to control gas exchange and water loss. Proper spacing of these stomata is critical to their function, and their development follows a sequence of asymmetric division and cell differentiation steps to produce the organized epidermis (Fig. 1).
This protocol allows observation of cells and proteins in the epidermis over several days of development. This time frame enables precise documentation of stem-cell divisions and differentiation of epidermal cells, including stomata and epidermal pavement cells. Fluorescent proteins can be fused to proteins of interest to assess their dynamics during cell division and differentiation processes. This technique allows us to understand the localization of a novel protein, POLAR6, during the proliferation stage of stomatal-lineage cells in the Arabidopsis cotyledon epidermis, where it is expressed in cells preceding asymmetric division events and moves to a characteristic area of the cell cortex shortly before division occurs. Images can be registered and streamlined video easily produced using public domain software to visualize dynamic protein localization and cell types as they change over time.

Long-term, High-resolution Confocal Time Lapse Imaging of Arabidopsis Cotyledon Epidermis during Germination

We describe a protocol using chamber slides and media to immobilize plant cotyledons for confocal imaging of the epidermis over several days of development, documenting stomatal differentiation. Fluorophore-tagged proteins can be tracked dynamically by expression and subcellular localization, increasing understanding of their possible roles during cell division and cell-type differentiation.

의 장기, 고해상도 공 촛점 시간 경과 영상<em&gt; Arabidopsis 떡잎</em발아시&gt; 표피

Imaging in vivo dynamics of cellular behavior throughout a developmental sequence can be a powerful technique for understanding the mechanics of tissue ...

High Resolution Quantification of Crystalline Cellulose Accumulation in Arabidopsis Roots to Monitor Tissue-specific Cell Wall Modifications

Plant cells are surrounded by a cell wall, the composition of which determines their final size and shape. The cell wall is composed of a complex matrix containing polysaccharides that include cellulose microfibrils that form both crystalline structures and cellulose chains of amorphous organization. The orientation of the cellulose fibers and their concentrations dictate the mechanical properties of the cell. Several methods are used to determine the levels of crystalline cellulose, each bringing both advantages and limitations. Some can distinguish the proportion of crystalline regions within the total cellulose. However, they are limited to whole-organ analyses that are deficient in spatiotemporal information. Others relying on live imaging, are limited by the use of imprecise dyes. Here, we report a sensitive polarized light-based system for specific quantification of relative light retardance, representing crystalline cellulose accumulation in cross sections of Arabidopsis thaliana roots. In this method, the cellular resolution and anatomical data are maintained, enabling direct comparisons between the different tissues composing the growing root. This approach opens a new analytical dimension, shedding light on the link between cell wall composition, cellular behavior and whole-organ growth.

High Resolution Quantification of Crystalline Cellulose Accumulation in Arabidopsis Roots to Monitor Tissue-specific Cell Wall Modifications

Crystalline cellulose is an important constituent of the plant cell wall. However, its quantification at a cellular resolution is technically challenging. Here, we report the use of polarized light technology and root cross sections to obtain information of cell wall composition at a spatiotemporal resolution.

에서 결정 셀룰로오스 축적의 높은 해상도 정량<em&gt; 애기 장대</em&gt; 뿌리 조직 특이 세포 벽 수정을 모니터링하는

Plant cells are surrounded by a cell wall, the composition of which determines their final size and shape. The cell wall is composed of a complex matrix ...

Real-time In Vivo Recording of Arabidopsis Calcium Signals During Insect Feeding Using a Fluorescent Biosensor

Calcium ions are predicted to be key signaling entities during biotic interactions, with calcium signaling forming an established part of the plant defense response to microbial elicitors and to wounding caused by chewing insects, eliciting systemic calcium signals in plants. However, the role of calcium in vivo during biotic stress is still unclear. This protocol describes the use of a genetically-encoded calcium sensor to detect calcium signals in plants during feeding by a hemipteran pest. Hemipterans such as aphids pierce a small number of cells with specialized, elongated sucking mouthparts, making them the ideal tool to study calcium dynamics when a plant is faced with a biotic stress, which is distinct from a wounding response. In addition, fluorescent biosensors are revolutionizing the measurement of signaling molecules in vivo in both animals and plants. Expressing a GFP-based calcium biosensor, GCaMP3, in the model plant Arabidopsis thaliana allows for the real-time imaging of plant calcium dynamics during insect feeding, with a high spatial and temporal resolution. A repeatable and robust assay has been developed using the fluorescence microscopy of detached GCaMP3 leaves, allowing for the continuous measurement of cytosolic calcium dynamics before, during, and after insect feeding. This reveals a highly-localized rapid calcium elevation around the aphid feeding site that occurs within a few minutes. The protocol can be adapted to other biotic stresses, such as additional insect species, while the use of Arabidopsis thaliana allows for the rapid generation of mutants to facilitate the molecular analysis of the phenomenon.

Real-time In Vivo Recording of Arabidopsis Calcium Signals During Insect Feeding Using a Fluorescent Biosensor

This protocol outlines a simple method for analyzing calcium signals in plants generated by feeding hemipteran insects, such as aphids. Arabidopsis thaliana transformed with the GFP calcium biosensor GCaMP3 allow for the real-time in vivo imaging of calcium dynamics with a high temporal and spatial resolution.

실시간 Vivo에서 녹음 애기 칼슘 신호의 곤충 먹이 형광 바이오 센서를 사용 하 여 중

Calcium ions are predicted to be key signaling entities during biotic interactions, with calcium signaling forming an established part of the plant ...

Applications of Spatio-temporal Mapping and Particle Analysis Techniques to Quantify Intracellular Ca2+ Signaling In Situ

Ca2+ imaging of isolated cells or specific types of cells within intact tissues often reveals complex patterns of Ca2+ signaling. This activity requires careful and in-depth analyses and quantification to capture as much information about the underlying events as possible. Spatial, temporal and intensity parameters intrinsic to Ca2+ signals such as frequency, duration, propagation, velocity and amplitude may provide some biological information required for intracellular signalling. High-resolution Ca2+ imaging typically results in the acquisition of large data files that are time consuming to process in terms of translating the imaging information into quantifiable data, and this process can be susceptible to human error and bias. Analysis of Ca2+ signals from cells in situ typically relies on simple intensity measurements from arbitrarily selected regions of interest (ROI) within a field of view (FOV). This approach ignores much of the important signaling information contained in the FOV. Thus, in order to maximize recovery of information from such high-resolution recordings obtained with Ca2+dyes or optogenetic Ca2+ imaging, appropriate spatial and temporal analysis of the Ca2+ signals is required. The protocols outlined in this paper will describe how a high volume of data can be obtained from Ca2+ imaging recordings to facilitate more complete analysis and quantification of Ca2+ signals recorded from cells using a combination of spatiotemporal map (STM)-based analysis and particle-based analysis. The protocols also describe how different patterns of Ca2+ signaling observed in different cell populations in situ can be analyzed appropriately. For illustration, the method will examine Ca2+ signaling in a specialized population of cells in the small intestine, interstitial cells of Cajal (ICC), using GECIs.

Applications of Spatio-temporal Mapping and Particle Analysis Techniques to Quantify Intracellular Ca2+ Signaling In Situ

Genetically encoded Ca2+ indicators (GECIs) have radically changed how in situ Ca2+ imaging is performed. To maximize data recovery from such recordings, appropriate analysis of Ca2+ signals is required. The protocols in this paper facilitate the quantification of Ca2+ signals recorded in situ using spatiotemporal mapping and particle-based analysis.

세포내 캘리포니아2 + 제자리에서 신호 계량 Spatio 시간적 매핑 및 입자 분석 기법에의 응용

Ca2+ imaging of isolated cells or specific types of cells within intact tissues often reveals complex patterns of Ca2+ signaling. This activity requires ...

A Versatile Method for Mounting Arabidopsis Leaves for Intravital Time-lapse Imaging

The plant immune response associated with a genome-wide transcriptional reprogramming is initiated at the site of infection. Thus, the immune response is regulated spatially and temporally. The use of a fluorescent gene under the control of an immunity-related promoter in combination with an automated fluorescence microscopy is a simple way to understand spatiotemporal regulation of plant immunity. In contrast to the root tissues that have been used for a number of various intravital fluorescent imaging experiments, there exist few fluorescent live-imaging examples for the leaf tissues that encounter an array of airborne microbial infections. Therefore, we developed a simple method to mount leaves of Arabidopsis thaliana plants for live-cell imaging over an extended period of time. We used transgenic Arabidopsis plants expressing the yellow fluorescent protein (YFP) genefused to the nuclear localization signal (NLS) under the control of the promoter of a defense-related marker gene, Pathogenesis-Related 1 (PR1). We infiltrated a transgenic leaf with Pseudomonas syringae pv. tomato DC3000 (avrRpt2) strain (Pst_a2) and performed in vivo time-lapse imaging of the YFP signal for a total of 40 h using an automated fluorescence stereomicroscope. This method can be utilized not only for studies on plant immune responses but also for analyses of various developmental events and environmental responses occurring in leaf tissues.

A Versatile Method for Mounting Arabidopsis Leaves for Intravital Time-lapse Imaging

We report a simple and versatile method for performing fluorescent live-imaging of Arabidopsis thaliana leaves over an extended period of time. We use a transgenic Arabidopsis plant expressing a fluorescent reporter gene under the control of an immunity-related promoter as an example for gaining spatiotemporal understanding of plant immune responses.

Intravital 시간 경과 영상에 대 한 애기 를 장착 하는 다양 한 방법을 나뭇잎합니다

The plant immune response associated with a genome-wide transcriptional reprogramming is initiated at the site of infection. Thus, the immune response is ...

Forward Genetic Screen Using Transgenic Calcium Reporter Aequorin to Identify Novel Targets in Calcium Signaling

Forward genetic screens have been important tools in the unbiased identification of genetic components involved in several biological pathways. The basis of the screen is to generate a mutant population that can be screened with a phenotype of interest. EMS (ethyl methane sulfonate) is a commonly used alkylating agent for inducing random mutation in a classical forward genetic screen to identify multiple genes involved in any given process. Cytosolic calcium (Ca2+) elevation is a key early signaling pathway that is activated upon stress perception. However the identity of receptors, channels, pumps and transporters of Ca2+ is still elusive in many study systems. Aequorin is a cellular calcium reporter protein isolated from Aequorea victoria and stably expressed in Arabidopsis. Exploiting this, we designed a forward genetic screen in which we EMS-mutagenized the aequorin transgenic. The seeds from the mutant plants were collected (M1) and screening for the phenotype of interest was carried out in the segregating (M2) population. Using a 96-well high-throughput Ca2+ measurement protocol, several novel mutants can be identified that have a varying calcium response and are measured in real time. The mutants with the phenotype of interest are rescued and propagated till a homozygous mutant plant population is obtained. This protocol provides a method for forward genetic screens in Ca2+ reporter background and identify novel Ca2+ regulated targets.

A forward genetic screen based on Ca2+ elevation as a read-out leads to identification of genetic components involved in calcium dependent signaling pathways in plants.

칼슘 신호의 새로운 표적을 확인하기 위해 트랜스제닉 칼슘 리포터 Aequorin을 사용하여 유전자 화면을 전달

Forward genetic screens have been important tools in the unbiased identification of genetic components involved in several biological pathways. The basis ...

Wide-Field, Real-Time Imaging of Local and Systemic Wound Signals in Arabidopsis

Plants respond to mechanical stresses such as wounding and herbivory by inducing defense responses both in the damaged and in the distal undamaged parts. Upon wounding of a leaf, an increase in cytosolic calcium ion concentration (Ca2+ signal) occurs at the wound site. This signal is rapidly transmitted to undamaged leaves, where defense responses are activated. Our recent research revealed that glutamate leaking from the wounded cells of the leaf into the apoplast around them serves as a wound signal. This glutamate activates glutamate receptor-like Ca2+ permeable channels, which then leads to long-distance Ca2+ signal propagation throughout the plant. The spatial and temporal characteristics of these events can be captured with real-time imaging of living plants expressing genetically encoded fluorescent biosensors. Here we introduce a plant-wide, real-time imaging method to monitor the dynamics of both the Ca2+ signals and changes in apoplastic glutamate that occur in response to wounding. This approach uses a wide-field fluorescence microscope and transgenic Arabidopsis plants expressing Green Fluorescent Protein (GFP)-based Ca2+ and glutamate biosensors. In addition, we present methodology to easily elicit wound-induced, glutamate-triggered rapid and long-distance Ca2+ signal propagation. This protocol can also be applied to studies on other plant stresses to help investigate how plant systemic signaling might be involved in their signaling and response networks.

Wide-Field, Real-Time Imaging of Local and Systemic Wound Signals in Arabidopsis

Extracellular glutamate-triggered systemic calcium signaling is critical for the induction of plant defense responses to mechanical wounding and herbivore attack in plants. This article describes a method to visualize the spatial and temporal dynamics of both these factors using Arabidopsis thaliana plants expressing calcium- and glutamate-sensitive fluorescent biosensors.

아라비도시스에서 지역 및 전신 상처 신호의 넓은 필드, 실시간 이미징

Plants respond to mechanical stresses such as wounding and herbivory by inducing defense responses both in the damaged and in the distal undamaged parts. ...

Arabidopsis 묘목에서 엽록소 생합성의 고해상도 이미징

Non-invasive Assay for Chlorophyll Biosynthesis Kinetics Determination during Early Stages of Arabidopsis De-etiolation

Chlorophyll biosynthesis is a hallmark of de-etiolation, one of the most dramatic stages in the plant life cycle. The tightly controlled and highly dynamic process of chlorophyll biosynthesis is triggered during the shift from the dark to the light in flowering plants. At the moment when etiolated seedlings are exposed to the first traces of sunlight, rapid (in order of seconds) conversion of protochlorophyllide into chlorophyllide is mediated by unique light-accepting protein complexes, leading via subsequent metabolic steps to the production of fully functional chlorophyll. Standard techniques for chlorophyll content analysis include pigment extraction from detached plant tissues, which does not apply to studying such fast processes. To investigate chlorophyll kinetics in vivo with high accuracy and spatiotemporal resolution in the first hours after light-induced de-etiolation, an instrument and protocol were developed. Here, we present a detailed procedure designed for statistically robust quantification of chlorophyll in the early stages of Arabidopsis de-etiolation.

저자 스포트라이트: De-etiolation 중 엽록소 합성의 비침습적 고분해능 측정

Here, we describe an advanced tool designed for chlorophyll biosynthesis monitoring during the early stages of Arabidopsis seedling de-etiolation. The novel methodology provides non-invasive real-time chlorophyll fluorescence imaging at high spatial and temporal resolution.

애기장대 탈에티올화의 초기 단계 동안 엽록소 생합성 역학 측정을 위한 비침습적 분석

Chlorophyll biosynthesis is a hallmark of de-etiolation, one of the most dramatic stages in the plant life cycle. The tightly controlled and highly ...

측정 공간적 칼슘

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에서 결정 셀룰로오스 축적의 높은 해상도 정량

실시간 Vivo에서 녹음 애기 칼슘 신호의 곤충 먹이 형광 바이오 센서를 사용 하 여 중

세포내 캘리포니아^{2 +} 제자리에서 신호 계량 Spatio 시간적 매핑 및 입자 분석 기법에의 응용

Intravital 시간 경과 영상에 대 한 애기 를 장착 하는 다양 한 방법을 나뭇잎합니다

칼슘 신호의 새로운 표적을 확인하기 위해 트랜스제닉 칼슘 리포터 Aequorin을 사용하여 유전자 화면을 전달

아라비도시스에서 지역 및 전신 상처 신호의 넓은 필드, 실시간 이미징

애기장대 탈에티올화의 초기 단계 동안 엽록소 생합성 역학 측정을 위한 비침습적 분석