The authors thank Kerstin Glensk for preparing the MTases M.BseCI and Set7/9 and gratefully acknowledge funding by the Excellence Initiative of the German Federal and State Governments and RWTH Aachen University. The authors are happy to provide 6BAz and SeAdoYn or other cofactor analogues for collaborative research.

1. 일반 지침 <ol><li> 저장 아지리 공동 인자 (DMSO)에 6BAz 단백질 MTase -80 ° C에서 Set7 / 9 두 번 활성화 보조 인자 (cofactor) SeAdoYn 및 DNA MTase M.BseCI -20 ° C에서 (50 % 글리세롤)를 포함하여 다른 모든 시약. </li><li> 탈 이온수에 멸종 계수 ε 269nm (6BAz) = 16,000cm -1 M -1 ε 260 나노 미터 (SeAdoYn) = 15,400cm -1 M -1을 사용하여 UV / 마주 분광법을 통해 6BAz과 SeAdoYn의 농도를 결정합니다. 흡광 계수가 가능한 경우 280 nm에서 흡수를 통해 직접, 브래드 포드 분석으로 MTases의 농도를 결정하거나. </li><li> 효소 활성의 손실을 방지하기 위해 집중적 인 피펫 또는 소용돌이로 교반하여 기포를 생성하지 않도록하십시오. 대신 부드럽게 피펫 아래로 섞는다. </li><li> DMSO의 원액에서 아지리 공동 인자를 추가 할 때 분석에서 최종 DMSO 농도가 작다는 것을 확인5 % 이상. 항상 DNA와 비특이적 인 반응을 방지하는 분석 완충액에 10 mM의 마그네슘 이온을 포함한다. </li><li> 산성 원액에서 더블 활성화 공동 인자를 추가 할 때 pH 변화를 방지하고 분석 용액의 pH가 크게 변화하지 않도록 작은 볼륨 (고농축 원액)를 사용합니다. 그들이 필요한 구리 이온의 착물에 의한 클릭 반응을 방해 할 수 있기 때문에 분석 버퍼에 티올, 예를 들면, β-머 캅토 에탄올 또는 디티 오 트레이 톨 (DTT)을 피하십시오. </li></ol> 아지리 딘의 보조 인자 (cofactor)를 통해 DNA 2. 한 단계 라벨링 <ol><li> 순서 특정 메틸화 된-유도 레이블 ING M.BseCI DNA MTase 및 아지리 공동 인자 6BAz와 플라스미드 DNA의 (미소). <ol><li> 20 ° C에서 조효소 용액을 얼음 위에서 해동하고, 반응 혼합물을 준비한다. </li><li> 분석뿐만 아니라 비 특정 수정 및 &amp; #를 시각화, &quot;보조 인자 (cofactor)&quot;제어를 수행8220; 효소 &quot;제어, MTase 준비가 자연 보조 인자 (cofactor)의 AdoMet이 없는지 확인합니다. </li><li> 10 배 변성 버퍼 세이 믹스 2㎕의 옵션 (100 mM 트리스 - 염산을 함유하는 100 mM의의 MgCl 2, 20 밀리미터 β 머 캅토 에탄올, pH를 7.4) 인 pBR322 (0.5 ㎍ / μL), 10 당량의 2 μL. DNA상의 인식 서열 (나 pBR322 1 인식 서열) 및 20 μL의 총 부피 내 60 μM의 최종 농도 아지리 딘 보조인 6BAz 당 M.BseCI. 보조 인자 및 DNA MTase 마지막에 추가합니다. 참고 : β-메르 캅토 에탄올은 독성, 부식성과 환경 파괴입니다. </li><li> &quot;보조 인자 (cofactor)&quot;제어를 위해 대신 6BAz의 탈 이온수를 추가하는 대신 M.BseCI과 &quot;효소&quot;제어를위한 탈 이온수를 추가합니다. </li><li> 부드럽게 위아래로 pipetting하여 솔루션을 섞는다. </li><li> 1 시간 동안 55 ℃에서 인큐베이션 튜브. </li><li> 간단히 원심 튜브의 하단에있는 모든 액체를 수집한다. </li></ol></li><li> 제한 - 수정 분석은 DNA 변형을 확인합니다. <ol><li> 80 ㎕의 탈 이온수 중 3.3 μL (100 mM의 트리스 -HCl, 50 mM의의 MgCl 2, 1 M의 NaCl, 1 ㎎ / ㎖ 소 혈청 알부민, pH가 8.0을 함유) 10 ㎕를 10 배 R.TaqI 완충액을 혼합하여 용액을 제조 제한 효소 테르 무스 aquaticus에서 (REase) (R.TaqI, 10 U / μL). 마지막 단계에서 REase를 추가해야합니다. </li><li> 2.1.7 각 튜브에 R. TaqI은 버퍼 10 배의 2 μL 이상 (2.2.1)에서 솔루션의 28 μl를 추가합니다. </li><li> 부드럽게 위아래로 pipetting하여 솔루션을 섞는다. </li><li> 30 분 동안 65 ℃에서 인큐베이션 튜브. </li><li> 간단히 원심 튜브의 하단에있는 모든 액체를 수집한다. </li></ol></li><li> 스트렙 타비 딘과 전기차 변화 분석 (EMSA)의 기능 변경을 확인합니다. <ol><li> 각 튜브 (2.2.5)에서 25 μL를 제거하고 스트렙 트 아비딘 m에 대하여 스트렙 트 아비딘 용액 (1mM이 2.4 μl를 추가100 mM의 onomer 나 2 HPO 4를 함유하는 스트렙 타비 딘 완충액, 100 mM의 염화나트륨, pH가 7.5; 총 비오틴의 4 당량). 나머지 튜브에 스트렙 타비 딘 버퍼의 2.4 μl를 추가합니다. </li><li> 1 시간 동안 37 ° C에서 모든 튜브 부화. </li></ol></li><li> 아가 로스 겔 전기 영동을 통해 분석. <ol><li> 각각의 튜브에 6 배 로딩 버퍼 (블루 0.25 % 브로 모 페놀, 30 % 글리세롤)의 5 μl를 추가합니다. </li><li> 부드럽게 솔루션을 섞는다. </li><li> 로드 (10000 스톡 용액으로부터 1X GelRed 함유 0.5X TBE 버퍼를 1 % 아가 로즈) 아가로 스겔의 웰에 각 시료 10 μL. </li><li> 약 80 V와 0.5 배의 TBE 버퍼에서 젤을 실행합니다. 1 시간. </li><li> 필터 (540 ± 50 ㎚)를 구비 한 CCD 카메라와 UV 테이블 (312 ㎚)에서 DNA 밴드를 시각화. 참고 : 자외선은 눈과 피부에 손상됩니다. </li></ol></li></ol> 더블 활성화의 보조 인자 (cofactor)를 통해 3. 2 단계 단백질 라벨링 <ol><li> Methyltransf히스톤 H3 라이신 4 라벨 (수정 단계)에 대한 Set7 / 9 두 번 활성화 보조 인자 (cofactor) SeAdoYn 활성화 그룹 (MTAG)의 전송을 삭제-감독. <ol><li> 부품을 녹여 얼음에 반응 혼합물을 준비한다. 참고 : 항상 SeAdoYn이 저하를 방지하기 위해 냉각 유지. </li><li> 분석 이외에 비 특정 변형을 시각화, &quot;보조 인자&quot;제어를 수행하고, &quot;효소&quot;제어는 형광 프로브의 비특이적 반응을 제외 할. </li><li> 분석 용액 (20 μL) 변성 완충액 (50 mM Tris-HCl, 5 % 글리세롤, pH를 8.5), 10 μM 히스톤 H3, μM Set7 / 9 10 600 μM SeAdoYn (셀레늄 모두에서의 에피 머 혼합물)를 함유 준비. 마지막 단계에서는 다음 보조 인자 (cofactor) 및 MTase를 추가합니다. </li><li> &quot;보조 인자 (cofactor)&quot;제어 3.1.3에서와 같이 분석 솔루션을 준비하고 합성 보조 인자 (cofactor)와 경쟁하기 위해 60 mM의 AdoMet를 추가합니다. &quot;효소&quot;제어를 위해 대신 SeAdoYn의 탈 이온수를 추가합니다.</li><li> 서서히 상하로 피펫 팅하여 혼합 용액. 산도 스트립 (- 10의 pH 범위 5)의 상부에 각 필드 액 1 μl를 첨가하여 pH를 확인한다. </li><li> 2 시간 동안 37 ° C에서 품어. </li><li> 한편 12 % SDS 폴리 아크릴 아미드 겔을 제조 (실행 젤 : 357 mM의 비스 - 트리스의 pH 6.5-6.8, 0.1 % (/ V) APS w, 0.04 % (v / v)의 TEMED 12 % 아크릴 아미드 / 비스 아크릴 아미드 37.5 : 1 ;로드 젤 : 357 mM의 비스 - 트리스 6.5-6.8 pH가 0.1 % APS (/ V w), 0.04 % (v / v)의 TEMED 5 % 아크릴 아미드 / 비스 아크릴 아미드 37.5 : 1). 참고 : 아크릴 아미드 / 비스 아크릴 아미드는 유해 독성 및 건강이다. 이 절차를 수행하는 동안 장갑을 착용 할 것. </li></ol></li><li> 구리 촉매 아 지드 - 알킨 고리 (CuAAC) (라벨 단계)를 통해 히스톤 H3의 alkinylated 라이신 (4) 화학 라벨. <ol><li> 다만 변성 반응의 종료 이전 3mM의 CuSO 4, 3 mM의 트리스 (3- 히드 록시 프로필 - triazolylmethyl) 아민 (THPTA), 250 mM의 나트륨 아스 코르 베이트 및 6 mM의 TAMRA 지드를 함유 5X 클릭 믹스를 조제20 μL의 총 부피. </li><li> CuAAC를 시작하고 수정 반응을 해소하기 위해 각 튜브에 새로 제조 한 5 배 클릭 믹스의 5 μl를 추가합니다. </li><li> 피펫 팅 아래로 부드럽게 섞는다. </li><li> 형광의 사진 표백을 방지하기 위해 빛 알루미늄 호일 모든 튜브를 보호합니다. </li><li> 1 시간 동안 20 ° C에서 품어. </li></ol></li><li> 단백질 침전 무료 TAMRA의 형광 초과를 제거합니다. <ol><li> (34) - 무료 TAMRA의 형광의 집중적 인 겔 형광에 의한 형광 표지 된 히스톤 H3의 빛나며을 방지하기 위해, 단백질 (3.3.4 3.3.2)의 침전에 의해 초과 형광을 제거합니다. </li><li> 75 μL 메탄올, 18.8 μL의 클로로포름 간략하게 각 추가 후에 각각의 튜브와 소용돌이에 탈 이온수 50 μl를 추가합니다. 5 분 동안 16,000 XG에 원심 분리기. 단백질을 포함하는 계면 층을 방해하지 않고, 상부 상을 제거한다. </li><li> 나머지 단계로 56.3 μL 메탄올을 추가 난n은 5 분 16,000 XG에 각 튜브, 소용돌이와 원심 분리기는 단백질을 펠렛. 상층 액을 제거합니다. 펠렛을 씻어이 단계를 반복합니다. </li><li> 보풀이없는 티슈로 열린 관을 덮고 15 그들을 말리면 - 30 분. </li></ol></li><li> SDS 페이지를 통해 분석. <ol><li> (20 μL SDS 로딩 완충액 (50 mM Tris-HCl, 2.5 % (w / V) SDS, 10 % (v / v) 글리세롤, 320 밀리미터 β 머 캅토 에탄올 및 0.05 % 3.3.4에서 침전 된 단백질을 녹이고 / w V) 브로 모 페놀 블루, pH를 6.8). 완전히 피펫 튜브의 벽을 세척하여 펠렛을 해산해야합니다. </li><li> 10 분 동안 95 ° C에서 샘플을 품어하고 20 ° C까지 냉각 할 수 있습니다. </li><li> 간단히 원심 튜브의 하단에있는 모든 액체를 수집한다. </li><li> SDS 폴리 아크릴 아미드 겔 (3.1.7)의 우물에 각 시료의 전체 양을 넣습니다. 50mM의 MOPS, 50mM 트리스 - X (트리스 - 염기), 5mM의 EDTA, 0.1 % 사용 (/ w를 V) 전기 영동 완충액으로서 실행 SDS. </li><li>약 120 V를 사용하여 젤을 실행합니다. 90 분. </li><li> 필터 (± 50 nm의 나노 540)를 구비 한 CCD 카메라와 UV 테이블 (312 ㎚)에서의 겔 형광을 시각화. 참고 : 자외선은 눈과 피부에 손상됩니다. </li></ol></li></ol>

The authors disclose the following competing financial interest: E.W. is inventor on related patents.

DNA의 MTases 아지리 딘 및 보조 인자 (미소 DNA)와 DNA의 1 단계 라벨링 강력한 방법이지만 실험을 계획 할 때 일부의 측면이 고려되어야한다. 아지리 딘 보조 인자 (cofactor) : M.BseCI와 DNA 라벨의 6BAz 농도가 60 μM이었다. 다른 DNA MTases 사용시 보조 인자 농도가 낮은 20 μM이 DNA MTase M.TaqI 19 채용 한 예 농도를 최적화한다. 낮은 농도 6BAz 스트렙 (분석에서 비오틴의 ...

핵산 1, 2, 3, 4 단백질의 특정 라벨링 기능 특성화, 의료 진단 및 (나노) 생명 공학에 대한 주요 관심의 대상이다. 여기에서 우리는 S의 -adenosyl -1- 메티오닌 (AdoMet 또는 SAM) 의존성 methyltransferases (MTases)를 기반으로 이러한 바이오 폴리머에 대한 효소 라벨링 방법을 제시한다. 효소의이 클래스 (EC 2.1.1.) 핵산 및 단백질의 특정 잔기 내의 개별 핵성 위치 (질소, 산소, 황 및 탄소 원자)를 대상으로 자연스럽게 팩터 AdoMet (도 1a) (5)의 활성화 메틸기를 전송한다. 또한, MTases 선호도 태그, 형광 또는 다른 라벨 (그림 1B) 6 특정 라벨링 합성 보조 인자 (cofactor) 유사체를 이용할 수있다. AdoMet 유사체의 두 클래스는 개발되어 있습니다 : S의 equence 별 M의 ethyltransferase-의 I에 대한 아지리 딘 보조 인자를 </strong&gt; nduced L의 아벨 보내고 (미소) 7 ctivated G의 roups의 m의 ethyltransferase 지시 T의를 ransfer 더블 활성화 AdoMet 유사체 (MTAG) 8. <img alt="그림 1" fo:content-width="7in" src="/files/ftp_upload/52014/52014fig1highres.jpg" width="700" /> 그림 1 :.. methyltransferases (MTases) DNA, RNA, 단백질과 작은 생체 분자 등 다양한 기판에 자연 보조 인자 (cofactor) AdoMet (SAM)에서 A. 메틸 그룹 전송 핵산과 단백질의 B. 레이블 / 기능화 (NNNNN = 의해 촉매 반응 단백질 RNA와 아미노산에 대한 기본 DNA에 대한 쌍, 뉴클레오티드, 합성 보조 인자 (cofactor) 유사체와 녹색에서 대상 잔류 물)와 MTase의 XXXXX = 인식 서열. 리포터기를 함유 아지리 보조 인자 (파란색 영역)특히 대상 잔류 물 (왼쪽)와 더블 활성화 AdoMet 유사체와 결합 순서가 아데닌 링의 첨부하면 두 번째 단계에서 bioorthogonal 클릭 반응에 의해 표시 될 수있는 화학 기자 Y (오른쪽)를 운반하는 확장 알킬 체인 전송에지도한다. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52014/52014fig1highres.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> 아지리 딘 보조 인자는 DNA MTases 가장 잘 작동합니다. 그들은 질소 원자 (9) (또는 N은 10, 11를 - 겨자) 대신 술 포늄 센터 반응성 그룹과 세 개의 원 고리가 포함되어 있습니다. 이 질소 원자의 양성자는 DNA와 전체 공동 인자의 결합을 공유 결합에 이르게 대상 염기에 의한 친 핵성 공격에 대한 아지리 딘 링을 활성화합니다. 아데닌 고리에 리포터 그룹을 부착함으로써 아지리 딘는 보조 인자 (하나의 단계로 DNA를 DNA MTases 라벨과 조합하여 사용될 수있다 <stron<html> g&gt; 왼쪽 그림 1B) 7,12. 15 (아데닌 링의 6 위치에 부착 비오틴과 아지리 공동 인자) 및 바실러스 스테아로써 모필 러스에서 아데닌 특정 DNA MTase (M.BseCI) (16) (그림 2 -이 6BAz 13 DNA의 바이오 틸 상세하게 설명된다 ) DNA의 한 단계 라벨 아지리 보조 인자를 통해 : 프로토콜 부 (2)를 참조하십시오. 헤모필루스 heamolyticus로부터 M.BseCI (ATCG 5&#39;-T-3 &#39;인식 서열), 테르 무스 aquaticus (M.TaqI, 5&#39;-TCG -3에서 DNA MTases&#39;)에 추가하여 (M.HhaI 5 &#39;C -G GC-3&#39;) 및 Spiroplasma (M.SssI에서, G-C 5&#39;-3 &#39;)가 성공적 6BAz 17 DNA를 비 오티하는데 사용되어왔다. 또, 아지리 딘 조인자 한 단계 형광 DNA 라벨링 18,19 위해 사용될 수있다. ontent &quot;fo를하는 것은 : 유지-together.within 페이지를 =&quot;항상 &quot;&gt; <img alt="그림 2" fo:content-width="7in" src="/files/ftp_upload/52014/52014fig2highres.jpg" width="700" /> 그림 2. M.BseCI 및 6BAz와 DNA의 서열 특이 한 단계 바이오 틸은 DNA MTase M.BseCI는 이중 가닥 DNA 서열 5&#39;-ATCG T-3 &#39;을 인식하여 자연 번째의 아데닌 아미노기의 메틸 잔류 물 (녹색) AdoMet를 사용하여. 아지리 딘 보조 인자 (cofactor) 6BAz으로 반응 과정이 변경되고 M.BseCI 대상 아데닌과 비오틴 (파란색)를 포함하여 전체 보조 인자 (cofactor)를 결합하여 특정 DNA의 바이오 틸을 시퀀스 리드. <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/52014/52014fig2highres.jpg" target="_blank">이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.</a> 더블 활성화 AdoMet 유사체 불포화 측쇄 대신 술포 센터 메틸기 (도 1b 연장 포함 </strong&gt;, 오른쪽) 20. 술 포늄 센터 β-위치에 불포화 이중 또는 삼중 결합은 전자 공역 안정화에 의한 전이 상태 내에서 불리한 입체 효과를 보상한다. 술포 센터와 불포화 결합 모두 효소 전송 측쇄를 활성화하기 때문에, 이러한 보조 인자들은 이중 - 활성화 AdoMet 유사체 뽑혔다. 통상적으로, 이들은 제 2 단계에서 화학 - 8,21 선택적 레이블링, 아미노, 알킨 아 지드 기 등의 고유의 화학 그룹 (화학 기자)로 측쇄를 전송하는 데 사용된다. RNA와 단백질의 추가 표시를 허용 (28) - 일반적으로 두 번 활성화 AdoMet 유사체는 RNA MTases 22, 23 DNA MTases 8,20,21에 대한뿐만 아니라위한 보조 인자와 단백질 MTases 24뿐만 아니라 작동 할 수 있습니다. 그러나, 확장 된 측쇄는 더 입체적 메틸기보다 까다 롭고 엔지니어링 자주 단백질이다 MTase 의해 활성 부위를 확대 아르EN 효율적인 전송 속도를 얻기 위해 필요한. 구리에 의한 화학적 변형을 다음 용 효소 전송 중에 전이 상태 1. 안정화 2. 반응성 핸들이 문제에 대한 또 다른 해결책은 작은 프로 파길 말단 알킨이 두 가지 기능을 제공 기 (세 탄소)와 AdoMet 유사체를 사용하는 촉매 아 지드 - 알킨 고리 (CuAAC) 화학을 클릭합니다. 이 결과 프로 파르 길 AdoMet 아날로그 (29)는 중성 또는 약간 염기성 조건 하에서 만 사용이 제한 상당히 불안정 밝혀졌다. 이러한 결점은 셀레늄 황 원자를 대체하여 고정 될 수있다. 얻어진 보조인 5 &#39;- [(SE) [(3- S) -3- 아미노 -3- 카르복시] 프로 프 -2- ynylselenonio] -5&#39;- 데 옥시 아데노신 (SeAdoYn,도 3) 야생형 DNA에 의해 허용되고, RNA 단백질 MTases 30 - 많은 경우에 단백질 공학에 대한 필요성을 폐지 32. 이것은 형광의 예로는 프로<html> 히스톤 H3 리신과 TEIN 라벨링 4 (H3K4) MTase Set7 / 9 33 (: 더블 활성 보조 인자를 통해 2 단계의 단백질 표지도 3은 프로토콜 부 (3) 참조). <img alt="그림 3" fo:content-width="7in" src="/files/ftp_upload/52014/52014fig3highres.jpg" width="700" /> 도 3 :. Set7 / 9 히스톤 H3의 서열 - 특이 적 두 단계 형광 라벨링, SeAdoYn 및 TAMRA 아 지드 단백질 MTase Set7 / 9 자연스럽게 AdoMet를 사용하여 히스톤 H3에 리신 (4)의 아미노기 (H3K4, 녹색)의 메틸. 이중 활성화 보조 인자 (cofactor)로 SeAdoYn MTase은 라이신 잔기에 작은 프로 파길 그룹 (빨간색)를 전송합니다. 첨부 된 단말기 삼중 결합은 선택적으로 아 지드 - 유도 TAMRA (테트라 메틸, 파랑) 형광과 bioorthogonal 클릭 반응 (구리 촉매 아 지드 - 알킨 고리, CuAAC)에서 수정됩니다.로드 / 52014 / 52014fig3highres.jpg &quot;대상 =&quot;_ 빈 &quot;&gt;이 그림의 더 큰 버전을 보려면 여기를 클릭하십시오.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="669">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Name of Reagent/ Equipment</td>
			<td style="width:139px;">Company</td>
			<td style="width:119px;">Catalog Number</td>
			<td style="width:167px;">Comments/Description</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">6BAz</td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Synthesized according to Weinhold et al., Patent number US 8,129,106, published March 6, 2012.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">&#946;-Mercaptoethanol</td>
			<td style="width:139px;">Serva</td>
			<td align="right" style="width:119px;">28625</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Acetic acid</td>
			<td style="width:139px;">Fisher Scientific</td>
			<td align="right" style="width:119px;">10304980</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Acrylamide/Bis Solution, 37.5:1</td>
			<td style="width:139px;">Serva</td>
			<td align="right" style="width:119px;">10688</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">UltraPure Agarose</td>
			<td style="width:139px;">Invitrogen</td>
			<td align="right" style="width:119px;">16500100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Ammonium persulfate (APS)</td>
			<td style="width:139px;">Serva</td>
			<td align="right" style="width:119px;">13375</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Bis-Tris</td>
			<td style="width:139px;">Gerbu</td>
			<td align="right" style="width:119px;">1304</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Boric acid</td>
			<td style="width:139px;">Gerbu</td>
			<td align="right" style="width:119px;">1115</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Bromophenol blue Na salt</td>
			<td style="width:139px;">Serva</td>
			<td align="right">15375</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Copper(II) sulfate</td>
			<td style="width:139px;">Aldrich</td>
			<td style="width:119px;">C1297</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Chloroform</td>
			<td style="width:139px;">Fisher Scientific</td>
			<td align="right">10020090</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Coomassie Brilliant Blue</td>
			<td style="width:139px;">Serva</td>
			<td align="right" style="width:119px;">17525</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">EDTA disodium salt</td>
			<td style="width:139px;">Gerbu</td>
			<td align="right" style="width:119px;">1034</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Ethanol</td>
			<td style="width:139px;">Merck</td>
			<td align="right" style="width:119px;">100983</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">GelRed (10000x in water)</td>
			<td style="width:139px;">Biotium</td>
			<td align="right" style="width:119px;">41003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Glycerol (99.5%)</td>
			<td style="width:139px;">Gerbu</td>
			<td align="right" style="width:119px;">2006</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">FastRuler Low Range DNA Ladder</td>
			<td style="width:139px;">Thermo Scientific</td>
			<td style="width:119px;">SM1103</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Histone H3</td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Expressionplasmid obtained from Dr. Philipp Voigt and Prof. Danny Reinberg; expression and isolation according to T. J. Richmond et al., J. Mol. Biol. 1997, 272, 301-311.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">M.BseCI</td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Expressionplasmid obtained from Dr. Michael Kokkinidis; expression and isolation according to Kapetaniou et al., Acta Cryst. 2006, F63, 12-14.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Methanol</td>
			<td style="width:139px;">Fisher Scientific</td>
			<td align="right" style="width:119px;">10675112</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Magnesiumchloride&#160; hexahydrate</td>
			<td style="width:139px;">J.T. Baker</td>
			<td align="right" style="width:119px;">4003</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">MOPS</td>
			<td style="width:139px;">Gerbu</td>
			<td align="right" style="width:119px;">1081</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Sodium chloride</td>
			<td style="width:139px;">Gerbu</td>
			<td align="right" style="width:119px;">1112</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">pH strip (Neutralit)</td>
			<td style="width:139px;">Merck</td>
			<td align="right" style="width:119px;">1,095,330,001</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">pBR322</td>
			<td style="width:139px;">Thermo Scientific</td>
			<td style="width:119px;">SD0041</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">R.TaqI (10u/&#181;l)</td>
			<td style="width:139px;">Thermo Scientific</td>
			<td>ER0671</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">SeAdoYn</td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Synthesized according to Willnow et al., ChemBioChem 2012, 13, 1167-1173.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Set7/9</td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Expressionplasmid obtained from Prof. Danny Reinberg, expression and isolation according to D. Reinberg et al., Genes Dev.2002, 16, 479-489.</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Streptavidin</td>
			<td style="width:139px;">Gerbu</td>
			<td align="right" style="width:119px;">3058</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">(+)-Sodium L-ascorbate</td>
			<td style="width:139px;">Sigma Life Science</td>
			<td style="width:119px;">A7631</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">SDS Granular</td>
			<td style="width:139px;">Gerbu</td>
			<td align="right" style="width:119px;">1833</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">di-Sodiumhydrogenphosphat</td>
			<td style="width:139px;">Merck</td>
			<td align="right" style="width:119px;">106,586</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">TAMRA-azide</td>
			<td style="width:139px;"></td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">TaqI buffer (10x)</td>
			<td style="width:139px;">Thermo Scientific</td>
			<td style="width:119px;">B28</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:245px;">N,N,N&#39;,N&#39;-Tetramethylethylenediamine (TEMED)</td>
			<td style="width:139px;">Acros Organics</td>
			<td align="right" style="width:119px;">42058</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Tris-HCl</td>
			<td style="width:139px;">Gerbu</td>
			<td align="right" style="width:119px;">1028</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:245px;">Tris-X (TRIS-base)</td>
			<td style="width:139px;">Gerbu</td>
			<td align="right" style="width:119px;">1018</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:245px;">Tris(3-hydroxypropyltriazolyl-methyl)amine (THPTA)</td>
			<td style="width:139px;">Sigma-Aldrich</td>
			<td align="right" style="width:119px;">762342</td>
			<td></td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

sequence-specific labeling of nucleic acids and proteins with methyltransferases and cofactor analogues

S -Adenosyl -1- 메티오닌 (SAM 또는 AdoMet) 의존성 methyltransferases (MTase)는 DNA, RNA, 단백질, 및 작은 생체의 특정 위치들에서 활성화 AdoMet 메틸기의 전달을 촉매. 이것은 천연 메틸화 반응은 보조 인자 합성 유사체를 사용하여 알킬화 반응의 다양한 확장 될 수있다. 아지리 링 AdoMet의 반응 설 포늄 센터의 교체는 다양한 DNA의 MTases에 의해 DNA와 결합 될 수있다 보조 인자로 연결됩니다. 이 아지리 공동 인자는 아데닌 부분의 다른 위치에서 기자 그룹 장착 내가 DNA (미소 DNA)의 L의 아벨 보내고을 nduced ethyltransferase- S의 equence 별 M 사용할 수 있습니다. 전형적인 예로서 우리는 DNA MTase M.BseCI 및 아지리 딘 보조 인자 (cofactor) 6BAz에서와 5&#39;-ATCG T-3 &#39;순서에서 나 pBR322 플라스미드 DNA의 바이오 틸위한 프로토콜을 제공한 단계. ctivated G의 roups (MTAG)의 m의 ethyltransferase 지시 T의를 ransfer에 사용되는 AdoMet 유사체의 또 다른 클래스의 불포화 알킬 그룹 결과와 활성화 된 메틸 그룹의 확장. 확장 측쇄가 설 포늄 센터와 불포화 결합에 의해 활성화되기 때문에, 이러한 보조 인자들은 이중 - 활성화 AdoMet 유사체 불린다. 이러한 유사 아지리 딘 보조 인자 같은 DNA MTases에 대한 보조 인자로서 기능뿐만 아니라, RNA, 단백질과 작은 분자 MTases에 대한뿐만 아닙니다. 그들은 일반적으로 초 화학 공정에서 리포터기로 표지 유니크 작용기 MTase 기판의 효소 적 변형을 위해 사용된다. 이것은 히스톤 H3 단백질의 형광 표지 용 프로토콜에 예시된다. 작은 프로 파질 그룹의 클릭 표시 다음에 히스톤 H3 라이신 4 (H3K4) MTase Set7 / 9 단백질에 보조 인자 (cofactor) 아날로그 SeAdoYn에서 전송TAMRA 아 지드와 alkynylated 히스톤 H3. 보조 인자 (cofactor) 유사체와 MTase 매개 라벨은 식별 및 기능 연구 MTase 기판뿐만 아니라 DNA 유전자형과 메틸화 검출을 포함하여 많은 흥미로운 응용 프로그램을위한 실현 가능한 기술을 제공한다.

아지리 딘의 보조 인자 (cofactor)를 통해 DNA의 한 단계 라벨링 이 예에서는 반응은 이중 가닥 5&#39;-ATCG T-3 &#39;서열 내에 제 아데닌 잔기를 수정하고있는 pBR322 플라스미드 (도 4a)에 하나의 인식 부위를 갖는 DNA MTase M.BseCI, 수행된다. 플라스미드 라벨을 테스트하려면, 나 pBR322는 제한 효소 (REase) R.TaqI (5&#39;-TCGA-3 &#39;)에 도전한다. R.TaqI는 M.BseCI 사이트에 포함되?...

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Sequence-specific Labeling of Nucleic Acids and Proteins with Methyltransferases and Cofactor Analogues

DNA 및 단백질 서열 특히 친 화성 또는 DNA 또는 단백질 methyltransferases 및 합성 보조 인자 (cofactor) 유사체를 사용하여 형광 기자 그룹으로 표시됩니다. 효소, 아지리 딘 또는 이중 활성 보조 인자 유사체의 특이성 팩터에 따라서는 1 또는 2 단계의 표시에 이용된다.

Methyltransferases과 공동 인자 유사체와 핵산과 단백질의 순서 특정 레이블

S-Adenosyl-l-methionine (AdoMet or SAM)-dependent methyltransferases (MTase) catalyze the transfer of the activated methyl group from AdoMet to specific ...

sequence-specific-labeling-nucleic-acids-proteins-with

Research

JoVE Journal

Biology

13.9K 조회수.  RWTH Aachen University.  DNA 및 단백질 서열 특히 친 화성 또는 DNA 또는 단백질 methyltransferases 및 합성 보조 인자 (cofactor) 유사체를 사용하여 형광 기자 그룹으로 표시됩니다. 효소, 아지리 딘 또는 이중 활성 보조 인자 유사체의 특이성 팩터에 따라서는 1 또는 2 단계의 표시에 이용된다. 

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Immunofluorescent Detection of Two Thymidine Analogues (CldU and IdU) in Primary Tissue

Accurate measurement of cell division is a fundamental challenge in experimental biology that becomes increasingly complex when slowly dividing cells are analyzed. Established methods to detect cell division include direct visualization by continuous microscopy in cell culture, dilution of vital dyes such as carboxy&#64258;uorescein di-aetate succinimidyl ester (CFSE), immuno-detection of mitogenic antigens such as ki67 or PCNA, and thymidine analogues. Thymidine analogues can be detected by a variety of methods including radio-detection for tritiated thymidine, immuno-detection for bromo-deoxyuridine (BrdU), chloro-deoxyuridine (CldU) and iodo-deoxyuridine (IdU), and chemical detection for ethinyl-deoxyuridine (EdU). We have derived a strategy to detect sequential incorporation of different thymidine analogues (CldU and IdU) into tissues of adult mice. Our method allows investigators to accurately quantify two successive rounds of cell division. By optimizing immunostaining protocols our approach can detect very low dose thymidine analogues administered via the drinking water, safe to administer to mice for prolonged periods of time. Consequently, our technique can be used to detect cell turnover in very long-lived tissues. Optimal immunofluoresent staining results can be achieved in multiple tissue types, including pancreas, skin, gut, liver, adrenal, testis, ovary, thyroid, lymph node, and brain. We have also applied this technique to identify oncogenic transformation within tissues. We have further applied this technique to determine if transit-amplifying cells contribute to growth or renewal of tissues. In this sense, sequential administration of thymidine analogues represents a novel approach for studying the origins and survival of cells involved in tissue homeostasis.

Immunofluorescent Detection of Two Thymidine Analogues CldU and IdU in Primary Tissue

We have derived a strategy to detect sequential incorporation of thymidine analogues (CldU and IdU) into tissues of adult mice to quantify two successive rounds of cell division. This strategy is useful to detect cell turnover of long-lived tissues, oncogenic transformation, or transit-amplifying cells.

기본 조직의 두 Thymidine의 Analogues의 Immunofluorescent 검색 (CldU 및 이두)

Accurate measurement of cell division is a fundamental challenge in experimental biology that becomes increasingly complex when slowly dividing cells are ...

연구

생물학

Profiling of Methyltransferases and Other S-adenosyl-L-homocysteine-binding Proteins by Capture Compound Mass Spectrometry (CCMS)

There is a variety of approaches to reduce the complexity of the proteome on the basis of functional small molecule-protein interactions such as affinity chromatography 1 or Activity Based Protein Profiling 2. Trifunctional Capture Compounds (CCs, Figure 1A) 3 are the basis for a generic approach, in which the initial equilibrium-driven interaction between a small molecule probe (the selectivity function, here S-adenosyl-L-homocysteine, SAH, Figure 1A) and target proteins is irreversibly fixed upon photo-crosslinking between an independent photo-activable reactivity function (here a phenylazide) of the CC and the surface of the target proteins. The sorting function (here biotin) serves to isolate the CC - protein conjugates from complex biological mixtures with the help of a solid phase (here streptavidin magnetic beads). Two configurations of the experiments are possible: "off-bead" 4 or the presently described "on-bead" configuration (Figure 1B). The selectivity function may be virtually any small molecule of interest (substrates, inhibitors, drug molecules).
S-Adenosyl-L-methionine (SAM, Figure 1A) is probably, second to ATP, the most widely used cofactor in nature 5, 6. It is used as the major methyl group donor in all living organisms with the chemical reaction being catalyzed by SAM-dependent methyltransferases (MTases), which methylate DNA 7, RNA 8, proteins 9, or small molecules 10. Given the crucial role of methylation reactions in diverse physiological scenarios (gene regulation, epigenetics, metabolism), the profiling of MTases can be expected to become of similar importance in functional proteomics as the profiling of kinases. Analytical tools for their profiling, however, have not been available. We recently introduced a CC with SAH as selectivity group to fill this technological gap (Figure 1A).
SAH, the product of SAM after methyl transfer, is a known general MTase product inhibitor 11. For this reason and because the natural cofactor SAM is used by further enzymes transferring other parts of the cofactor or initiating radical reactions as well as because of its chemical instability 12, SAH is an ideal selectivity function for a CC to target MTases. Here, we report the utility of the SAH-CC and CCMS by profiling MTases and other SAH-binding proteins from the strain DH5&alpha; of Escherichia coli (E. coli), one of the best-characterized prokaryotes, which has served as the preferred model organism in countless biochemical, biological, and biotechnological studies. Photo-activated crosslinking enhances yield and sensitivity of the experiment, and the specificity can be readily tested for in competition experiments using an excess of free SAH.

Profiling of Methyltransferases and Other S-adenosyl-L-homocysteine-binding Proteins by Capture Compound Mass Spectrometry CCMS

Capture Compounds are trifunctional small molecules to reduce the complexity of the proteome by functional reversible small molecule-protein interaction followed by photo-crosslinking and purification. Here we use a Capture Compound with S-adenosyl-L-homocysteine-binding as selectivity function to isolate methyltransferases from an Escherichia coli whole cell lysate and identify them by MS.

Methyltransferases의 프로 파일링 및 기타 S - adenosyl - L</sub캡처 컴파 운드 질량 분광법 (CCMS)에서> - 호모 시스테인 결합 단백질

There is a variety of approaches to reduce the complexity of the proteome on the basis of functional small molecule-protein interactions such as affinity ...

NanoDrop Microvolume Quantitation of Nucleic Acids

Biomolecular assays are continually being developed that use progressively smaller amounts of material, often precluding the use of conventional cuvette-based instruments for nucleic acid quantitation for those that can perform microvolume quantitation.
The NanoDrop microvolume sample retention system (Thermo Scientific NanoDrop Products) functions by combining fiber optic technology and natural surface tension properties to capture and retain minute amounts of sample independent of traditional containment apparatus such as cuvettes or capillaries. Furthermore, the system employs shorter path lengths, which result in a broad range of nucleic acid concentration measurements, essentially eliminating the need to perform dilutions. Reducing the volume of sample required for spectroscopic analysis also facilitates the inclusion of additional quality control steps throughout many molecular workflows, increasing efficiency and ultimately leading to greater confidence in downstream results.
The need for high-sensitivity fluorescent analysis of limited mass has also emerged with recent experimental advances. Using the same microvolume sample retention technology, fluorescent measurements may be performed with 2 &mu;L of material, allowing fluorescent assays volume requirements to be significantly reduced. Such microreactions of 10 &mu;L or less are now possible using a dedicated microvolume fluorospectrometer.
Two microvolume nucleic acid quantitation protocols will be demonstrated that use integrated sample retention systems as practical alternatives to traditional cuvette-based protocols. First, a direct A260 absorbance method using a microvolume spectrophotometer is described. This is followed by a demonstration of a fluorescence-based method that enables reduced-volume fluorescence reactions with a microvolume fluorospectrometer. These novel techniques enable the assessment of nucleic acid concentrations ranging from 1 pg/ &mu;L to 15,000 ng/ &mu;L with minimal consumption of sample.

The use of NanoDrop microvolume systems as practical and efficient alternatives to traditional nucleic acid quantitation methodology is described through the demonstration of two microvolume nucleic acid quantitation protocols.

핵산의 NanoDrop Microvolume의 Quantitation

Biomolecular assays are continually being developed that use progressively smaller amounts of material, often precluding the use of conventional ...

Examining the Conformational Dynamics of Membrane Proteins in situ with Site-directed Fluorescence Labeling

Two electrode voltage clamp electrophysiology (TEVC) is a powerful tool to investigate the mechanism of ion transport1 for a wide variety of membrane proteins including ion channels2, ion pumps3, and transporters4. Recent developments have combined site-specific fluorophore labeling alongside TEVC to 
concurrently examine the conformational dynamics at specific residues and function of these proteins on the surface of single cells.
We will describe a method to study the conformational dynamics of membrane proteins by simultaneously monitoring fluorescence and current changes using voltage-clamp fluorometry. This approach can be used to examine the molecular motion of membrane proteins site-specifically following cysteine replacement and site-directed fluorophore labeling5,6. Furthermore, this method provides an approach to determine distance constraints between specific residues7,8. 
This is achieved by selectively attaching donor and acceptor fluorophores to two mutated cysteine residues of interest.
In brief, these experiments are performed following functional expression of the desired protein on the surface of Xenopus leavis oocytes. The large surface area of these oocytes enables facile functional measurements and a robust fluorescence signal5. It is also possible to readily change the extracellular conditions such as pH, ligand or cations/anions, which can provide further information on the mechanism of membrane proteins4. Finally, recent developments 
have also enabled the manipulation of select internal ions following co-expression with a second protein9.
Our protocol is described in multiple parts. First, cysteine scanning mutagenesis proceeded by fluorophore labeling is completed at residues located at the interface of the transmembrane and extracellular domains. Subsequent experiments are designed to identify residues which demonstrate large changes in fluorescence intensity (&lt;5%)3 upon a conformational change of the protein. Second, these changes in fluorescence intensity are compared to the kinetic parameters of 
the membrane protein in order to correlate the conformational dynamics to the function of the protein10. This enables a rigorous biophysical analysis of the molecular motion of the target protein. Lastly, two residues of the holoenzyme can be labeled with a donor and acceptor fluorophore in order to determine distance constraints using donor photodestruction methods. It is also possible to monitor the relative movement of protein subunits following labeling with a donor and acceptor fluorophore.

Examining the Conformational Dynamics of Membrane Proteins in situ with Site-directed Fluorescence Labeling

We will describe a method which measures the kinetics of ion transport of membrane proteins alongside site-specific analysis of conformational changes using fluorescence on single cells. This technique is adaptable to ion channels, transporters and ion pumps and can be utilized to determine distance constraints between protein subunits.

막 단백질의 Conformational 역학 검사 현장에서 사이트 이동 형광 라벨링과

Two electrode voltage clamp electrophysiology (TEVC) is a powerful tool to investigate the mechanism of ion transport1 for a wide variety of membrane ...

Lineage Labeling of Zebrafish Cells with Laser Uncagable Fluorescein Dextran

A central problem in developmental biology is to deduce the origin of the myriad cell types present in vertebrates as they arise from undifferentiated precursors. Researchers have employed various methods of lineage labeling, such as DiI labeling1 and pressure injection of traceable enzymes2 to ascertain cell fate at later stages of development in model systems. The first fate maps in zebrafish (Danio rerio) were assembled by iontophoretic injection of fluorescent dyes, such as rhodamine dextran, into single cells in discrete regions of the embryo and tracing the labeled cell's fate over time3-5. While effective, these methods are technically demanding and require specialized equipment not commonly found in zebrafish labs. Recently, photoconvertable fluorescent proteins, such as Eos and Kaede, which irreversibly switch from green to red fluorescence when exposed to ultraviolet light, are seeing increased use in zebrafish6-8. The optical clarity of the zebrafish embryo and the relative ease of transgenesis have made these particularily attractive tools for lineage labeling and to observe the migration of cells in vivo7. Despite their utility, these proteins have some disadvantages compared to dye-mediated lineage labeling methods. The most crucial is the difficulty we have found in obtaining high 3-D resolution during photoconversion of these proteins. In this light, perhaps the best combination of resolution and ease of use for lineage labeling in zebrafish makes use of caged fluorescein dextran, a fluorescent dye that is bound to a quenching group that masks its fluorescence9. The dye can then be "uncaged" (released from the quenching group) within a specific cell using UV light from a laser or mercury lamp, allowing visualization of its fluorescence or immunodetection. Unlike iontophoretic methods, caged fluorescein can be injected with standard injection apparatuses and uncaged with an epifluorescence microscope equipped with a pinhole10. In addition, antibodies against fluorescein detect only the uncaged form, and the epitope survives fixation well11. Finally, caged fluorescein can be activated with very high 3-D resolution, especially if two-photon microscopy is employed 12,13. This protocol describes a method of lineage labeling by caged fluorescein and laser uncaging. Subsequenctly, uncaged fluorescein is detected simultaneously with other epitopes such as GFP by labeling with antibodies.

This protocol delineates a way to label and trace the fate of small groups of cells zebrafish embryos using UV-uncaging of caged fluorescein, followed by whole mount immunolabeling to amplify the signal from the uncaged fluorescein.

레이저 Uncagable 플루오레신 Dextran과 Zebrafish 세포의 리니지 라벨

A central problem in developmental biology is to deduce the origin of the myriad cell types present in vertebrates as they arise from undifferentiated ...

Concentration Determination of Nucleic Acids and Proteins Using the Micro-volume Bio-spec Nano Spectrophotometer

Nucleic Acid quantitation procedures have advanced significantly in the last three decades. More and more, molecular biologists require consistent small-volume analysis of nucleic acid samples for their experiments. The BioSpec-nano provides a potential solution to the problems of inaccurate, non-reproducible results, inherent in current DNA quantitation methods, via specialized optics and a sensitive PDA detector. The BioSpec-nano also has automated functionality such that mounting, measurement, and cleaning are done by the instrument, thereby eliminating tedious, repetitive, and inconsistent placement of the fiber optic element and manual cleaning.
In this study, data is presented on the quantification of DNA and protein, as well as on measurement reproducibility and accuracy. Automated sample contact and rapid scanning allows measurement in three seconds, resulting in excellent throughput. Data analysis is carried out using the built-in features of the software. The formula used for calculating DNA concentration is:
Sample Concentration = DF &middot; (OD260-OD320)&middot; NACF (1)
Where DF = sample dilution factor and NACF = nucleic acid concentration factor.
The Nucleic Acid concentration factor is set in accordance with the analyte selected1.
Protein concentration results can be expressed as &mu;g/ mL or as moles/L by entering e280 and molecular weight values respectively. When residue values for Tyr, Trp and Cysteine (S-S bond) are entered in the e280Calc tab, the extinction coefficient values are calculated as e280 = 5500 x (Trp residues) + 1490 x (Tyr residues) + 125 x (cysteine S-S bond). The e280 value is used by the software for concentration calculation.
In addition to concentration determination of nucleic acids and protein, the BioSpec-nano can be used as an ultra micro-volume spectrophotometer for many other analytes or as a standard spectrophotometer using 5 mm pathlength cells.

This communication presents data on the accuracy and reproducibility of the BioSpec-nano UV-VIS spectrophotometer for dsDNA and protein quantitation. Even with ultra-small volumes (1 to 2 L), reproducibility is excellent, while the automated wiping function improves throughput and results in minimal carryover for more precise results.

마이크로 볼륨 바이오 사양 나노 분광 광도계를 사용하여 핵산 및 단백질 농도 결정

Nucleic Acid quantitation procedures have advanced significantly in the last three decades.  More and more, molecular biologists require consistent ...

ReAsH/FlAsH Labeling and Image Analysis of Tetracysteine Sensor Proteins in Cells

Fluorescent proteins and dyes are essential tools for the study of protein trafficking, localization and function in cells. While fluorescent 
proteins such as green fluorescence protein (GFP) have been extensively used as fusion partners to proteins to track the properties of a protein of interest1, recent 
developments with smaller tags enable new functionalities of proteins to be examined in cells such as conformational change and protein-association 2, 3. One small 
tag system involves a tetracysteine motif (CCXXCC) genetically inserted into a target protein, which binds to biarsenical dyes, ReAsH (red fluorescent) and FlAsH 
(green fluorescent), with high specificity even in live cells 2. The TC/biarsenical dye system offers far less steric constraints to the host protein than 
fluorescent proteins which has enabled several new approaches to measure conformational change and protein-protein interactions 4-7. We recently developed 
a novel application of TC tags as sensors of oligomerization in cells expressing mutant huntingtin, which when mutated aggregates in neurons in Huntington 
disease 7. Huntingtin was tagged with two fluorescent dyes, one a fluorescent protein to track protein location, and the second a TC tag which only 
binds biarsenical dyes in monomers. Hence, changes in colocalization between protein and biarsenical dye reactivity enabled submicroscopic oligomer 
content to be spatially mapped within cells. Here, we describe how to label TC-tagged proteins fused to a fluorescent protein (Cherry, GFP or CFP) 
with FlAsH or ReAsH in live mammalian cells and how to quantify the two color fluorescence (Cherry/FlAsH, CFP/FlAsH or GFP/ReAsH combinations).

The biarsenical dyes FlAsH and ReAsH bind specifically to tetracysteine motifs in proteins and can selectively label proteins in live cells. Recently this labeling strategy has been used to develop sensors for different protein conformations or oligomeric states. We describe the labeling approach and methods to quantitatively analyze binding.

ReAsH / 플래시 라벨링 및 전지 Tetracysteine​​ 센서 단백질의 이미지 분석

Fluorescent proteins and dyes are essential tools for the study of protein trafficking, localization and function in cells.  While fluorescent 
proteins ...

Metabolic Pathway Confirmation and Discovery Through 13C-labeling of Proteinogenic Amino Acids

Microbes have complex metabolic pathways that can be investigated using biochemistry and functional genomics methods. One important technique to examine cell central metabolism and discover new enzymes is 13C-assisted metabolism analysis 1. This technique is based on isotopic labeling, whereby microbes are fed with a 13C labeled substrates. By tracing the atom transition paths between metabolites in the biochemical network, we can determine functional pathways and discover new enzymes. 
As a complementary method to transcriptomics and proteomics, approaches for isotopomer-assisted analysis of metabolic pathways contain three major steps 2. First, we grow cells with 13C labeled substrates. In this step, the composition of the medium and the selection of labeled substrates are two key factors. To avoid measurement noises from non-labeled carbon in nutrient supplements, a minimal medium with a sole carbon source is required. Further, the choice of a labeled substrate is based on how effectively it will elucidate the pathway being analyzed. Because novel enzymes often involve different reaction stereochemistry or intermediate products, in general, singly labeled carbon substrates are more informative for detection of novel pathways than uniformly labeled ones for detection of novel pathways3, 4. Second, we analyze amino acid labeling patterns using GC-MS. Amino acids are abundant in protein and thus can be obtained from biomass hydrolysis. Amino acids can be derivatized by N-(tert-butyldimethylsilyl)-N-methyltrifluoroacetamide (TBDMS) before GC separation. TBDMS derivatized amino acids can be fragmented by MS and result in different arrays of fragments. Based on the mass to charge (m/z) ratio of fragmented and unfragmented amino acids, we can deduce the possible labeled patterns of the central metabolites that are precursors of the amino acids. Third, we trace 13C carbon transitions in the proposed pathways and, based on the isotopomer data, confirm whether these pathways are active 2. Measurement of amino acids provides isotopic labeling information about eight crucial precursor metabolites in the central metabolism. These metabolic key nodes can reflect the functions of associated central pathways.
13C-assisted metabolism analysis via proteinogenic amino acids can be widely used for functional characterization of poorly-characterized microbial metabolism1. In this protocol, we will use Cyanothece 51142 as the model strain to demonstrate the use of labeled carbon substrates for discovering new enzymatic functions.

Metabolic Pathway Confirmation and Discovery Through 13C-labeling of Proteinogenic Amino Acids

13C-isotope labeling is a useful technique for determining the cell central metabolism for various types of microorganisms. After cells have been cultured with a specific labeled substrate, GC-MS measurement can reveal functional metabolic pathways based on unique labeling patterns in proteinogenic amino acids.

을 통해 대사 경로 확인 및 검색 13</supProteinogenic 아미노산> C - 라벨링

Microbes have complex metabolic pathways that can be investigated using biochemistry and functional genomics methods. One important technique to examine ...

Measuring Cell Cycle Progression Kinetics with Metabolic Labeling and Flow Cytometry

Precise control of the initiation and subsequent progression through the various phases of the cell cycle are of paramount importance in proliferating cells. Cell cycle division is an integral part of growth and reproduction and deregulation of key cell cycle components have been implicated in the precipitating events of carcinogenesis 1,2. Molecular agents in anti-cancer therapies frequently target biological pathways responsible for the regulation and coordination of cell cycle division 3. Although cell cycle kinetics tend to vary according to cell type, the distribution of cells amongst the four stages of the cell cycle is rather consistent within a particular cell line due to the consistent pattern of mitogen and growth factor expression. Genotoxic events and other cellular stressors can result in a temporary block of cell cycle progression, resulting in arrest or a temporary pause in a particular cell cycle phase to allow for instigation of the appropriate response mechanism. 
The ability to experimentally observe the behavior of a cell population with reference to their cell cycle progression stage is an important advance in cell biology. Common procedures such as mitotic shake off, differential centrifugation or flow cytometry-based sorting are used to isolate cells at specific stages of the cell cycle 4-6. These fractionated, cell cycle phase-enriched populations are then subjected to experimental treatments. Yield, purity and viability of the separated fractions can often be compromised using these physical separation methods. As well, the time lapse between separation of the cell populations and the start of experimental treatment, whereby the fractionated cells can progress from the selected cell cycle stage, can pose significant challenges in the successful implementation and interpretation of these experiments.
Other approaches to study cell cycle stages include the use of chemicals to synchronize cells. Treatment of cells with chemical inhibitors of key metabolic processes for each cell cycle stage are useful in blocking the progression of the cell cycle to the next stage. For example, the ribonucleotide reductase inhibitor hydroxyurea halts cells at the G1/S juncture by limiting the supply of deoxynucleotides, the building blocks of DNA. Other notable chemicals include treatment with aphidicolin, a polymerase alpha inhibitor for G1 arrest, treatment with colchicine and nocodazole, both of which interfere with mitotic spindle formation to halt cells in M phase and finally, treatment with the DNA chain terminator 5-fluorodeoxyridine to initiate S phase arrest 7-9. Treatment with these chemicals is an effective means of synchronizing an entire population of cells at a particular phase. With removal of the chemical, cells rejoin the cell cycle in unison. Treatment of the test agent following release from the cell cycle blocking chemical ensures that the drug response elicited is from a uniform, cell cycle stage-specific population. However, since many of the chemical synchronizers are known genotoxic compounds, teasing apart the participation of various response pathways (to the synchronizers vs. the test agents) is challenging. 
Here we describe a metabolic labeling method for following a subpopulation of actively cycling cells through their progression from the DNA replication phase, through to the division and separation of their daughter cells. Coupled with flow cytometry quantification, this protocol enables for measurement of kinetic progression of the cell cycle in the absence of either mechanically- or chemically- induced cellular stresses commonly associated with other cell cycle synchronization methodologies 10. In the following sections we will discuss the methodology, as well as some of its applications in biomedical research.

Tracking subtle changes in the progression and kinetics of cell cycle stages can be accomplished by use of a combination of metabolic labeling of nucleic acids with BrdU and total genomic DNA staining via Propidium Iodide. This method avoids the need of chemical synchronization of cycling cells, thereby preventing the introduction of non-specific DNA damage, which in turn affects cell cycle progression.

신진 대사 레이블 및 유동세포계측법와 세포주기 진행의 동력학 측정

Precise control of the initiation and subsequent progression through the various phases of the cell cycle are of paramount importance in proliferating ...

Analyzing and Building Nucleic Acid Structures with 3DNA

The 3DNA software package is a popular and versatile bioinformatics tool with capabilities to analyze, construct, and visualize three-dimensional nucleic acid structures. This article presents detailed protocols for a subset of new and popular features available in 3DNA, applicable to both individual structures and ensembles of related structures. Protocol 1 lists the set of instructions needed to download and install the software. This is followed, in Protocol 2, by the analysis of a nucleic acid structure, including the assignment of base pairs and the determination of rigid-body parameters that describe the structure and, in Protocol 3, by a description of the reconstruction of an atomic model of a structure from its rigid-body parameters. The most recent version of 3DNA, version 2.1, has new features for the analysis and manipulation of ensembles of structures, such as those deduced from nuclear magnetic resonance (NMR) measurements and molecular dynamic (MD) simulations; these features are presented in Protocols 4 and 5. In addition to the 3DNA stand-alone software package, the w3DNA web server, located at <a href="http://w3dna.rutgers.edu" target="_blank">http://w3dna.rutgers.edu</a>, provides a user-friendly interface to selected features of the software. Protocol 6 demonstrates a novel feature of the site for building models of long DNA molecules decorated with bound proteins at user-specified locations.

The 3DNA software package is a popular and versatile bioinformatics tool with capabilities to analyze, construct, and visualize three-dimensional nucleic acid structures. This article presents detailed protocols for a subset of new and popular features available in 3DNA, applicable to both individual structures and ensembles of related structures.

3DNA과 핵산의 구조를 분석하고 구축

The 3DNA software package is a popular and versatile bioinformatics tool with capabilities to analyze, construct, and visualize three-dimensional nucleic ...