신장 연구 UK에서 자금, 에딘버러 및 장기 이식의 유럽 사회의 외과 의사의 왕 대학은이 연구를 지원했다.

해당 국가 및 지역의 기관 윤리는 동물 실험을 수행하기 전에 장소에 있어야합니다. 받는 사람 외과 의사가 2.1 2.8로 수행하면서 특히 영국에서 다음과 같은 실험은 기증자의 의사가 수행해야이 microsurgeons가 동시에 작동 할 수있는 동물 (과학적인 절차) 법 1986에 따라 수행되었으며, 1.1-1.16 다음 3.1-3.5 단계 . 하나의 연산자를 들어 단계가 순서대로 수행 할 수 있습니다. 1 기부자 준비 참고 : 여기에 제시된 절차는 기증자 C57BL / 6 BM12 사람과받는 사람 20g보다 더 큰 체중과 8~16주 된 세 사이의 C57BL / 6 수컷 마우스입니다. 그러나이 과정은 재현성 마우스 균주의 다양한 수행 될 수있다. 대표적인 결과 섹션에 제시된 데이터는 C57BL / 6, C57BL / 6 BM12 및 BALB / c 마우스로부터 얻은 것입니다. <ol><li> 행동 절차 날기목적과 g 멸균 수술기구 및 소모품 (오토 클레이브)는, 가능한 한 무균 영역을 유지한다. 이 외과 의사를 사용할 수있는 경우받는 사람의 준비와 동시에 기증자 준비를 수행합니다. </li><li> medetomidine (0.5 ㎎ / ㎏)와 케타민 하이드로 클로라이드 (/ kg 200 mg)을의 복강 내 주사 (31G 바늘)와 마우스를 마취. 전체 절차를 위해 충분한 시간을 제공하여 4 시간 동안 유지 마취 평면에서이 결과를 실시한다. 보충 마취는 필요하지 않습니다. </li><li> 마우스가 (발가락 핀치에 대한 응답)를 마취되지 않는지 확인합니다. </li><li> 마우스의 복부를 면도하고 끈적 끈적한 테이프로 느슨한 머리를 제거합니다. </li><li> 무균 드레이프 온수 매트에 그 뒷면에 마우스를 놓고 느슨하게 멸균 마스킹 테이프로 팔다리를 고정시킨다. </li><li> 열 화상 절차를 통해 마우스를 모니터링합니다. 가능하면 비 전기 열원을 사용합니다. </li><li> 눈 윤활제 및 SA를 적용희석 된 요오드 용액을 복벽 nitize. </li><li> 복강를 입력 3cm 돋움 복부 견인기를 삽입 할 수있는 복부 정중선 절개를합니다. </li><li> 촉촉한 장 및 수술 영역을 유지하고 내장을 불필요하게 건조를 방지하기 따뜻하게 식염수를 적용합니다. </li><li> 무균 드레이프와 마우스를 덮고 대동맥, 대정맥과 왼쪽 신장을 노출 작업자의 왼쪽 (마우스의 오른쪽)에 장내를 이동합니다. </li><li> 위장 높였다 forcep을 적용하고 완전히 주요 혈관과 왼쪽 신장을 노출 빼어냅니다. 거리와 같은 간 엽 (叶), 정낭, 그리고 장과 수술 영역에서 조직을 철회 복부에 멸균 면봉 (2mm X 2mm)를 젖은 포장하십시오. </li><li> 주변 adventia, 지방과 퉁명스럽게 좋은 팁 집게를 사용하여 결합 조직을 해부하여 복강의 왼쪽 부신에서 왼쪽 신장을 분리합니다. 북동 지역 사이의 포셉의 폐쇄 팁을 놓고에드 분리 천천히 forcep 팁 공간을 해부 열 수합니다. </li><li> 결찰 한 후 9 / O 나일론 부신 정맥과 왼쪽 성선 정맥 왼쪽을 분할하여 왼쪽 신장 정맥을 분리합니다. 신장 정맥에 가까운 봉합사를 놓습니다. </li><li> 결찰 및 봉합을 떠나 방광에 가까운 7 / O 실크 봉합사와 요관을 분할 긴 끝납니다. 신장 수확 및 ureteric 문합에 필요한 경우 롱 봉합 끝이 사용됩니다. </li><li> 동원 완전히 신장 동맥에 우량하고 열등한 대동맥과 대정맥을 해부하고 퉁명스럽게 선박의 전면과 측면에서 림프 혈관과 지방을 해부 좋은 팁 집게를 사용하여 정맥. </li><li> 대동맥과 대정맥 천천히 확산 집게 사이의 조직면을 찾아보십시오. 천천히 최소한의 외상 조직을 확산하기 위해 뾰족한 집게의 끝을 엽니 다. </li><li> 각진 벌금을 전달하여 신장 동맥 우수하고 열등 대동맥 주위 느슨한 7 / O 실크 타이팁 포셉 용기의 뒷면 주위 통해 봉합 도면. 이러한 봉합 위스콘신 대학의 솔루션의 역 행성 관류를 허용하도록 신장 검색 이전에 체결됩니다. </li></ol> 2받는 사람 준비 기증자 준비 후속에 따라 1.8에 1.2 단계를 반복합니다. <ol><li> 대동맥, 대정맥을 노출 작업자의 오른쪽 (마우스의 왼쪽)에 장내를 이동합니다. 멸균 식염수에 적신 면봉으로 장을 커버. </li><li> 오른쪽 신장 동맥을 결찰하여 우측 신장 절제술을 수행하고 7/0 실크 봉합사와 함께 정맥 다음 나눕니다. </li><li> 7 / O 실크 봉합사와 분열과 오른쪽 요관을 결찰. </li><li> 동원 단계 1.14 및 1.15에 설명 된대로 완전히 신장 동맥과 정맥 열등 대동맥과 대정맥을 해부하다. 대동맥과 대정맥이 완벽하게 해부를 확인합니다. 대정맥과 aort에 전방을 실행하는 내부 고환 동맥을 유지하기 위해주의림프 번들과 함께. </li><li> 척추에 대정맥과 정맥의 복막에서 실행 요추 선박을 식별 연속성 9 / O 실크 결찰, 혈관을 분할 할 필요가 없습니다. </li><li> 혈관 문합을위한 사이의 공간 미세 혈관 클램프를 배치 할 수있는 충분한 공간을 확인합니다. </li><li> 지느러미 음경 정맥을 통해 정맥 내 헤파린 (5 단위)를 관리합니다. </li></ol> 3 기증자의 신장 검색 동맥 순환의 신장을 분리 열등한 우수한 대동맥 주위에 배치 된 7 / O 실크 넥타이를 조입니다. <ol><li> 대동맥에 바늘 (31G)와 위스콘신 대학의 용액을 0.5 ml의 - 역행 차가운 0.2 달이다. </li><li> 봉합 내 대동맥을 나누고 신장과 대동맥의 길이와 신장 동맥을 제거하기 위해 대정맥과의 교차점에 신장 정맥을 나눕니다. (있는 경우) w, 대동맥에서 발생하는 요추 선박을 나눈다ithout 결찰. </li><li> 배양 접시에 멸균 된 면봉에 차가운 식염수의 신장을 놓습니다. </li><li> 자궁 전위에 의해 기증자 마우스를 안락사. </li></ol> 4 신장 이식 - 신장 준비 <ol><li> 신장 동맥 맞은 편에 길이 방향으로 직접 대동맥 벽을 분할하여 대동맥 패치를 만듭니다. 동맥 문합을 수행 할 때 결찰 또는 방지 할 필요가있는 패치의 모든 혈관 루멘을 확인합니다. </li><li> 하방 우량 신장 정맥 루멘 초 별도의 봉합 외부에서 내부로 열 / O 봉합사를 놓습니다. 봉합사는 부신 정맥을 나누는 데 사용 및 성선 정맥 혈관을 배향 할 수있다. </li><li> 받는 사람 (그림 1.1)의 오른쪽 측면의 신장을 배치하고 봉합이 잘 혈관 문합은 면봉 또는 다른 악기에 묶여되는 것을 봉합없이 완료 될 수 있도록 배치됩니다 확인합니다. </li></ol> (5) 신장 Transplan테이션 - 혈관 문합 첫번째 하방 후 우량 대정맥과 대동맥을 포괄하는 미세 혈관 클램프를 적용합니다. <ol><li> 대정맥의 앞쪽 벽을 천공하여 바늘 (31G)와 ventomy을 확인합니다. 0.9 %의 NaCl 약 50 μl를 주입하여 대정맥에서 세척 혈액. </li><li> 길이가 도너 신장 정맥의 직경에 해당되도록 venotomy 내에 그들을 개방함으로써 미세한 팁 집게를 사용 venotomy 넓어. </li><li> venotomy (그림 1.2)의 정점에 첫번째 (신장 혈관의 내강에 이미) 10 / O 우수한 봉합을 배치하고 하부 정점에 도달 할 때까지 (그림을 실행 봉합의 문합의 뒷면 벽 가입 1.3). </li><li> 10 / O 열등 봉합을 배치 한 다음 다시 벽에서 실행 봉합사로 묶어 하나의 매듭 (그림 1.4)와 첫번째 넥타이. </li><li> 전면 월마트를 만들 열등한 봉합사를 사용하여문 합부 리터 실행 봉합 (그림 1.5)와 우수한 정점 (그림 1.6)에서 우수한 봉합 끝에 넥타이. </li><li> 집게로 대동맥 벽을 집어 들고 가위로 타원형 패치를 (약 aortotomy 대동맥의 둘레의 길이는 세 배 신장 동맥 내강의 5 분이어야 함) 절단에 의해 aortotomy을 만듭니다. </li><li> 외부에서 내부로 대동맥 패치의 우수한 점 (그림 1.7)에서 10 / O 봉합을 놓고 aortotomy의 우수한 정점에 선박 외부 묶는 대동맥을 통해 전달합니다. </li><li> 너무 꽉 봉합 (그림 1.9)를 묶는하여 문합을 수축하지 않도록주의, 실행 봉합 우량받는 사람 대동맥에 기증자 패치 anastomosing (그림 1.8)를 시작으로 동맥 문합을 만듭니다. </li><li> (신장 재관류 먼저 우수한 클램프를 열등한 혈관 클램프를 제거그림 1.10 및 1.11). 요관에 충분한 혈액 공급이 달성되면 요관의 가시 연동 아마 본. </li></ol> 6 신장 이식 - Ureteric 문합 <ol><li> 복벽에서 방광의 첨부 파일을 나눈다. </li><li> 모두 벽을 통해 방광의 오른쪽에 왼쪽에서 바늘 (21G)를 전달합니다. </li><li> 바늘 루멘 똑바로 forcep 팁을 놓고 통과를 모두 다시 집게 지금 방광의 왼쪽에서 오른쪽에서 왼쪽으로 전달되도록 방광을 통해. </li><li> 요관이 오른쪽에서 다음 왼쪽 방광 결함에 전달하도록 방광을 통해 기증자 요관에 봉합을 그립니다. </li><li> 둥근 바디 바늘 9 / O 나일론 봉합사로의 진입 점을 중심으로 세 번의 중단 봉합과 방광의 외막에 요관의 외막을 봉합. </li><li> 합자로 요관 근위부를 잘라 따라서 열 번째전자 요관은 소변의 흐름과 요관의 끝이 방광의 몸으로 철회 할 수 있도록 허용합니다. 소변의 가시 생산 근교 ureteric 혈관에서 출혈과 함께 관찰 할 수있다. </li><li> 하나의 중단 9 / O 실크 봉합사와 오른쪽 방광 결함을 닫습니다. </li></ol> 7 복구 및 수술 후 케어 원래 방향으로 복부에 위장 육부를 교체하고 6 / O 흡수성 봉합사 직근에 근접하여 복벽을 닫습니다. <ol><li> 금속 클립으로 피부를 피부에 근사. </li><li> 부분적으로 atipamazole 하이드로 클로라이드 (10 μL / g)의 피하 주사로 마취를 반전. </li><li> 피하 0.9 % NaCl을 1 ml의 피하 부 프레 노르 핀 염산염 (0.05 ㎎ / ㎏)에 의해 유체 지원 주입 진통을 관리 할 수​​ 있습니다. </li><li> 24-48 시간 동안 28 ° C로 예열 캐비닛에 마우스를 복구 할 수 있습니다. 에 질병까지에 마우스를 관찰실험의 완료. </li><li> 십일에 작동 게시 - 금속 피부 클립 (7)를 제거합니다. </li><li> 실험이 완료되면 경추 탈구하여 마우스를 안락사. </li><li> 제거하고 조직 학적 분석을위한 반대측 신장 이식을 수집합니다. </li></ol>

<ol>
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저자가 공개하는 게 없다.

동맥 문합을 수행하는 가장 잘 설명 된 방법은 수신자 대동맥으로 엔드 - 투 - 사이드 방식으로 이어져 신동맥와, 도너의 원위 대동맥을 사용하는 것이다. 우리는 더 편리한 것으로 우리가 믿는 인간 신장 이식으로 수행 &#39;Carrell 패치&#39;미러링 유사한 대동맥 패치의 사용을 설명한다. 기증자와받는 사람의 수술 시간의 문헌보고가 드문 드문 있지만 우리는받는 사람 대동맥에 엔드 - 투 - 사이드 ?...

이 길이와 수명이의 질 모두 향상을 제공하는 세계적으로 말기 신부전 환자를위한 혁신적인 치료되었다 이후 신부전의 치료에 성공적으로 신장 이식은 먼저 일란성 쌍생아 일 사이 1955에 기술되었다. 그러나 장기 이식 생존율은 만성 동종 이식 손상 3의 결과 병리학 적 과정의 무리에 의해 방해되었다. 인간에 ​​이식 된 신장의 거부는 immunosupporessive 요법에서 상당한 개선에도 불구하고 사망률의 주요 원인이 남아있다. 신장 이식 마우스 모델을 개발하는 목적은 밀접 인간 신장 이식 4에서 발견 과정과 병리를 복제하는 것이다. Skoskiewicz 외는. 제 1973 5 신장 이식 마우스 모델을 설명했다. 미세 첨단 기술이 요구되고 있지만, 그것은 유용한 t이며여러 가지 이유로 OOL : 마우스 게놈이 잘 특징 및 실험 방법 및 마우스 연구에 사용할 기술의 큰 다양성이있다. 신장 이식 마우스 모델을 이용하여 많은 그룹은 그러나 실험 4의 기간 동안 현장에 남아있는 다른 연구와 수신자 마우스의 기본 신장의 우리의 기술 방법 하나, 생명 유지 장기로 이식 된 신장을 사용했다. 이점은 마우스함으로써 마우스 이환율과 두번째 절차에서 사망의 위험을 감소시키는 하나의 마취 및 동작을 겪는다는 것이다. 또한 마우스가 점진적으로 신장 장애의 부작용으로 고생하지 않습니다. 동종 거부의 모델은 심장과 피부와 같은 다른 장기에 존재하지만, 이들은 항상 신 이식에 직접 관련이 없습니다. 이 모델은 다양한 모드와 DY을 유도한다는 증거가있다거부 namics, 예를 들어 심장 동종 이식 신장 이식 거부 반응에서의 타임 코스는 특정 스트레인 조합 6 크게 다르다. 우리는 비 형질 전환 FVB / NJ 마우스로 BALB / C 기증자에 급성 신장 이식 거부 반응 패턴을 기술 한이 모델은 T 세포와 대 식세포 (7)의 축적과 세포 매개 부상을 보였다. 이 마우스가 하나의 MHC 클래스 II 궤적 잘못을 특징으로 또는 우리는 또한 간질 섬유화와 세뇨관 위축을 나타내는 만성 동종 이식 손상의 모델을 기술 한이, C57BL / 6 수신자로 C57BL에서 / 6 BM12 기증자 신장 이식의 결과 -match 8. 이식의 여러 측면들은 급성 거부 반응, 세포 및 체액 제거율, 허혈 재관류 손상, 및 신규 한 치료제를 포함 trialing에 신장 이식 마우스 모델을 이용하여 연구되었다. 우리는 수술 t을 수정 한echnique는 작동 시간을 감소시키고 수술의 용이성을 향상시킬 수있다. 특히 우리는 동시 기증자와받는 사람의 준비와 연속 대동맥 패치 문합을 이용하여 단순화 된 혈관 문합 기술을 설명했다. 이 영상과 원고는이 기술의 확립에 도움이 핵심 포인트를 제공합니다.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Surgical Instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Blunt Dissecting Scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>&#160;14072-10</td>
			<td>For skin cutting</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved Castoviejo scissors</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>15017-10</td>
			<td>For tissue cutting</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Spring Scissors &#8211; straight</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>15000-08</td>
			<td>For suture cutting</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Toothed forceps 1x2 teeth</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11021-12</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2 x Fine Tip forceps (Dumont No.5)</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11251-20</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Angled Fine Tip forceps (Dumont No. 5/45)</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11253-25</td>
			<td>For blunt dissecting</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved Fine Tip forcep (Dumont No.7)</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>11273-22</td>
			<td>Useful to pass around vessels</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Curved Crile Haemostat</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>1300-04</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Micro clip applicator with lock</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>18056-14</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2 x Micro serrefines spring width 2mm, jaw length 4mm</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>18055-04</td>
			<td>Microvascular clamps</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>2 x Colibri 3cm wire retractor</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>17000-03</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Castroviejo needle holder with lock</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>120660-01</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wound clip applicator</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>12031-07</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>7mm wound clips</td>
			<td>Fine Science Tools</td>
			<td>12032-07</td>
			<td>Remove 7 to 10 days after surgery</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Equipment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>OPMI pico microscope</td>
			<td>Carl Zeiss</td>
			<td>S100</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Thermal cautery unit with fine tip</td>
			<td>Geiger</td>
			<td>150A</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heat electronic pad</td>
			<td>Cozee Cumfort</td>
			<td>n/a</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Euroklav 23-S</td>
			<td>Melag</td>
			<td>n/a</td>
			<td>Autoclave</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>Disposable equipment</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>7/O Silk braided suture</td>
			<td>Pearsall</td>
			<td>30514</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>10/O Dafilon (polyamide) suture</td>
			<td>B-Braun</td>
			<td>&#160;G1118099</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>6/O Vicryl (plygalectin)</td>
			<td>Ethicon</td>
			<td>W9537</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Regular bevel needle, 1 inch, 21G</td>
			<td>Bection, Dickinson and Company</td>
			<td>305175</td>
			<td>For ureteric anastamosis</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Regular bevel needle, 5/8 inch, 25G</td>
			<td>Bection, Dickinson and Company</td>
			<td>305122</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Regular bevel needle, 1/2 inch, 30G</td>
			<td>Bection, Dickinson and Company</td>
			<td>304000</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insulin needle 1ml, 29G</td>
			<td>Bection, Dickinson and Company</td>
			<td>324827</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Insulin needle 0.3ml, 30G</td>
			<td>Bection, Dickinson and Company</td>
			<td>324826</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1 ml syringe slip tip</td>
			<td>Bection, Dickinson and Company</td>
			<td>300184</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>5 ml syringe slip tip</td>
			<td>Bection, Dickinson and Company</td>
			<td>302187</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Wypall paper swabs</td>
			<td>Kimberley-Clark</td>
			<td>L40</td>
			<td>sterilised by autoclave</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cotton wool buds</td>
			<td>Johnson and Johnson</td>
			<td>n/a</td>
			<td>sterilised by autoclave</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plain drapes</td>
			<td>Guardian</td>
			<td>CB03</td>
			<td>sterilised by autoclave</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Cell culture dish 60mm x 15mm</td>
			<td>Corning Incorporated</td>
			<td>430166</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Dispensing Pin</td>
			<td>B-Braun</td>
			<td>DP3500L / 413501</td>
			<td>Used with NaCl 0.9%</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Re-agents and Drugs</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Lacri-Lube) White soft paraffin 57.3%, mineral oil 42.5% and lanolin alcohols 0.2%</td>
			<td>Allergan Ltd</td>
			<td>21956GB10X</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Videne) Povidone-iodine 10%</td>
			<td>Ecolab Ltd</td>
			<td>PL 04509/0041</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Vetalar V) Ketamine hydrochloride</td>
			<td>Pfizer Animal Health</td>
			<td>Vm 42058/4165</td>
			<td>100mg/ml solution (dose 200mg/kg)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Domitor) Medetomidine hydrochloride&#160;</td>
			<td>Orion Pharma</td>
			<td>Vm 06043/4003</td>
			<td>1mg/ml (dose 0.5mg/kg)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Vetergesic) Bupernorphine hydrochloride&#160;</td>
			<td>Alsto Animal Health</td>
			<td>Vm 00063/4002</td>
			<td>0.3mg/ml (dose 0.05mg/kg)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>(Antisedan) Atipamezole hydrochoride</td>
			<td>Orion Pharma</td>
			<td>Vm 06043/4004</td>
			<td>5mg/ml (dose 2mg/kg)</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>University of Wisconsin Solution</td>
			<td>Belzer Bridge to Life</td>
			<td>n/a</td>
			<td>dose approximately 500 microlitres/mouse</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>NaCl 0.9%</td>
			<td>Baxter</td>
			<td>FKE1323</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Heparin Sulphate</td>
			<td>non-proprietary</td>
			<td>n/a</td>
			<td>5000units/ml (dose 5units/mouse)</td>
		</tr>
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mouse kidney transplantation: models of allograft rejection

Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely replicates both the technical and pathological processes that occur in human renal transplantation. Although mouse models of allogeneic rejection in organs other than the kidney exist, and are more technically feasible, there is evidence that different organs elicit disparate rejection modes and dynamics, for instance the time course of rejection in cardiac and renal allograft differs significantly in certain strain combinations. This model is an attractive tool for many reasons despite its technical challenges. As inbred mouse strain haplotypes are well characterized it is possible to choose donor and recipient combinations to model acute allograft rejection by transplanting across MHC class I and II loci. Conversely by transplanting between strains with similar haplotypes a chronic process can be elicited were the allograft kidney develops interstitial fibrosis and tubular atrophy. We have modified the surgical technique to reduce operating time and improve ease of surgery, however a learning curve still needs to be overcome in order to faithfully replicate the model. This study will provide key points in the surgical procedure and aid the process of establishing this technique.

신장 이식 거부 반응은 이식 된 신장 (그림 2)의 methacarn 고정 파라핀 조직 절편의 조직 학적 분석에 의해 평가 될 수있다. 신장 허혈 재관류 손상에서 동계 쥐의 결과와 신장의 Isograft 이식 그러나 사주에 의해 세뇨관 복구 및 기본 신장 조직 학적으로 비교할 수있다. 급성 거부 반응은 신장 실질 조직 전반에 걸쳐 확산 단핵 세포 침윤이 간질, 사구체와 세뇨관을 포함,이 일주 내 BALB / c?...

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Mouse Kidney Transplantation: Models of Allograft Rejection

Here, we present a protocol to study the immunology of rejection. The surgical model presented reports a short operating time and a concise technique. Depending on the donor-recipient strain combination, the transplanted kidney may develop acute cellular rejection or chronic allograft damage, defined by interstitial fibrosis and tubular atrophy.

마우스 신장 이식 : 동종 이식 거부의 모델

Rejection of the transplanted kidney in humans is still a major cause of morbidity and mortality. The mouse model of renal transplantation closely ...

mouse-kidney-transplantation-models-of-allograft-rejection

Research

JoVE Journal

Medicine

20.3K 조회수.  The University of Edinburgh. Here, we present a protocol to study the immunology of rejection. The surgical model presented reports a short operating time and a concise technique. Depending on the donor-recipient strain combination, the transplanted kidney may develop acute cellular rejection or chronic allograft damage, defined by interstitial fibrosis and tubular atrophy.

비디오: Mouse Kidney Transplantation: Models of Allograft Rejection

A Method for Murine Islet Isolation and Subcapsular Kidney Transplantation

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize their blood glucose levels, islet transplantation has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes 1,2. More recently, advances in human islet transplantation have further strengthened this view 1,3. However, two major limitations prevent islet transplantation from being a widespread clinical reality: (a) the requirement for large numbers of islets per patient, which severely reduces the number of potential recipients, and (b) the need for heavy immunosuppression, which significantly affects the pediatric population of patients due to their vulnerability to long-term immunosuppression. Strategies that can overcome these limitations have the potential to enhance the therapeutic utility of islet transplantation.
Islet transplantation under the mouse kidney capsule is a widely accepted model to investigate various strategies to improve islet transplantation. This experiment requires the isolation of high quality islets and implantation of islets to the diabetic recipients. Both procedures require surgical steps that can be better demonstrated by video than by text. Here, we document the detailed steps for these procedures by both video and written protocol. We also briefly discuss different transplantation models: syngeneic, allogeneic, syngeneic autoimmune, and allogeneic autoimmune.

Transplantation of isolated islets has been proposed to be a potential treatment for type 1 diabetes. Here we describe a method to isolate islets from mouse pancreata and transplant them to the subcapsular space of the kidney.

Murine 아일릿 절연 및 Subcapsular 신장 이식을위한 방법

Since the early pioneering work of Ballinger and Reckard demonstrating that transplantation of islets of Langerhans into diabetic rodents could normalize ...

연구

의학

Non-invasive Imaging of Acute Allograft Rejection after Rat Renal Transplantation Using 18F-FDG PET

The number of patients with end-stage renal disease, and the number of kidney allograft recipients continuously increases. Episodes of acute cellular allograft rejection (AR) are a negative prognostic factor for long-term allograft survival, and its timely diagnosis is crucial for allograft function 1. At present, AR can only be definitely diagnosed by core-needle biopsy, which, as an invasive method, bares significant risk of graft injury or even loss. Moreover, biopsies are not feasible in patients taking anticoagulant drugs and the limited sampling site of this technique may result in false negative results if the AR is focal or patchy. As a consequence, this gave rise to an ongoing search for new AR detection methods, which often has to be done in animals including the use of various transplantation models.
Since the early 60s rat renal transplantation is a well-established experimental method for the examination and analysis of AR 2. We herein present in addition small animal positron emission tomography (PET) using 18F-fluorodeoxyglucose (FDG) to assess AR in an allogeneic uninephrectomized rat renal transplantation model and propose graft FDG-PET imaging as a new option for a non-invasive, specific and early diagnosis of AR also for the human situation 3. Further, this method can be applied for follow-up to improve monitoring of transplant rejection 4.

Non-invasive Imaging of Acute Allograft Rejection after Rat Renal Transplantation Using 18F-FDG PET

We herein present a rat renal transplantation model to non-invasively assess acute allograft rejection using positron emission tomography with 18F-fluorodeoxyglucose.

쥐 신장 이식 후 급성 동종 이식 거부의 비 침습 이미징 사용<sup&gt; 18</sup&gt; F-FDG PET

The number of patients with end-stage renal  disease, and the number of kidney allograft recipients continuously increases.  Episodes of acute cellular ...

Murine Kidney Transplant Technique

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become proficient in and utilize this technique, it is now widely used by many laboratories around the world. A significant refinement to the original technique using the donor aorta to form the arterial anastomosis instead of the renal artery was developed and reported in 1993 by Kalina and Mottram 2 with a further advancement coming from the same laboratory in 1999 3. While one can become proficient in this model, a search of the literature reveals that many labs still experience a high proportion of graft loss due to arterial thrombosis. We describe here a technique that was devised in our laboratory that vastly reduces the arterial thrombus reported by others 4,5. This is achieved by forming a heel-and-toe cuff of the donor infra-renal aorta that facilitates a larger anastomosis and straighter blood flow into the kidney.

The goal of this manuscript is to describe the steps required to perform a kidney transplant in a mouse, paying particular attention to the details of the arterial anastomosis.

쥐 신장 이식 기술

The first mouse kidney transplant technique was published in 19731 by the Russell laboratory. Although it took some years for other labs to become ...

Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation

Kidney transplantation has become a well-established treatment option for patients with end-stage renal failure. The persisting organ shortage remains a serious problem. Therefore, the acceptance criteria for organ donors have been extended leading to the usage of marginal kidney grafts. These marginal organs tolerate cold storage poorly resulting in increased preservation injury and higher rates of delayed graft function. To overcome the limitations of cold storage, extensive research is focused on alternative normothermic preservation methods.
Ex vivo normothermic organ perfusion is an innovative preservation technique. The first experimental and clinical trials for ex vivo lung, liver, and kidney perfusions demonstrated favorable outcomes.
In addition to the reduction of cold ischemic injury, the method of normothermic kidney storage offers the opportunity for organ assessment and repair. This manuscript provides information about kidney retrieval, organ preservation techniques, and isolated ex vivo normothermic kidney perfusion (NEVKP) in a porcine model. Surgical techniques, set up for the perfusion solution and the circuit, potential assessment options, and representative results are demonstrated.

Normothermic Ex Vivo Kidney Perfusion for the Preservation of Kidney Grafts prior to Transplantation

The severe organ shortage has resulted in increased use of marginal kidney grafts for transplantation. This has triggered interest in alternative storage methods, since marginal grafts especially tolerate cold storage poorly. The technique of normothermic ex vivo kidney perfusion (NEVKP) represents a novel preservation method for kidney grafts prior to &#160;transplantation.

정상 체온<em&gt; 전의 VIVO</em&gt; 신장의 보존을위한 신장 관류는 이식 전에 이식

Kidney transplantation has become a well-established treatment option for patients with end-stage renal failure. The persisting organ shortage remains a ...

Assessment of Kidney Function in Mouse Models of Glomerular Disease

The use of murine models to mimic human kidney disease is becoming increasingly common. Our research is focused on the assessment of glomerular function in diabetic nephropathy and podocyte-specific VEGF-A knock-out mice; therefore, this protocol describes the full kidney work-up used in our lab to assess these mouse models of glomerular disease, enabling a vast amount of information regarding kidney and glomerular function to be obtained from a single mouse. In comparison to alternative methods presented in the literature to assess glomerular function, the use of the method outlined in this paper enables the glomerular phenotype to be fully evaluated from multiple aspects. By using this method, the researcher can determine the kidney phenotype of the model and assess the mechanism as to why the phenotype develops. This vital information on the mechanism of disease is required when examining potential therapeutic avenues in these models. The methods allow for detailed functional assessment of the glomerular filtration barrier through measurement of the urinary albumin creatinine ratio and individual glomerular water permeability, as well as both structural and ultra-structural examination using the Periodic Acid Schiff stain and electron microscopy. Furthermore, analysis of the genes dysregulated at the mRNA and protein level enables mechanistic analysis of glomerular function. This protocol outlines the generic but adaptable methods that can be applied to all mouse models of glomerular disease.

This protocol describes a full kidney work-up that should be carried out in mouse models of glomerular disease. The methods allow for detailed functional, structural, and mechanistic analysis of glomerular function, which can be applied to all mouse models of glomerular disease.

신장 기능 사 질병 마우스 모델에서의 평가

The use of murine models to mimic human kidney disease is becoming increasingly common. Our research is focused on the assessment of glomerular function ...

Orthotopic Rat Kidney Transplantation: A Novel and Simplified Surgical Approach

Kidney transplantation offers increased survival rates and improved quality of life for patients with end-stage renal disease, as compared to any type of renal replacement therapy. Over the past few decades, the rat kidney transplantation model has been used to study the immunological phenomena of rejection and tolerance. This model has become an indispensable tool to test new immunomodulatory pharmaceuticals and regimens prior to proceeding with expensive preclinical large animal studies.
This protocol provides a detailed overview of how to reliably perform orthotopic kidney transplantation in rats. This protocol includes three distinctive steps that increase the probability of success: perfusion of the donor kidney by flushing through the portal vein and the use of a cuff system to anastomose the renal veins and ureters, thereby decreasing cold and warm ischemia times. Using this technique, we have achieved survival rates beyond 6 months with normal serum creatinine in animals with syngeneic or tolerant kidney transplants. Depending on the aim of the study, this model can be modified by pre- or posttransplant treatments to study the acute, chronic, cellular, or antibody-mediated rejection. It is a reproducible, reliable, and cost-effective animal model to study different aspects of kidney transplantation.

The purpose of this manuscript and protocol is to explain and demonstrate in detail the surgical procedure of orthotopic kidney transplantation in rats. This method is simplified to achieve the correct perfusion of the donor kidney and shorten the reperfusion time by using the venous and ureteral cuff anastomosis technique.

직교 쥐 신장 이식: 새롭고 단순화 된 외과 접근

Kidney transplantation offers increased survival rates and improved quality of life for patients with end-stage renal disease, as compared to any type of ...

Optical Clearing and Imaging of Immunolabeled Kidney Tissue

Optical clearing techniques render tissue transparent by equilibrating the refractive index throughout a sample for subsequent three-dimensional (3-D) imaging. They have received great attention in all research areas for the potential to analyze microscopic multicellular structures that extend over macroscopic distances. Given that kidney tubules, vasculature, nerves, and glomeruli extend in many directions, which have been only partially captured by traditional two-dimensional techniques so far, tissue clearing also opened up many new areas of kidney research. The list of optical clearing methods is rapidly growing, but it remains difficult for beginners in this field to choose the best method for a given research question. Provided here is a simple method that combines antibody labeling of thick mouse kidney slices; optical clearing with cheap, non-toxic and ready-to-use chemical ethyl cinnamate; and confocal imaging. This protocol describes how to perfuse kidneys and use an antigen-retrieval step to increase antibody- binding without requiring specialized equipment. Its application is presented in imaging different multicellular structures within the kidney, and how to troubleshoot poor antibody penetration into tissue is addressed. We also discuss the potential difficulties of imaging endogenous fluorophores and acquiring very large samples and how to overcome them. This simple protocol provides an easy-to-setup and comprehensive tool to study tissue in three dimensions.

The combination of antibody labeling, optical clearing, and advanced light microscopy allows three-dimensional analysis of complete structures or organs. Described here is a simple method to combine immunolabeling of thick kidney slices, optical clearing with ethyl cinnamate, and confocal imaging that enables visualization and quantification of three-dimensional kidney structures.

면역 표지된 신장 조직의 광학 클리어링 및 화상 진찰

Optical clearing techniques render tissue transparent by equilibrating the refractive index throughout a sample for subsequent three-dimensional (3-D) ...

Digital Home-Monitoring of Patients after Kidney Transplantation: The MACCS Platform

The MACCS (Medical Assistant for Chronic Care Service) platform enables secure sharing of key medical information between patients after kidney transplantation and physicians. Patients provide information such as vital signs, well-being, and medication intake via smartphone apps. The information is transferred directly into a database and electronic health record at the kidney transplant center, which is used for routine patient care and research. Physicians can send an updated medication plan and laboratory data directly to the patient app via this secure platform. Other features of the app are medical messages and video consultations. Consequently, the patient is better-informed, and self-management is facilitated. In addition, the transplant center and the patient's local nephrologist automatically exchange notes, medical reports, laboratory values, and medication data via the platform. A telemedicine team reviews all incoming data on a dashboard and takes action, if necessary. Tools to identify patients at risk for complications are under development. The platform exchanges data via a standardized secure interface (Health Level 7 (HL7), Fast Healthcare Interoperability Resources (FHIR)). The standardized data exchange based on HL7 FHIR guarantees interoperability with other eHealth solutions and allows rapid scalability to other chronic diseases. The underlying data protection concept is in concordance with the latest European General Data Protection Regulation. Enrollment started in February 2020, and 131 kidney transplant recipients are actively participating as of July 2020. Two large German health insurance companies are currently funding the telemedicine services of the project. The deployment for other chronic kidney diseases and solid organ transplant recipients is planned. In conclusion, the platform is designed to enable home monitoring and automatic data exchange, empower patients, reduce hospitalizations, and improve adherence, and outcomes after kidney transplantation.

The MACCS platform&#160;is a comprehensive telemedicine concept aiming at better outcomes after kidney transplantation by sharing key medical information between patients and physicians. A telemedicine team reviews incoming data to detect potential complications and to improve adherence in kidney transplant recipients to achieve better long-term outcomes.

The MACCS (Medical Assistant for Chronic Care Service) platform enables secure sharing of key medical information between patients after kidney ...

Robot-Assisted Kidney Transplantation

This paper describes robot-assisted kidney transplantation (RAKT) from a living donor. The robot is docked between the parted legs of the patient, placed in the supine Trendelenburg position. Kidney allografts are provided by a living donor. Before vascular anastomosis, the kidney allograft is prepared by inserting a double-J stent in the ureter, and the temperature for the anastomosis is lowered by wrapping it in an ice-packed gauze. A 12 mm or 8 mm port for the robotic camera and three 8 mm ports for robotic arms are placed. A peritoneal pouch is created for the kidney allograft by raising the peritoneal flaps on both sides over the psoas muscle before dissecting the iliac vessels and bladder. A 6 cm Pfannenstiel incision is made to insert the kidney into the peritoneal pouch, lateral to the right iliac vessels. 
After clamping the external iliac vein with Bulldogs clamps, a venotomy is performed, and the graft renal vein is anastomosed to the external iliac vein in an end-to-side continuous manner with a 6/0 polytetrafluoroethylene suture. After clamping the graft renal vein, the iliac vein is declamped. This is followed by clamping of the external iliac artery, arteriotomy, arterial anastomosis with a 6/0 polytetrafluoroethylene suture, clamping of the graft renal artery, and declamping of the external iliac artery. Reperfusion is then carried out, and ureteroneocystostomy is performed using the Lich-Gregoir technique. The peritoneum is closed at a few locations with polymer locking clips, and a closed-suction drain is placed through one of the working ports. After deflating the pneumoperitoneum, all incisions are closed.

This paper provides technical details for robot-assisted kidney transplantation from a living donor.

로봇 보조 신장 이식

This paper describes robot-assisted kidney transplantation (RAKT) from a living donor. The robot is docked between the parted legs of the patient, placed ...

A Porcine Heterotopic Heart Transplantation Protocol for Delivery of Therapeutics to a Cardiac Allograft

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts and complications such as primary graft dysfunction and graft rejection. The recent clinical use of an ex vivo perfusion device in cardiac transplantation introduces a unique opportunity for treating cardiac allografts with therapeutic interventions to improve function and avoid deleterious recipient responses. Establishing a translational, large-animal model for therapeutic delivery to the entire allograft is essential for testing novel therapeutic approaches in cardiac transplantation. The porcine, heterotopic heart transplantation model in the intraabdominal position serves as an excellent model for assessing the effects of novel interventions and the immunopathology of graft rejection. This model additionally offers long-term survival for the pig, given that the graft is not required to maintain the recipient's circulation. The aim of this protocol is to provide a reproducible and robust approach for achieving ex vivo delivery of a therapeutic to the entire cardiac allograft prior to transplantation and provide technical details to perform a survival heterotopic transplant of the ex vivo perfused heart.

We present a protocol for utilizing a normothermic ex vivo sanguinous perfusion system for the delivery of therapeutics to an entire cardiac allograft in a porcine heterotopic heart transplant model.

심장 동종이식편에 치료제를 전달하기 위한 돼지 이질성 심장 이식 프로토콜

Cardiac transplantation is the gold standard treatment for end-stage heart failure. However, it remains limited by the number of available donor hearts ...