Name: detecting glycogen in peripheral blood mononuclear cells with periodic acid schiff staining
Uploaded: 2014-12-23T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 42 s
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This research was supported by a grant from the NSERC Discovery program grant number RGPIN 418522-2013. We thank R. Kilgour for helpful discussions, and Katelin Gresty and Dr. A. Berghdal for providing the mouse muscle sections.

인간의 혈액 샘플을 연구 콩 코디 아 대학 윤리 심의위원회, 인증서 번호 10000618.에 의해 콩 코디 아 대학 윤리 심의위원회, 인증서 번호 2010BERG에 의해 승인 된 마우스 근육에 작업을 승인했다. 전혈 1. PBMC 분리 참고 : 멸균 기술과 제조 소독 장비를 사용하여 생물 안전 캐비닛에서이 절차를 수행합니다. <ol><li> 조심스럽게 멸균 50 ㎖ 원뿔형 튜브에 헤파린 (항 응집제) 혈액 수집 튜브에서 전혈 10-15 mL에 붓는다. 작은 혈액 유출시 청소 조직을 사용 DDH 2 O 70 % EtOH로 닦아냅니다. </li><li> 인산 버퍼 식염수 (PBS 1X) pH가 7.4 : 1의 비율로 1 원뿔 튜브에 혈액을 희석. 최대 총 용량은 30 ml를 초과하지 않는지 확인합니다. </li><li> 부드럽게 거품을 방지 혈청 학적 피펫 총을 사용하여 섞는다. 주 : 혈액을 방지하기 위해 튜브를 반전 혼합하지 마십시오원심 분리 동안 모자 및 후속 누출에 ccumulation. </li><li> 새로운 50 ㎖ 용량 원뿔 관에, 피콜 - 페이크 13 ml에 (재료 및 장비 표 참조)를 추가합니다. 랙에 튜브를 수직으로 유지합니다. </li><li> 전송 피펫을 사용하여, 희석 된 혈액을 상단에있는 튜브의 내부 벽에 전송 피펫 팁을 터치합니다. 느리고 일정한 압력으로 자당 층의 상부에 혈액 층을 형성하는 튜브의 내부 벽을 따라 혈액 옮긴다. 모든 혈액이 전송 될 때까지이 단계를 여러 번 수행합니다. </li><li> 단단히 튜브 씌우고 5 매체 가속도 세트로 스윙 로터 700 XG에 실온에서 30 분 동안 튜브를 원심 분리하고, 감속은 제로로 설정. </li><li> 천천히 튜브를 꺼내 레이어를 방해하지 않고, 바이오 안전성 캐비닛에 다시 걸릴. </li><li> 조심스럽게 PBS / 플라즈마 사이에 배치 된 PBMC이있는 버피 코트 (얇은 흐린 흰색 층), 수집차 피콜 층은 전송 피펫을 사용하여. 자당 층 수집 피하고 적혈구 층을 방해하지 않는다. </li><li> 새로운 50 ml의 멸균 원뿔 관에 버피 코트를 전송합니다. 그것은 모든 PBMC를 수집하는 단계 1.8을 반복 여러 번 걸릴 수 있습니다. </li><li> PBMC와 튜브에 PBS 산도 7.4을 추가하고 45 ml의 표시로 채워. 철저하게 튜브를 흔들어. 소용돌이하지 마십시오. </li><li> 워시 1 : 원심 분리기에서 15 분 동안 원추형 튜브의 하단의 한 PBMC 펠릿의 형성을 관찰 (9)에 설정된 최대 가속 및 감속 모두 480 XG에. </li><li> 표백제 10 ㎖와 플라스틱 비커에 PBS (상층 액)을 폐기하십시오. </li><li> 부드럽게 파상 표면 (즉, 빈 랙)에 대해 &quot;랙&quot;에 의해 세포 펠렛을 풉니 다. 소용돌이하지 마십시오. </li><li> 튜브에 신선한 PBS 산도 7.4의 25 ML을 추가합니다. 하나 이상의 튜브가 처리되는 경우,이 단계에서 함께 펠렛을 풀링. </li><li> 2 세척 : 원심 분리기에게 튜브를 12 분 동안 480 XG 위스콘신(9)에 설정된 최대 가속 및 감속 모두 토륨. </li><li> 표백제의 스플래시와 플라스틱 비커에 PBS (상층 액)을 폐기하십시오. </li><li> 파상 표면 (즉, 빈 랙)에 대한 조심스럽게 &quot;랙&quot;. 소용돌이하지 마십시오. </li><li> 튜브에 신선한 PBS의 25 ML을 추가합니다. <ol><li> 세포의 50 μl를 꺼내 생존 수에 대한 microcentrifuge 관에 전송합니다. </li><li> 트리 판 블루 (생존 얼룩)와 피펫 최대의 동일한 양 (50 μl를) 추가하고 아래로 부드럽게 혼합. </li></ol></li><li> 10 μl를 꺼내 1 ㎖ 당 세포의 생존 능력을 확인하기 위해 혈구로 전송. 세포 / ml의 수를 기록한다. </li><li> 세포의 원하는 금액을 가지고 9로 설정 최대 가속 및 감속 모두 480 XG에 12 분 동안 튜브를 원심 분리기. </li><li> 표백제와 비커에 PBS (상층 액)을 폐기하십시오. </li><li> 파상 표면 (즉, 빈 랙)에 대한 조심스럽게 &quot;랙&quot;. 8 추가튜브에 PBS의 0 μL. </li></ol> 2. PBMC 슬라이드 만들기 <ol><li> 현미경 슬라이드에 세포의 80 μl를 놓습니다. 다른 슬라이드의 도움으로 드롭 얼룩이나 슬라이드의 양쪽 끝에서 40 ㎕를 각 2 방울을 배치합니다. </li><li> 건조 할 수있는 생물 안전 캐비닛에 슬라이드를 둡니다. 프로스트 측에 연필로 슬라이드 레이블. </li></ol> 3. 슬라이드에 샘플을 고정 <ol><li> 4.5 ml의 99 % 에탄올 37 % 포름 알데히드 0.5 ㎖를 혼합하여 정착 솔루션을 준비합니다. </li><li> 슬라이드가 건조 된 후, 갓 정착액 용액 2 ㎖를 꺼내 슬라이드의 전체 표면이 피복되도록 슬라이드에 붓는다. </li><li> 1 분 동안 슬라이드에 솔루션을 남겨주세요. 수돗물로 1 분 동안 슬라이드를 씻어 공기 건조에 둡니다. </li></ol> 4. 음성 대조군의 아밀라아제 솔루션 만들기 <ol><li> 아밀라아제 분말 0.25 g을 디 50ml에 용해잠잠 물. 깨끗한 100 비이커에 용액을 붓고. </li><li> 슬라이드의 절반이 치료를 수신하고, 다른 절반은 미처리 유지 한 후, 실온 (도 1C)에서 15 분 동안 인큐베이션 비이커에 슬라이드 젖어. </li><li> 슬라이드의 측면 아밀라아제 치료를 받고있는 메모를합니다. 치료 및 제어 사이의 경계를 나타내는 슬라이드 뒷면에 선을 그립니다. </li><li> 아밀라아제 용액을 제거하고 공기 건조에 슬라이드를 떠나 DDH 2 O와 함께 슬라이드를 씻으십시오. </li></ol> 5. 요오드 산 쉬프 (PAS) 염색 및 이미지를 수행 주 : PAS는 시약 흡입 독성 및 부식성, 그래서 단계 화학 퓸 후드에서 수행해야하고, 노폐물을 적절히 기관 가이드 라인에 따라 처리되어야한다. <ol><li> 평평한 표면에 슬라이드를 삽입하고 샘플에 정기 산 용액의 1.50-2.00 ml에 붓는다. Incuba실온에서 5 분 동안 TE. </li><li> 증류수의 여러 비용이 슬라이드를 씻어. </li><li> 슬라이드에 쉬프의 시약의 1.50-2.00 ml에 붓고 실온에서 15 분 동안 그것을 품어. </li><li> 5 분 동안 증류수로 슬라이드를 세척하고 건조 공기에 둡니다. </li><li> 슬라이드에 10 μl의 설치 미디어를 적용하고 두 개의 작은 된 커버 커버, 또는 50 μl를 적용하고 하나의 큰 커버 슬립을 사용합니다. </li><li> 커버 슬립의 가장자리에 투명 매니큐어를 적용, 건조 하룻밤을 할 수 있습니다. </li></ol> 6. 100X 목표를 사용하여 쌍안 광학 현미경으로 이미지를 가져옵니다

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The authors have nothing to disclose.

이 비디오 문서의 중요한 단계는 세포의 세척 및 아밀라아제 치료 중이었다. 슬라이드를 세척하는 동안, 키 단계는 플라스틱 짤 세척 병을 사용하고 물이 부드럽게 슬라이드에 샘플을 통해 실행시키는 및 샘플에 직접 목표로하지 않았다. 조금이라도 물을 직접 압력은 슬라이드를 나서야 세포를 일으킬 것입니다. 또 다른 중요한 단계는 ± 아밀라아제 조건에 대해 동일한 슬라이드를 사용하는 것?...

요오드 산 쉬프 (PAS) 염색 널리 근육 연구 및 진단에 사용되는 면역 조직 화학 기술이다. 또한, 혈액 샘플에 대한 진단 도구로서 이용된다. 기술은 무색 쉬프 시약함으로써 진한 색 마젠타 생성물을 생산하는 반응 생성 다당류 알데히드기 유닛 내에 샘플을 산화에 요오드 산 용액을 적용하여 작동한다. 이 절차의 단계는 그림 1에 나타내었다. 얼룩은 글리코겐, 당 단백질, 당지질, 점액, 또는 다당류 부분과 다른 분자를 포함하는 다당류 마젠타, 아무것도를 켭니다. PAS 염색 종종 근육 섬유의 글리코겐 수준을 측정하기 위해 사용된다. 근육 조직 섹션은 단단히 슬라이드에 부착하고 여러 세척 및 염색 단계를 견딜로 기술에 이상적이다. 글리코겐은 높은 수요가 유형 II 근육 섬유, 빠른 트 위치에서 가장 존재최대 성능 1,2 글리코겐을 필요로하는 빠른 ATP 생산을위한. 글리코겐은 글리코겐 포스 포 릴라 제 효소의 작용을 통해 무료 포도당으로 분해 될 수있는 포도당의 분 지형 중합체이다. 휴식과 영양 자족의 시대에, 글리코겐, glycogenesis의 과정을 통해 보충하는 동안 영양 부족 또는 고 에너지 수요의 시대; 글리코겐은 글리코겐 분해에 의해 포도당으로 분해된다. 혈액 샘플에 이른 1950의 임상의 과학자들이 탐험으로 PAS 염색에서 각종 질병 3-7 글리코겐 함량을 분석합니다. 예를 들어, 폼 페병 질환-진실한 글리코겐 저장 질환 -에 백혈구 건강한 대조군 (8)로부터 크게 다르다 글리코겐 대량 축적된다. 이 비디오 문서에는 말초 혈 단핵 세포 (PBMC) 건강한 피험자에서의 정맥혈 샘플에 대한 사용 PAS 염색 적응 버전을 보여준다. PBMCS는 자연 살해 세포 및 단핵구와 같은 T 림프구와 B 림프구 가정뿐만 아니라 다른 면역 세포 림프구를 주로 함유한다. 제 정제 단계는 적혈구, 호중구 및 다른 과립구를 제거한다. 이 기술은 전체 혈액 도말하여 PAS에 비하여 양성 세포보다 강력한 열거 허용 림프구의 농축 비율에 데이터를 제공한다. <img alt="그림 1" src="/files/ftp_upload/52199/52199fig1highres.jpg" /> 도 1 :. PBMC에 PAS 염색 단계 방법에 의해 단계 (A) 우선, PBMC 단리는 피콜 구배 통해 이루어진다는, 왼쪽 패널 원심 분리 전에 제제를 도시 오른쪽 패널은 원심 분리 후를 도시 PBMC를 포함하는 버피 코트 관의 중심에서 관찰된다. (B)가 격리 된 PBMC 포르말린 - 에탄올 고착성을 사용 솔루 슬라이드에 고정되고기. 슬라이드 부드럽게 세척 플라스틱 병에서 증류수로 세정한다. (C)는 슬라이드 글리코겐 용해 아밀라제 용액으로 채워진 100 ㎖ 비이커 반쯤에 배치된다. 슬라이드 부드럽게 세정한다. (D)는 슬라이드 당류의 산화가 일어나는 요오드 산 용액으로 처리한다. 슬라이드 부드럽게 씻어 준다; 이는 과량의과 요오드 산을 제거하고 산화 공정을 중지한다. (E)을 쉬프 시약이 슬라이드에 첨가 될 때, 산화 단계 동안 만들어 알데히드와 반응 할 것이다. 이 무색 시약은 깊은 붉은 마젠타 제품에서 발생합니다. 슬라이드는 부드럽게 초과 쉬프 시약을 제거하기 위해 세척한다.

<table><tbody><tr><td>Periodic Acid Shiff Kit</td><td><a href="http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/395b?lang=en&amp;amp;region=CA" target="_blank"><img src="/img/new_window.png" /> Sigma-Aldrich</a></td><td>395B</td><td>Bring to room temperature prior to use. Materials in this kit are toxic and harmful. Use caution.</td></tr><tr><td>&amp;alpha;-Amylase from porcine pancreas</td><td><a href="http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/a3176?lang=en&amp;amp;region=CA" target="_blank"><img src="/img/new_window.png" /> Sigma-Aldrich</a></td><td>A3176</td><td></td></tr><tr><td>Binocular Microscope</td><td>Carl Zeiss Microscopy</td><td>Axio Lab A0</td><td></td></tr><tr><td>Glycogen Assay Kit</td><td><a href="http://www.sigmaaldrich.com/catalog/product/sigma/mak016?lang=en&amp;amp;region=CA" target="_blank"><img src="/img/new_window.png" /> Sigma-Aldrich</a></td><td>MAK016</td><td></td></tr><tr><td>Ficoll-Paque PLUS</td><td><a href="https://us.vwr.com/store/catalog/product.jsp?product_id=4779441" target="_blank"><img src="/img/new_window.png" /> VWR, GE Healthcare</a></td><td>17-1440-02</td><td>Nonionic synthetic polymer of sucrose.</td></tr><tr><td>Centrifuge</td><td></td><td></td><td>For PBMC isolation, swing buckets were used.</td></tr></tbody></table>

detecting glycogen in peripheral blood mononuclear cells with periodic acid schiff staining

Periodic acid Schiff (PAS) staining is an immunohistochemical technique used on muscle biopsies and as a diagnostic tool for blood samples. Polysaccharides such as glycogen, glycoproteins, and glycolipids stain bright magenta making it easy to enumerate positive and negative cells within the tissue. In muscle cells PAS staining is used to determine the glycogen content in different types of muscle cells, while in blood cell samples PAS staining has been explored as a diagnostic tool for a variety of conditions. Blood contains a proportion of white blood cells that belong to the immune system. The notion that cells of the immune system possess glycogen and use it as an energy source has not been widely explored. Here, we describe an adapted version of the PAS staining protocol that can be applied on peripheral blood mononuclear immune cells from human venous blood. Small cells with PAS-positive granules and larger cells with diffuse PAS staining were observed. Treatment of samples with amylase abrogates these patterns confirming the specificity of the stain. An alternate technique based on enzymatic digestion confirmed the presence and amount of glycogen in the samples. This protocol is useful for hematologists or immunologists studying polysaccharide content in blood-derived lymphocytes.

시약 및 기본 기술의 유효성을 검증하기 위해, PAS 염색 마우스 가자미근 섹션에 제조업체의 지침에 따라 수행 하였다. 염색은 제물로 같은 날에 이루어졌다과 염색의 마지막 단계에서, 섹션 자일 렌에 의해 수정되었습니다. 가자미근은 ~ 35 % 글리코겐 양성 세포 구를 포함하는 것으로 알려져있다. 근육 세포 염색은 세포 내에서 두 개의 별개 PAS 양성 특징 - 점상 과립을 표시하고, 세포막 <s...

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Detecting Glycogen in Peripheral Blood Mononuclear Cells with Periodic Acid Schiff Staining

Periodic acid Schiff staining is a technique that visualizes the polysaccharide content of tissues. This article demonstrates periodic acid Schiff staining protocol adapted for use on peripheral blood mononuclear cells purified from human venous blood. Such samples are enriched for lymphocytes and other white blood cells of the immune system.

요오드 산 쉬프 염색 말초 혈액 단핵 세포에서 글리코겐을 감지

Periodic acid Schiff (PAS) staining is an immunohistochemical technique used on muscle biopsies and as a diagnostic tool for blood samples. ...

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Research

JoVE Journal

Immunology and Infection

21.1K 조회수.  Centre for Structural and Functional Genomics, PERFORM Centre, Concordia University. Periodic acid Schiff staining is a technique that visualizes the polysaccharide content of tissues. This article demonstrates periodic acid Schiff staining protocol adapted for use on peripheral blood mononuclear cells purified from human venous blood. Such samples are enriched for lymphocytes and other white blood cells of the immune system.

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Spectrophotometric Methods for the Study of Eukaryotic Glycogen Metabolism

Glycogen is synthesized as a storage form of glucose by a wide array of organisms, ranging from bacteria to animals. The molecule comprises linear chains of &#945;1,4-linked glucose residues with branches introduced through the addition of &#945;1,6-linkages. Understanding how the synthesis and degradation of glycogen are regulated and how glycogen attains its characteristic branched structure requires the study of the enzymes of glycogen storage. However, the methods most commonly used to study these enzyme activities typically employ reagents or techniques that are not available to all investigators. Here, we discuss a battery of procedures that are technically simple, cost-effective, and yet still capable of providing valuable insight into the control of glycogen storage. The techniques require access to a spectrophotometer, operating in the range of 330 to 800 nm, and are described assuming that the users will employ disposable, plastic cuvettes. However, the procedures are readily scalable and can be modified for use in a microplate reader, allowing highly parallel analysis.

Techniques to measure the activity of key enzymes of glycogen metabolism are presented, using a simple spectrophotometer operating in the visible range.

Glycogen is synthesized as a storage form of glucose by a wide array of organisms, ranging from bacteria to animals. The molecule comprises linear chains ...

연구

생화학

The Extraction of Liver Glycogen Molecules for Glycogen Structure Determination

Liver glycogen is a hyperbranched glucose polymer that is involved in the maintenance of blood sugar levels in animals. The properties of glycogen are influenced by its structure. Hence, a suitable extraction method that isolates representative samples of glycogen is crucial to the study of this macromolecule. Compared to other extraction methods, a method that employs a sucrose density gradient centrifugation step can minimize molecular damage. Based on this method, a recent publication describes how the density of the sucrose solution used during centrifugation was varied (30%, 50%, 72.5%) to find the most suitable concentration to extract glycogen particles of a wide variety of sizes, limiting the loss of smaller particles. A 10 min boiling step was introduced to test its ability to denature glycogen degrading enzymes, thus preserving glycogen. The lowest sucrose concentration (30%) and the addition of the boiling step were shown to extract the most representative samples of glycogen.

An optimal sucrose concentration was determined for the extraction of liver glycogen using sucrose density gradient centrifugation. The addition of a 10 min boiling step to inhibit glycogen-degrading enzymes proved beneficial.

글리코겐 구조 측정을 위한 간 글리코겐 분자 추출

Liver glycogen is a hyperbranched glucose polymer that is involved in the maintenance of blood sugar levels in animals. The properties of glycogen are ...

Quantification of Subcellular Glycogen Distribution in Skeletal Muscle Fibers using Transmission Electron Microscopy

With the use of transmission electron microscopy, high-resolution images of fixed samples containing individual muscle fibers can be obtained. This enables quantifications of ultrastructural aspects such as volume fractions, surface area to volume ratios, morphometry, and physical contact sites of different subcellular structures. In the 1970s, a protocol for enhanced staining of glycogen in cells was developed and paved the way for a string of studies on the subcellular localization of glycogen and glycogen particle size using transmission electron microscopy. While most analyses interpret glycogen as if it is homogeneously distributed within the muscle fibers, providing only a single value (e.g., an average concentration), transmission electron microscopy has revealed that glycogen is stored as discrete glycogen particles located in distinct subcellular compartments. Here, the step-by-step protocol from tissue collection to the quantitative determination of the volume fraction and particle diameter of glycogen in the distinct subcellular compartments of individual skeletal muscle fibers is described. Considerations on how to 1) collect and stain tissue specimens, 2) perform image analyses and data handling, 3) evaluate the precision of estimates, 4) discriminate between muscle fiber types, and 5) methodological pitfalls and limitations are included.

A modified post-fixation procedure increases the contrast of glycogen particles in tissue. This paper provides a step-by-step protocol describing how to handle the tissue, conduct the imaging, and use stereological methods to obtain unbiased and quantitative data on fiber type-specific subcellular glycogen distribution in skeletal muscle.

투과 전자 현미경을 이용한 골격근섬유의 세포하 글리코겐 분포의 정량화

With the use of transmission electron microscopy, high-resolution images of fixed samples containing individual muscle fibers can be obtained. This ...

Biochemical Titration of Glycogen In vitro

Glycogen is the main energetic polymer of glucose in vertebrate animals and plays a crucial role in whole body metabolism as well as in cellular metabolism. Many methods to detect glycogen already exist but only a few are quantitative. We describe here a method using the Abcam Glycogen assay kit, which is based on specific degradation of glycogen to glucose by glucoamylase. Glucose is then specifically oxidized to a product that reacts with the OxiRed probe to produce fluorescence. Titration is accurate, sensitive and can be achieved on cell extracts or tissue sections. However, in contrast to other techniques, it does not give information about the distribution of glycogen in the cell. As an example of this technique, we describe here the titration of glycogen in two cell lines, Chinese hamster lung fibroblast CCL39 and human colon carcinoma LS174, incubated in normoxia (21% O2) versus hypoxia (1% O2). We hypothesized that hypoxia is a signal that prepares cells to synthesize and store glycogen in order to survive1.

Biochemical Titration of Glycogen In vitro

We describe here an accurate, reproducible and convenient biochemical method for titration of glycogen in vitro. This technique uses the Abcam Glycogen assay kit and is based on successive hydrolysis of glycogen to glucose and glucose titration by fluorescence.

글리코겐의 생화학 적정<em&gt; 체외</em

Glycogen is the main energetic polymer of glucose in vertebrate animals and plays a crucial role in whole body metabolism as well as in cellular ...

생물학

Detection of Glycosaminoglycans by Polyacrylamide Gel Electrophoresis and Silver Staining

Sulfated glycosaminoglycans (GAGs) such as heparan sulfate (HS) and chondroitin sulfate (CS) are ubiquitous in living organisms and play a critical role in a variety of basic biological structures and processes. As polymers, GAGs exist as a polydisperse mixture containing polysaccharide chains that can range from 4000 Da to well over 40,000 Da. Within these chains exists domains of sulfation, conferring a pattern of negative charge that facilitates interaction with positively charged residues of cognate protein ligands. Sulfated domains of GAGs must be of sufficient length to allow for these electrostatic interactions. To understand the function of GAGs in biological tissues, the investigator must be able to isolate, purify, and measure the size of GAGs. This report describes a practical and versatile polyacrylamide gel electrophoresis-based technique that can be leveraged to resolve relatively small differences in size between GAGs isolated from a variety of biological tissue types.

This report describes techniques to isolate and purify sulfated glycosaminoglycans (GAGs) from biological samples and a polyacrylamide gel electrophoresis approach to approximate their size. GAGs contribute to tissue structure and influence signaling processes via electrostatic interaction with proteins. GAG polymer length contributes to their binding affinity for cognate ligands.

폴리아크릴아미드 젤 전기포및 은 염색에 의한 글리코아미노글리칸 검출

Sulfated glycosaminoglycans (GAGs) such as heparan sulfate (HS) and chondroitin sulfate (CS) are ubiquitous in living organisms and play a critical role ...

A Non-Degradative Extraction Method for Molecular Structure Characterization of Bacterial Glycogen Particles

Currently, there exist a variety of glycogen extraction methods, which either damage glycogen spatial structure or only partially extract glycogen, leading to the biased characterization of glycogen fine molecular structure. To understand the dynamic changes of glycogen structures and the versatile functions of glycogen particles in bacteria, it is essential to isolate glycogen with minimal degradation. In this study, a mild glycogen isolation method is demonstrated by using cold-water (CW) precipitation via sugar density gradient ultra-centrifugation (SDGU-CW). The traditional trichloroacetic acid (TCA) method and potassium hydroxide (KOH) method were also performed for comparison. A commonly used lab strain, Escherichia coli BL21(DE3), was used as a model organism in this study for demonstration purposes. After extracting glycogen particles using different methods, their structures were analyzed and compared through size exclusion chromatography (SEC) for particle size distribution and fluorophore-assisted capillary electrophoresis (FACE) for linear chain length distributions. The analysis confirmed that glycogen extracted via SDGU-CW had minimal degradation.

Bacterial glycogen structure is greatly impacted by extraction methods which may result in molecular degradation and/or biased sampling. It is essential to develop methods to minimize these problems. Here, four extraction methods have been compared using size distribution and chain length distribution as key criteria for minimizing extraction artifacts.

Currently, there exist a variety of glycogen extraction methods, which either damage glycogen spatial structure or only partially extract glycogen, ...

Periodic Acid-Schiff Staining of Cells: An In Vitro Technique to Detect Glycogen Levels in Peripheral Blood Mononuclear Cells

Source: Tabatabaei Shafiei, M., et al. <a href="https://www.jove.com/v/52199">Detecting Glycogen in Peripheral Blood Mononuclear Cells with Periodic Acid Schiff Staining.</a> J. Vis. Exp. (2014).
This video demonstrates the periodic acid-Schiff staining technique for assessing glycogen levels of peripheral blood mononuclear cells in vitro. The stain imparts a magenta color to intracellular glycogen granules, rendering them visible under a microscope.

세포의 주기적 산-쉬프 염색: 말초 혈액 단핵 세포에서 글리코겐 수치를 감지하는 시험관 기술

Source: Tabatabaei Shafiei, M., et al. Detecting Glycogen in Peripheral Blood Mononuclear Cells with Periodic Acid Schiff Staining. J. Vis. Exp. (2014).
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JoVE Encyclopedia of Experiments

Biological Techniques

Staining Techniques

Cell staining

Transmission Electron Microscopy to Quantify Glycogen Distribution in Human Skeletal Muscles

Source: Jensen, R., et al. <a href="https://app.jove.com/v/63347">Quantification of Subcellular Glycogen Distribution in Skeletal Muscle Fibers using Transmission Electron Microscopy.</a> J. Vis. Exp. (2022)
In this video, we demonstrate the sample preparation of human skeletal muscle tissue and its staining for transmission electron microscopy to visualize and quantify subcellular glycogen distribution.

인간 골격근의 글리코겐 분포를 정량화하기 위한 투과 전자 현미경

Source: Jensen, R., et al. Quantification of Subcellular Glycogen Distribution in Skeletal Muscle Fibers using Transmission Electron Microscopy. J. Vis. ...

Microscopy Techniques

Detecting Circulating Anti-Glycan Antibodies with a Printed Glycan Array

Source: Olivera-Ardid, S. et al., <a href="https://app.jove.com/v/57662">Printed Glycan Array: A Sensitive Technique for the Analysis of the Repertoire of Circulating Anti-carbohydrate Antibodies in Small Animals.</a>&#160;J. Vis. Exp.&#160;(2019)
This video demonstrates printed glycan array technology for analyzing circulating anti-glycan antibodies in mouse serum. The antibodies in the serum interact with specific glycans on the chip, which is confirmed by immunostaining followed by fluorescence scanning.

Printed Glycan Array를 사용한 순환 항글라이칸 항체 검출

All procedures involving sample collection have been performed in accordance with the institute&#39;s IRB guidelines.
1. Glycochips Production

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Immunology

Antibody-Based Technologies

Characterization and Functional Analysis

Glycogen Branching Assay to Measure the Degree of Glycogen Branching

Source: Wilson, W. A., <a href="https://app.jove.com/v/63046">Spectrophotometric Methods for the Study of Eukaryotic Glycogen Metabolism.</a> J. Vis. Exp. (2021).
In this video, we describe a qualitative spectrophotometric assay to determine the extent of branching in a glycogen sample with an uncharacterized structure. Comparing the absorbance maxima of the uncharacterized sample with that of polysaccharides with known branched structures indicates the presence of branching in the uncharacterized sample.

글리코겐 분지화의 정도를 측정하기 위한 글리코겐 분지화 분석

Source: Wilson, W. A., Spectrophotometric Methods for the Study of Eukaryotic Glycogen Metabolism. J. Vis. Exp. (2021).
In this video, we describe a ...