이 작품은 건강 보조금 HL44485과 HL28607의 국립 연구소에 의해 지원되었다.

윤리 선언문 : 모든 절차를 검토하고 기관 동물 관리 및 사용위원회에 의해 승인되었습니다. 마이크로 피펫, Restrainers 및 차단제 1. 예비 제작 <ol><li> 인출 할 때, 관의 신장 된 부분은 길이가 약 1 cm이고, 두 반쪽 다소 대칭이며,되도록 조정 전자 풀러를 사용하여 절반의 여러 깨끗한 붕규산 유리 모세관 튜브를 당겨. . 테이퍼는 그림 1의 치수와 일치하는지 확인 가능한 Micropipette, restrainers 및 차단제 모두 절반을 사용합니다. <ol><li> 경사 물로 목욕을 0.5 μm의 연마 종이 공기 구동 연삭 휠 (30)을 사용하여 마이크로 피펫. 이 수평으로부터 약 30 °가되도록 마이크로 피펫 홀더의 각도를 설정. </li><li> 철저하게 세척 및 팁을 통해 샤프트까지 깨끗한 아세톤을 끌어 흡입을 사용하여 마이크로 피펫을 건조. (Micropipette과 검사악어 클립 마이크로 피펫 홀더와 접안 렌즈 십자선 장착 4 × 40 × 목표에 작은 직립 현미경을 사용하여 그림 1A). </li><li> 그 길이 / 너비 비율이 3.1 내지 3.5 및 장간막에서 힘든 콜라겐 섬유에 침투하는 데 도움이 급격하게 테이퍼 포인트 인 경사 약 50 μm의 긴 팁 개방과 선택 가능한 Micropipette. </li><li> 먼지가없는 상자에 약간 다양한 크기의 15 ~ 20 마이크로 피펫을 저장합니다. </li></ol></li><li> 단계 1.1에서 준비 뽑아 모세관 튜브)를 사용하여 restrainers합니다. 무딘 끝 (그림 1B)를 형성하기 위해 microflame 근처에 간단하게 뽑아 유리 모세관 튜브를 잡고. 먼지가없는 상자에 여러 저장합니다. </li><li> 단계 1.1에서 준비 뽑아 모세관 튜브)를 사용하여 microoccluders합니다. 구부리 부드럽게 microflame에서 뽑아 모세관 튜브를 잡고 (튜브 어댑터, 예를 사용하여., 23G) 미세 팁 (끝에서 약 4 mm)를 축으로 120도에 가까운 각도를 만들기 위해 ( <strong&gt; 그림 1C). 확인하고 여러 저장합니다. </li></ol> 2. 동물 준비 및 수술 <ol><li> 펜토 바르 비탈 나트륨 남성 (3백50-4백50g) 또는 여성 흰쥐 (2백-3백그램)를 마취 (80 ~ 100 ㎎ / ㎏, 시그마 - 알드리치, P3761) 피하 주사를 통해; 복강 내 주사를 사용하지 않음으로써 장간막를 보호합니다. </li><li> 수술 절차 및 실험 프로토콜을 통해, 필요에 따라 추가 주사 (30 ㎎ / ㎏)으로 마취를 유지한다. 발가락 핀치 또는 각막 반사에 의한 마취의 깊이를 결정합니다. 실험 절차의 종료 후, 펜토 바르 비탈 마취하에 과량 또는 포화 염화칼륨 심장 내 주사를 통해 쥐를 안락사. </li></ol> 3. 흐름 마커로 사용하기 위해 솔루션 및 적혈구 준비 <ol><li> superfusate 및 제어 관류 용액 (일반적으로 포유류의 10 ㎎을 함유 링거액 / ㎖ 지방산에 대한 포유 동물 링거액을 준비자유 소 혈청 알부민, BSA). <ol><li> 0.2 μm의 주사기 필터를 통해 필터 관류는 마이크로 피펫 팁을 차단할 수 있습니다 작은 입자를 제거하는 단계; 작은 깨끗한 용기에 필터링 할 수 있습니다. </li></ol></li><li> 0.05 ㎖의 헤파린 (1,000 U / ㎖)을 함유하는 작은 주사기에 20G 바늘로 마취 된 쥐의 꼬리 정맥으로부터 약 0.2 ㎖의 혈액을 드로잉하여 적혈구를 제조하고 약 14 mL의 포유류 링거액 용액을 함유하는 15 mL의 원심 분리 튜브로 이전 . <ol><li> 원심 분리기는 부드럽게 (7 분 동안 최대 200 ×의 G에 대한) 적혈구를 포장한다. 상층 액을 그려 링거액에서 적혈구를 다시 일시 중지합니다. </li><li> 및 원심 분리 한 후 상층 액을 세 번 이상 사용되는 튜브의 하단에 충전 적혈구를 떠난다. 이 절차는 정상 수준 (31)의 0.1 % 미만으로 최종 관류 혈소판 감소합니다. </li></ol></li></ol> 4. 동물의 조직을 정렬쟁반 <ol><li> 칼 모양의 프로세스에 배꼽 아래에서 마취 된 쥐의 복부를 면도. 머리가 잘 조직에서 superfusate을 그릴 심지를 형성하지 않도록 면도 영역 (오른쪽에 배치 쥐에 대한) 오른쪽 주위에 확장되었는지 확인합니다. 젖은 거즈 패드 또는 티슈로 잘라 머리카락을 제거합니다. <ol><li> 무딘 톱니 모양의 집게로 피부를 잡고 튼튼한 가위를 사용하여 피부를 통해 중심선 절개 (2-3cm 길이)를 확인합니다. 벌금을 사용 (아이리스)가 위 창자 손상을 방지하기 위해 톱니 모양의 집게로 복부 벽을 해제, 원격 교육 알바를 통해 유사한 절개를합니다. </li><li> 동물 트레이 옆에있는 동물로, 부드럽게 링거액과 무딘 톱니 모양의 집게에 적신 면봉 어플리케이터 (나무 막대기)를 사용하여 복강의 창자를 잡아 당깁니다. 장간막이 장간막에 손이 닿지 않도록주의하면서 현미경을 통해 (pote을보기 위해 기둥 위에 draped되도록 잘 조직의 장을 마련ntially 집게 또는면 중 하나와) 미세 혈관 손상. 참고 : 동물 트레이 (그림 2A)는 플렉시 유리로 구성하고 광학적으로 투명 기둥 (약 3mm 깊이) (예를 들면, 광택 석영에게 약 2cm 직경과 5mm 높은.) 잘, 그리고 온난화 패드 조직을 필요로 할 수있다 동물의 체온을 유지하도록 조절. 필러의 두께는 대물 렌즈의 작동 거리를 초과하지 않아야한다. </li></ol></li><li> 장간막이 접안 렌즈를 통해 볼 수 있도록 현미경 무대에 동물 트레이를 배치합니다. </li><li> 지속적으로 35-37 ° C에서 유지 포유류 링거액과 장간막을 superfuse하는 중력 공급 드립 라인을 배치합니다. 제자리에 장을 보유 수분을 유지하는 데 도움이, 표면에 묻은 링거액을 심지에 거즈 패드를 사용합니다. 유량을 조정하고 일관된 superfusate 두께를 유지하는 유출 물을 흡인. </li><li> 있는 대상 세정맥 미세 혈관을 확인수렴 흐름 참 모세관 말단에 하나 또는 두 가지의 하류 분지 세그먼트. 분지 혈관을 찾기 (이상적으로, 길이 600 ~ 1,000 μm의) 활발한 혈액 순환과 혈관 벽에 부착 백혈구의 무료 데. </li><li> 현미경 필드의 중앙에 테스트 미세 혈관을 놓고 선택 삽관 사이트에 가까운 위치로 제한 수단을 이동합니다. </li></ol> 5. 홀더에 마이크로 피펫과 산 채우기 <ol><li> 그냥 cannulating 전에, 관류의 적혈구를 일시 중지합니다. 깨끗한 붕규산 시험관에 0.5 ml의 관류에 포장 적혈구의 7 μl를 추가합니다. 참고 : 1-3 %를 헤마토크릿이 사용될 수 있지만, 일관된 헤마토크리트가 적혈구로부터 방출 어떤 물질의 일관 관류 농도로 이어질 것이다. </li><li> 23G 튜브 어댑터와 PE 50 튜브 (5~15cm 길이)와 1 ML의 주사기를 장착한다. 주사기로 관류 / 레드 세포 혼합물을 그립니다. 혼합 튜브에서 모든 거품을 추방하기 위해 주사기 전환 및어댑터. 그리고 실험이 시작되기 전에 몇 주사기에 효율성, 적합성 튜브를 들어 먼지가없는 상자 또는 비닐 봉투에 보관하십시오. </li><li> 이 테이퍼 영역을 접촉 할 때까지 마이크로 피펫의 큰 끝으로 튜브를 진행하여 마이크로 피펫을 채 웁니다. 마이크로 피펫 팁을 채우기 위해 주사기 플런저에 부드러운 빠른 푸시을 적용합니다. 참고 : 작은 스트림 또는 물방울이 완료 충전을 증거 끝에서 볼 수 있어야합니다. </li><li> 부드럽게 플런저를 미는 마이크로 피펫 샤프트의 넓은 부분을 채우는 동안 튜브를 철회. 조심스럽게 마이크로 피펫 샤프트를 쓸어 넘겨 넓은 축에 작은 기포를 제거합니다. 참고 : 유사한 절차 (32)를 설명하고있다. </li><li> 물 압력계에 연속 유체 연결을 허용하는 측 포트와 피펫 홀더에 마이크로 피펫을 놓습니다. 확인 마이크로 피펫의 매우 미세한 발전을 제어하기 위해 사용 유압 구동에 부착되는 홀더는, 약간의 각도에 있음 (15-25 °)수평에 마이크로 피펫의 테이퍼의 가장자리는 장 또는 트레이에 충돌하지 않도록. </li><li> 시험 용기 (도 2)에 가까운 배향을 사용하는 x, y 및 z 드라이브가 이동 가능한 미세 조작기에 유압 구동 마운트. </li><li> 약 40 CMH 2 O 상기 장간막에 압력계 물기둥 유체의 높이를 변경하기 위해 주사기 또는 물이 채워진 고무 전구를 이용한 마이크로 피펫 내의 유체에 가해지는 정수압을 조정한다. </li><li> 피펫을 작성 후 가능한 빨리 미세 혈관을 Cannulate; 즉, 약 40 분 후 거의 적혈구가 용기에 유입 될 정도로 적혈구, 피펫의 바닥에 침전. </li></ol> 6. Microcannulation과 미세 혈관의 압력 측정 <ol><li> 현미경으로 채워진 마이크로 피펫을 배치하기 전에 부드럽게 그립 조직을 충분한 힘을 가하여 미세 혈관 주변 조직에 제한 수단을 누르십시오. 그리기장간막 콜라겐 섬유의 응력 용기에 정렬되도록 약간 미세 혈관에 맞춰 조직을 스트레칭, 다시 제한 수단. <ol><li> 선박 마이크로 피펫을 맞추고 접안 렌즈를 통해보기에 내려 놓습니다. 선택 삽관 사이트의 상류 끝을 배치하고 부분적으로 혈관 내에서 흐름을 방해하도록 조직에 그것을 내려하지만 그것을 폐색하지 않습니다. </li></ol></li><li> 유압 구동을 이용하여 혈관 내강 내로 천천히 피펫 팁을 구동하여 용기 Cannulate. 용기의 아래쪽을 밀어하지 않도록주의하십시오. 주 : 마이크로 피펫이 루멘 들어갈 때, 관류 급속 루멘에서 용기 내의 혈액을 세척 및 관류 자유롭게 하류 혈관 정상적인 혈액 관류의 일부를 변위시키는 시험 미세 혈관에 동물의 순환 말단으로 유입된다. </li><li> 나타낸 바와 같이, (혈액까지 차압을 조정하여 관류 압을 낮출관류 세그먼트로 다시 그려집니다) 동물의 적혈구에 의해; 이는 적혈구 부드럽게 혈관 내강으로 진동 및 미세 혈관 세그먼트의 말단에 미세 혈관 정수압 압력 (P의 C)를 측정하는 압력의 균형을 결정한다. 이 균형 압력 위의 모든 압력에서 혈관 관류를 유지한다. </li></ol> 7. Microocclusion 및 데이터의 수집 <ol><li> 선택적 단계 : 팁 반복 마이크로 동안 실험 용기를 보호 조직의 미세 패드가 축적되도록 멀리있는 용기로부터 장간막의 미사용 영역의 조직에 그것을 누르 혈관을 차단하는 미세 occluder에 사용하기 전에 폐색. </li><li> 현미경 필드의 아래쪽 가장자리 근처 관류 용기 위의 차단기를 놓습니다. </li><li> 비디오 및 오디오와 다음 사항을 기록합니다. <ol><li> 구두 블록 사이트의 위치와 접안 레티클에 표시되는 화면의 하부 가장자리를 기록한다. </li><li> 팁바로 미세 혈관 위에 배치 차단제, 혈관의 흐름이 폐색 될 때까지 조심스럽게 차단을 낮추기 위해 미세 조작기의 미세 Z 컨트롤을 사용합니다. 오디오에 압력계의 압력 (P의 C)를 참고. 3-10 초 동안 일반적으로 폐쇄를 적용하고 무료 관류를 복원 놓습니다. 시간에 기초하여 5 내지 10 μm의 단계 (&gt; 사이트에서 초기 블록 후에, 5 분), 폐색의 숫자 (3-5)에 피펫 팁을 향해 용기까지 블록 위치 이동 블록 부위에서 혈관 벽의 손상을 방지 할 . </li></ol></li></ol> 데이터 및 L (P)의 측정 8. 분석 (물 침투성) <ol><li> 동영상 재생 중에 스테이지 마이크로 미터 화상에 공지 된 위치의 화상을 이용하여 폐쇄 부위에 마커 적혈구로부터 초기 거리 (ℓ 0)를 결정한다. 녹화 된 영상의 3-10 초 동안 여러 프레임에서의 위치에서 마커 셀의 초기 속도 (dℓ / DT)를 결정합니다. 저지내 폐색 (그림 3) 동안 촬영 한 이미지에서 용기 반경 (R). </li><li> 계산 J의 V / S (dℓ / DT) × (1 / ℓ 0) × (R / 2) 각 폐쇄합니다. 운전 압력으로 나눈 값 (J의 V / S)와 같은 일정한 압력에서 패 P를 계산 (미세 혈관의 압력 - 효과적인 콜로이드 삼투압, 토론 참조). </li></ol>

The authors have nothing to disclose.

용기가 자유로이 관류하면서 transvascular 유체 운동이 발생하더라도 L p를 계산의 세부 사항. 이러한 교환은 혈관 관류 속도의 0.01 % 미만이 일반적이기 때문에 프리 재관류 동안 측정하기에는 너무 작다. 관류는 일시적 미세 혈관, transvascular 흐름을 폐색하여 정지시하지만 (즉, 여과)에 도시 짧아 같이 마커 적혈구와 폐쇄 위치 사이의 유체의 열로 루멘 마커 적혈구의 이동으로?...

혈관계에서 Microperfusion 보통 직경 미만 40 μm의 혈관에 마이크로 피펫을 통해 공지 된 조성물의 인공 관류 액의 흐름을 제어 확립하는 것을 수반한다. 관류 용기는 정상 조직 환경 내에서 유지되며 삽관시에 동물의 혈액 관류 업된다. 시츄 microperfusion 비디오 영상 또는 형광 기술 범위와 함께 사용하는 경우 이러한 흐름에 대한 구동력이 공지되어 있으며, 혈관벽의 투과성 특성이 될 수 조건에서 미세 혈관의 벽에 걸쳐 물과 용질 플로우의 측정을 가능하게 직접 평가. 또한, 조직의 미세 혈관 (관류 및 superfusate)을 둘러싸는 유체의 조성물을 제어함으로써, 미세 혈관 투과성과 교환 규제 E 다양한 노출되어 미세 혈관 벽을 형성하는 내피 세포를 활성화하여 조사 할 수있다xperimental 조건 시간을 정확하게 측정 기간 (시간에 초)에 대한 (작용제, 수정 관류 조건, 형광 지표 세포 내 구성과 신호를 측정). 또한, 배리어 조절 키 셀룰러 분자 구조의 미세 구조 또는 세포 화학적 평가는 투자율이 직접 측정되는 동일한 미세 혈관에 조사 될 수있다. 접근시켜 배양 된 내피 세포의 단층을 그대로 미세 혈관 내피 세포에서 조사 장벽 기능을 변경하는 세포와 분자 메커니즘 조사 간의 브릿지를 형성한다. 추가 평가 1-6에 대해 다음 리뷰를 참조하십시오. microperfusion의 한계는 단지 얇은 투명하고 유리 마이크로 피펫으로 삽관을 활성화하기에 충분한 구조적 완전성을 미세 혈관 베드에서 사용될 수 있다는 것이다. 초기 조사는 장간막 얇은 피부 협심증 분에 개구리 미세 혈관을 사용하는 동안7,8 uscle 단연 포유 동물 모델에서 가장 널리 사용되는 제제는 쥐 장간막 9-15이다. 대부분의 조사는 1-4 시간의 기간 동안 공부 혈관 투과성의 급성 변화에 초점을 맞추고있다, 그러나 최근의 연구는 초기 관류 (12, 16) 이후 개별 선박에 대한 측정에 24 ~ 72 시간을 확장되었습니다. 이 통신에 설명 된 방법을 사용하도록 설정해야 혈관 투과성 조절 (17) 공부에 더 많은 유전자 변형 쥐 모델을 사용할 수 있도록 약속 최근에 개발 된 CRISPR 기술은 이러한 중요한 새로운 쥐 모델에서 장간막의 세정맥 미세 혈관에 적용 할 수 있습니다. 이 방법은 관류 배 가까이 용기와 관류 마이크로 피펫을 정렬 할 위치 microtools에 사용되는 동물의 준비와 적어도 세 개의 미세 조작기를 모두 보관 유지하는데 충분한 크기가 사용자 정의 내장 현미경 단계 장착 거꾸로 현미경이 필요합니다루멘. 예를 들어 XY 현미경 단계 (약 90 × 60cm)에 대한 사용자 지정 플랫폼은 녹 방지 코팅 1cm 두께의 강판으로 제조 할 수있다. 스테이지 엔지니어링 인덱스 테이블 또는 수평면에서 이동을 위해 테프론 기둥 또는 공 전송에 직각으로 장착되고 두지지 도브 - 테일 슬라이드에 부착된다. 전형적인 장비 (도 2 참조) 혈관 매끄러운 단일 혈관 혈류 및 헤마토크리트, 혈액 관류 된 미세 혈관 현지 산소 공급, 규제를 측정하는 등의 것과 같은 생체 내에 미세 실험의 범위에 사용되는 현미경 및 마이크로 위치 장비와 공통점을 갖는다 근육 긴장, 전체 순환 주입 형광 추적자의 미세 혈관 지방 축적. 18-26 기술의 기본 양태는 미세 혈관 벽의 한정된 면적 (S) 전체 유량 (J의 V)의 측정이다. 달성하기 위해이는 본원에 기재된 개질 랜디스 기법을 통해 간단한 거꾸로 현미경은 적절하다. 소형 비디오 카메라가 추가 시간베이스로, 비디오 모니터 상에 표시되고, 컴퓨터에 디지털 형태로 또는 비디오 레코더, 디지털 또는 아날로그 신호로서 어느 기록 화상 포트와 비디오 신호 상에 장착된다. 미세 혈관은 삽관되면 카메라에 가시적 미세 혈관의 부분은 삽관을 방해하지 않고 단위로 스테이지를 이동 및 조종에 의해 변경 될 수있다. transvascular 플로우의 측정은, 예컨대 용질 투과성, 세포질 칼슘 또는 다른 셀룰러 메커니즘, 및 공 초점 영상 6,12,13 형광 비 모니터링의 측정을 위해 사용되는 유전 적절한 필터 정교한 형광 현미경을 사용하여 더 상세한 조사와 결합 될 수있다 27. 모든 microperfusion 접근법의 주요 장점은 동일한 용기에 반복 측정을 할 수있는 능력이다같은 수압과 oncotic 압력, 또는 염증 상태에 혈관 반응에 의한 변화로 힘을 구동 제어 변화에 따라. 가장 일반적인 디자인은 제 피펫 후, 기준선 투과 상태를 확립하기 위해 제 제어 관류 및 적혈구 현탁액으로 채워진 마이크로 피펫을 통해 관류 용기와 동일한 용기에 측정 수리 전도도 (L의 P)의 한 쌍의 비교이며 테스트 에이전트와 관류에 추가됩니다. 여러 삽관은 제어 피펫 재관류 후에 반복주기 가능하다. 본 프로토콜은 미세 혈관 벽에 걸쳐 물 플럭스를 기록 및 혈관벽의 L p를 그대로 걸쳐 물과 용질에 대한 공통 경로의 투자율의 유용한 지표를 측정하는 래트 장간막에서 세정맥 용기의 삽관과 microperfusion을 보여 내피 장벽. 절차의 변형 랜디스 techniq라고UE 때문에 28 보존 차단 관류 후 transvascular 유체 교환 수단으로 적혈구의 상대 이동을 사용하여 원래 랜디스 원리 있지만 실험 조건의 범위 (예를 들면, 미세 혈관 벽에 걸쳐 정압 알부민 oncotic 압력 차) microperfusion를 사용할 수는 uncannulated 혈액 관류 미세 혈관 8,29에서보다 훨씬 더 크다.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0">
	<tbody>
		<tr>
			<td>MICROSCOPE, TABLE AND STAGE</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>inverted microscope (metallurgical type) with trinocular head for video: example</td>
			<td>Olympus</td>
			<td>CK-40</td>
			<td>try to place eyepieces higher relative to stage--you have to look through eyepieces while reaching around to top of stage over intervening micromanipulators</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>inverted microscope (metallurgical type) with trinocular head for video: example</td>
			<td>Leica</td>
			<td>DMIL</td>
			<td>try to place eyepieces higher relative to stage--you have to look through eyepieces while reaching around to top of stage over intervening micromanipulators</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>narrow diameter, long working distance objective: example</td>
			<td>Nikon</td>
			<td>Nikon E Plan 10&#215;/0.25 LWD</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>stage platform--1/2 inch or 1 cm sheet steel</td>
			<td>welding shop</td>
			<td></td>
			<td>this should be heavy to reduce vibration</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Unislide x-y table: dove tail slides</td>
			<td>Velmex</td>
			<td>AXY4006W1</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>VIDEO</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>CCD video camera: example</td>
			<td>Pulnix</td>
			<td>TM-7CN (no longer available)</td>
			<td>no color needed</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>video capture system with audio--generic</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>video playback system (completely still frame, single frame motion)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>small microphone</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MICROMANIPULATORS, HOLDERS</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>micromanipulator, XYZ (3)</td>
			<td>Prior/Stoelting (no longer available)</td>
			<td></td>
			<td>look for fine Z, and larger range of travel in coarse drives for ease of positioning</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>hydraulic probe drive, one way</td>
			<td>FHC</td>
			<td>50-12-1C</td>
			<td>need to buy either manual drive or electronic drive</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>manual drum drive&#160;</td>
			<td>FHC</td>
			<td>50-12-9-02</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>or hydraulic drive, 3 way</td>
			<td>Siskiyou Corporation</td>
			<td>MX610 (1-way) or MX630 (3-way)</td>
			<td>great for short arms, water filled and must be sent back for refill ~every 2 years</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>connectors/rods/holders</td>
			<td>Siskiyou Corporation</td>
			<td>MXC-2.5, MXB etc.</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pin vise</td>
			<td>Starrett</td>
			<td>162C</td>
			<td>to hold restrainer</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pipette holder</td>
			<td>World Prescision Instruments</td>
			<td>MPH3</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>water manometer ~120 cm</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>MICROSCOPE TRAY</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>clear Plexiglas for microscope tray for animal</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>3/4 inch polished quartz disc ~1/4 inch tall</td>
			<td>Quartz Scientific Inc.</td>
			<td>custom</td>
			<td>&#160;(or polished plexiglass, glass); make sure the height is less than working distance of objective</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Plexiglas glue (Weld-on 4: CAUTION CARCINOGEN)</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>medical adhesive for tissue well</td>
			<td>NuSil</td>
			<td>MED-1037</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>All-purpose silicone rubber heat mat, 5&#34; L x 2&#34; W</td>
			<td>Cole Parmer</td>
			<td>EW-03125-20</td>
			<td>heater for microscope tray--needs cord and controller--240V version available</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>Power Cord Adapter for Kapton Heaters and Kits, 6 ft, 120 VAC</td>
			<td>Cole Parmer</td>
			<td>EW-03122-75</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>STACO 3PN1010B Variable-Voltage Controller, 10 A; 120 V In, 0-140 V Out</td>
			<td>Cole Parmer</td>
			<td>EW-01575-00</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>PIPET MANUFACTURE</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>vertical pipette puller</td>
			<td>Sutter Instrument Company</td>
			<td>P-30 with nichrome filament</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>1.5 mm OD thin wall capillary tubing</td>
			<td>Sutter Instrument Company</td>
			<td>B150-110-10</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr>
			<td>pipette grinder air stone and dissection microscope--see reference in text</td>
			<td></td>
			<td></td>
			<td>or purchase a package from Sutter Instruments or World Precision Instruments</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>RX Honing Machine, System II</td>
			<td>RX Honing Machine Corporation</td>
			<td>MAC-10700 Rx System II Machine</td>
			<td>alternative for air stone, use with a dissecting microscope mounted at an angle</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>&#160;&#160; with ceramic sharpening disc</td>
			<td>RX Honing Machine Corporation</td>
			<td></td>
			<td>use &#34;as is&#34; or attach lapping film</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>lapping film sheets, 0.3 or 0.5 um</td>
			<td>3M</td>
			<td>part no. 051144 80827</td>
			<td>268X Imperial lapping film sheets with adhesive back--can be purchased from Amazon</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

microperfusion technique to investigate regulation of microvessel permeability in rat mesentery

개별적으로 관류 미세 혈관의 투과성 특성을 측정하는 실험은 배양 된 내피 세포의 단층 및 전체 미세 혈관 침대의 기능 교환 특성의 혈관 투과성을 조절하는 분자 및 세포 메커니즘을 조사 사이에 다리를 제공합니다. cannulate 랫트 장간막 세정맥의 미세 혈관을 관류 및 미세 혈관 벽의 수리 전도도를 측정하는 방법을 설명한다. 필요한 주요 장비는 세 가지 다른 microtools의 위치를​​ 미세 조작기를 지원하는 큰 수정 단계와 생체 내에 현미경 포함한다 : (1) 경 사진 유리 마이크로 피펫은 cannulate 및 미세 혈관을 관류하는 단계; (2) 유리 미세 occluder에가 일시적 혈류를 차단하고 측정 정수압에 transvascular 물 흐름 운동의 측정을 가능하게하고, (3) 무딘 유리로드는 삽관의 사이트에있는 장간막 조직을 안정화한다. 수정 된 랜디스 마이크로 클루 techniqUE는 다음과 같은 미세 혈관 걸쳐 실험 조건이 변경되는 흐름과 정압 및 콜로이드 삼투압 차이의 반복 측정이 신중하게 제어 가능하게 또한 transvascular 유체 운동의 마커로서 인공 관류에 현탁 적혈구를 사용하고. 먼저 테스트 관류와 같은 미세 혈관의 재 삽관 한 후, 제어 관류 액을 사용하여 수리 전도도의 측정이 잘 조절 된 조건 하에서 미세 혈관 응답의 비교를 페어링 가능하게한다. 혈관 투과성을 수정할 것으로 예상 유전자 변형 쥐의 장간막에서 미세 혈관에 방법을 확장하는 시도 때문에 마우스 장간막에 긴 직선과 분지 미세 혈관의 부재로 엄격하게 제한했지만, 비슷한 유전 적 변형과 쥐의 최근 가용성은 사용 CRISPR / Cas9 기술은 여기에 설명 된 방법을 적용 할 수있는 새로운 영역의 조사를 열 것으로 예상된다. </P&gt;

도 4는 네 관류로 차례로 삽관 미세 혈관 세정맥 래트에 L의 P의 변화를 시간 경과에 따라 측정의 결과를 도시한다. (33) 정압에서 산출 L (p)의 크기가 미세 혈관 벽의 투과성의 변화의 측정치로 사용하고, 제 용기를 10 nM의 Bk에 함유 초 마이크로 피펫 염증제의 브라 디 키닌 (Bk에)에 노출되었을 때 후 1 % 소 혈청 알부민을 함유하는 관류 액으로 제어 상태. 브라 ?...

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Microperfusion Technique to Investigate Regulation of Microvessel Permeability in Rat Mesentery

The modified Landis technique enables paired measurement of the hydraulic conductivity of individual microvessels in the mesentery of normal and genetically modified rats under control and test conditions using microperfusion techniques. It provides a convenient method to evaluate mechanisms that regulate microvessel permeability and transvascular exchange under physiological conditions.

Microperfusion 기술은 쥐 장간막에서 미세 혈관 투과성의 규정을 조사하기 위해

Experiments to measure the permeability properties of individually perfused microvessels provide a bridge between investigation of molecular and cellular ...

microperfusion-technique-to-investigate-regulation-microvessel

Research

JoVE Journal

Biology

9.6K 조회수.  University of California Davis. The modified Landis technique enables paired measurement of the hydraulic conductivity of individual microvessels in the mesentery of normal and genetically modified rats under control and test conditions using microperfusion techniques. It provides a convenient method to evaluate mechanisms that regulate microvessel permeability and transvascular exchange under physiological conditions. 

비디오: Microperfusion Technique to Investigate Regulation of Microvessel Permeability in Rat Mesentery

Preparation of 2-dGuo-Treated Thymus Organ Cultures

In the thymus, interactions between developing T-cell precursors and stromal cells that include cortical and medullary epithelial cells are known to play a key role in the development of a functionally competent T-cell pool. However, the complexity of T-cell development in the thymus in vivo can limit analysis of individual cellular components and particular stages of development. In vitro culture systems provide a readily accessible means to study multiple complex cellular processes. Thymus organ culture systems represent a widely used approach to study intrathymic development of T-cells under defined conditions in vitro. Here we describe a system in which mouse embryonic thymus lobes can be depleted of endogenous haemopoeitic elements by prior organ culture in 2-deoxyguanosine, a compound that is selectively toxic to haemopoeitic cells. As well as providing a readily accessible source of thymic stromal cells to investigate the role of thymic microenvironments in the development and selection of T-cells, this technique also underpins further experimental approaches that include the reconstitution of alymphoid thymus lobes in vitro with defined haemopoietic elements, the transplantation of alymphoid thymuses into recipient mice, and the formation of reaggregate thymus organ cultures. (This article is based on work first reported Methods in Molecular Biology 2007, Vol. 380 pages 185-196).

This video demonstrates the dissection and removal of the fetal thymus as well the preparation of ex vivo cultures of 2-dGuo-treated thymus.

2 dGuo - 치료 Thymus 오르간 문화의 준비

In the thymus, interactions between developing T-cell precursors and stromal cells that include cortical and medullary epithelial cells are known to play ...

연구

생물학

In vitro Reconstitution of the Active T. castaneum Telomerase

Efforts to isolate the catalytic subunit of telomerase, TERT, in sufficient quantities for structural studies, have been met with limited success for more than a decade. Here, we present methods for the isolation of the recombinant Tribolium castaneum TERT (TcTERT) and the reconstitution of the active T. castaneum telomerase ribonucleoprotein (RNP) complex in vitro.
Telomerase is a specialized reverse transcriptase1 that adds short DNA repeats, called telomeres, to the 3' end of linear chromosomes2 that serve to protect them from end-to-end fusion and degradation. Following DNA replication, a short segment is lost at the end of the chromosome3 and without telomerase, cells continue dividing until eventually reaching their Hayflick Limit4. Additionally, telomerase is dormant in most somatic cells5 in adults, but is active in cancer cells6 where it promotes cell immortality7.
The minimal telomerase enzyme consists of two core components: the protein subunit (TERT), which comprises the catalytic subunit of the enzyme and an integral RNA component (TER), which contains the template TERT uses to synthesize telomeres8,9. Prior to 2008, only structures for individual telomerase domains had been solved10,11. A major breakthrough in this field came from the determination of the crystal structure of the active12, catalytic subunit of T. castaneum telomerase, TcTERT1.
Here, we present methods for producing large quantities of the active, soluble TcTERT for structural and biochemical studies, and the reconstitution of the telomerase RNP complex in vitro for telomerase activity assays. An overview of the experimental methods used is shown in Figure 1.

In vitro Reconstitution of the Active T. castaneum Telomerase

Efforts to isolate the catalytic subunit of telomerase, TERT, in sufficient quantities for structural studies, have been met with limited success for more than a decade. Here, we present methods for the isolation of the recombinant Tribolium castaneum TERT (TcTERT) and the reconstitution of the active T. castaneum telomerase ribonucleoprotein (RNP) complex in vitro.

활성 T.의 체외의 Reconstitution에서 castaneum의 Telomerase

Efforts to isolate the catalytic subunit of telomerase, TERT, in sufficient quantities for structural studies, have been met with limited success for more ...

Rat Mesentery Angiogenesis Assay

The adult rat mesentery window angiogenesis assay is biologically appropriate and is exceptionally well suited to the 
study of sprouting angiogenesis in vivo [see review papers], which is the dominating form of angiogenesis in human tumors and non-tumor 
tissues, as discussed in invited review papers1,2. Angiogenesis induced in the membranous mesenteric parts by intraperitoneal (i.p.) injection of a pro-angiogenic factor can be modulated
by subcutaneous (s.c.), intravenous (i.v.) or oral (p.o.) treatment with modifying agents of choice. Each membranous part of the mesentery is 
translucent and framed by fatty tissue, giving it a window-like appearance.
The assay has the following advantageous features: (i) the test tissue is natively vascularized, albeit 
sparsely, and since it is extremely thin, the microvessel network is virtually two-dimensional, which allows the entire network 
to be assessed microscopically in situ; (ii) in adult rats the test tissue lacks significant physiologic angiogenesis, which characterizes
 most normal adult mammalian tissues; the degree of native vascularization is, however, correlated with age, as discussed in1; 
(iii) the negligible level of trauma-induced angiogenesis ensures high sensitivity; (iv) the 
assay replicates the clinical situation, as the angiogenesis-modulating test drugs are administered systemically and the responses 
observed reflect the net effect of all the metabolic, cellular, and molecular alterations induced by the treatment; (v) the assay 
allows assessments of objective, quantitative, unbiased variables of microvascular spatial extension, density, and network pattern 
formation, as well as of capillary sprouting, thereby enabling robust statistical analyses of the dose-effect and molecular 
structure-activity relationships; and (vi) the assay reveals with high sensitivity the toxic or harmful effects of treatments in 
terms of decreased rate of physiologic body-weight gain, as adult rats grow robustly.
Mast-cell-mediated angiogenesis was first demonstrated using this assay3,4. The model demonstrates a high level of 
discrimination regarding dosage-effect relationships and the measured effects of systemically administered chemically or functionally closely related drugs and proteins, 
including: (i) low-dosage, metronomically administered standard chemotherapeutics that yield diverse, drug-specific effects (i.e., 
angiogenesis-suppressive, neutral or angiogenesis-stimulating activities5); (ii) natural iron-unsaturated human lactoferrin, which stimulates 
VEGF-A-mediated angiogenesis6, and natural iron-unsaturated bovine lactoferrin, which inhibits VEGF-A-mediated angiogenesis7; and (iii) 
low-molecular-weight heparin fractions produced by various means8,9. Moreover, the assay is highly suited to studies of the combined 
effects on angiogenesis of agents that are administered systemically in a concurrent or sequential fashion.
The idea of making this video originated from the late Dr. Judah Folkman when he visited our laboratory and witnessed the methodology being demonstrated.
Review papers (invited) discussing and appraising the assay
Norrby, K. In vivo models of angiogenesis. J. Cell. Mol. Med. 10, 588-612 (2006).
Norrby, K. Drug testing with angiogenesis models. Expert Opin. Drug. Discov. 3, 533-549 (2008).

Normal adult vascularized mammalian tissue that lacks physiologic angiogenesis and that has not been exposed to surgical intervention is used to study: (i) the initiation and development of angiogenesis following intraperitoneal administration of test agents; and (ii) modification of angiogenesis following systemic administration of selected test agents.

쥐 장간막의 Angiogenesis 분석

The adult rat mesentery window angiogenesis assay is biologically appropriate and is exceptionally well suited to the 
study of sprouting angiogenesis in ...

The ex vivo Isolated Skeletal Microvessel Preparation for Investigation of Vascular Reactivity

The isolated microvessel preparation is an ex vivo preparation that allows for examination of the different contributions of factors that control vessel diameter, and thus, perfusion resistance1-5. This is a classic experimental preparation that was, in large measure, initially described by Uchida et al.15 several decades ago. This initial description provided the basis for the techniques that was extensively modified and enhanced, primarily in the laboratory of Dr. Brian Duling at the University of Virginia6-8, and we present a current approach in the following pages. This preparation will specifically refer to the gracilis arteriole in a rat as the microvessel of choice, but the basic preparation can readily be applied to vessels isolated from nearly any other tissue or organ across species9-13. Mechanical (i.e., dimensional) changes in the isolated microvessels can easily be evaluated in response to a broad array of physiological (e.g., hypoxia, intravascular pressure, or shear) or pharmacological challenges, and can provide insight into mechanistic elements comprising integrated responses in an intact, although ex vivo, tissue. The significance of this method is that it allows for facile manipulation of the influences on the integrated regulation of microvessel diameter, while also allowing for the control of many of the contributions from other sources, including intravascular pressure (myogenic), autonomic innervation, hemodynamic (e.g., shear stress), endothelial dependent or independent stimuli, hormonal, and parenchymal influences, to provide a partial list. Under appropriate experimental conditions and with appropriate goals, this can serve as an advantage over in vivo or in situ tissue/organ preparations, which do not readily allow for the facile control of broader systemic variables. 
The major limitation of this preparation is essentially the consequence of its strengths. By definition, the behavior of these vessels is being studied under conditions where many of the most significant contributors to the regulation of vascular resistance have been removed, including neural, humoral, metabolic, etc. As such, the investigator is cautioned to avoid over-interpretation and extrapolation of the data that are collected utilizing this preparation. The other significant area of concern with regard to this preparation is that it can be very easy to damage cellular components such as the endothelial lining or the vascular smooth muscle, such that variable source of error can be introduced. It is strongly recommended that the individual investigator utilize appropriate measurements to ensure the quality of the preparation, both at the initiation of the experiment and periodically throughout the course of a protocol.

The ex vivo Isolated Skeletal Microvessel Preparation for Investigation of Vascular Reactivity

An ex vivo preparation is described for isolation of the largest gracilis muscle resistance arterioles for interrogation of both vascular responses to vasoactive stimuli and the assessment of basic structural properties via passive wall mechanics.

예 생체내</em혈관 반응성 조사를위한> 절연 골격 Microvessel 준비

The isolated  microvessel preparation is an ex vivo preparation that allows for examination of the different contributions of  factors that control vessel ...

Rat Mesentery Exteriorization: A Model for Investigating the Cellular Dynamics Involved in Angiogenesis

Microvacular network growth and remodeling are critical aspects of wound healing, inflammation, diabetic retinopathy, tumor growth and other disease conditions1, 2. Network growth is commonly attributed to angiogenesis, defined as the growth of new vessels from pre-existing vessels. The angiogenic process is also directly linked to arteriogenesis, defined as the capillary acquisition of a perivascular cell coating and vessel enlargement. Needless to say, angiogenesis is complex and involves multiple players at the cellular and molecular level3. Understanding how a microvascular network grows requires identifying the spatial and temporal dynamics along the hierarchy of a network over the time course of angiogenesis. This information is critical for the development of therapies aimed at manipulating vessel growth.
The exteriorization model described in this article represents a simple, reproducible model for stimulating angiogenesis in the rat mesentery. It was adapted from wound-healing models in the rat mesentery4-7, and is an alternative to stimulate angiogenesis in the mesentery via i.p. injections of pro-angiogenic agents8, 9. The exteriorization model is attractive because it requires minimal surgical intervention and produces dramatic, reproducible increases in capillary sprouts, vascular area and vascular density over a relatively short time course in a tissue that allows for the two-dimensional visualization of entire microvascular networks down to single cell level. The stimulated growth reflects natural angiogenic responses in a physiological environment without interference of foreign angiogenic molecules. Using immunohistochemical labeling methods, this model has been proven extremely useful in identifying novel cellular events involved in angiogenesis. Investigators can readily correlate the angiogenic metrics during the time course of remodeling with time specific dynamics, such as cellular phenotypic changes or cellular interactions4, 5, 7, 10, 11.

This article describes a simple model for stimulating angiogenesis in the rat mesentery. The model produces dramatic increases in capillary sprouting, vascular area and vascular density over a relatively short time course in a tissue that allows en face visualization of entire microvascular networks down to the single cell level.

쥐의 장간막의 Exteriorization : Angiogenesis에 관련된 세포 역학을 조사하기위한 모델

Microvacular network growth and remodeling are critical aspects of wound healing, inflammation, diabetic retinopathy, tumor growth and other disease ...

Isolation of Ribosome Bound Nascent Polypeptides in vitro to Identify Translational Pause Sites Along mRNA

The rate of translational elongation is non-uniform. mRNA secondary structure, codon usage and mRNA associated proteins may alter ribosome movement on the messagefor review see 1. However, it's now widely accepted that synonymous codon usage is the primary cause of non-uniform translational elongation rates1. Synonymous codons are not used with identical frequency. A bias exists in the use of synonymous codons with some codons used more frequently than others2. Codon bias is organism as well as tissue specific2,3. Moreover, frequency of codon usage is directly proportional to the concentrations of cognate tRNAs4. Thus, a frequently used codon will have higher multitude of corresponding tRNAs, which further implies that a frequent codon will be translated faster than an infrequent one. Thus, regions on mRNA enriched in rare codons (potential pause sites) will as a rule slow down ribosome movement on the message and cause accumulation of nascent peptides of the respective sizes5-8. These pause sites can have functional impact on the protein expression, mRNA stability and protein foldingfor review see 9. Indeed, it was shown that alleviation of such pause sites can alter ribosome movement on mRNA and subsequently may affect the efficiency of co-translational (in vivo) protein folding1,7,10,11. To understand the process of protein folding in vivo, in the cell, that is ultimately coupled to the process of protein synthesis it is essential to gain comprehensive insights into the impact of codon usage/tRNA content on the movement of ribosomes along mRNA during translational elongation.
Here we describe a simple technique that can be used to locate major translation pause sites for a given mRNA translated in various cell-free systems6-8. This procedure is based on isolation of nascent polypeptides accumulating on ribosomes during in vitro translation of a target mRNA. The rationale is that at low-frequency codons, the increase in the residence time of the ribosomes results in increased amounts of nascent peptides of the corresponding sizes. In vitro transcribed mRNA is used for in vitro translational reactions in the presence of radioactively labeled amino acids to allow the detection of the nascent chains. In order to isolate ribosome bound nascent polypeptide complexes the translation reaction is layered on top of 30% glycerol solution followed by centrifugation. Nascent polypeptides in polysomal pellet are further treated with ribonuclease A and resolved by SDS PAGE. This technique can be potentially used for any protein and allows analysis of ribosome movement along mRNA and the detection of the major pause sites. Additionally, this protocol can be adapted to study factors and conditions that can alter ribosome movement and thus potentially can also alter the function/conformation of the protein.

Isolation of Ribosome Bound Nascent Polypeptides in vitro to Identify Translational Pause Sites Along mRNA

A technique to identify translational pause sites on mRNA is described. This procedure is based on isolation of nascent polypeptides accumulating on ribosomes during in vitro translation of a target mRNA, followed by the size analysis of the nascent chains using a denaturing gel electrophoresis.

Ribosome 바운드 초기 Polypeptides의 분리<em&gt; 체외에서</em&gt; mRNA 함께 Translational 일시 중지 사이트를 식별하려면

The rate of translational elongation is non-uniform. mRNA secondary structure, codon usage and mRNA associated proteins may alter ribosome movement on the ...

Using SecM Arrest Sequence as a Tool to Isolate Ribosome Bound Polypeptides

Extensive research has provided ample evidences suggesting that protein folding in the cell is a co-translational process1-5. However, the exact pathway that polypeptide chain follows during co-translational folding to achieve its functional form is still an enigma. In order to understand this process and to determine the exact conformation of the co-translational folding intermediates, it is essential to develop techniques that allow the isolation of RNCs carrying nascent chains of predetermined sizes to allow their further structural analysis.
SecM (secretion monitor) is a 170 amino acid E. coli protein that regulates expression of the downstream SecA (secretion driving) ATPase in the secM-secA operon6. Nakatogawa and Ito originally found that a 17 amino acid long sequence (150-FSTPVWISQAQGIRAGP-166) in the C-terminal region of the SecM protein is sufficient and necessary to cause stalling of SecM elongation at Gly165, thereby producing peptidyl-glycyl-tRNA stably bound to the ribosomal P-site7-9. More importantly, it was found that this 17 amino acid long sequence can be fused to the C-terminus of virtually any full-length and/or truncated protein thus allowing the production of RNCs carrying nascent chains of predetermined sizes7. Thus, when fused or inserted into the target protein, SecM stalling sequence produces arrest of the polypeptide chain elongation and generates stable RNCs both in vivo in E. coli cells and in vitro in a cell-free system. Sucrose gradient centrifugation is further utilized to isolate RNCs.
The isolated RNCs can be used to analyze structural and functional features of the co-translational folding intermediates. Recently, this technique has been successfully used to gain insights into the structure of several ribosome bound nascent chains10,11. Here we describe the isolation of bovine Gamma-B Crystallin RNCs fused to SecM and generated in an in vitro translation system.

We describe here a technique that is now routinely used to isolate stably bound ribosome nascent chain complexes (RNCs). This technique takes advantage of the discovery that a 17 amino acid long SecM "arrest sequence" can halt translation elongation in a prokaryotic (E. coli) system, when inserted into (or fused to the C-terminus) of virtually any protein.

Ribosome 바운드 Polypeptides을 파악하는 도구로 SecM 체포 시퀀스를 사용하여

Extensive research has provided ample evidences suggesting that protein folding in the cell is a co-translational process1-5. However, the exact pathway ...

Quantifying Single Microvessel Permeability in Isolated Blood-perfused Rat Lung Preparation

The isolated blood-perfused lung preparation is widely used to visualize and define signaling in single microvessels. By coupling this preparation with real time imaging, it becomes feasible to determine permeability changes in individual pulmonary microvessels. Herein we describe steps to isolate rat lungs and perfuse them with autologous blood. Then, we outline steps to infuse fluorophores or agents via a microcatheter into a small lung region. Using these procedures described, we determined permeability increases in rat lung microvessels in response to infusions of bacterial lipopolysaccharide. The data revealed that lipopolysaccharide increased fluid leak across both venular and capillary microvessel segments. Thus, this method makes it possible to compare permeability responses among vascular segments and thus, define any heterogeneity in the response. While commonly used methods to define lung permeability require postprocessing of lung tissue samples, the use of real time imaging obviates this requirement as evident from the present method. Thus, the isolated lung preparation combined with real time imaging offers several advantages over traditional methods to determine lung microvascular permeability, yet is a straightforward method to develop and implement.

The isolated blood-perfused lung preparation makes it feasible to visualize microvessel networks on the lung surface. Here we describe an approach to quantify permeability of single microvessels in isolated lungs using real time fluorescence imaging.

고립 된 혈액 관류 쥐 폐 준비에 단일 미세 혈관 투과성의 양을

The isolated blood-perfused lung preparation is widely used to visualize and define signaling in single microvessels. By coupling this preparation with ...

Measuring the Osmotic Water Permeability Coefficient (Pf) of Spherical Cells: Isolated Plant Protoplasts as an Example

Studying AQP regulation mechanisms is crucial for the understanding of water relations at both the cellular and the whole plant levels. Presented here is a simple and very efficient method for the determination of the osmotic water permeability coefficient (Pf) in plant protoplasts, applicable in principle also to other spherical cells such as frog oocytes. The first step of the assay is the isolation of protoplasts from the plant tissue of interest by enzymatic digestion into a chamber with an appropriate isotonic solution. The second step consists of an osmotic challenge assay: protoplasts immobilized on the bottom of the chamber are submitted to a constant perfusion starting with an isotonic solution and followed by a hypotonic solution. The cell swelling is video recorded. In the third step, the images are processed offline to yield volume changes, and the time course of the volume changes is correlated with the time course of the change in osmolarity of the chamber perfusion medium, using a curve fitting procedure written in Matlab (the &#8216;PfFit&#8217;), to yield Pf.

Measuring the Osmotic Water Permeability Coefficient Pf of Spherical Cells: Isolated Plant Protoplasts as an Example

Measuring the osmotic water permeability coefficient (Pf) of cells can help understand the regulatory mechanisms of aquaporins (AQPs). Pf determination in spherical plant cell protoplasts presented here involves protoplasts isolation and numerical analysis of their initial rate of volume change as a result of an osmotic challenge during constant bath perfusion.

삼투 물 투수 계수 (P 측정<sub&gt; F</sub&gt;) 구형 세포 : 예를 들어 식물 절연 원형질체

Studying AQP regulation mechanisms is crucial for the understanding of water relations at both the cellular and the whole plant levels. Presented here is ...

In Vitro and In Vivo Approaches to Determine Intestinal Epithelial Cell Permeability

The intestinal barrier defends against pathogenic microorganism and microbial toxin. Its function is regulated by tight junction permeability and epithelial cell integrity, and disruption of the intestinal barrier function contributes to progression of gastrointestinal and systemic disease. Two simple methods are described here to measure the permeability of intestinal epithelium. In vitro, Caco-2BBe cells are plated in tissue culture wells as a monolayer and transepithelial electrical resistance (TER) can be measured by an epithelial (volt/ohm) meter. This method is convincing because of its user-friendly operation and repeatability. In vivo, mice are gavaged with 4 kDa fluorescein isothiocyanate (FITC)-dextran, and the FITC-dextran concentrations are measured in collected serum samples from mice to determine the epithelial permeability. Oral gavage provides an accurate dose, and therefore is the preferred method to measure the intestinal permeability in vivo. Taken together, these two methods can measure the permeability of the intestinal epithelium in vitro and in vivo, and hence be used to study the connection between diseases and barrier function.

In Vitro and In Vivo Approaches to Determine Intestinal Epithelial Cell Permeability

Two methods are presented here to determine intestinal barrier function. An epithelial meter (volt/ohm) is used for measurements of transepithelial electrical resistance of cultured epithelia directly in tissue culture wells. In mice, the FITC-dextran gavage method is used to determine the intestinal permeability in vivo.