We would like to thank Gero Miesenb&#246;ck and Tim Ryan for sharing pHluorin cDNA used to generate reagents in this study, Nathan Wright, Joanna Poprawski and Lydia Nyasae for excellent technical assistance, members of the Wendland lab for helpful discussions, and Michael McCaffery and Erin Pryce at the Integrated Imaging Center (Johns Hopkins) for advice and assistance with microscopy and flow cytometry. This work was supported by grants from the National Institutes of Health (to B.W., GM60979) and the National Science Foundation (to B.W., MCB 1024818). K.W. was supported in part by a training grant from the National Institutes of Health (T32-GM007231). A.F.O. was supported by developmental funds from the Department of Biological Sciences at Duquesne University and National Science Foundation CAREER grant 553143.

The authors declare no competing interests.

효모 세포에서의 세포 내 이입 이벤트 정량 pHluorin의 적용은 태그 형광 단백질 (도 1a)의 세포질 테일에 융합 된 트랜스화물을 사용한다. pHluorin 태그가 중립적 인 환경에 노출되지는 않지만 pHluorin 태그가 산성 조건을 발견 한 경우 급냉 될 때 여기에 설명 된 분석의 경우,화물 밝은 형광이다. 따라서, 태그가 이입 pHluorin화물 용이 세포막의 세포질 표면에 초기 엔도 좀에서 검출되지만 내강 MVB 소체로 액포 또는 루멘의 배송에 혼입 될 때 &quot;어둡게&quot;된다. 일반적으로, 새로 합성 된 세포 내 이입화물 가능성 소포체 (ER)을 남겨 GFP 및 그의 변이체의 대부분은 충분히 성숙되기 전에 세포막에 도달; 따라서, ER 또는 골지 종료가 나는 경우를 제외하고 탐지 남아 아직 예측 세포 표면에 도달하지 않은화물을 pHluorin는-태그mpaired. 이러한 STE3 및 Mup1 같은 pHluorin 태그가 세포 내 이입화물의 사용은 효모 CIE 경로 (그림 1B) (8, 18)에 관여하는 단백질의 숫자의 특성화를 촉진했다. 특히,이 논문에 기술 된 방법의 생산 증가를 입증하는 데 사용 된 굴지 변조 CME 8 결함 효모 돌연변이 체의 다양한는 GTPase Rho1와 GEF ROM1 홍보 엔도 시토 시스를. 또한, pHluorin 태그가화물은 최근 양적, CME 13-15,34-36에서 역할을 잘 설립하는 α-arrestins을 보여 CME와 CIE 모두화물 선택적 역할을하는 데 사용하고, 기계적으로 고유 한 기능을 가지고 있었다 두 경로 십팔인치 이 문서에 설명 된 프로토콜에 대한 몇 가지 중요한 요소는 일관성, 정량적 결과를 얻기 위해 고려되어야한다. 첫째, Mup1-GFP 또는 Mup1-pHluorin 표현과 fluores효모 세포가 접근 또는 고정 성장 단계 (게시되지 않은 결과)를 입력으로 cence이 저하 될 수 있습니다; 따라서, 하룻밤 문화에서 자란 세포를 희석되어야하고 (단계 3.1-3.2 및 6.1-6.2 참조) 추가로 3 시간 동안 재 - 성장. 종점 분석법 또는 유세포 분석을 위해 여러 실험 조건 또는 균주 엇갈리게 때, 이는 각각의 상태 사이의 비교를 허용하기 위해 메티오닌 처리 동일한 기간 이후의 모든 샘플에 대한 데이터를 수집하는 것이 중요하다. 8 비트의 포맷으로 변환 형광 강도 값에 영향을 미칠 수있는 데이터 손실의 원인 때문에 취득 이후 분석을 위해 정량은 16 비트의 이미지를 사용하여 수행되어야한다. 백그라운드 신호는 크게 샘플 사이의 강도 차이를 흡장 할 수 있기 때문에, 또한, 배경 차감은 정량화한다 (단계 5.3)에 앞서 수행되어야한다. pHluorin 태그가있는 반면 STE3 및 Mup1은 정량 의무가 없습니다 입증모든화물은 pHluorin 태그에 적합 할 것이다. 이 탠덤 pHluorin 태그를 향상시킬 수있는 가능성이 있지만, 예를 들어, 아마도 때문에 STE3 또는 Mup1 (게시되지 않은 결과)에 비해 STE2 - pHluorin 낮은 형광 강도에 일관성 정량적 결과를 산출 한 α-인자 수용체 STE2에 태그를 시도 신호 강도. 또한, 리간드에 의한 세포 내 이입의 매우 느린 속도로화물은 국제화의 하프 타임이 효모 세포주기 (약 90 분) 이상이며, 특히 pHluorin는 정량 태그에 순종하지 않을 수 있습니다. 이러한화물의 경우, 형광의 감소는 세포 내 이입에서 및 / 또는 분할하는 동안 어머니와 딸 세포 사이의화물의 파티션에서 발생할 수 있습니다. 따라서, 관심의 개별화물을 테스트하는 자신의 표현과 반응 속도가 pHluorin 태그 및 정량에 적합 여부를 확인하기 위해 권장합니다. PHL를 사용하여 최근의 연구 있지만uorin는 세포막에서 세포 내 이입 이벤트에 주로 초점을 맞추고있다, pHluorin 태그가화물은 세포 내 이입 경로에 이상 인신 매매 사건을 연구하는 데 사용할 수 있습니다. pHluorin 태그 MVB 소체 내강 (20) 내로 혼입에 급냉되기 때문에 예를 들어, Mup1-pHluorin 성공적 흐름 MVBs 37으로 정렬 ESCRT 매개화물 계측법 기반 분석법을 이용되었다. 이 접근법은 루시페린 (38, 39)의 존재 하에서 생체 발광 신호를 생성하는 세포질 루시퍼 태그화물 이용한다 관내 증착 (LUCID) 분석의 최근 기술 된 루시퍼 라제 리포터와 유사하다. MVB 내강 소포로 혼입시 pHluorin 형광 소광 마찬가지로, LUCID 분석에서 생물 발광은 MVB 소체로 루시퍼 태그의 혼입에 감쇠된다. pHluorin와 LUCID 분석은 개념적으로 유사하지만, pHluorin 태그가화물은 엔도 시토 시스와 MVB 성숙을 연구하는 데 사용할 수있는 전n은 그대로 세포. 다른 방법은 엔도 시토 시스의 정량화를 위해 존재하고, 야생형 및 세포 내 이입 돌연변이 세포에서화물 국제화의 속도에 가치있는 정보를 제공하고 있습니다. 예를 들면 다음과 같은 STE3로 40, 41, 또는 세포 내 이입화물에 대한 분해 속도를 모니터링합니다 (퍼 미아 Fur4에 의해 내면화한다) 및 우라실 (페로몬 수용체 STE2 결합) α-요소로 방사성 리간드의 모니터링 흡수를 포함 그들은 내면화하고 공포 (42)로 이송된다. 이 생화학 적 접근법은 세포 용해를 필요로하고, 따라서 살아있는 세포에 직접 정량화에 적합하지 않다. 대안 적으로, 형광 α 인자, 유체 상 염료 루시퍼 옐로우 또는 FM4-64 살아있는 세포 내 이입을 가시화하는 데 사용될 수있는 스티 릴 색소 표지 있지만 내생 발현화물 단백질 40,43,44 직접 모니터링을 허용하지 않는다. 버지니아에서 형광의 이러한 접근, 지속성GFP와 본 cuole 루멘은 정량을 복잡하게 할 수있다. 이는 전체 셀 형광 강도를 측정하여 세포질과 엔도 좀 / 액포 격실로부터의 신호를 감산하여 세포 내 이입의 정량 GFP 표지 된화물을 사용하는 것이 가능하다; 그러나, 엔도 좀과 공포는 세포막에 근접 종종 있습니다. 반면, pHluorin 태그가 세포 내 이입화물은 더 널리 사용 GFP 태그에 비해 인신 매매 사건의 정량 뚜렷한 장점이 될 수 MVB / 공포 구획, 급냉된다. 우리의 미래 연구는 CME와 CIE에 기여하는 추가 요인을 파악하고,화물 분류 결정을 조절하는 메커니즘을 이해하는 효모의 세포 내 이입 경로 및화물 분류의 현재의 지식에 확장됩니다.

소포 피킹은 진핵 세포 내의 소기관 신원 및 기능을 유지하는 데 중요한 역할을하고, 각각의 세포 구획 막 단백질 및 조성물을 조절하기위한 중요한 메커니즘이다. 이입을 통해 생성 소체 후속 재활용 또는 리소좀 타겟팅에 대한 표면으로부터 막 단백질을 제거하는 반면 세포막에서 exocytic 소포 융합은 세포 표면 단백질 및 새로운 막을 제공한다. 따라서, 엔도 시토 시스는 영양 흡수 및 세포 외 환경에 대한 응답 중요하다. 세포 외 유출 및 엔도 시토 시스는 세포막 표면적을 조절하기 위해, 손상된 단백질의 회전율을 균형있게된다. 효모 및 포유 동물 세포의 연구는 다양한 EN에 응답하여 세포 내 이입에 관련된 단백질의 대량뿐만 아니라 특정화물의 내재화를 촉진 여러 세포 내 이입 경로 또는 행위를 식별 한vironmental 조건. 가장 공부 경로는 클라과 세포질 액세서리 단백질이 초기 세포 내 이입 소포를 안정화 코트 구조로 조립하는 클라 매개 엔도 시토 시스 (CME)입니다. 신진 효모 사카로 마이 세스 세레 비지에의 실험 역학 및 많은 세포 내 이입 단백질 1-3 모집의 순서로 키 통찰력을 굴복했다. 특히, CME 기계가 매우 진화를 통해 보존되는 효모에서 CME 관련 단백질의 대부분은 인간 orthologs을 가지고; 따라서, 효모 신진 높은 진핵 생물에 보존되어 엔도 시토 시스의 메커니즘을 이해하기위한 중요한 도구가되고있다. 예를 들어, 출아 효모를 사용하는 연구가 추가로 세포 내 이입 액세서리 채용 하였다 CME 구조의 형성과 성숙 (효모 등 피질 액틴 패치 라 함) 클라화물 결합 어댑터 단백질부터 시작하여, 많은 단백질의 연속 채용 관련 결정 단백질,Arp2 / 3 매개 액틴의 중합의 활성화 및 소포 절단 1,2에 관여하는 단백질의 모집. 굴지 패치를 대뇌 피질하기 CME 기계 단백질의 모집은 높은 주문하고 진부한 과정, 많은 단백질 모집의 정확한 순서는 CME 기계의 다른 구성 요소에 대한 설립되었습니다. 중요한 것은, 최근의 연구는 포유 동물 세포 4 클라 코팅 된 구덩이에서 CME의 단백질을 모집 비슷한 순서를 확인했다. CME 외에도 여러 종류의 세포는 세포막 5-7에서 소포 형성 및 내재화를 촉진하는 다른 메커니즘에 의존하는 하나 이상의 독립적 인 클라 세포 내 이입 (CIE) 경로를 갖는다. 효모, 우리는 최근에 작은는 GTPase Rho1 및 활성화 구아닌 염기 교환 계수 (GEF), ROM1 8,9을 활용하는 CIE 경로를 확인했다. Rho1은 액틴의 중합 (1)를 홍보하기 위해 formin Bni1를 활성화효모 12 클라 독립적 인 세포 내 이입이 양식에 필요한 0,11. 또한, 단백질의 α-아레스 가족은 유비퀴틴 리가 Rsp5은 CME 13-17을 통해화물 유비퀴틴 이후의 국제화를 촉진하고, 또한 CIE (18)에 관여하는 단백질과 가능성 직접적인 상호 작용을 통해 CIE 경로를 통해화물의 국제화를 촉진하기 위해 모집. CIE의 다양한 경로는 또한 Rho1의 ortholog, 9,19-에서 RhoA 의존 클라 독립적 식세포 경로를 포함한 포유 동물 세포에 존재한다. 포유 동물 CIE에서에서 RhoA의 역할은 제대로 이해된다; 따라서, 신진 효모의 연구는 포유류 CIE에 적용 할 수있는 추가 기계적인 통찰력을 제공 할 수있다. 세포 내 이입 사건의 정확한 정량화는 엔도 시토 시스를 조절하는 특정 단백질의 역할에 대한 중요한 정보를 제공 할 수 있으며,화물 내재화 또는 progressio에 돌연변이의 효과를 밝힐 수세포 내 이입 경로를 통해 N. 이를 위하여, 생화학 적 방법은 리간드 흡수를 모니터링하거나 세포 내 이입화물 단백질의 분해 속도를 측정하기 위해 이용 될 수있다. 살아있는 세포에서 녹색 형광 단백질 (GFP)과이자의화물에 그 변종의 융합은화물 운송의 직접 시각화 할 수 있습니다. GFP는 (효모 또는 공포) 리소좀에서 분해에 내성이 있기 때문에, GFP - 태그화물은 엔도 시토 시스의 정량 사용이 제한됩니다. 또한, GFP의 형광은 pH의 변화에 부분적으로 만 구분하며 20, 21 루멘 액포 내에서 검출 남아있다. 그 결과, GFP 태그 형광화물의 나머지가 저하되었으며,화물 강도 전체 셀 기반 정량 인해 액포 장기 GFP 형광에 부정확 할 수 오랜 후에 액포에 계속. 액포의 GFP 형광의 단점을 극복하기 위해, 우리는 이전 superecliptic pH를 사용했다luorin, 중성 pH에서 밝은 형광 있지만, 이러한 20,22,23 리소좀 액포 /의 루멘으로 산성 환경에서 형광을 상실 GFP의 pH에 민감한 변형. 세포 내 이입화물의 세포질 꼬리에 pHluorin 태그를 배치하면 세포막에와 pHluorin 태그가 세포질 (그림 1A)에 노출 된 상태로 유지 초기 엔도 좀,에화물의 시각화를 허용합니다. 초기 엔도 좀은 엔도 좀의 루멘에 꽃 봉오리 소포로 전송 (ESCRT) 기계 패키지 표면 지역화 된화물에 필요한 엔도 좀 정렬 복잡하고, 생성 multivesicular 기관 (MVBs) (24)를 성숙. 내부 MVB 소체에 포함 된화물의 경우, pHluorin 태그 소포 루멘을 향. 내부 MVB 소체는 산성화; 그들은 MVBs (20)에 성숙하여, pHluorin 태그가화물 초기 엔도 좀의 형광을 잃게됩니다. 액포와 MVB의 후속 융합은 MVB의 내강 내용을 제공합니다열화 및 pHluorin 태그는 액포 루멘의 산성 환경에서 급냉 유지. 이 논문은 효모의 세포질 pHluorin 태그로화물을 이용하여 정량적 인 세포 내 이입 분석에 대한 자세한 설명을 제공합니다. pHluorin 태깅화물을 발현 균주 특정화물의 특성 및 피킹 동작에 따라, 운동 및 / 또는 엔드 포인트 분석에 사용될 수있다. 또한, 일부 pHluorin 태그가화물은 유동 세포 계측법을 포함하여 높은 처리량 분석 방법, 의무가 있습니다. 중요한 것은, pHluorin 태그는, 살아있는 세포에서 세포 내 이입 이벤트 공부 이입 및 야생형 및 돌연변이 균주에서 세포 내 이입 함수의 비교의 정량을 허용하는 다용도 공구이다.

<table border="0" cellpadding="0" cellspacing="0" width="573">
	<tbody>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Adenine</td>
			<td style="width:71px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">A8626-25G</td>
			<td style="width:167px;">Use for preparation of amino acid mixture and stock solution</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Bacto-agar</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>BP1423-2</td>
			<td>Use for preparation of plate media</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">BD Difco Yeast Nitrogen Base (without amino acids)</td>
			<td>BD</td>
			<td>291920</td>
			<td>Use for preparation of liquid and plate media</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;width:216px;">Concanavalin A</td>
			<td style="width:71px;">Sigma</td>
			<td style="width:119px;">C5275-5MG</td>
			<td>Use for coating of chamber slides</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Dextrose</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>BP350-1</td>
			<td>Use for preparation of liquid and plate media</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">L-Histidine</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>BP382-100</td>
			<td>Use for preparation of amino acid mixture and stock solution</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">L-Leucine</td>
			<td>Acros</td>
			<td>125121000</td>
			<td>Use for preparation of amino acid mixture and stock solution</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">L-Lysine</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>BP386-100</td>
			<td>Use for preparation of amino acid mixture and stock solution</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">L-Methionine</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>BP388-100</td>
			<td>Use for preparation of amino acid mixture and stock solution</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">L-Tryptophan</td>
			<td>Fisher</td>
			<td>BP395-100</td>
			<td>Use for preparation of amino acid mixture and stock solution</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">L-Tyrosine</td>
			<td>Acros</td>
			<td>140641000</td>
			<td>Use for preparation of amino acid mixture</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Nunc Lab-Tek Chambered Coverglass (8-well)</td>
			<td style="width:71px;">Thermo Scientific</td>
			<td style="width:119px;">155411</td>
			<td>Use for kinetic and endpoint assays of Mup1-pHluorin internalization</td>
		</tr>
		<tr height="21">
			<td height="21" style="height:21px;">Uracil</td>
			<td>Sigma</td>
			<td>U0750-100G</td>
			<td>Use for preparation of amino acid mixture and stock solution</td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">Axiovert 200 inverted microscope</td>
			<td style="width:71px;">Carl Zeiss</td>
			<td style="width:119px;">Custom Build</td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="42">
			<td height="42" style="height:42px;width:216px;">100X/1.4 Plan-Apochromat Oil Immersion Objective Lens</td>
			<td style="width:71px;">Carl Zeiss</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Objective should be 100X, 1.4NA or higher</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">Sensicam</td>
			<td style="width:71px;">Cooke Corporation</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>Camera should have 12-bit or higher dynamic range</td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">X-Cite 120PC Q Illumination Source</td>
			<td style="width:71px;">Excelitas Technologies</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="84">
			<td height="84" style="height:84px;width:216px;">Slidebook 5 software</td>
			<td style="width:71px;">Intelligent Imaging Innovations</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td></td>
		</tr>
		<tr height="63">
			<td height="63" style="height:63px;width:216px;">ImageJ software</td>
			<td style="width:71px;">National Institutes of Health</td>
			<td style="width:119px;"></td>
			<td>http://imagej.nih.gov/ij/</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>

applications of phluorin for quantitative, kinetic and high-throughput analysis of endocytosis in budding yeast

녹색 형광 단백질 (GFP) 및 그 변종 널리 단백질 현지화 및 세포 골격 리모델링 및 살아있는 세포에서 소포 인신 매매 등의 이벤트의 역학을 공부하는 도구를 사용합니다. 키메라 GFP 융합을 사용하여 정량 방법은 많은 응용을 위해 개발되었다; 그러나, GFP는 단백질 분해에 어느 정도 내성 때문에 그 형광은 세포 내 이입 경로에화물 인신 매매의 정량을 방해 할 수있는 리소좀 / 공포에 계속. 이입 및 사후 이입 피킹 이벤트를 정량화하기위한 다른 방법은 superecliptic pHluorin 산성 환경에서 켄칭 GFP의 pH 민감성 변이체를 사용한다. multivesicular 기관 (MVBs)와 리소좀 / 공포 루멘에 전달하기로화물 통합에 따라 형광의 감쇠에 횡단화물 단백질 결과의 세포질 꼬리에 pHluorin의 키메라 융합. 따라서, 액포 형광의 담금질은 quantifi을 용이하게엔도 시토 시스와 세포 내 이입 경로에 이른 사건의 양이온. 이 논문은 형광 현미경을 통해 세포 내 이입의 정량 pHluorin 태그가화물을 사용하는 방법뿐만 아니라 유동 세포 계측법 사용 인구 기반의 분석에 대해 설명합니다.

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Applications of pHluorin for Quantitative, Kinetic and High-throughput Analysis of Endocytosis in Budding Yeast

Accurate quantification of vesicular trafficking events often provides key insights into roles for specific proteins and the effects of mutations. This paper presents methods for using superecliptic pHluorin, a pH-sensitive GFP variant, as a tool for quantification of endocytic events in living cells using quantitative fluorescence microscopy and flow cytometry.

신진 효모의 세포 내 이입의 양적, 운동 및 높은 처리량 분석을위한 pHluorin의 응용 프로그램

Green fluorescent protein (GFP) and its variants are widely used tools for studying protein localization and dynamics of events such as cytoskeletal ...

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Universidad San Sebastian

Research

JoVE Journal

Biology

10.8K 조회수.  The Johns Hopkins University. Accurate quantification of vesicular trafficking events often provides key insights into roles for specific proteins and the effects of mutations. This paper presents methods for using superecliptic pHluorin, a pH-sensitive GFP variant, as a tool for quantification of endocytic events in living cells using quantitative fluorescence microscopy and flow cytometry.

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Measuring Replicative Life Span in the Budding Yeast

Aging is a degenerative process characterized by a progressive deterioration of cellular components and organelles resulting in mortality. The budding yeast Saccharomyces cerevisiae has been used extensively to study the biology of aging, and several determinants of yeast longevity have been shown to be conserved in multicellular eukaryotes, including worms, flies, and mice 1. Due to the lack of easily quantified age-associated phenotypes, aging in yeast has been assayed almost exclusively by measuring the life span of cells in different contexts, with two different life span paradigms in common usage 2. Chronological life span refers to the length of time that a mother cell can survive in a non-dividing, quiescence-like state, and is proposed to serve as a model for aging of post-mitotic cells in multicellular eukaryotes. Replicative life span, in contrast, refers the number of daughter cells produced by a mother cell prior to senescence, and is thought to provide a model of aging in mitotically active cells. Here we present a generalized protocol for measuring the replicative life span of budding yeast mother cells. The goal of the replicative life span assay is to determine how many times each mother cell buds. The mother and daughter cells can be easily differentiated by an experienced researcher using a standard light microscope (total magnification 160X), such as the Zeiss Axioscope 40 or another comparable model. Physical separation of daughter cells from mother cells is achieved using a manual micromanipulator equipped with a fiber-optic needle. Typical laboratory yeast strains produce 20-30 daughter cells per mother and one life span experiment requires 2-3 weeks.

In this article we present a general protocol for measuring the replicative life span of yeast mother cells.

버딩 효모에 Replicative 수명 측정

Aging is a degenerative process characterized by a progressive deterioration of cellular components and organelles resulting in mortality. The budding ...

연구

생물학

Analysis of the Development of a Morphological Phenotype as a Function of Protein Concentration in Budding Yeast

Gene deletion and protein overexpression are common methods for studying functions of proteins. In this article, we describe a protocol for analysis of phenotype development as a function of protein concentration at population and single-cell levels in Saccharomyces cerevisiae. Although this protocol is based on the overexpression of a protein, it can easily be adapted for morphological phenotypes dependent on suppression of protein expression. Our lab is interested in studying the signaling properties of the endocytic adaptor protein epsin. To that purpose we used a dominant negative approach in which we over-expressed the conserved Epsin N-Terminal Homology (ENTH) domain in order to interfere with the functions of endogenous epsin-2 (Ent2 or YLR206W). We observed that overexpression of the ENTH domain of Ent2 (ENTH2) in wild type cells led to a cell division defect that is dependent on the mislocalization of a family of scaffolding proteins, septins.

Gene deletion and protein overexpression are common methods for studying functions of proteins. In this article, we describe a protocol for analysis of phenotype development as a function of protein concentration at population and single-cell levels in Saccharomyces cerevisiae.

버딩 효모에서 단백질 농도의 함수로 형태학의 표현형의 발전 분석

Gene deletion and protein overexpression are common methods for studying functions of proteins. In this article, we describe a protocol for analysis of ...

High-throughput Yeast Plasmid Overexpression Screen

The budding yeast, Saccharomyces cerevisiae, is a powerful model system for defining fundamental mechanisms of many important cellular processes, including those with direct relevance to human disease. Because of its short generation time and well-characterized genome, a major experimental advantage of the yeast model system is the ability to perform genetic screens to identify genes and pathways that are involved in a given process. Over the last thirty years such genetic screens have been used to elucidate the cell cycle, secretory pathway, and many more highly conserved aspects of eukaryotic cell biology 1-5. In the last few years, several genomewide libraries of yeast strains and plasmids have been generated 6-10. These collections now allow for the systematic interrogation of gene function using gain- and loss-of-function approaches 11-16. Here we provide a detailed protocol for the use of a high-throughput yeast transformation protocol with a liquid handling robot to perform a plasmid overexpression screen, using an arrayed library of 5,500 yeast plasmids. We have been using these screens to identify genetic modifiers of toxicity associated with the accumulation of aggregation-prone human neurodegenerative disease proteins. The methods presented here are readily adaptable to the study of other cellular phenotypes of interest.

Here we describe a plasmid overexpression screen in Saccharomyces cerevisiae, using an arrayed plasmid library and a high-throughput yeast transformation protocol with a liquid handling robot.

높은 처리량 효모 플라스미드 Overexpression 화면

The budding yeast, Saccharomyces cerevisiae, is a powerful model system for defining fundamental mechanisms of many important cellular processes, ...

Quantitative Live Cell Fluorescence-microscopy Analysis of Fission Yeast

Several microscopy techniques are available today that can detect a specific protein within the cell. During the last decade live cell imaging using fluorochromes like Green Fluorescent Protein (GFP) directly attached to the protein of interest has become increasingly popular 1. Using GFP and similar fluorochromes the subcellular localisations and movements of proteins can be detected in a fluorescent microscope. Moreover, also the subnuclear localisation of a certain region of a chromosome can be studied using this technique. GFP is fused to the Lac Repressor protein (LacR) and ectopically expressed in the cell where tandem repeats of the lacO sequence has been inserted into the region of interest on the chromosome2. The LacR-GFP will bind to the lacO repeats and that area of the genome will be visible as a green dot in the fluorescence microscope. Yeast is especially suited for this type of manipulation since homologous recombination is very efficient and thereby enables targeted integration of the lacO repeats and engineered fusion proteins with GFP 3. Here we describe a quantitative method for live cell analysis of fission yeast. Additional protocols for live cell analysis of fission yeast can be found, for example on how to make a movie of the meiotic chromosomal behaviour 4. In this particular experiment we focus on subnuclear organisation and how it is affected during gene induction. We have labelled a gene cluster, named Chr1, by the introduction of lacO binding sites in the vicinity of the genes. The gene cluster is enriched for genes that are induced early during nitrogen starvation of fission yeast 5. In the strain the nuclear membrane (NM) is labelled by the attachment of mCherry to the NM protein Cut11 giving rise to a red fluorescent signal. The Spindle Pole body (SPB) compound Sid4 is fused to Red Fluorescent Protein (Sid4-mRFP) 6. In vegetatively growing yeast cells the centromeres are always attached to the SPB that is embedded in the NM 7. The SPB is identified as a large round structure in the NM. By imaging before and 20 minutes after depletion of the nitrogen source we can determine the distance between the gene cluster (GFP) and the NM/SPB. The mean or median distances before and after nitrogen depletion are compared and we can thus quantify whether or not there is a shift in subcellular localisation of the gene cluster after nitrogen depletion.

The fission yeast, Schizosaccharomyces pombe, is a good model system to study basic cellular processes. Here we describe a method to perform quantitative live cell analysis of fission yeast. In this particular experiment we focus on organisation of the genome within the cell nucleus, but the method can also be used to study cytosolic factors.

분열 효모의 양적 라이브 세포 형광 - 현미경 분석

Several microscopy techniques are available today that can detect a specific protein within the cell. During the last decade live cell imaging using ...

Budding Yeast Protein Extraction and Purification for the Study of Function, Interactions, and Post-translational Modifications

Homogenization by bead beating is a fast and efficient way to release DNA, RNA, proteins, and metabolites from budding yeast cells, which are notoriously hard to disrupt. Here we describe the use of a bead mill homogenizer for the extraction of proteins into buffers optimized to maintain the functions, interactions and post-translational modifications of proteins. Logarithmically growing cells expressing the protein of interest are grown in a liquid growth media of choice. The growth media may be supplemented with reagents to induce protein expression from inducible promoters (e.g. galactose), synchronize cell cycle stage (e.g. nocodazole), or inhibit proteasome function (e.g. MG132). Cells are then pelleted and resuspended in a suitable buffer containing protease and/or phosphatase inhibitors and are either processed immediately or frozen in liquid nitrogen for later use. Homogenization is accomplished by six cycles of 20 sec&#160;bead-beating (5.5 m/sec), each followed by one minute incubation on ice. The resulting homogenate is cleared by centrifugation and small particulates can be removed by filtration. The resulting cleared whole cell extract (WCE) is precipitated using 20% TCA for direct analysis of total proteins by SDS-PAGE followed by Western blotting. Extracts are also suitable for affinity purification of specific proteins, the detection of post-translational modifications, or the analysis of co-purifying proteins. As is the case for most protein purification protocols, some enzymes and proteins may require unique conditions or buffer compositions for their purification and others may be unstable or insoluble under the conditions stated. In the latter case, the protocol presented may provide a useful starting point to empirically determine the best bead-beating strategy for protein extraction and purification. We show the extraction and purification of an epitope-tagged SUMO E3 ligase, Siz1, a cell cycle regulated protein that becomes both sumoylated and phosphorylated, as well as a SUMO-targeted ubiquitin ligase subunit, Slx5.

The preparation of high quality yeast cell extracts is a necessary first step in the analysis of individual proteins or entire proteomes. Here we describe a fast, efficient, and reliable homogenization protocol for budding yeast cells that has been optimized to preserve protein functions, interactions, and post-translational modifications.

함수의 연구, 상호 작용, 그리고 번역 후 수정을위한 신진 효모 단백질 추출 및 정제

Homogenization by bead beating is a fast and efficient way to release DNA, RNA, proteins, and metabolites from budding yeast cells, which are notoriously ...

A High Throughput MHC II Binding Assay for Quantitative Analysis of Peptide Epitopes

Biochemical assays with recombinant human MHC II molecules can provide rapid, quantitative insights into immunogenic epitope identification, deletion, or design1,2. Here, a peptide-MHC II binding assay is scaled to 384-well format. The scaled down protocol reduces reagent costs by 75% and is higher throughput than previously described 96-well protocols1,3-5. Specifically, the experimental design permits robust and reproducible analysis of up to 15 peptides against one MHC II allele per 384-well ELISA plate. Using a single liquid handling robot, this method allows one researcher to analyze approximately ninety test peptides in triplicate over a range of eight concentrations and four MHC II allele types in less than 48 hr. Others working in the fields of protein deimmunization or vaccine design and development may find the protocol to be useful in facilitating their own work. In particular, the step-by-step instructions and the visual format of JoVE should allow other users to quickly and easily establish this methodology in their own labs.

Biochemical assays with recombinant human MHC II molecules can provide rapid, quantitative insights into immunogenic epitope identification, deletion, or design. &#160;Here, a peptide-MHC II binding assay scaled to 384-well plates is described. This cost effective format should prove useful in the fields of protein deimmunization and vaccine design and development.

펩티드 에피토프의 정량 분석​​을위한 높은 처리량 MHC II 결합 분석

Biochemical assays with recombinant human MHC II molecules can provide rapid, quantitative insights into immunogenic epitope identification, deletion, or ...

Recovery of Adult Zebrafish Hearts for High-throughput Applications

Use of the zebrafish model system for studying development, regeneration, and disease is expanding toward use of adult hearts for cell dissociation and purification of RNA, DNA, and proteins. All of these applications demand the rapid recovery of significant numbers of zebrafish hearts to avoid gene regulatory, metabolic, and other changes that begin after death. Adult zebrafish hearts are also required for studying heart structure for a variety of mutants and for studying heart regeneration. However, the traditional zebrafish heart dissection is slow and difficult and requires specialized tools, making large-scale dissection of adult zebrafish hearts tedious. Traditional methods also harbor the risk of damaging the heart during the dissection. Here, we describe a method for dissection of adult zebrafish hearts that is fast, reproducible, and preserves heart architecture. Furthermore, this method does not require specialized tools, is painless for the zebrafish, can be performed on fresh or fixed specimens, and can be performed on zebrafish as young as one month old. The approach described expands the use of adult zebrafish for cardiovascular research.

Use of zebrafish for cardiovascular research is expanding towards research on adult hearts. For these applications, quick and simple isolation of cardiac tissues is key to avoid post-mortem changes and to obtain an adequate number of samples. Here, we describe a fast and reproducible method for dissecting adult zebrafish hearts.

높은 처리량 응용 프로그램에 대한 성인 Zebrafish의 마음의 복구

Use of the zebrafish model system for studying development, regeneration, and disease is expanding toward use of adult hearts for cell dissociation and ...

High-throughput Screening for Chemical Modulators of Post-transcriptionally Regulated Genes

Both transcriptional and post-transcriptional regulation have a profound impact on genes expression. However, commonly adopted cell-based screening assays focus on transcriptional regulation, being essentially aimed at the identification of promoter-targeting molecules. As a result, post-transcriptional mechanisms are largely uncovered by gene expression targeted drug development. Here we describe a cell-based assay aimed at investigating the role of the 3&#39; untranslated region (3&#8217; UTR) in the modulation of the fate of its mRNA, and at identifying compounds able to modify it. The assay is based on the use of a luciferase reporter construct containing the 3&#8217; UTR of a gene of interest stably integrated into a disease-relevant cell line. The protocol is divided into two parts, with the initial focus on the primary screening aimed at the identification of molecules affecting luciferase activity after 24 hr of treatment. The second part of the protocol describes the counter-screening necessary to discriminate compounds modulating luciferase activity specifically through the 3&#8217; UTR. In addition to the detailed protocol and representative results, we provide important considerations about the assay development and the validation of the hit(s) on the endogenous target. The described cell-based reporter gene assay will allow scientists to identify molecules modulating protein levels via post-transcriptional mechanisms dependent on a 3&#8217; UTR.

Here we describe a cell-based reporter gene assay as a valuable tool to screen chemical libraries for compounds modulating post-transcriptional control mechanisms exerted through 3&#8217; UTR.

후 전사적으로 규제 유전자의 화학 변조기에 대한 높은 처리량 검사

Both transcriptional and post-transcriptional regulation have a profound impact on genes expression. However, commonly adopted cell-based screening assays ...

Using Microfluidic Devices to Measure Lifespan and Cellular Phenotypes in Single Budding Yeast Cells

Budding yeast Saccharomyces cerevisiae is an important model organism in aging research. Genetic studies have revealed many genes with conserved effects on the lifespan across species. However, the molecular causes of aging and death remain elusive. To gain a systematic understanding of the molecular mechanisms underlying yeast aging, we need high-throughput methods to measure lifespan and to quantify various cellular and molecular phenotypes in single cells. Previously, we developed microfluidic devices to track budding yeast mother cells throughout their lifespan while flushing away newborn daughter cells. This article presents a method for preparing microfluidic chips and for setting up microfluidic experiments. Multiple channels can be used to simultaneously track cells under different conditions or from different yeast strains. A typical setup can track hundreds of cells per channel and allow for high-resolution microscope imaging throughout the lifespan of the cells. Our method also allows detailed characterization of the lifespan, molecular markers, cell morphology, and the cell cycle dynamics of single cells. In addition, our microfluidic device is able to trap a significant amount of fresh mother cells that can be identified by downstream image analysis, making it possible to measure the lifespan with higher accuracy.

This article presents a protocol optimized for the production of microfluidic chips and the setup of microfluidic experiments to measure the lifespan and cellular phenotypes of single yeast cells.

마이크로 유체 장치를 사용하면 단일 신진 효모 세포의 수명과 세포 표현형을 측정하는

Budding yeast Saccharomyces cerevisiae is an important model organism in aging research. Genetic studies have revealed many genes with conserved effects ...

High-resolution Imaging and Analysis of Individual Astral Microtubule Dynamics in Budding Yeast

Dynamic microtubules are fundamental to many cellular processes, and accurate measurements of microtubule dynamics can provide insight into how cells regulate these processes and how genetic mutations impact regulation. The quantification of microtubule dynamics in metazoan models has a number of associated challenges, including a high microtubule density and limitations on genetic manipulations. In contrast, the budding yeast model offers advantages that overcome these challenges. This protocol describes a method to measure the dynamics of single microtubules in living yeast cells. Cells expressing fluorescently tagged tubulin are adhered to assembled slide chambers, allowing for stable time-lapse image acquisition. A detailed guide for high-speed, four-dimensional image acquisition is also provided, as well as a protocol for quantifying the properties of dynamic microtubules in confocal image stacks. This method, combined with conventional yeast genetics, provides an approach that is uniquely suited for quantitatively assessing the effects of microtubule regulators or mutations that alter the activity of tubulin subunits.

Budding yeast is an advantageous model for studying microtubule dynamics in vivo due to its powerful genetics and the simplicity of its microtubule cytoskeleton. The following protocol describes how to transform and culture yeast cells, acquire confocal microscopy images, and quantitatively analyze microtubule dynamics in living yeast cells.

고해상도 이미징 및 개인 별이 미세 소관 역학의 분석 신진 효모에서

Dynamic microtubules are fundamental to many cellular processes, and accurate measurements of microtubule dynamics can provide insight into how cells ...